Распространение пурпурных несерных бактерий в перифитоне водотоков разного генезиса, их роль в азотфиксации и денитрификации

Галямина, Валентина Владимировна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Распространение пурпурных несерных бактерий в перифитоне водотоков разного генезиса, их роль в азотфиксации и денитрификации
ВАК РФ 03.02.03, Микробиология

Автореферат диссертации по теме "Распространение пурпурных несерных бактерий в перифитоне водотоков разного генезиса, их роль в азотфиксации и денитрификации"

ГАЛЯМИНА Валентина Владимировна

РАСПРОСТРАНЕНИЕ ПУРПУРНЫХ НЕСЕРНЫХ БАКТЕРИЙ В ПЕРИФИТОНЕ ВОДОТОКОВ РАЗНОГО ГЕНЕЗИСА, ИХ РОЛЬ В АЗОТФИКСАЦИИ И ДЕНИТРИФИКАЦИИ

03.02.03 Микробиология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

-ЗНОЯ 2011

Пермь-2011

4858775

Работа выполнена в лаборатории водной микробиологии Учреждения Российской академии наук Институт экологии и генетики микроорганизмов Уральского отделения РАН, Пермь

Научный руководитель:

доктор биологических наук, профессор Саралов Александр Иванович Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор Соловых Галина Николаевна доктор биологических наук, профессор Карпунина Тамара Исаковна

Ведущая организация: Учреждение Российской академии наук Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского РАИ, Москва

Защита состоится «А&»2011 г. в -/Стасов на заседании диссертационного совета ДМ 004.019.01 в Институте экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН по адресу: 614081, Пермь, ул. Голева, 13. Факс: (342)280 92 11

Автореферат диссертации размещен на официальном сайте Министерства образования и науки РФ (http://vak.ed.gov.ru) и сайте Института экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН (http://www.iegm.ru).

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН.

Автореферат разослан « \ г.

Ученый секретарь диссертационного совета,

кандидат биологических наук

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Фототрофные пурпурные несерные бактерии (ПНБ) благодаря универсальности обмена и пластичности метаболизма весьма широко распространены в водоемах разного типа [Горленко и др.,1977]. Принято считать, что они обычно не образуют массовых скоплений. ПНБ наиболее быстро растут в фотоорганотрофных условиях. Такие исключительные условия создаются в природе сравнительно редко. В водоемах, где формируется анаэробная зона, наряду с органическими соединениями часто появляется сульфид. Хотя ряд видов ПНБ способен использовать H2S, но они реализуют его с меньшей эффективностью, чем фототрофные серобактерии [Горленко, 2010]. Поэтому в донных осадках и стратифицированных водных массах озер, содержащих сульфид, ПНБ вытесняются на второй план зелеными и пурпурными серобактериями. Поэтому роль ПНБ в микробиологических процессах цикла серы в озерах представляется несущественной. Однако ПНБ здесь могут играть важную роль в микробиологических процессах круговорота азота [Кузнецов и др., 1985]. У чистых культур различных видов ПНБ установлена способность к аммонификации, азотфиксации, нитратредукции или денитрификации [Satoh, 1977; Klemme, 1979; Alef et al., 1982; Castillo, Cardenas, 1982; Madigan et. al., 1984; Shapleigh, 2009].

посвящена изучению активности азотфиксации и денитрификации перифитонных микробоценозов, но преимущественно в озерах и водохранилищах [Steppe et al., 1996; Pinckney, Paerl, 1997; Smith, Lee, 2006; Falcon et. al., 2007; Ishida et. al., 2008; Inglett et al., 2009]. К настоящему времени имеются лишь единичные сведения о распространении ПНБ и их участии в процессах цикла азота в составе перифитонных сообществ проточных природных и антропогенных систем [Finke, Seeley, 1978; Rybakovaet al., 2009].

Цель и задачи исследования. Целью данного исследования являлось изучение распространения пурпурных несерных бактерий в перифитоне водотоков разного генезиса, оценка их вклада в процессы цикла азота: азотфиксацию и денитрификацию.

Для достижения поставленной цели решались следующие задачи.

1. Провести учет численности ПНБ в планктоне и обрастаниях подводных субстратов водотоков Камского и Байкальского бассейнов.

2. Установить таксономическую принадлежность ПНБ, доминирующих в перифитонных сообществах.

3. Оценить способность культур изолятов ПНБ к азотфиксации, нитратредукции и денитрификации.

4. Определить интенсивность фиксации молекулярного азота и денитрификации микробными сообществами планктона и перифитона в ряде природных и антропогенных водотоков Камского бассейна.

Научная новизна. Впервые выявлено массовое распространение ПНБ в перифитоне (обрастаниях каменистых субстратов и макрофитов) в условиях быстротекущих вод разного генезиса. Обнаружена ведущая роль ПНБ родов Rhodopseudomonas и Rhodobacter в составе речных эпилитонных сообществ и активного ила биологических очистных сооружений (БОС) г.Перми в процессах биологической денитрификации. В обрастаниях макрофитов и в планктоне рек Предуралья гетероцистным цианобактериям (ЦБ) родов Anabaena, Aphanizomenon и ПНБ принадлежит ведущая роль в процессах азотфиксации. В природных и антропогенных водотоках Камского бассейна интенсивность

и масштабы АФ и потенциальной ДЕН перифитоиными и планктонными ПНБ и ЦБ сопоставимы с таковыми в водных массах и донных отложениях загрязненных участков продуктивных озер и водохранилищ.

Теоретическая и практическая значимость работы. Установлена способность выделенных из перифитонных сообществ культур штаммов Rhodobacter spp. к восстановлению токсичных оксианионов теллура и к внутриклеточной аккумуляции ионов меди. Полученные данные позволяют полагать, что перифитонным ПНБ принадлежит важная роль в процессах" самоочищения природных и сточных вод от минеральных и органических загрязняющих веществ. Выделенные штаммы активных денитрифицирующих ПНБ (1-3R) целесообразно использовать для повышения эффективности очистки городских сточных вод. Суспензионные и иммобилизованные культуры активного азотфиксирующего штамма 1R, изолированного из перифитона р.Сылвы, перспективны для промышленного получения водорода за счет органических отходов и энергии света.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. В течение летне-осеннего периода в обрастаниях гидрофильной растительности и каменистых субстратов водотоков разного генезиса массовое распространение могут получать ПНБ.

2. Среди ПНБ перифитонных сообществ обычно доминируют Rhodopseudomonas palustris и различные виды рода Rhodobacter. Все выделенные в чистую культуру штаммы Rhodobacter spp. содержат ген nifiJ, проявляют повышенную активность азотфиксации на свету. Из них штаммы R. capsulatus 1R, R. azotoformans 2R и R. sphaeroides 3R обладают способностью к активной денитрификации в темноте, а штаммы R. blasticus 4-9R - к ассимиляционной нитратредукции на свету и в темноте.

3. В планктоне и эпифитоне рек Пермского края ПНБ и гетероцистным ЦБ родов Anabaena и Aphanizomenon принадлежит ведущая роль в азотфиксации. На БОС г.Перми и в речном эпилитоне ПНБ, напротив, способны реализовать свой потенциал к денитрификации.

Апробация работы и публикации. Всего по теме диссертации опубликовано 9 научных работ: 4 статьи, одна из которых в журнале, рекомендованном ВАК Минобрнауки РФ, и 5 тезисов. Материалы диссертации доложены на трех Всероссийских конференциях молодых ученых.

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 131 страницах, включает введение, обзор литературы, экспериментальную часть, обсуждение, выводы и список литературы из 263 наименований: 99 на русском и 164 на английском языках.

Связь работы с научными программами. Диссертационная работа выполнена при поддержке по Программе фундаментальных исследований Президиума РАН №22 "Молекулярная и клеточная биология", проект № 01200963684, и гранта РФФИ-Урал X« 07-04-96027.

Благодарности. Автор выражает благодарность научному руководителю д.б.н. А.И. Саралову за помощь при подготовке диссертации, сотрудникам лаборатории водной микробиологии ИЭГМ УрО РАН (О.М. Банниковой, П.Г. Беляевой, Н.П. Ковалевской, Е.М. Реутских, А.П. Соломенному) за непосредственное участие в проведении полевых и экспериментальных работ, а также заведующему отдела Центра «Биоинженерия» РАН, Москва, к.б.н. Б.Б. Кузнецову за помощь при выполнении молекулярно-генетических исследований.

Принятые сокращения и обозначения. ПНБ - пурпурные несерные бактерии, ЗПБ - зеленые пурпурные бактерии, ПСБ - пурпурные серные бактерии, СВБ - сульфатвосстанавливающие бактерии, ЦБ - цианобактерии, АФ

активность азотфиксации, ДЕН - активность денитрификации, БОС - биологические очистные сооружения.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Пробы воды и перифитона, используемые для изучения интенсивности азотфиксации (АФ) и денитрификации (ДЕН) на уровне микробных сообществ, а также чистых культур ПНБ отбирали в 2004-2005 гг. из природных и сточных

вод Камского бассейна (реки Кама, Вишера, Нытва, Сылва, Глотиха; БОС г.Перми) и Байкальского бассейна (оз.Байкал, реки Баргузин и Селенга, Аллинские и Кучигерские термальные источники). Замеры физико-химических параметров воды в местах отбора проб, включая температуру, рН, Eh, содержание растворенного кислорода и общую минерализацию воды, проводили с помощью портативного анализатора «Экотест-2000т» и кондуктометра TDS-4.

Образцы альго-бактериальных матов, смывы с камней (галька, валуны) или с листьев и стеблей макрофитов (рдесты, уруть) отбирали со стандартной площадки 115см2 в 1.5 л природной воды. Для сравнительной оценки изучаемых показателей в воде и перифитоае их значения рассчитывали на 1м3 объема или 1м2 площади, соответственно. Гидрохимические анализы проб включали определение содержания сульфатов, карбонатов, общего железа, соединений азота и фосфора [Руководство.., 1980].

Общую численность бактерий (N6) в образцах учитывали методом прямого счета с использованием окраски карболовым эритрозином на мембранных фильтрах Millipore с диаметром пор 0.22 мкм [Романенко, Кузнецов, 1974]. Фильтры просчитывали при увеличении х 1500 на микроскопе Biolar (Польша).

Содержание ПНБ в пробах определяли методом предельных разведений на среде Пфеннига с сукцинатом Na (1.0 г/л) [Кузнецов, Дубинина, 1989]. Для выявления способности ПНБ к АФ или ДЕН в культурах использовали безазотистую среду или вместо аммония вносили 3 г/л KNO3. Культуры выращивали в специально оборудованном шкафу со встроенными лампами дневного света при освещенности 3000-5000 люкс, а также в термостате в темновых условиях при температуре 26-28°С. Количественный анализ внутриклеточного белка проводили по методу Лоури [Lowry et al., 1951], нитритов - фотометрически с реактивом Грисса [Руководство.., 1980].

Ультратонкое строение клеток исследовали на электронном микроскопе JEM 100, JEOL (Япония) по стандартной методике в ИБФМ РАН, Пущино [Сузина и др., 2004]. Спектры поглощения бактериохлорофиллов и каротиноидов нативных клеток регистрировали на спектрофотометре UV mini-1240, Shimadzu (Япония) в диапазоне длин волн 350-950 нм. Каротиноиды для спектрального

анализа экстрагировали ацетон-метанольной смесью (1:1). Состав внутриклеточных жирных кислот (ЖК) анализировали на хромато-масс-спеетрометре Agilent 6890/5973N (США) по общепринятой методике [Imhoff, Tiemann, 1991]. Идентификацию ЖК осуществляли с использованием автоматизированной системы обработки масс-спектральных данных AMIDS с поиском целевых компонентов по библиотеке Американского Агентства окружающей среды NIST 98/NISTEPA.MSL с фактором сходства не менее 80%.

Суммарную ДНК выделяли по методике Миллера [Miller et al., 1999]. Содержание ГЦ-пар оснований оценивали по температуре плавления ДНК по общепринятому методу Мармура [Marmur, Doty, 1962]. Амплификацию фрагментов гена nifH (707 пн) проводили на термоциклере MyCycler, Bio-Rad (США) с использованием специфичных праймеров Pmnif-f (5-ATGGGTCAGAAGATCCT-3') и Pmnif-r (5-AGCTCTTCCATGGTGAT-3'). разработанных на основании полных последовательностей генов пЩ пурпурных несерных бактерий родов Rhodobacteraceae, Bradyrizobiaceae и Rhodospirillaceae, представленных в базе данных GenBank. Режим проведения ПЦР включал: 1 цикл - 94°С - 1 мин; 30 циклов - 94°С -20 сек, 55°С - 20 сек; 72°С - 30 сек и финальная достройка при 72°С - 5 мин. Гены 16S рРНК амплифицировали на приборе DNA Engine Tetrad 2 Peltier Thermal Cycler, Bio-Rad (США) с универсальными праймерами 27f и 1492r [Lane, 1991]. Нуклеотидные последовательности устанавливали на автоматическом секвенаторе DNA Analyzer 3730, Applied Biosystems (США) с использованием набора реагентов Wizard PCP Preps, Promega (США) по прилагаемому протоколу. Для выравнивания полученных последовательностей генов 16S рРНК использовали программу ClustalX [Tompson et al., 1997], а для последующего их сравнения с последовательностями в базе данных GenBank - программу NCBI BLAST [http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST].

