Особенности ядерных и митохондриальных геномов у аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий

Трубачеева, Наталия Викторовна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Особенности ядерных и митохондриальных геномов у аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий
ВАК РФ 03.00.15, Генетика

Автореферат диссертации по теме "Особенности ядерных и митохондриальных геномов у аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий"

□□30645БЭ

На правах рукописи

ТРУБАЧЕЕВА НАТАЛИЯ ВИКТОРОВНА

ОСОБЕННОСТИ ЯДЕРНЫХ II МИТОХОНДРИАЛЬНЫХ ГЕНОМОВ У АЛЛОПЛАЗМАТИЧЕСКИХ ЭУПЛОИДНЫХ И АНЕУПЛОИДНЫХ ЛИНИЙ (Ноп/ешп таттит виЬ^р. "т$опсапит)-ТгШсит аеМпит

Генетика - 03.00.15.

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

2 3&ВГ 2007

Новосибирск 2007

003064569

Работа выполнена в лаборатории хромосомной инженерии злаков Института цитологии и генетики СО РАН, г. Новосибирск, Россия

Научный руководитель:

доктор биологических наук, профессор Першина Лидия Александровна Институт цитологии и генетики СО РАН г. Новосибирск

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук Дорогина Ольга Викторовна Центральный ботанический сад СО РАН г. Новосибирск

кандидат биологических наук Будашкина Екатерина Борисовна Институт цитологии и генетики СО РАН г. Новосибирск

Ведущее учреждение:

Томский государственный университет г. Томск

Защита диссертации состоится 7 г. на утреннем заседании

диссертационного совета по защите диссертаций на соискание ученой степени доктора наук (Д-003.011.01) в Институте цитологии и генетики СО РАН в конференц-зале Института по адресу: 630090, г. Новосибирск-90, проспект академика Лаврентьева, 10. т/ф: (383)333-12-78, с.тзП: dissov@bionet.nsc.ru

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института цитологии и генетики СО РАН.

Автореферат разослан " Ш07г.

Ученый секретарь диссертационного совета доктор биологических наук

А.Д. Груздев

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Отдаленная гибридизация является фактором, играющим важную роль в видообразовании покрытосеменных растений (Вавилов, 1960; Soltis et al., 2000; Kellog, 2003). Экспериментальное получение отдаленных гибридов позволяет моделировать процессы видообразования (Riesenberg et al., 1997; 2003; Feldman et al., 1997), оценивать степень филогенетического родства между отдельными видами (Burow et al., 2001), выявлять особенности ядерно-цитоплазматических взаимодействий (Маап, 1991; 1992а; Asakura et al., 2000), проводить хромосомную локализацию и картирование генов (Hsam et al., 2000).

Кроме того, отдаленная гибридизация лежит в основе комплекса методов хромосомной инженерии, направленных на увеличение генетического разнообразия культурных растений, включая мягкую пшеницу Т. aestivum L. (Sears, 1972; Цицин, 1979; Friebe et al., 1996). С целью интрогрессии в геном мягкой пшеницы новых генов, контролирующих хозяйственно-ценные признаки, ее скрещивают как с видами рода Triticum L. (Friebe et al., 1996; Лайкова и др., 2004а; Ь), так и с видами других родов трибы Triticeae (Иванов, 2006), включая род Hordeum L. (Fedak, 1992; Islam, 2002). Так, на основе ячменно-пшеничных амфиплоидов, полученных с участием дикорастущего ячменя Н. chilense Roem. et Schultz., создана новая зерновая культура Tritordeum Ascherson et Graebner (Alvarez et al., 1992). Скрещивания мягкой пшеницы с культурным ячменем Я. vulgare L. привели к получению пшенично-ячменных дополненных (Islam, Shepherd, 1990), замещенных (Islam et a!., 1992b), алло-плазматических рекомбинантных линий (Першина и др., 1995; 1999), используемых в генетических исследованиях. Среди других видов Hordeum интерес представляют подвиды дикорастущего ячменя Н. marinum Hudson, характеризующиеся устойчивостью к абиотическим стрессам (Кобылянский, 1967; Bothmer et al., 1991) и способностью давать при скрещивании с пшеницей гибриды, восстанавливающие фертильность при колхицинировании и бек-кроссировании (Pershina et al., 1988; 1998; Islam, 2002; Пендинен и др., 2003),

Установлено, что отдаленные скрещивания приводят к реорганизации родительских ядерных геномов (Liu et al., 1998; Ozkan et al., 2001; Shaked et al., 2001) и нарушениям ядерно-цитоплазматических взаимодействий (Asakura et al., 2000), оказывая влияние на жизнеспособность и фертильность растений. Признано, что широко проводимые исследования процессов реорганизации ядерных геномов при формообразовании на основе отдаленной гибридизации растений, в том числе злаков, не затрагивают проблем изменчивости цито-плазматических геномов и ядерно-цитоплазматических взаимодействий (Chen, Ni, 2006).