Таксономическую принадлежность выделенных фототрофных бактерий устанавливали по совокупности фенотипических и генотипических признаков согласно определителя бактерий Берджи [Bergey's Manual.., 2005].

Интенсивность микробиологических процессов АФ и ДЕН определяли газохроматографическим методом по скорости восстановления ацетилена до этилена азотфиксирующим нитрогеназным комплексом микроорганизмов и по скорости накопления закиси азота с использованием ацетилена в качестве специфического ингибитора КгО-рсдуктазы [Stewart et. al., 1967; Yoshinari, Knowles, 1976]. Количественный анализ газов проводили на хроматографе Chrom-5 (Чехословакия): этилен - на пламенно-ионизационном детекторе, а закись азота - на катарометре. При корреляционном анализе полученных данных использовали пакет программ Statistica-6, StatSoft (США).

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

1. Физико-химическая и микробиологическая характеристика водотоков Камского и Байкальского бассейнов

Содержание растворенного кислорода в местах отбора проб варьировало от 0-0.5 мг 02/л в сероводородных водах реки Глотиха до 9.6 мг 02/л в предгорных реках Сылва (на западном склоне Среднего Урала) и Вишера (на Северном Урале). Широкий диапазон отмечен и по температуре, 4.4-59.2°С. Максимальные значения pH (8.5-9.5) зафиксированы в Кучигерском и Аллинском термальных источниках (табл. 1). По уровню минерализации водотоки классифицируются от слабоминерализованных - 51 мг/л в оз.Байкал, до повышенно-минерализованных - 785 мг/л в р.Сылве и 1120 мг/л в р.Глотихе с высоким содержанием сульфатов (340-360 мг SO/'In), поступающих со стоками из очистных сооружений Соликамского целлюлозно-бумажного комбината (ОС ЦБК). В водном балансе р.Сылвы от истоков до среднего течения важную роль играют холодные подземные воды, особенно в районе Мазуевского месторождения стронция. Летом они дают - 1/3 общего притока, содержат мало органического вещества и фосфора, но много соединений азота (0.6-1.9 мг N-NH4+At и/или 0.9-2.7 мг N-N03 /л). Постоянно высоким содержанием азота аммония и нитратов (1-15 мг N-NbV/л, 1-10 мг N-N03 /л) характеризуется проточная система БОС г.Перми.

Таблица 1. Основные характеристики исследованных проб и изолятов ПНБ рода ЮгойоЪааег

Место отбора проб Т,°С рН МшБ № изолята и морфотип г+ц, мол.% ВЬАЗТ-сходство по гену 16Б рРНК сЯ.ЫаИ'ки^, %

Эпифитон Мупор1гу11ит зр1саШт

в р.Сылве, 8 км ниже г.Кунгура 19.4 8.0 433 1, Я. сарзиШия 69.5 95%

Эпилитон на гальке в ручье на стоке

с термального поля "Алла" (Бурятия) 13.0 8.7 9 2, Я. агою[огтат 68.3 95%

Эпилитон на гальке в ручье термального

источника "Кучигер" (Бурятия) 19.5 8.5 452 3, Я. sphaeroid.es 66.5 95%

Эпилитон на галке в скважине

сероводородного источника санатория

"Ключи" (Пермский край) 4.4 7.4 3000 4, Я. ЫаИ1сих 66.2 99%

Эпилитон на валунах литорали оз.Байкала,

3 км севернее г. Гремячинск (Бурятия) 5.6 7.9 1 5, Я. МшИст 66.2 98%

Активный ил аэротенка II ступени БОС

(г.Пермь) 21.9 6.8 700000 6, Я. ЫсиИсия 66.1 98%

Эпилитон на гальке в прибрежье

р.Камы напротив БОС (г.Пермь) 19.8 7.4 185 7, Я. Ь/а^г/'сил 66.1 99%

Эпилитон на валунах, 0.6 м от излива

термального источника "Алла" (Бурятия) 59.2 9.5 6 8, Я. Ыазйсиз 65.6 98%

Альго-бактериальные маты в р.Глотихе,

2.2 км ниже ОС ЦБК (г.Соликамск) 31.4 7.2 850 9, Я. ЫаъПсиь 64.5 100%

Примечание. ЭДвдб _ численность ПНБ, млрд. кл в 1 м3 воды или в обрастаниях на 1 м2 проекции на дно.

В водотоках Прикамья широко варьировала и численность ПНБ: в планктоне - 0.01-11 млрд. кл/м3, в обрастаниях подводных субстратов -20-3000 млрд. кл/м2 и достигала максимальных значений в альго-бактериальных матах - до 4350 млрд. кл/м3. При этом доля ПНБ в составе микробных перифитонных сообществ составляла от 0.5 % jV6 (обрастания рдестов в р.Нытве) до 40 % (обрастания гальки в холодном ручье на территории санатория "Ключи"). В эпилитоне оз.Байкала и его притоков (рек Селенга и Баргузин) содержание ПНБ ограничено 1-5 млрд. кл/м2, но значительно выше в эпилитоне теплых ручьев от термальных источников, до 450 млрд. кл/м2 или 16 % от Nü Максимальная численность ПНБ выявлена в активных илах БОС г.Перми, 100-700 млн. кл/мл (или 20-70 % от N6). .

2. Описание чистых культур пурпурных пессрных бактерий

При изучении морфо-физиологических особенностей и спектральном анализе пигментного состава накопительных культур доминирующих в перифитоне ПНБ, полученных при пересеве из крайних разведений красных колоний внутри агаровых столбиков в условиях непрерывного искусственного освещения, были выявлены представители двух родов: Rhodopseudomonas (R. palustris) и Rhodobacter spp. Для дальнейших исследований было отобрано 9 штаммов морфотипа Rhodobacter с Г+Ц в ДНК 64.5-69.5 мол.% (табл. 1), воспроизводимо растущих на среде Пфеннига с сукцинатом и малатом. Сравнительный BLAST-анализ нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК показал высокий уровень сходства 6 штаммов (№№ 4-9R) к типовому штамму Rhodobacter blasticus АТСС 33485т DQ342322 (98-100 %). Эти штаммы являются пресноводными нейтрофилами, но растут в широком диапазоне pH среды 5.0-9.5 (оптимум 6.5-7.5), содержат бактериохлорофилл а, каротиноиды сфероиденовой серии, внутриклеточные мембранные системы и жирные кислоты с четным числом атомов углерода (преимущественно мононенасыщенную октадеценовую Cig;i). Все они активно развиваются в фотоорганотрофных условиях на органических кислотах (ацетат, бутират, лактат, малат, пируват, пропионат, сукцинат, фумарат, цитрат), на углеводах (глюкоза, маннит, фруктоза),

продуцируют кислоты из глюкозы и ксилозы, растут под газовой смесью Н2 + С02, в условиях азотфиксации и с глутаматом, проявляют способность к активной нитратредукции и ассимиляционной сульфатредукции, восстанавливают оксианионы теллура и аккумулируют ионы меди. При анаэробном росте на свету эти ПНБ (в противоположность Rhodopseudomonas palustris и пурпурным серным бактериям) не используют в качестве доноров электронов тиосульфат и элементную серу.

ПЦР-анализ ж/Я-генной последовательности (707 пн) показал наличие гена нитрогеназной системы - nifH в клетках всех исследуемых штаммов рода Rhodobacter (рис.1).

Активность фотовосстановления ацетилена нитрогеназой в культурах Rhodobacter варьирует от 64 нМ СгНДмин ■ мг белка) у штамма 9R до 130 нМ С2Н(/(мин • мг белка) у штамма 1R (табл. 2). Наряду с этим в культурах Rhodobacter spp. в условиях азотфиксации обнаружено значительное внутриклеточное накопление ионов меди. Через 24 часа инкубации на свету остаточная концентрация Cu2+ в среде составляла 15-50 % от исходной (5 ПДК). При этом лишь штаммы 2R и 8R из эпшштона термального поля "Алла" сохраняли активность нитрогеназы на сравнительно прежнем уровне (рис. 2).

Для выявления способности культур восстанавливать нитраты в питательную среду вместо NH4C1 вносили 3 г/л KN03 Результаты химического анализа 5-дневных культур, выращенных на свету и в темноте, показали накопление нитритов в средах всех штаммов ПНБ, что свидетельствует о проявлении у них нитратредуктазной активности (табл. 2). При газохроматографическом анализе накопления закиси азота в присутствии ацетилена - ингибитора М20-редуктазы было обнаружено накопление N20 в культуральных средах только у штаммов 1R, 2R и 3R. Только эти три штамма оказались способны к восстановлению нитратов в темноте по пути денитрификации. При этом штамм 1R существенно отличается от других по ряду важных признаков: наибольшее значение Г+Ц в ДНК (69.5 мол.%) и способность к восстановлению высоких концентраций теллурита (минимальная ингибирующая концентрация (МИК) К2Те03 - 1800 мг/л),

к м

-700 пн

Рис. 1. Результаты ПЦР-амплифнкаиии гена т/Н:

1-9 - штаммы ЮюйоЬас1ег Брр.; К -Е. соИ К12; М - маркер ДНК

12 3 4 5 6

13-контрольные культуры

Н-культуры с добавкой 5 нгСи2*/л О5 ГЩК)

Рис. 2. Изменение нитрогеиазной

активности штаммов 1-9 под действием ионов меди,

мг С2Н4 / (л • час) на ед. ОП

Таблица 2. Характеристика нитратредуктазной и нитрогеиазной активностей теллурит-восстанавливающих штаммов Rhod.oba.cter врр.

Штамм, № Белок, %ог сухого веса МИК КЛеО, мг/л Максимум накопления NQ2", мкг N/л (приЗг/лКЫО, вфеде) АкшвносгьДЕН (накопление в присутствии С2Н2), иМ/(мин ■ мг белка) Ншрогепазная активность (фоговосстаноаяение ОйдоСДХ нМ/(мшг мг белка)

1 67 1800 300 285 130

2 66 1800 280 161 112

3 54 1200 150 68 88

4 54 800 100 — 94

5 54 1200 120 — 98

6 54 1200 ПО — 96

7 55 800 80 — 98

8 47 800 50 — 74

9 48 800 60 — 64

аномально высокое содержание внутриклеточного белка (67 % в сухой биомассе), наиболее высокий уровень накопления нитритов в среде, максимальные удельные активности азотфиксации и денитрификации (табл. 2).

Согласно выявленным феиотипическим и генотипическим признакам штаммы IR, 2R, 3R предварительно идентифицированы нами как R. capsulatus 1R, R. azotoformans 2R и R. sphaeroides 3R. Так, клетки этих штаммов имеют овоидную форму, полярно расположенные жгутики, размножаются бинарным делением и несут систему внутриклеточных мембран везикулярного типа (рис. За). В спектрах поглощения все культуры ПНБ in vivo имеют полосы поглощения бактериохлорофилла а с максимумами поглощения (X^) около 378, 590, 800 и 850-860 им, а также каротиноиды сфероиденового ряда с сфероидена, сфероиденона и их производных при 450-455,478-480 и 510-512 нм (рис.4).

Рис. 3. Ультраструкчура клеток штаммов 1{1ю(1оЬас1(!г «рр. 2Я (й), 91* (Ь). СВМ - система внутриклеточных мембран. Масштабная линейка - 1 мкм.

Бхл .i! L, |Бхл U?: I? 6J Бфео

Рис. 4. ВЭЖХ анализ состава каротиноидов экстракта из клеток штамма № в петролейном эфире. Пики: 1 - ОН-сфероиденон, 2 - производное сфероиденона, 3,5,6 - производные сфероидена, 4 - сфероиденон, 7 - сфероиден, 8 - нейроспорен, Бхл - бактериохлорофилл, Бфео - бактериофеофитин.

Все выделенные штаммы ШюёоЬааег Брр. при аналогичном фотогетеротрофном росте на сукцинате (рН 7.2; 28 С) имеют примерно одинаковый состав внутриклеточных жирных кислот (% от суммы ЖК): С18:, (75-80), С18:0 (7-Ю),С16:0 (5-6), С16:, (4-5), С19;0сУс1 (3-4).

Штаммы К. Ыа5Пси5 4-9Я (в отличие от штаммов Л. сархиШиь Ш, /?. агою/огтапл 2И и И. $р1шего'и1е$ ЗИ) обладают пониженной активностью АФ и не осуществляют процесс ДЕН, хотя восстанавливают нитраты до нитритов на свету и в темноте. Они представлены неподвижными палочковидными клетками с ламеллярной структурой внутренних мембран (рис. 3Ь), размножаются неравномерным делением или почкованием. При фотосинтезе в качестве доноров электронов не используют сульфид (Н25) и формиат. Однако ПНБ вида к. Ыазйст очень широко распространены в эпилитоне водотоков разного генезиса (4-60°С, рН 6.8-9.5), в аэрируемых и сероводородных природных и техногенных проточных системах, в активных илах БОС г.Перми, в альго-бактериальных матах. В естественных перифитонных сообществах Я. Ыаьйсш вполне может принимать непосредственное участие в процессах АФ, а также благодаря способности к нитратредукции - в процессах и ДЕН.

3. Активность процессов цикла азота в природных и техногенных водотоках Прикамья 4.1. Азотфиксация и денитрификация в сточных водах

На БОС г.Перми выявлено массовое распространение ПНБ и исключительно высокая скорость восстановления нитратов до Ы20 и N2 (табл. 3). В резервуарах БОС г.Перми, особенно в аэротенках и возвратном иле, численность ПНБ достигала 70% от N5 (0.2-1.0 млрд. кл/мл). При этом обнаружена значимая положительная корреляционная связь скорости ДЕН с общим количеством бактерий (г = 0.51-0.70) и численностью ПНБ {г = 0.60-0.88, р < 0.05). Тогда как интенсивность азотфиксации в проточной системе очистки городских сточных вод, содержащих высокие концентрации азота аммония и нитратов, оказалась очень низкой.

Таблица 3. Азотфиксация и дснитрификация в воде и активном иле БОС г.Перми (август, 2005г.)

Место отбора проб 02, мг/л ЛГ6 ПНБ, % Л/б АФ ДЕН

Вход на БОС 3.6 23.2 0.004 0.9 10

Отстойники:

1 ступени 1.3 44.6 0.2 1.3 980

2 ступени 3.0 18.5 0.3 0.3 1210

3 ступени 5.5 3.3 0.3 0.2 10

Аэротенки:

1 ступени 1.6 213 47.0 0.4 1370

2 ступени 6.2 1023 68.4 0.6 920

Возвратный ил 2.0 870 57.5 0.9 1870

Примечание. Л^ - общая численность бактерий, млн. кл/мл;

АФ и ДЕН — интенсивности азотфиксации и денитрификации, мкг N/(.'1 ■ сут).

В реке Глотиха, вбирающей в себя стоки с очистных сооружений Соликамского ЦБК с высоким содержанием растворенных сульфатов, распространены сульфатвосстанавливающие (СВБ) бактерии, а также зеленые и пурпурные серные бактерии морфотипов СЫогоЫит, Ре1о<1усйоп и ТЫосаряа (табл. 4). В этих сероводородных водных массах с низким содержанием растворенного кислорода наблюдалась активная ДЕН, до 40-90 мкг М/(л • сут).

Таблица 4. Азотфиксация и дснитрификация в воде р. Глотихи (август, 2005 г.)

Место отбора проб БО/-мг/л ПНБ ЗПБ и ПСБ СВБ АФ ДЕН

% N.

2.2 км ниже

ОС ЦБК 341 0.1 14.8 3.7 9.8 39.6

Напротив стока

из оз. Щучье 283 0.3 0.3 0.1 4.4 14.4

Низовье реки,

1 км до р. Кама 240 0.1 0.1 0.2 18.7 90.2

Примечание. ЗПБ и ПСБ - зеленые и пурпурные серные бактерии; СВБ - сульфатвосстанавливающие бактерии; АФ и ДЕН - как в табл. 3.

Кроме того, в отличие от БОС г.Перми, в водных массах р.Глотихи отмечалась и довольно активная АФ, до 10-19 мкг №(я • сут). Здесь вклад ПНБ в процессы АФ и ДЕН явно уступает фототрофным серным бактериям, СВБ и другим гетеротрофным микроорганизмам.

3.2. Сезонная динамика азотфиксации и деиитрификации в р. Кама

В течение летне-осеннего периода 2005 г. в обрастаниях каменистых субстратов вдоль побережья р.Камы напротив буферных прудов БОС г.Перми наблюдалось увеличение Л4 и ПНБ (от 0.1 до 4 % ¿У6), что сопровождалось значительным усилением ДЕН, от 25 до 227 мг М/(м2 • сут) и АФ, от 3 до 32 мг №(м2 ■ сут) (табл. 5). Для всего периода наблюдений выявлена достоверная положительная корреляционная связь между интенсивностью процесса ДЕН и различными показателями встречаемости клеток ПНБ в эпилитоне: /- = 0,95, р < 0,05 (рис.5). Однако ДЕН не регистрировалась

Таблица 5. Сезонные изменения активности азотфиксации и деиитрификации в прибрежье р.Кама напротив БОС г.Перми в 2005 г.

Место отбора проб Дата N. ПНБ, ли АФ ДЕН

Вода в прибрежье 20. VI 4.8 0.02 0.1 0.6 0

27.УН 2.7 0.04 0.7 2.5 0

29.УШ 2.3 0.4 2.5 18.4 0

30.1Х 2.1 0.5 2.4 16.3 0

РоГашо^г/о/г грр. 20.У1 3.7 0.01 0.3 0.9 0

27.УИ 4.7 0.9 5.0 33.6 0

29.УШ 7.6 5.7 10.1 87.5 11.4

30.1Х 5.5 7.9 4.6 42.9 12.3

Галька 20.У1 5.0 0.1 0.4 2.6 25.1

27.УИ 6.2 0.7 3.3 21.4 44.5

29.УШ 7.1 2.6 7.2 56.8 169.2

30.1Х 10.7 4.1 3.8 31.9 226.7

Примечание. Здесь и в табл. 6,7: N5 - общая численность бактерий, 10 кл в 1 м3 воды или в обрастаниях на 1 м2 дна; Л'цб - общая численность цианобактерий (АпаЬаепа, Аркатютепоп), 109 кл/м3 или на 1 м2; АФ и ДЕН, мг Ы/(м3 • сут) или на 1 м" • сут.

ЦБ

N=12 г = 0,99

'ПНБ

500 400 300 200 100 0

N = 12 * ' / • / у - - ■

г = 0,76

т .

/ У' '^ТЛ •Н- Ь

20 40 60 ВО 100

АФ

20 40 ВО 80 100

АФ

120 160 200 240

ДЕН

Рис. 5. Корреляция между численностью ЦБ и ПНБ, 109 кл/м3 или на 1 м2, и АФ (а, Ь) в планктоне и перифитоне, а также между численностью ПНБ, 109 кл/м2, и ДЕН (с) в эпилитоие р.Камы напротив БОС г.Перми.

в прибрежных водах, а в обрастаниях макрофитов, несмотря на достаточно высокую численность ПНБ, ДЕН отмечалась лишь осенью и оказалась в 15-20 раз ниже, чем в эпилитоне.

В планктоне и перифитоне, напротив, наблюдалась активная АФ, которая значительно возрастала в течение лета и коррелировала с повышением численности ПНБ (г = 0.76) и гетероцистных цианобактерий (ЦБ) родов АпаЬаепа и АрЪатготепоп (г = 0.99) (рис.5).

3.3. Азотфиксация и денигрификация в планктоне и перифитоне рек Камского бассейна

На участке р.Камы от устья р.Вишеры до Нытвенского водохранилища отмечалось одновременное повышение интенсивности АФ и численности ЦБ. При этом прослеживалась положительная корреляционная связь между интенсивностью АФ и численностью гетероцистных ЦБ АпаЬаепа ярр. и АрИатготепоп эрр. (табл. 6). ДЕН не ретастрировалась в поверхностных слоях воды, но отмечалась у дна глубоководных станций. Кроме того, повышенный уровень ДЕН (особенно по сравнению с АФ) выявлен в всплывающих местами альго-бактериальных матах в р.Вишере ниже г.Красновишерска, где разнообразные фототрофиые серные и несерные пурпурные бактерии явно доминировали в составе бактериального сообщества.

N = 4 г = 0,95

Таблица 6. Азотфиксация и денитрификация в планктоне и перифитоне рек Вишера, Нытва и Кама

Место отбора проб N6 ПНБ, %ЛГ6 Л* АФ ДЕН

Р.Вишера, 40 км выше г.Красновишерска: - вода - РМатозеШп врр. - галька (диаметр 1-5 см) 3.7 6.4 12.3 0.003 6.7 3.6 0.02 0.06 0.05 0.4 16.2 14.5 0 0 46.4

Р.Вишера, 0.5 км ниже г.Красновишерска: - вода - галька (диаметр 1-4 см) - альго-бакгериальные маты 4.4 9.6 8.5 0.02 4.5 51.1 0.05 0.04 1.13 0.6 13.7 31.9 0 55.7 200.8

Смешение вод рр.Вишера и Кама: - вода поверхностная - вода придонная (глубина 6 м) 2.2 2.3 0.005 0.05 0.21 0.08 2.7 1.4 0 12.5

Р.Кама, 12 км ниже устья р.Вишеры: - вода поверхностная - вода придонная (глубина 9 м) 1.9 1.8 0.002 0.006 0.15 0.05 2.5 1.1 0 10.6

Верховье Нытвенского водохранилища: - вода - Ро1ато§е1оп рефИшш Ь. 6.2 5.4 0.01 0.1 14.4 5.1 163.6 56.4 0 0

Устье р.Нытвы перед Боткинским водохранилищем: - вода - Potamogeton врр. - галька (диаметр 1-4 см) 6.6 5.1 12.2 0.02 0.5 17.8 1.6 2.4 0.9 32.2 45.6 62.7 0 0 225.2

Р. Кама напротив устья р.Нытвы: - вода поверхностная - вода придонная (глубина 9 м) 3.2 5.4 0.003 0.2 5.7 0.2 73.5 2.5 0 16.8

В обрастаниях каменистых субстратов и АФ, и ДЕН одинаково положительно коррелировали с частотой встречаемости ПНБ.

В верховьях р.Сылвы, где от истоков до среднего течения важную роль в водном балансе играют холодные подземные воды, ЦБ немногочисленны, что обусловливало сравнительно низкую интенсивность АФ (табл. 7). На участке среднего течения р.Сылвы АФ закономерно увеличивалась, что, по-видимому, было связано в основном с ростом численности гетероцистных ЦБ, особенно в перифитоне: г = 0.96 - 0,99, р < 0.05.

Таблица 7. Азотфиксация и денитрификация в планктоне и перифитонс р.Сылвы (август 2005 г.)

Место отбора проб N6 ПНБ, лгц6 АФ ДЕН

12 км выше г.Суксун:

- вода 0.6 0.02 0.01 0.2 0

- Potamogeton Брр. 6.1 0.7 0.01 10.2 0

- галька (диаметр 1-4 см) 9.4 4.7 0.01 14.3 76.4

7 км ниже г.Суксуна, напротив

водопада подземных вод:

- вода 0.7 0.15 0.01 0.3 0

- Potamogeton реф1Шт Ь. 5.9 7.4 0.02 18.5 0

- валуны (диаметр 10-25 см) 1.1 2.0 0.01 13.4 164.3

0.3 км ниже устья р.Мазуевки:

- вода в зоне родников на дне 1.1 0.1 0.02 0.3 0

- Potamogeton Брр. 5.5 4.0 0.22 22.3 0

- галька (диаметр 1-4 см) 8.5 2.4 0.06 18.6 217.9

12 км выше г. Кунгура:

- вода 0.9 1.1 0.01 0.5 0

- Ро1ато%е1оп Брр. 4.7 4.6 6.5 56.4 0

- галька (диаметр 1-4 см) 7.9 5.5 5.8 46.6 82.2

Русло на участке смешения с водами

рек Шаква, Ирень (г.Кунгур):

- вода 1.8 0.6 0.01 0.5 0

- Potamogeton Брр. 6.7 6.5 0.01 16.6 0

- галька (диаметр 1-4 см) 9.1 4.8 0.01 15.7 135.8

8 км ниже г.Кунгура, перед устьем

р.Бабки:

- вода поверхностная 2.1 0.5 0.7 35.1 0

- вода придонная (глубина 10 м) 2.4 0.4 0.1 5.4 16.5

- МугюркуИит зркаШт Ь. 5.7 7.6 11.3 105.8 14.6

- галька (диаметр 1-3 см) 7.6 6.9 7.4 57.1 153.1

Кроме того, в перифитоне отмечалась положительная корреляционная связь АФ с численностью ПНБ. Активность ДЕН, напротив, отсутствовала в аэрируемых поверхностных водах и омываемых ими макрофитах, но регистрировалась локально в придонных слоях воды и значительно повышалась вниз по течению в обрастаниях каменистых субстратов. При этом уровень активности ДЕН в эпилитоне низовьев р.Сылвы был соизмерим с ДЕН в устьях других рек Предуралья.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В перифитонных сообществах и альго-бактериальных матах ряда текучих вод обнаружено массовое распространение ПНБ преимущественно родов Rhodopseudomonas (R. palustris) и Rhodobacter spp., где их численность обычно в 40-100 раз превышает таковую в речном планктоне и может достигать 10-50 % от Л'6. Эти водотоки являются пресноводными с относительно низким содержанием сульфатов и сульфидов. Однако в анаэробных сероводородных водных массах р.Глотихи, вбирающей в себя сульфатсодержащие стоки, ПНБ вытесняются на второй план сульфатвосстанавливающими бактериями, фототрофными зелеными и пурпурными серобактериями.