ние чужеродных по отношению друг к другу ядерных и цитоплазматических геномов различных видов (Палилова, 1986, Tsunewaki et al., 1996).

Цель и задачи исследования Цель работы — изучение с использованием комплекса молекулярно-генетических методов особенностей ядерных и мито-хондриальных геномов аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий, полученных на основе ячменно-пшеничных гибридов Hordeum marinum subsp. gussoneanum (Pari.) Thell. (2n = 28) (=H. geniculatum All.) x Triticum aes-tivum L. (2n = 42).

Задачи работы

1. Охарактеризовать с применением RAPD-анализа ядерные геномы аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий (Н. marinum subsp. gussoneanumyT. aestivum разного происхождения.

2. Провести геномную in situ гибридизацию (GISH) для выявления хромосом дикорастущего ячменя и их фрагментов в геноме аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий (Н. marinum subsp. gussoneanumyT. aestivum.

3. Определить хромосомный состав аллоплазматических замещенных и анеуплоидных линий с использованием микросателлитных (SSR) маркеров мягкой пшеницы.

4. Провести сравнительный анализ ряда последовательностей митохонд-риальной ДНК (мтДНК) с использованием методов ПЦР- и RFLP-анализа у аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий (Я. marinum subsp. gussoneanum)-T. aestivum с разным проявлением фер-тильности.

Научная новизна работы

Впервые на основе выполненного молекулярно-генетического анализа получены данные об особенностях реорганизации ядерных и митохондриальных геномов в процессе формирования аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий мягкой пшеницы с использованием ячменно-пшеничных гибридов Н. marinum subsp. gussoneanum (2n = 28) x Т. aestivum (2n = 42). Показано, что формирование аллоплазматических линий (Н. marinum subsp. gussoneanumyT. aestivum сопровождается встраиванием в геном мягкой пшеницы фрагментов генома дикорастущего ячменя. Впервые показано, что хромосомы ячменя Н. marinum subsp. gussoneanum обладают способностью компенсировать отсутствие хромосом мягкой пшеницы в геноме аллоплазматических замещенных линий. Формирование таких линий происходит преимущественно с замещением хромосом мягкой пшеницы 7D на гомеологичные хромосомы дикорастущего ячменя, а образование аллоплазматических дополненных линий связано с участием телоцентрических хромосом ячменя. Получены новые данные о взаимосвязи между присутствием последовательностей мтДНК определенного родительского типа, наличием хромосом ячменя в ядерном геноме аллоплазматических линий и проявлением фертильности растений. Наличие у аллоплазматических линий (Н. marinum subsp. gussoneanum)-T. aestivum последовательностей мтДНК определенного роди-

тельского типа является маркером степени ядерно-цитоплазматической совместимости, проявляющейся в виде разного уровня фертильности растений.

Положепнп, выносимые на защиту.

1. Формирование самофертильных аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий, полученных с использованием ячменно-пшеничных гибридов Н. marinum subsp. gussoneanum (2n = 28) x Т. aes-tivurn (2n = 42) сопровождается встраиванием хромосом дикорастущего ячменя в геном мягкой пшеницы.

2. Основной вариант образования аллоплазматических замещенных линий у самоопыленных потомков беккроссных поколений ячменно-пшеничных гибридов Н. marinum subsp. gussoneanum (2n = 28) x Т. aes-tivum (2n = 42) связан с замещением хромосом мягкой пшеницы 7D на гомеологичные хромосомы дикорастущего ячменя.

3. У аллоплазматических линий (Н. marinum subsp. gussoneanum)-T. aesti-vum присутствие определенного типа последовательностей мтДНК ассоциировано с проявлением фертильности растений и наличием хромосом ячменя в ядерном геноме.

Научно-ппактнческая значимость работы

В результате проведенного исследования получены новые данные, демонстрирующие возможность получения самофертильных замещенных и дополненных линий мягкой пшеницы с использованием ячменно-пшеничных гибридов Н. marinum subsp. gussoneanum (2n = 28) x Т. aestivum (2n = 42). Выявленные аллоплазматические замещенные линии мягкой пшеницы могут быть использованы в исследованиях по изучению влияния хромосомы дикорастущего ячменя 7Н"""" на проявление признаков и хромосомную локализацию генов. Обнаруженный высокий уровень полиморфизма между RAPD-спектрами дикорастущего ячменя и мягкой пшеницы позволяет рекомендовать RAPD-анализ для изучения геномов потомков ячменно-пшеничных гибридов. Показано, что последовательности, выделенные из мтДНК мягкой пшеницы, могут эффективно использоваться для дифференциации митохондриальных геномов пшеницы и дикорастущего ячменя у гибридных растений.

Структура и объем диссертации Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, изложения результатов, обсуждения, заключения, выводов, списка литературы и приложения. Материал диссертации изложен на 154 страницах печатного текста, включая 14 таблиц и 12 рисунков. Список цитируемой литературы содержит 408 работ.