У выделенных в чистую культуру 9 штаммов рода Rhodobacter выявлена способность к восстановлению токсичных оксианионов теллура, к внутриклеточной аккумуляции ионов меди, фиксации N2 на свету и к нитратредукции на свету и в темноте. Эти пресноводные нейтрофильные ПНБ содержат бактериохлорофилл а, каротиноиды сфероиденовой серии, внутриклеточные мембранные системы, своеобразные жирные кислоты мембран, при фотосинтезе и дыхательном метаболизме используют широкий спектр органических веществ. У R. capsulatus 1R, R. azotoformans 2R и R. sphaeroides 3R выявлена способность к активной денитрификации в темноте.

С июня по сентябрь 2005 года (122 сут.) поступление связанного азота за счет биологической азотфиксации (в основном за счет ЦБ и ПНБ) в прибрежье р.Камы напротив БОС не превышает 10 г N/m2 в год: 12% - в планктоне, 36% - в эпилитоне и 52% - в эпифитоне. Потери соединений азота при биологической ДЕН составили 15 г N/m2 в год: 5% - в эпифитоне и 95% - в эпилитоне. Чрезвычайно высокая скорость ДЕН (до 1.9 мг К/(л • сут)) обнаружена в активных илах БОС г.Перми и коррелировала с массовым развитием ПНБ.

Таким образом, в природных и антропогенных водотоках Камского бассейна интенсивность и масштабы АФ и ДЕН планктонными и перифитонными сообществами ПНБ и ЦБ сопоставимы с таковыми в водных массах и донных отложениях загрязняемых участков продуктивных озер и водохранилищ [Triska, Oremland, 1981; Кузнецов и др., 1985; Костяев, 2004].

выводы

1. Выявлено широкое распространение фототрофных пурпурных несерных бактерий в обрастаниях подводных субстратов пресноводных водотоков разного генезиса Камского и Байкальского бассейнов. Среди ПНБ перифитонных сообществ обычно доминируют Rhodopseudomonas palustris и различные виды рода Rhodobacter.

2. Все выделенные в чистую культуру штаммы, имеющие по совокупности фенотипических и генотипических признаков высокий уровень сходства с Rhodobacter capsulatus, R. sphaeroides, R. azotoformans и R. blasticus, содержат ген ni/H, проявляют повышенную активность азотфиксации на свету. Штаммы R. capsulatus 1R, R. azotoformans 2R и R. sphaeroides 3R обладают способностью к денитрификации в темноте, а штаммы R. blasticus - к ассимиляционной нитратредукции на свету и в темноте.

3. В планктонных и эпифитонных сообществах низовьев рек Пермского края гетероцистным цианобактериям родов Anabaena, Aphanizomenon и ПНБ принадлежит ведущая роль в фиксации N2. В речном эпилитоне ПНБ, напротив, реализуют свой потенциал к денитрификации in situ.

4. Наиболее массовое распространение ПНБ обнаружено в составе агрегированных частиц активного ила БОС г.Перми (до 100-700 млн. клеток/мл). Именно они обусловливали здесь аномально высокую интенсивность денитрификации (до 900-1900 мкг N/(n • сут)), которая в десятки раз превышала максимальные показатели в речном эпилитоне и была сопоставима с активностью чистых культур денитрифицирующих изолятов Rhodobacter spp.

5. ПНБ играют важную роль в процессах самоочищения исследуемых природных и сточных вод от соединений углерода, азота и металлов. В частности, все культуры фототрофных ПНБ рода Rhodobacter обладают способностью к поглощению и детоксикации/восстановлению оксианионов теллура, причем в концентрациях в несколько раз превышающих таковую для других грамотрицательных гетеротрофных бактерий.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

Статьи в изданиях, рекомендованных ВАК Минобрнауки РФ

1. Саратов А.И., Галямина В.В., Беляева П.Г., Мольков Д.В. Азотфиксация и денитрификация в планктоне и перифитоне водотоков Камского бассейна // Биология внутр. вод. 2010. № 2. С. 13-19.

Публикации в других сборниках и журналах

2. Галямина В.В. Распространение несерных пурпурных бактерий в перифитоне рек Камы и Сылвы // Сб, трудов молодых ученых «Современные проблемы экологии, микробиологии и иммунологии». Пермь, ИЭГМ УрО РАН. 2004. С. 29-37.

3. Галямина В.В., Бурюхаев С.П. Распространение несерных пурпурных бактерий в планктоне и перифитоне ряда водных экосистем Забайкалья // Матер, конф. молодых ученых «Экология: от генов до экосистем». Екатеринбург, ИЭРиЖ УрО РАН. 2006. С. 37-41.

4. Галямина В.В., Мольков Д.В., Антонова О.Ю., Ковалевская Н.П. Влияние тяжелых металлов на активность процессов азотфиксации и денитрификации несерной пурпурной бактерии Rhodopseudomonas palustris II Матер. I (XIV) молодеж. научной конф. «Актуальные проблемы биологии и экологии». Сыктывкар, Институт биологии Коми НЦ УрО РАН. 2007. С. 49-52.

5. Антонова О.Ю., Галямина В.В., Ковалевская Н.П. Разработка биосенсора для определения тяжелых металлов И Матер, конф. молодых ученых «Экология: от Арктики до Антарктики». Екатеринбург, ИЭРиЖ УрО РАН. 2007. С. 8-9.

6. Галямина В.В., Мольков Д.В., Антонова О.Ю., Ковалевская Н.П. Изменение интенсивности азотфиксации и нитратредукции культур Rhodopseudomonas palustris II Матер, конф. молодых ученых «Экология: от Арктики до Антарктики». Екатеринбург, ИЭРиЖ УрО РАН. 2007. С. 54-55.

7. Галямина В.В., Сарапов А.И., Ковалевская Н.П. Способность к азотфиксации и денитрификации пурпурных несерных бактерий рода

Rhodobacter, распространенных в перифитоне пресноводных водотоков разного генезиса // Тез. докл. Г/ молодеж. школы-конф. с междунар. участием «Актуальные аспекты современной микробиологии». Москва, Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН. 2008. С.10-11.

8. Беляева П.Г., Галямииа В.В., Саралов А.И. Структура и функциональная роль фототрофных альго-бактериальных сообществ перифитона и планктона водотоков Камского бассейна // Тез. докл. Междунар. научно-практич. конф. «Перифитон и обрастание:' теория и практика». Санкт-Петербург, Зоологический институт РАН. 2008. С. 18-21.

9. Беляева П.Г., Галямииа В.В., Саралов А.И. Структура и функциональная роль цианобактерий и фототрофных несерных пурпурных бактерий перифитонных сообществ природных и техногенных вод Камского бассейна // Тез. докл. V Молодеж. школы-конф. с междунар. участием «Актуальные аспекты современной микробиологии». Москва, Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН. 2009. С. 71-72.

Подписано в печать 12.10.2011. Формат 60x90/16. Усл. печ. л. 1,0. Тираж 130 экз. Заказ № 2219/2011.

Отпечатано с готового оригинал-макета в типографии центра «Издательство Пермского национального исследовательского

политехнического университета». Адрес: 614990, г. Пермь, Комсомольский проспект, 29, к. 113. Тел. (342) 219-80-33.

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Галямина, Валентина Владимировна

ВЕДЕНИЕ

ЧАСТЬ 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Поверхностные воды как среда обитания

1.1. Экологическая характеристика

1.2. Водная микрофлора

Глава 2. Характеристика перифитонных сообществ

2.1. Общие сведения о перифитоне

2.2. Механизм формирования микробных обрастаний

Глава 3. Азотный обмен в водных системах

3.1. Структура бактериального цикла азота

3.2. Азотфиксация

3.3. Нитратредукция

Глава 4. Общая характеристика пурпурных несерных бактерий

4.1. Систематическое положение в Международной системе прокариот

4.2. Основные свойства

4.3. Функциональная активность

4.3.1. Интенсивность процессов азотного обмена

4.3.2. Биосорбция тяжелых металлов

4.4. Распространение в водных экосистемах

4.5. Практическое использование •

ЧАСТЬ 2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ

Глава 5. Объекты и методы исследований

5.1. Общая характеристика исследуемых водотоков

5.1.1. Речной бассейн Пермской области

5.1.2. Бассейн Байкальского региона

5.2. Методы полевых исследований

5.3. Методы лабораторных исследований

5.3.1. Анализы химических показателей в пробах воды

5.3.2. Количественная оценка микроорганизмов

5.3.3. Выделение пурпурных несерных бактерий

5.3.4. Изучение выделенных штаммов

5.3.5. Газохроматографический анализ активностей азотфиксации и денитрификации

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 6. Экологическая характеристика вод

Камского и Байкальского бассейна

6.1. Физико-химическая характеристика водотоков

6.2. Численность пурпурных несерных бактерий в природных водотоках

6.3. Численность пурпурных несерных бактерий в биологических очистных сооружениях г.Перми

Глава 7. Пурпурные несерные бактерии из перифитонных сообществ

7.1. Характеристика первичных накопительных культур

7.2. Выделение и изучение чистых культур

7.2.1. Общая характеристика выделенных штаммов

7.2.2. Анализ каротиноидного состава

7.2.3. Филогенетический анализ и идентификация

Глава 8. Активность фиксации азота и восстановления нитратов в чистых культурах штаммов Ююс1оЬа&ег эрр.

8.1. Нитрогеназная активность 85 8.1.1. Влияние ионов меди на активность азотфиксации

8.2. Нитратредуктазная активность

Глава 9. Активность процессов цикла азота в природных и техногенных водотоках Прикамья

9.1. Азотфиксация и денитрификация в сточных водах

9.2. Сезонная динамика азотфиксации и денитрификации в реке Кама

9.3. Азотфиксация и денитрификация в планктоне и перифитоне рек Камского бассейна

Введение Диссертация по биологии, на тему "Распространение пурпурных несерных бактерий в перифитоне водотоков разного генезиса, их роль в азотфиксации и денитрификации"

Актуальность проблемы. Фототрофные пурпурные несерные бактерии (ПНБ) благодаря универсальности обмена и пластичности метаболизма весьма широко распространены в водоемах разного типа [Горленко и др., 1977]. Принято считать, что они обычно- не образуют массовых скоплений. ПНБ наиболее быстро растут в фотоорганотрофных условиях. Такие исключительные условия создаются в природе сравнительно редко. В водоемах, где формируется анаэробная зона, наряду с органическими соединениями часто появляется сульфид. Хотя ряд видов ПНБ способен использовать H2S, но они реализуют его с меньшей эффективностью, чем фототрофные серобактерии [Горленко, 2010]. Поэтому в донных осадках и стратифицированных водных массах озер, содержащих сульфид, ПНБ вытесняются на второй план зелеными и пурпурными серобактериями. Поэтому роль ПНБ в микробиологических процессах цикла серы в озерах представляется несущественной. Однако ПНБ здесь могут играть важную роль в микробиологических процессах круговорота азота [Кузнецов и др., 1985]. У чистых культур различных видов ПНБ установлена способность к аммонификации, азотфиксации, нитратредукции или денитрификации [Satoh, 1977; Klemme, 1979; Alef et al., 1982; Castillo, Cardenas, 1982; Madigan et. al., 1984; Shapleigh, 2009].

В последние десятилетия особый научный интерес вызывают прикрепленные формы микроорганизмов в водотоках разного генезиса. Перифитонные сообщества являются традиционным объектом экологических исследований, поскольку в обрастаниях подводных субстратов обитает большинство водных микроорганизмов [Константинов, 1986; Watnick, Kolter, 2000]. Здесь обычно доминируют микроскопические водоросли и бактерии, которые способны быстро реагировать на изменения окружающей среды [Горбунов, Уманская, 2008]. В частности, на примере предгорной реки Сылва (бассейн р.Камы) установлено, что не планктону, а фито- и бактериоперифитону принадлежит ведущая роль в самоочищении и биопродуктивности быстротекущих вод [Беляева и др., 2007]. Часть работ в этом направлении посвящена изучению активности азотфиксации и денитрификации перифитонных микробоценозов, но преимущественно в озерах и водохранилищах [Steppe et al., 1996; Pinckney, Paerl, 1997; Smith, Lee, 2006; Falcon et. al., 2007; Ishida et. al., 2008; Inglett et al., 2009]. К настоящему времени имеются лишь единичные сведения о распространении ПНБ и их участии в процессах цикла азота в составе перифитонных сообществ проточных природных и антропогенных систем [Finke, Seeley, 1978; Rybakova et al., 2009].

Для достижения поставленной цели решались следующие задачи:

2. Установить таксономическую1 принадлежность ПНБ, доминирующих в перифитонных сообществах.

3. Оценить способность культур изолятов ПНБ к азотфиксации, нитратредукции и денитрификации.

Теоретическая и практическая значимость работы. Установлена способность выделенных из перифитонных сообществ культур штаммов Rhodobacter spp. к восстановлению токсичных оксианионов теллура и к внутриклеточной аккумуляции ионов меди. Полученные данные позволяют полагать, что перифитонным ПНБ принадлежит важная роль в процессах самоочищения природных и сточных вод от минеральных и органических загрязняющих веществ. Выделенные штаммы активных денитрифицирующих ПНБ (1-3R) целесообразно использовать для повышения эффективности очистки городских сточных вод. Суспензионные и иммобилизованные культуры активного азотфиксирующего штамма 1R, изолированного-из перифитона р.Сылвы, перспективны для промышленного получения водорода за счет органических отходов и энергии света.

Основные положения, выносимые на защиту

2. Среди ПНБ перифитонных сообществ обычно доминируют Rhodopseudomonas palustris и различные виды рода Rhodobacter. Все выделенные в чистую культуру штаммы Rhodobacter spp. содержат ген ntfH, проявляют повышенную активность азотфиксации на свету. Из них штаммы R. capsulatus 1R, R. azotoformans 2R и R. sphaeroides 3R обладают способностью к активной денитрификации в темноте, а штаммы Я. ЫаяИсш 4-9Ы — к ассимиляционной нитратредукции на свету и в темноте.

3. В планктоне и эпифитоне рек Пермского края ПНБ и гетероцистным ЦБ родов АпаЬаепа и Аркатготепоп принадлежит ведущая роль в азотфиксации. На БОС г.Перми и в речном эпилитоне ПНБ, напротив, способны реализовать свой потенциал к денитрификации.

Заключение Диссертация по теме "Микробиология", Галямина, Валентина Владимировна

выводы

2. Все выделенные в чистую культуру штаммы, имеющие по совокупности фенотипических и генотипических признаков высокий уровень сходства с Rhodobacter capsulatus, R. sphaeroides, R. azotoformans и R. blasticus, содержат ген ntfH, проявляют повышенную активность азотфиксации на свету. Штаммы R. capsulatus 1R, R. azotoformans 2R и R. sphaeroides 3R обладают способностью к денитрификации в темноте, а штаммы R. blasticus — к ассимиляционной нитратредукции на свету и в темноте.

3. В планктонных и эпифитонных сообществах низовьев рек Пермского-края гетероцистным цианобактериям родов Anabaena, Aphanizomenon и ПНБ принадлежит ведущая роль в фиксации N2. В речном эпилитоне ПНБ, напротив, реализуют свой потенциал к денитрификации in situ.

4. Наиболее массовое распространение ПНБ обнаружено в составе агрегированных частиц активного ила БОС г.Перми (до 100—700 млн. клеток/мл). Именно они- обусловливали здесь аномально высокую интенсивность денитрификации (до 900—1900 мкг]Ч/(л ■ сут)), которая в десятки раз превышала максимальные показатели в речном эпилитоне и была сопоставима с активностью чистых культур денитрифицирующих изолятов Rhodobacter spp.

5. ПНБ играют важную роль в- процессах самоочищения исследуемых природных и сточных вод от соединений углерода, азота и металлов. В частности, все культуры фототрофных ПНБ рода Rhodobacter обладают способностью к поглощению и детоксикации/восстановлению оксианионов теллура, причем в концентрациях в несколько раз превышающих таковые для других грамотрицательных гетеротрофных бактерий.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В перифитонных сообществах и альго-бактериальных матах ряда текучих вод обнаружено массовое распространение ПНБ, где их численность обычно в 40-100 раз превышает таковую в речном планктоне и может достигать 10-50% от А^. В резервуарах БОС г.Перми, особенно в аэротенках и возвратном иле, численность ПНБ достигала 50-70% от N5 (0.2-1.0 млрд. кл/мл). Эти водотоки являются пресноводными с относительно низким содержанием сульфатов и сульфидов. Однако в анаэробных сероводородных водных массах р.Глотихи, вбирающей в себя сульфатсодержащие стоки, ПНБ вытесняются, на второй план сульфатвосстанавливающими бактериями, фототрофными зелеными и пурпурными серобактериями.

У выделенных в чистую культуру 9 штаммов рода Яко^ЬаМег выявлена способность к активной ассимиляционной сульфатредукции (растут на средах содержащих до 50 г/л М§804 • 7 Н20), к восстановлению токсичных оксианионов теллура до экологически безвредного элементного теллура (МИК К2Те03 - 800-1800* мг/л), к аккумуляции ионов меди (на уровне 5 ПДК), фиксации N2 на свету и* к нитратредукции на свету и в темноте. Кроме того, штаммы Я. сартШт 1И, Я. аго^/огтат 2К и Я. sphaeroid.es ЗЯ выделяются способностью к активной денитрификации в темноте. Эти пресноводные нейтрофильные ПНБ содержат бактериохлорофилл а, розово-красные каротиноиды сфероиденовой серии, внутриклеточные жирные кислоты преимущественно С^ь внутриклеточные мембранные системы везикулярного и ламеллярного типа, при фотосинтезе и дыхательном метаболизме используют широкий спектр органических веществ, наиболее быстро растут в фотоорганотрофных условиях. Г+Ц в их ДНК составляет 64.5-69.5 мол.%.

В планктоне и перифитоне низовьев рек и после крупных населенных пунктов по мере увеличения численности ПНБ и гетероцистных ЦБ родов АпаЬаепа и АрЬатготепоп в летне-осенний период наблюдается рост активности фиксации N2 (за сутки 18-164 мг N в 1 м воды, 16-106 мг Мм" -в эпифитоне и 14—57 мг 1Ч/м2 — в эпилитоне). Поступление связанного азота в водотоки за счет биологической азотфиксации (в основном за счет ЦБ и ПНБ) в прибрежье р.Кама напротив БОС не превышает 10 г Ы/м" в год: 12% — в планктоне, 36% - в эпилитоне и 52% - в эпифитоне.

В аэрируемых прибрежных водах ДЕН не регистрировалась, но обнаруживалась в придонных слоях с наилком глубоководных станций (10-17 мкг >Т/(л • сут)). В обрастаниях макрофитов, несмотря на повышенную численность ПНБ и N6, потенциальная ДЕН отмечена лишь в местах обильного излива подземных вод или на загрязненных участках рек. Увеличение ПНБ и N5 в обрастаниях каменистых субстратов р.Камы напротив БОС в течение летне-осеннего периода сопровождалось значительным усилением интенсивности потенциальной ДЕН - от 25 до 227 мг >1/(м • сут). Всего, с июня по сентябрь 2005 года (122 сут.), потери соединений азота при биологической ДЕН составили 15 г 1\Г/м в год: 5% - в эпифитоне и 95% — в эпилитоне. Чрезвычайно высокая скорость ДЕН (до 1.9 мг 1Ч/(л • сут)) обнаружена в активных илах БОС г.Перми и коррелировала с массовым развитием,ПНБ. Тогда, как в проточной системе-городских БОС с постоянно высоким содержанием азота аммония и нитратов интенсивность АФ поддерживается на низком уровне (< 0.001 мг 1Ч/(л • сут)).

Таким образом, ПНБ в составе перифитонных сообществ играют важную роль в биологической ДЕН, и, совместно с ЦБ, в АФ. Потенциальные возможности сообществ ПНБ по восстановлению азота нитратов в более полной мере реализуются в воде и активном иле очистных сооружений, а также в обрастаниях каменистых субстратов в речных водах Пермского края, в природных и антропогенных водотоках Камского бассейна интенсивность и масштабы АФ и ДЕН планктонными и перифитонными сообществами ПНБ и ЦБ сопоставимы с таковыми в водных массах и донных отложениях загрязняемых участков продуктивных озер и водохранилищ [Тиэка, Огеш1ап(1, 1981; Кузнецов и др., 1985; Костяев, 2004].

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Галямина, Валентина Владимировна, Пермь

1. Алекин O.A. Общая гидрохимия. Л.: Гидрометеоиздат. 1948. 540 с.

2. Алимов А.Ф. Введение в продукционную гидробиологию. Л.: Гидрометеоиздат. 1989. 152 с.

3. Андреюк Е.И., Коптева Ж.Н., Занина В.В. Цианобактерии. Киев: Наук. Думка. 1990. 195 с.

4. Арискина Е. В., Вацурина А. В., Сузина Н. Е., Гавриш Е. Ю. Кобальт-и хромсодержащие включения в клетках бактерий // Микробиология. 2004. Т. 73. № 2. С. 199-203.

5. Асонов Н.Р. Микробиология: Учеб. пособие для студ. Вузов. М.: Колос. 2001. 352 с.

6. Банкин М.П., Банкина Т.А., Коробейникова Л.П. Физико-химические методы в агрохимии и биологии почв: Учеб. пособие. СПб.: Изд-во С-Петер. ун-та. 2005. 177 с.

7. Белевич И.О. Изучение механизмов адаптации пурпурных бактерий в ответ на действие природных оксидантов: Автореф. дис. .канд. биол. наук. Пермь. 2002. 24 с.

8. Беляева П.Г. Фитоперифитон предгорной реки Сылва (бассейн Камы) // Бот. журн. 2004. Т. 89. № 3. С. 101-115.

9. Беляева П. Г., Саралов А.И., Чикин С.М., Банникова О.М. Функциональная роль перифитона предгорной реки Сылва (бассейн р. Камы) // Биол. внутр. вод. 2007. № 3. С. 32-40.

10. Беркин Н.С. Байкаловедение: Учеб. пособие / Н. С. Беркин, А. А. Макаров, О. Т. Русинек. Иркутск: Изд-во Ирк. гос. ун-та. 2009. 291 с.

11. Биологические процессы во внутренних водоемах: Итоги науч. деят. Ин-та биологии внутренних вод АН СССР за 1976-1980 гг. / Под ред. A.B. Монакова. Рыбинск: Типография № 2. 1981. 44 с.

12. Болдарева E.H. Аэробные аноксигенные фототрофные бактерии щелочных местообитаний: Автореф. дис.канд. биол. наук. Москва. 2008. 27 с.

13. Борисенко И.М., Замана JI.B. Минеральные воды Бурятской АССР. Улан-Удэ: Бурятское книжное издательство. 1978. 163 с.

14. Булыгина Е.С., Кузнецов Б .Б., Марусина А.И. и др. Изучение нуклеотидных последовательностей ntfH генов у представителей метанотрофных бактерий // Микробиология. 2002. Т. 71. № 4. С. 500-508.

15. Бухарин О.В., Немцева Н.В. Микробиология биоценозов природных водоемов. Екатеринбург: УрО РАН. 2008. 156 с.

16. Бухаров A.A. Байкал в цифрах: Краткий справочник. Иркутск: Изд-во ИП «Макаров С.Е.». 2001. 72 с.

17. Вайсман Я.И., Ежиков И.Г. Живая вода Прикамья. Пермь: Перм. кн. изд-во. 1983. 140 с.

18. Вербина Н.М. Гидромикробиология с основами общей микробиологии. М.: Пищевая промышленность. 1980. 288 с.

19. Водные ресурсы и водное хозяйство • Урала. Коллектив авторов. Свердловск: Ср.-Уральск. кн. изд-во. 1977. 272 с.

20. Водные системы Баргузинской котловины / Б.Б. Намсараев, В.В. Хахинов, Е.Ж. Гармаев и др. // Улан-Удэ: Изд-во Бурят, гос. ун-та. 2007. 154 с.

21. Галазий Г.И. Байкал в вопросах и ответах. Иркутск: Вост-Сиб. кн. изд-во. 1987. 384 с.

22. Гаркин А.П. География России. М.: Большая Российская энциклопедия. 1998. 800 е.: ил, карт.

23. Гирева М.В. Роль фотооксидазной активности в восстановлении оксианионов. теллурита и селенита у пурпурных бактерий: Автореф. дис. канд. биол. наук. Пермь: Перм. гос. ун-т. 2005. 22 с.

24. Гоготов И.Н. Перспективы использования азотфиксирующих фототрофных бактерий в биотехнологии // Фототрофные микроорганизмы: Сб. науч. трудов. Пущино. 1988. С. 95-107.

25. Гоготов И.Н., Горленко В.М. Влияние условий культивирования на состав хинонов пурпурных бактерий и пресноводных эритробактерий // Микробиология. 1995. Т 64. № 6. С. 772-775,

26. Гончарова Н.В., Кириченко О.Г., Филатова JI.B. Особенности превращения фосфатов на хроматофорах Rhodobacter sphaeroides II Прикл. биохим. и микробиол. 2004. Т. 40. № 1. С. 66-69.

27. Горбунов М.Ю., Уманская М.В. Макро- и микроскопическое разнообразие прикрепленных микробных собществ серных озер Самарской области // Матер. Всерос. конф. «Водные и наземные экосистемы: проблемы и перспективы исследований». Вологда. 2008. С. 40-43.

28. Горленко В.М. История изучения биоразнообразия фотосинтезирующих бактерий // Микробиология. 2004. Т. 73. № 5. С. 633-643.

29. Горленко В.М. Аноксигенные фототрофные бактерии // Труды ИНМИ им. С.Н. Виноградского: Вып. 15 «Фотосинтезирующие микроорганизмы» / Отв. Ред. В.Ф. Гальченко. М.: МАКС Пресс. 2010. С. 133-174.

30. Горленко В.М., Бонч-Осмоловская Е.А., Компанцева Е.И., Старынин Д.А. Дифференциация сообществ микроорганизмов в связи с изменением физико-химических условий в источнике термофильном // Микробиология. 1987. Т. 56. № 2. С. 314-322.

31. Горленко В.М., Дубинина Г.А., Кузнецов С.И. Экология водных микроорганизмов. М.: Наука. 1977. 289 с.

32. Горленко В.М., Кеппен О.И., Пучков А.Н. Морфологическая дифференциация у несерных пурпурных бактерий // Микробиология. 1976. Т. 45. №5. С. 817-823.

33. Кокин К.А. Экология высших водных растений. М.: Изд-во МГУ. 1982. 157 с.

34. Комлев A.M., Черных Е.А. Реки Пермской области: Режим, ресурсы, прогнозы, проблемы. Пермь: Перм. кн. изд-во. 1984. 214 с.

35. Компанцева Е.И., Горленко В.М. Фототрофные сообщества в некоторых термальных источниках озера Байкал // Микробиология. 1988. Т. 57. № 5. С. 841-846.

36. Компанцева Е.И., Имхофф Й.Ф., Тиманн Б. и др. Сравнительное изучение жирнокислотного состава некоторых групп несерных пурпурных бактерий // Микробиология. 2007. Т. 76. № 5. С. 615-626.

37. Компанцева Е.И., Комова A.B., Краузова В.И. и др. Несерные пурпурные бактерии в слабо- и среднеминерализованных содовых озерах Южного Забайкалья- и Северо-Восточной Монголии // Микробиология. 2009. Т. 78. № 2. С. 281-288.

38. Компанцева Е.И., Пантелеева Е.Е., Лысенко A.M. и др. Таксономический анализ группы штаммов бактериофилл ¿-содержащих пурпурных бактерий рода Blastochloris II Микробиология. 1998. Т. 67. № 3. С. 391-398.

39. Компанцева Е.И., Сорокин Д.Ю., Горленко В.М., Намсараев Б.Б. Фототрофное сообщество соленого щелочного озера Хилганта (Юго-Восточное Забайкалье) // Микробиология. 2005. Т. 74. № 3. С. 410^119.

40. Комулайнен С.Ф. Структура и функционирование фитоперифитона в малых реках Восточной Фенноскандии: Дис. д-ра биол. наук. 2005. 257 с.

41. Кондратьева E.H. Систематическое положение и физиолого-биохимическое разнообразие фототрофных микроорганизмов // Сб. науч. трудов «Фототрофные микроорганизмы». Пущино. 1988. С. 3-10.

42. Кондратьева E.H., Максимова И.В., Самуилов В.Д. Фототрофные микроорганизмы: Учеб. пособие. М.: Изд-во МГУ. 1989. 376 с.

43. Черняковская Т.Ф., Николаева И.В., Гаврилова С.В Изучение микробных сообществ при повышенном увлажнении в условиях модельного эксперимента // Ярослав, пед. ун-та вестн. 2004. № 1—2. С. 38-39.

44. Шагжина А.П. Эколого-биохимическая характеристика микроорганизмов, участвующих в круговороте азота в щелочных гидротермах Прибайкалья: Дис. канд. биол. наук. Улан-Удэ. 2007. 133 с.

45. Экология микроорганизмов: Учеб. для студ. Вузов / А.И. Нетрусов, Е.А. Бонч-осмоловская, В.М. Горленко и др. / Под ред. А.И. Нетрусова. М.: Изд. центр «Академия». 2004. 272 с.

46. Юрков В.В., Горленко В.М. Новый вид пресноводных аэробных бактерий Erythrobacter sibiricus sp. nov., содержащих бактериохлорофилл а //Микробиология. 1990. Т. 59. № 1. С. 120-126.

47. Alef К., Jackson В., McEwan A.G., Ferguson S.J. The activities of two pathways of nitrate reduction in Rhodopseudomonas capsulata II Arch. Microbiol. 1985. Vol. 142. No. 4. P. 403^108.

48. Alef K., Kleiner D. Regulatory aspects of inorganic nitrogen metabolism in the Rhodospirillaceae II Arch. Microbiol. 1982. Vol. 133. No. 3. P. 239-241.

49. Bai H.-J., Zhang Z.-M., Guo Y., Yang G.-E. Biosynthesis of cadmium sulfide nanoparticles by photosynthetic bacteria Rhodopseudomonas palustris II Colloids and Surfaces B: Biointerfaces 70. 2009. Vol. 70. No. 1. P. 142-146.

50. Bartnikas T.B., Tosques I.E., Laratta W.P. et al. Characterization of the nitric oxide reductase-encoding region in Rhodobacter sphaeroides 2.4.3 // J. Bacteriol. 1997. Vol. 179. No. 11. P. 3534-3540.

51. Bergey's Manual of Systematic Bacteriology, 2nd edn // Vol. 2: The Proteobacteria (Part C) / D.J. Brenner; N.R. Krieg; J.R. Staley (Eds.). Ed-in-chief: G. Garrity. Springer. 2005. XXVIII. 1388 p.

52. Berne C., Allainmat B., Garcia D. Tributyl phosphate degradation by Rhodopseudomonas palustris and other photosynthetic bacteria // Biotechnol. Lett. 2005. Vol. 27. No. 8. P. 561-566.

53. Boldareva E.N., Moskalenko A.A., Makhneva Z.K. et al. Rubribacterium polymorphum gen. nov., sp. nov., a novel alkaliphilic nonsulfur purple bacterium from an Eastern Siberian Soda Lake // Microbiology. 2009. Vol. 78. No. 6. P. 732-740.

54. Boomer S.M., Katherine L., Noll K.L. et al. Formation of multilayered photosynthetic biofilms in an alkaline thermal spring in Yellowstone National Park, Wyoming // Appl. Environ. Microbiol. 2009. Vol. 75. No. 8. P. 2464-2475.

55. Borghese R., Borsetti F., Foladori P. et al. Effects of the metalloidOoxyanion tellurite (TeC>3 ") on growth characteristics of the phototrophic bacterium Rhodobacter capsulatus II Appl. Environ. Microbiol. 2004. Vol. 70. No. 11. P. 6595-6602.

56. Breitbarth E., Mills M. M., Friedrichs G., LaRoche J. The Bunsen gas solubility coefficient of ethylene as a function of temperature and salinity and its importance for nitrogen fixation assays // Limnol. Oceanogr.: Methods. 2004. Vol. 2. P. 282-288.

57. Cantera J.J.L., Kawasaki H., Seki T. The nitrogen-fixing gene (nifH) of Rhodopseudomonas palustris: a case of lateral gene transfer? // Microbiology. 2004. Vol. 150. No. 7. P. 2237-2246.

58. Castillo F., Cardenas J. Nitrate reduction by photosynthetic purple bacteria II Photosynt. Res. 1982. Vol. 3. No. 1. P. 3-18.

59. Castillo F.M., Dobao M.M., Reyes F. et al. Molecular and regulatory properties of the nitrate reducing systems of Rhodobacter II Curr. Microbiol. 1996. Vol. 33. No. 6. P. 341-346.

60. Costerton J.W. Overview of microbial biofilms // J. Industr. Microbiol. Biotechnol. 1995. Vol. 15. No. 3. P. 137-140.

61. Danilov R.F., Ekelund N.G.A. Effects of Cu2+, Ni2+, Pb2+, Zn2+ and pentachlorophenol on photosynthesis and motility in Chlamydomonas reinhardtii in short-term exposure experiments // BMC Ecology. 2001. 1:1.1186: P. 1472-6785.

62. Davey M., O'Toole G.A. Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics II Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2000. Vol. 64. No. 4. P. 847-867.

63. Dônmez G.Ç., Ozturk A. Biodégradation of homocyclic and heterocyclic aromatic compounds by Rhodopseudomonas palustris strains // Turkish J. Biol. 1999. Vol. 23. No. 4. P. 507-511.

64. Euzeby J.P., Kudo T. Corrigenda to the Validation Lists // Int. J. of Syst. Evol. Microbiol. 2001. Vol. 51. No. 5. P. 1933-1938.

65. Falcon L. I., Cerritos R., Eguiarte L. E., Souza V. Nitrogen fixation in microbial mat and stromatolite communities from Cuatro Cienegas, Mexico // Microb. Ecol. 2007. Vol. 54. No. 2. P. 363-373.

66. Ferguson S J., Jackson J.B., McEwan A.G. Anaerobic respiration in the Rhodospirillaceae: characterisation of pathways and evaluation of roles inredox balancing during photosynthesis // FEMS Microbiol. Rev. 1987. Vol. 46. No. 2. P. 117-143.

67. Finke L.R., Seeley, Jr.H.W. Nitrogen fixation (acetylene reduction) by epiphytes of freshwater macrophytes // Appl. Environ. Microbiol. 1978. Vol. 36. No.l.P. 129-138.

68. Fujimoto H., Wakabayashi M., Yamashiro H. et al. Whole-cell arsenite biosensor using photosynthetic bacterium Rhodovulum sulfidophilum II Appl. Microbiol. Biotechnol. 2006. Vol. 73. No. 2. P. 332-338.

69. Giotta L., Agostiano A., Italiano F. et al. Heavy metal ion influence on the photosynthetic growth of Rhodobacter sphaeroides II Chemosphere. 2006. Vol. 62. No. 9. P. 1490-1499.

70. Gu Z., Chen D., Han Y. et al. Optimization of carotenoids extraction from Rhodobacter sphaeroides II LWT-Food Sci. Technol. 2008. Vol. 41. No. 6. P: 1082-1088.

71. Halbleib C.M., Ludden P.W. Regulation of biological nitrogen fixation // J. Nutrition. 2000. Vol. 130. No. 5. P. 1081-1084.

72. Hallin S., Pell M. Acetylene inhibition for measuring denitrification rates in activates sludge II Wat. Sci. Technol. 1994. Vol. 30. No.6. P. 161-167.

73. Heising S., Schink B. Phototrophic oxidation of ferrous iron by a Rhodomicrobium vannielii strain // Microbiology. 1998. Vol. 144. No. 8. P. 2263-2269.

74. Hiraishi A. Transfer of the bacteriochlorophyll ¿-containing phototrophic bacteria Rhodopseudomonas viridis and Rhodopseudomonas sulfoviridis to the genus Blastochloris gen. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. Vol. 47. No. 1. P. 217-219.

75. Hiraishi A., Hoshino Y., Satoh T. Rhodoferax fermentans gen. nov., sp. nov., a phottrophic purple nonsulfur bacterium previously refered to as the "Rhodocyclus gelatinosus-like" group // Arch. Microbiol. 1991. Vol. 155. No. 4. P. 330-336.

76. Hiraishi A., Santos T.S., Sugiyama J., Komagata K. Rhodopseudomonas rutila is a later subjective synonym of Rhodopseudomonas palustris // Int. J. Syst. Bacteriol. 1992. Vol. 42. No.l. P. 186-188.

77. Hiraishi A., Ueda Y. Intrageneric Structure of the Genus Rhodobacter: transferof Rhodobacter suljidophilus and related marine species to the genus Rhodovulum gen. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1994. Vol. 44. No. 1. P. 15-23.

78. Hodoki Y. Bacteria biofilm encourages algal immigration onto substrata in lotic systems // Hydrobiologia. 2005. Vol. 539. No. 1. P. 27-34.

79. Hougardy A., Klemme J.-H. Nitrate reduction in a new strain of Rhodoferax fermentans II Arch. Microbiol. 1995. Vol. 164. No. 5. P. 358-362.

80. Imhoff J.F. True marine and halophilic anoxygenie phototrophic bacteria // Arch Microbiol. 2001. Vol. 176. No. 4. P. 243-254.

81. Imhoff J.F. Systematics of anoxygenic phototrophic bacteria / R. Hell et al. (Eds.) // Sulfur metabolism in phototrophic organisms. Springer. 2008. P. 269-287.

82. Imhoff J.F., Caumette P. Recommended standards for the description of new species of anoxygenic phototrophic bacteria // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. Vol: 54. No. 4. P. 1415-1421.

83. Imhoff J.F., Thiemann B. Influence of salt concentration and temperature on the fatty acid compositions of Ectothiorhodospira and other halophilic phototrophic purple bacteria // Arch. Microbiol. 1991. Vol. 156. No. 5. P. 370-375.

84. Inglett P.W., Reddy K.R., McCormick P.V. Periphyton chemistry and nitrogenase activity in a northern Everglades ecosystem // Biogeochemistry. 2004. Vol. 67. No. 2. P. 213-233.

85. Ishida C.K., Arnon S., Peterson C.G. et al. Influence of algal community structure on denitrification rates in periphyton cultivated on artificial substrata // Microb. Ecol. 2008. Vol. 56. No. 1. P. 140-152.

86. Ismail K.S.K., Najafpour G., Younesi H. et al. Biological hydrogen production from CO: bioreactor performance // Biochem. Engin. J. 2008. Vol. 39. No. 3. P. 468-477.

87. Jordan T.L., Staly J.T. Electron microscopic study of succession in the periphyton community of Lake Washington // Microbial. Ecology. 1976. Vol. 2. No. 4. P: 241-251.

88. Joshi, H.M., Tabita F.R. A global', two component signal transduction system that integrates the control of photosynthesis, carbon dioxide assimilation, and nitrogen fixation // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1996. Vol. 93. No. 25. P. 14515-14520.

89. Kantachote D., Torpee S., Umsakul K. The potential use of anoxygenic phototrophic bacteria for treating latex rubber sheet wastewater // Electron. J. Biotechnol., 2005. Vol 8. No 3. P. 314-323.

90. Katoh T. Nitrate reductase in photosynthetic bacterium Rhodospirillum rubrum adaptive formation of nitrate reductase // Plant. Cell. Physiol. 1963. Vol. 4. No. 2. P. 199-215.

91. Kern M., Koch H.G., Klemme J.H. EDTA activation H2 photoproduction by Rhodospirillum rubrurn II Appl. Microbiol. Biotechnol. 1992. Vol. 37. No. 4. P. 496 500.

92. Kessi J. Enzymic systems proposed to be involved in the dissimilatory reduction of selenite in the purple non-sulfur bacteria Rhodospirillum rubrum and Rhodobacter capsulatus II Microbiology. 2006. Vol. 152. No. 3. P. 731-743.

93. Kim K., Zhang-Y., Roberts G. P. Characterization of altered regulation variants of dinitrogenase reductase-activating glycohydrolase from Rhodospirillum rubrum IIFEBS Lett. 2004b. Vol. 559. No. 1. P. 84-88.

94. Klemme J-H. Occurrence of assimilatory nitrate reduction in phototrophic bacteria of the genera Rhodospirillum and Rhodopseudomonas II Microbiologica. 1979. Vol. 2. P. 415-420.

95. Klemme J-H., Chyla I., Preuss M. Dissimilatory nitrate reduction by strains of the facultative phototrophic bacterium Rhodopseudomonas palustris II FEMS Microbiol. Lett. 1980. Vol. 9. No. 2. P. 137-140.

96. Kowalewska G., Fulkowski L. Hoffmannand S., Szezepaniak L.S. Replacement of magnesium by copper (II) in the chlorophyll porphyrin ring of planctonic algae // Acta Physiol. Plant. 1987. Vol. 9. No. 2. P. 43-52.

97. Kuchta T., Rusell N.J. Glycinebetaine stimulates, but NaCl inhibits, fatty acid biosynthesis in the moderately halophilic eubacterium HX // Arch. Microbiol. 1994. Vol. 161. No. 3. P. 234-238.

98. Kulichevskaya I.S., Guzev V.S., Gorlenko V.M. et al. Rhodoblastus sphagnicola sp. nov., a novel acidophilic purple non-sulfur bacterium from Sphagnum peat bog // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2006. Vol. 56. No. 6. P.1397-1402.

99. Kumar A., Prasad R. Biofilms // JK Science. 2006. Vol. 8. No. 1. P. 14-17.

100. Kwiatkowski A.V., Laratta W.P., Toffanin A., Shapleigh J.P. Analysis of the role of the nnrR gene product in the response of Rhodobacter sphaeroides 2.4.1 to exogenous nitric oxide // J. Bacteriol. 1997. Vol. 179. No. 17. P. 5618-5620.

101. Lane, D. J. 16S/23S rRNA sequencing / E. Stackebrandt, M. Goodfellow (Eds.) // Nucl. Acid Techniq. Bacter. Syst. 1991. P. 115-175.

102. Lim S.-K., Kim S.J., Cha S.H. et al. Complete genome sequence of Rhodobacter sphaeroides KD 131 II J. Bacteriol. 2009. Vol. 191. No. 3. P. 1118-1119.

103. Liu G.-F., Zhou J.-T., Wang J. et al. Bacterial decolorization of azo dyes by Rhodopseudomonas palustris II World J. Microbiol. Biotechnol. 2006. Vol. 22. No. 10. P. 1069-1074.

104. Loveless T.M., Saah J.R., Bishop P.E. Isolation of nitrogen-fixing bacteria containing molybdenum-independent nitrogenases from Natural Environments // Appl. Environ. Microbiol. 1999. Vol. 65. No. 9. P. 4223-4226.

105. Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the folin phenol reagent // J. Biol. Chemistry. 1951. Vol. 193. No. l.P. 265-275.

106. Ludden P.W., Roberts G.R. Nitrogen fixation by photosynthetic bacteria // Photosynt. Res. 2002. Vol. 73. No. 1-3. P. 115-118.

107. Lyautey E., Jackson C.R., Cayrou J. et al. Bacterial community succession in natural river biofilm assemblages // Microbiol. Ecol. 2005. Vol. 50. No. 4. P. 589-601.

108. Mack E.E., Mandelco L., Woese C.R., Madigan M.T. Rhodospirillum sodomense, sp. nov., a Dead Sea Rhodospirillum species // Arch. Microbiol. 1993. Vol. 160. No. 5. P. 363-371.

109. Maeda I., Yamashiro H., Yoshioka D. et al. Colorimetric dimethyl sulfide sensor using Rhodovulum sulfidophilum cells based on intrinsic pigment conversion by CrtA // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2006. Vol. 70. No. 4. P. 397^402.

110. Madigan M. T. Anoxygenic phototrophic bacteria from extreme environments // Photosynt. Res. 2003. Vol. 76. No. 3. P. 157-171.

111. Madigan M., Cox S.S., Stegeman R.A. Nitrogen- fixation and nitrogenase activities in members of the family Rhodospirillaceae II J. Bacteriol. 1984. Vol. 157.No. LP. 73-78.

112. Madigan M.T., Jung D.O. An overview of purple bacteria: systematics, physiology, and habitats / C.N. Hunter, F. Daldal, M.C. Thurnauer, J.T. Beatty (Eds.) // The Purple phototrophic bacteria. Springer. Netherlands. 2008. P. 1-15.

113. Malofeeva I.V., Bogorov L.V., Gogotov I.N. Utilization of nitrates by purple bacteria // Mikrobiologiya. 1974. Vol. 43. No. 6. P. 967-972.

114. Marmur J., Doty P. Determination of the base composition of desoxyribonucleic acid from its thermal denaturation temperature // J. Mol. Biol. 1962. Vol. 5. No. 1. P. 109-118.

115. Masepohl B., Drepper T., Paschen A. et al. Regulation of nitrogen fixation in the phototrophic purple bacterium Rhodobacter capsidatus // J. Mol. Microbiol. Biotechnol. 2002. Vol. 4. No. 3. P.243-248.

116. McCormick P.A., Stevenson R.J. Periphyton as a tool for ecological assessment and management in the Florida Everglades // J. Phycol. 1998. Vol. 34. No. 5. P. 726-733.

117. McEwan A.G., Greenfield A J. Wetzstein H.G. et. al. Nitrous oxide reduction by members of the family Rhodospirillaceae and the nitrous oxide reductase of Rhodopseudomonas capsulate II J. Bacteriol. 1985. Vol. 164. No. 2. P. 823-830.

118. McEwan A.G., Jackson J.B., Ferguson S J. Rationalization of properties of nitrate reductases in Rhodopseudomonas capsulate II Arch. Microbiol. 1984. Vol. 137. No. 4. P. 344-349.

119. Michalski W.P., Nicholas D.J.D. The Adaptation: of Rhodopseudomonas sphaeroides f. sp. denitrificans for growth under denitrifying conditions // J. Gen. Microbiol. 1984. Vol. 130. No. 1. P. 155-165.

120. Miller D.N., Bryant J.E.,. Madsen E.L., Ghiorse W.C. Evaluation and optimization of DNA extraction and purification procedures for soil and sediment samples // Appl. Environ. Microbiol. 1999. Vol. 65. No. 11. P. 4715^1724.

121. Moreno-Vivian C., Cabello P., Martinez-Luque M. et al. Prokaryotic nitrate reduction: molecular properties and functional distinction among bacterial nitrate reductases // J. Bacteriol. 1999. Vol. 181. No. 21. P. 6573-6584.

122. Najafpour G., Ismail K.S.K., Younesi H. et al. Hydrogen as clean fuel via continuous fermentation by anaerobic photosynthetic bacteria, Rhodospirillum rubrum II African J. Biotechnol. 2004. Vol. 3. No. 10. P. 503-507.

123. Neu T.R. Significance of bacterial surface-active compounds in interaction of bacteria with interfaces // Microbiol. Rev. 1996. Vol. 60. No. 1. P. 151-166.

124. Odum E.P. The Strategy of ecosystem development // Science. 1969. Vol. 164. No. 3877. P. 262-270.

125. O'gara J.P:,, Gomelsky M., Kaplan.S. Identification-and molecular genetic analysis of multiple loci contributing to high-level tellurite resistance in Rhodobacter sphaeroides 2.4.1 // Appl: Environ: Microbiol. 1997. Vol. 63. No. 12. P: 471-3-4720.

126. Okabe S., Satoh H.,.Watanabe Y. In situ analysis of nitrifying biofilms as determined' by in situ hybridization and the use of microelectrodes II Appl. Environ. Microbiol. 1999. Vol. .65. No. 7. P. 3182-3191.

127. Okamura K., Hisada T., Kanbe T., Hiraishi A. Rhodovastum atsumiense gen. nov., sp. nov., a phototrophic alphaproteobacterium isolated from paddy soil // J. Gen. Appl. Microbiol. 2009. Vol. 55. No. 1. P. 43-50.

128. Okubo Y., Futamata H., Hiraishi A. Distribution and capacity for utilization of lower fatty acids of phototrophic purple nonsulfur bacteria in

129. Wastewater environments // Microb. Environ. 2005. Vol. 20. No. 3. P.135-143.

130. Okubo Y., Futamata H., Hiraishi A. Characterization of phototrophic purple nonsulfur bacteria forming colored microbial mats in a Swine Wastewater Ditch // Appl. Environ. Microbiol. 2006. Vol. 72. No. 9. P.6225-6233.

131. Orcutt F.S., Seevers M.H. A method for, determining the solubility of gases in pure liquids or solutions using the Van Slyke-Neill manometric apparatus // J. Biol. Chem. 1937. Vol. 117. No. 2. P. 501-507.

132. Oremland R.S., Capone D.G. Use of "Specific" inhibitors in biogeochemistry and microbial ecology // Adv. Microbial^ Ecoll 1988. V. 10. P. 285-383.

133. Paerl H. W., Pinckney J.L. A Mini-review of microbial consortia: their roles in aquatic production and biogeochemical cycling // Microb. Ecol. 1996. Vol. 31. No. 3. P. 225-247.

134. Pappas C.T., Sram J., Moskvin O.V. et al. Construction and validation of the Rhodobacter sphaeroides 2.4.1 DNA microarray: transcriptome flexibility at diverse growth modes //J. Bacteriol. 2004. Vol. 186. No. 14. P. 4748-4758.

135. Pemberton J.Mi, Home I.M., McEwan A.G. Regulation of photosynthetic gene expression in purple bacteria // Microbiology. 1998. Vol. 144. No: 2. P. 267-278.

136. Pinckney J.L., Paerl H.W. Anoxygenic photosynthesis and; nitrogen fixation by a microbial mat community in a Bahamian Hypersaline Lagoon // Appl. Environ. Microbiol. 1997. Vol. 63. No. 2. P. 420-426: ;

137. Pino- C., Olmo-Mira F., Martinez-Luque M. et al: The assimilatory nitrate reduction system of the ^hototvophic bzLCteYmm Rhodobacter capsulatus E1F1 // Biochem. Soc. Trans. 2006. Vol. 34 (Pt 1). P. 127-129.

138. Ponsano E.H;G;, Pinto? M:F., Neto M.G;, Lacava PIM. Rhodocyclus gelatinosus biomass for egg yolk, pigmentations // J. Appl. Poult. Res. 2004: Vol. 13. No. 3. P. 421^425. .

139. Raymond J., Siefert J;L., Staples C.R., Blankenship R.E. The Natural history of nitrogen fixation // MoL Biol. Evol. 2004. Vol. 21. No. 3. P. 541-554.,

140. Rey F.E., Heiniger E.K., Harwood C.S. Redirection of metabolism for biological hydrogen production //AppL Environ. Microbiol. 2007. Vol. 73. No. 5. P. 1665 1671.

141. Richardson D.J., Berks B.C., Russell D.A. et al. Functional, biochemical and genetic diversity of prokaryotic nitrate reductases // Cell. Mol. Life Sci. 2001. Vol. 58. No. 2. P.165-178.

142. Richardson D.J., King G.F., Kelly D.J. et al. The role of auxiliary oxidants in maintaining redox balance during phototrophic growth of Rhodobacter capsulatus on propionate or butirate // Arch. Microbiol. 1988. Vol. 150. No. 2. P. 131-137.

143. Rodionov D.A., Dubchak I.L., Arkin A.P. et al. Dissimilatory metabolism of nitrogen oxides in bacteria: comparative reconstruction of transcriptional networks // PLoS Comput. Biol. 2005. 1(5): e55.

144. Roeselers G., van Loosdrecht M.C.M., Muyzer G. Phototrophic biofilms and their potential applications // J. Appl. Phycol. 2007. Vol. 20. No. 3. P.227-35.

145. Rubio L.M., Ludden P.W. Maturation of nitrogenase: a biochemical puzzle // J. Bacteriol. 2005. Vol. 187. No. 2. P. 405-414.

146. Rybakova I.V., Bel'kova N.L., Lapteva N.A., Sukhanova E. V. Adapting molecular-genetic methods for studying the taxonomic diversity of microbial communities associated with macrophytes // Inland' Water Biology. 2009. Vol. 2. No. l.P. 96-103.

147. Sabaty M., Avazeri C., Pignol D., Vermeglio A. Characterization of the reduction of selenate and tellurite by nitrate reductases // Appl. Environ. Microbiol. 2001. Vol. 67. No.ll. P. 5122-5126.

148. Sameshima-Saito R., Chiba K., Minamisawa K. New method of denitrification analysis of Bradyrhizobium field isolates by gas chromatographic determination of 15N-labeled N2 //Appl. Environ. Microbiol. 2004. Vol. 70. No. 5. P. 2886-2891.

149. Sandmann G., Boger P. Copper-mediated lipid peroxidation processes in photosynthetic membranes // Plant Physiol. 1980. Vol. 66. No. 5. P. 797-800.

150. Satoh T. Light-activated, -inhibited and -independent denitrification by a denitrifying phototrophic bacterium // Arch. Microbiol. 1977. Vol. 115. No. 3. P. 293-298.

151. Satoh T., Hoshino Y., Kitamura N. Rhodopseudomonas sphaeroides forma sp. denitrificans, a denitrifying strain as a subspecies of Rhodopseudomonas sphaeroides II Arch. Micribiol. 1976. Vol. 108. No. 3. P. 265-269.

152. Scheuring S., Reiss-Husson F., Engel A. et al. High-resolution AFM topographs of Rubrivivax gelatinosus light-harvesting complex LH2 // EMBO J. 2001. Vol. 20. No. 12. P. 3029-3035.

153. Schmidt K., Bowien B. Notes on the description of Rhodopseudomonas blastica II Arch. Microbiol. 1983. Vol. 136. No. 3. P. 242.

154. Schneider K., Muller A., Schramm U., Klipp W. Demonstration of a molybdenum- and vanadium-independent nitrogenase in a nifHDK deletion mutant of Rhodobacter capsulatus II Eur. J. Biochem. 1991. Vol. 195. No: 3. P. 653-661.

155. Seitzinger S.P., Garber J.H. Nitrogen fixation and 15N2 calibration of the acetylene redction assay in-coastal marine sediments // Mar. Ecol. Prog. Ser. 1987. Vol. 37. P: 65-73.

156. Shapleigh J.P. Dissimilatory and assimilatory nitrate reduction in the purple photosynthetic bacteria / C.N. Hunter, F. Daldal, M.C. Thurnauer, J.T. Beatty (Eds.) // The Purple Phototrophic Bacteria. Springer. 2009. P. 623-642.

157. Shoreit A.A.M., Abd-Alla M.H., Shabeb M.S.A. Acetylene reduction by Rhodospirillaceae from the Aswan High Dam Lake // World J. Microbiol. Biotechnol. 1992. Vol. 8. No. 2. P. 151-154.

158. Siefert E., Irgens R.L., Pfennig N. Phototrophic purple and green bacteria in a sewage treatment plant //Appl. Environ. Microbiol. 1978. Vol. 35. No.l. P. 38-44.

159. Siefert E., Pfennig N. Diazotrophic growth of Rhodopseudomonas acidophila and Rhodopseudomonas capsulata under microaerobic conditions in the dark// Arch. Microbiol. 1980. Vol. 125. No. 1. P. 73-77.

160. Sinha S.N., Banerjee R.D. Ecological role of thiosulfate and sulfide utilizing purple nonsulfur bacteria of a riverine ecosystem // FEMS Microbiol. Ecol. 1997. Vol. 24. No. 3. P. 211-220.

161. Smith S.V. Phosphorus versus nitrogen limitation in the marine environment // Limnol. Oceanogr. 1984. Vol. 29. No. 6. P. 1149-1160.

162. Smith S.M., Lee K.D. Responses of periphyton to artificial nutrient enrichment in freshwater kettle ponds of Care Cod National Seashore // Hydrobiologia. 2006. Vol. 571. No. 1. P. 201-211.

163. Sohier D., Berthier F., Reitz J. Safety assessment of dairy microorganisms: bacterial taxonomy // Int. J. Food Microbil. 2008. Vol: 126. No. 3. P. 267-270.

164. Stackebrandt E., Goebel B.M. Taxonomic note: A place for DNA-DNA reassociation and 16s rRNA sequence analysis in the present species definition in bacteriology // Int. J. Syst. Bacteriol. 1994. Vol. 44. No. 4". P. 846-849.

165. Steppe T.F., Olson J.B., Paerl II.W. et al. Gonsortial'N2 fixation: a strategy for meeting nitrogen requirements of marine and terrestrial cyanobacterial mats //FEMS Microbiol. Ecol. 1996. Vol. 21. No. 3. P. 149-156.

166. Stewart W.D., Fitzgerald G.P., Burris R.H. In situ,studies on N2 fixation using the'acetylene reduction technique // Proc. Natl. Acad>. Sci. USA. 1967. Vol. 58. No. 5. P. 2071-2078.

167. Strnad H., Lapidus A., Paces J. et al. Complete genome sequence of the photosynthetic purple nonsulfur bacterium Rhodobacter capsulatus SB 1003 // J. Bacteriol. 2010. Vol. 192. No. 13. P. 3545-3546.

168. Sunita M., Mitra C.K. Photoproduction of hydrogen by photosynthetic bacteria from sewage and waste water // J. Biosci. 1993. Vol. 18. No. 1. P. 155-160.

169. Szlauer-Lukaszewska A. Succession of periphyton developing on artificial substrate immersed in polysaprobic Wastewater Reservoir // Polish J. Environ. Stud. 2007. Vol. 16. No. 5. P. 753-762.

170. Tan J.W., Thong K.L., Arumugam N.D. et al. Development of a PCR assay for the detection of nifH and nifD genes in indigenous photosynthetic bacteria // Int. J. Hydrogen Ener. 2009. Vol. 34. No. 17. P. 7538-7541.

171. Tang X., Gao G., Qin B. et al. Characterization of bacterial communities associated with organic aggregates in a large, shallow, eutrophic freshwater Lake (Lake Taihu, China) // Microbial Ecol. 2009.Vol. 58. No. 2. P. 307-322.

172. Thompson J.D., Gibson T.J., Plewniak F., Hanmougin F., Higgins D.G. The ClustalX windows interface: flexible strategies for multiple sequence aligment aided by quality analysis tools // Nucleic Acids Research. 1997. Vol. 25. No. 24. P. 4876-4882.

173. Tindall B.J. Rhodocista centenaria vs Rhodospirillum centenum: a reply to Gest and. Favinger // Int. J. Syst. Evol. Microbiol: 2001. Vol. 51. No. 2. P. 711-713.

174. Tichi M.A., Tabita F.R. Maintenance and control of redox poise in Rhodobacter capsulatus strains deficient in the Calvin-Benson-Bassham pathway // Arch. Microbiol. 2000. Vol. 174. No. 5. P. 322-333.

175. Tosques I.E., Kwiatkowski A.V., Shi J., Shapleigh J.P. Characterization and regulation of the gene encoding nitrite reductase in Rhodobacter sphaeroides 2.4.3. // J. Bacteriol. 1997. Vol. 179. No. 4. P. 1090-1095.

176. Triska F.J., Oremland R.S. Denitrification associated with periphyton communities // Appl. Environ. Microbiol. 1981. V. 42. No. 4. P. 745-748.

177. Validation List no. 127: List of new names and new combinations previously effectively, but not validly, published // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009. Vol. 59. No. 5. P. 923-925.

178. Van Fleet-Stalder V., Chasteen T.G., Pickering I.J. et al. Fate of selenate and selenite metabolized by Rhodobacter sphaeroides II Appl. Environ. Microbiol. 2000. Vol. 66. No. 11. P. 4849^-853.

179. Van de Peer Y., De Wachter R. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment // Comput. Applic. Biosci. 1994. Vol. 10. No. 5. P. 569-570.

180. Watnick P., Kolter R. Biofilm, City of Microbes // J. Bacterid., 2000. Vol. 182. No. 10. P. 2675-2679.

181. Wetzel R.G. Limnology, 2nd ed. Philadelphia. Saunders College Publishing. 1983. 858 p.

182. Wilde K.L., Stauber J.L., Markich S J. et al. The Effect of pH on the uptake and toxicity of copper and zinc in a tropical freshwater alga {Chlorella sp.) // Arch. Environ; Contam. Toxicol. 2006. Vol. 51. No.2. P. 174-185.

183. Willows R.D., Kriegel A.M. Biosynthesis of bacteriochlorophylls in purple bacteria / C.N. Hunter, F. Daldal, M.C. Thurnauer, J.T. Beatty (Eds) // The Purple Phototrophic Bacteria. Springer. 2008. Vol. 28. Pt 2. P. 57-79.

184. Yakunin A.F., Hallenbeck P.C. Short-Term regulation of nitrogenase activity by NH4+ in Rhodobacter capsulatus: multiple in vivo nitrogenase responses to NH/ addition // J. Bacteriol. 1998. Vol. 180. No. 23. P. 6392-6395.

185. Yeliseev A.A., Kaplan S. Anaerobic carotenoid biosynthesis in Rhodobacter sphaeroides 2.4.1: H2O is a source of oxygen for the 1-methoxy group of spheroidene but not for the 2-oxo group of spheroidenone // FEBS Lett. 1997. Vol. 403. No. 1. P. 10-14.

186. Yoshida K., Yoshioka D., Inoue K. et al. Evaluation of colors in green mutants isolated from purple bacteria as a host for colorimetric whole-cell biosensors //Appl. Microbiol. Biotechnol. 2007. Vol. 76. No. 5. P. 1043-1050.

187. Yoshinari T., Knowles R. Acetylene inhibition of nitrous oxide reduction by denitrifying bacteria // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1976. Vol. 69. No. 3. P. 705-710.

188. Zehr J.P., Ward B.B. Nitrogen cycling in the ocean6 new perspectives on processes and paradigms // Appl. Environ. Microbiol. 2002. Vol. 68. No. 3. P. 1015-1024.

189. Zumpf W.G. Cell biology and molecular basis of denitrification // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1997. Vol. 61. P. 533-616.

Информация о работе

Галямина, Валентина Владимировна
кандидата биологических наук
Пермь, 2011
ВАК 03.02.03

Диссертация

Распространение пурпурных несерных бактерий в перифитоне водотоков разного генезиса, их роль в азотфиксации и денитрификации - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Распространение пурпурных несерных бактерий в перифитоне водотоков разного генезиса, их роль в азотфиксации и денитрификации - тема автореферата по биологии, скачайте бесплатно автореферат диссертации

Похожие работы