Публикации. По результатам исследования опубликовано 15 работ, в том числе 5 статей в рецензируемых изданиях.

Апробация работы Результаты работы были представлены на Пой конференции EWAC, Новосибирск, 2000; Международной конференции "Genetic Collection, Isogenic and Alloplasmic Lines, Новосибирск, 2001; Международной конференции по отдаленной гибридизации, Москва, 15-17 декабря 2003; II конференции МОГиС, Москва, 2003; III съезде ВОГиС, Москва, 2004; V Международном совещании и Школы молодых ученых по кариологии, кариоси-

стематике и молекулярной систематике растений, Санкт-Петербург, 2005; Отчетной конференции «Динамика генофондов растений, животных и человека», Москва, 2005; Всероссийской научной конференции "Структура и экспрессия митохондриального генома растений", Иркутск, 2006 и обсуждались на отчетных сессиях ИЦиГ СО РАН (2001, 2004).

Благодарность Работа выполнена при поддержке Российского фонда фундаментальных исследований: проекты MAC (№ 02-04-06745, 02-04-48416), проект РФФИ № 05-04-48600, программа Президиума РАН "Геном растений", Комплексного интеграционного проекта СО РАН, программы Президиума РАН "Биоразнообразие и динамика генофондов", грант Фонда Министерства Сельского и Лесного Хозяйства Германии. Автор выражает благодарность д.б.н. Е.А. Салиной за предоставленную возможность проведения молекуляр-но-генетических экспериментов и консультации при обсуждении результатов, д-р М. Родер за возможность выполнения SSR-анализа в лаборатории картирования генов и геномов растений (IPK, Гатерслебен, Германия).

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Изучены аллоплазматические эуплоидные и анеуплоидные линии с разным проявлением фертильности, сформированные на основе отдельных растений самоопыленных потомков беккроссных поколений ВС1-ВС4 ячменно-пшеничных гибридов Н. marinum subsp. gussoneanum (Pari.) Thell. (2n=28) (=#. geniculatum All.) (2n=28) x T. aestivum (Пиротрикс 28) (2n=42), BCr растения амфиплоида и самоопыленного потомка цитогенетически нестабильного амфигатоида (Pershina et al., 1998; Першина и др., 2004; 2006). Ам-фиплоиды получены в результате удвоения числа хромосом при колхицини-ровании ячменно-пшеничных гибридов. Кроме того, изучены потомки растений, выделенных от одного из растений ВС4рз-поколения, обозначенного как растение 218. В процессе работы на основе растения 218(1) создана линия Л-36, а на основе растения 218(3) - линия Л-35. В возвратных скрещиваниях с ячменно-пшеничными гибридами и амфиплоидом использовали мягкую пшеницу. В таблице 1 представлены данные о происхождении изученных линий и растений. По признакам фертильности линии и потомки растений группы 218 представлены следующими вариантами: стабильно самофертильные - Л-26, Л-27, Л-28, Л-29, Л-31, Л-35, Л-36, Л-38, Л-49, 218(1), 218(2), 218(3); с пониженной фертильностью - Л-503, 218(7), 218(9), 219(12), 218(14); с практически полной стерильностью в последующих самоопыленных поколениях -Л-32, 218(11). В качестве контроля брали родительские генотипы - ячмень Я. marinum subsp. gussoneanum (H.mar) и сорта мягкой пшеницы Пиротрикс 28 и Новосибирская 67.

ДНК растений выделяли по методике с применением протеиназы К (Дрей-пер и др., 1991). Использованы следующие методы молекулярно-цитогенетического анализа: геномная in situ гибридизация (GISH) - гибридизация препаратов митотических хромосом с флуоресцентно-меченой тотальной ДНК (Leitch et al. 1994); молекулярно-генетического анализа: RAPD

(Random Amplified Polymorphic DNA) - метод, основанный на получении специфического набора фрагментов ДНК различной длины (RAPD-спекгра) при использовании ПЦР с одиночным праймером с произвольной последовательностью нуклеотидов (Williams et al., 1990); SSR-анализ (Simple Sequence Repeat) - ПЦР-анализ микросателлитных локусов, картированных на хромосомах мягкой пшеницы (Röder et al., 1998); RFLP-анализ (Restriction Fragment Length Polymorphism) - Саузерн блот-гибридизация с использованием в качестве зондов клонированных последовательностей мтДНК (Tsukamoto et al, 1990); ПЦР -анализ со специфическими праймерами к участку, фланкирующему 5'-конец 18S/5S рекомбинационного повтора мтДНК злаков (Coulthart et al., 1993).

Таблица 1. Происхождение использованных в работе образцов аллоплазматических.линий (Я. marinum subsp. gussoneanum)-T. aestivum.

Номера линий

Происхождение линий

Число хромосом у изученных образцов

JI-28 Л-29 Л-49 Л-31 Л-26 Л-27 Л-32 Л-35 Л-36 Л-38 Л-503

BCiFi 0:[(mar хП)хП]Р10 BC,Fi0:[(mßr хП)хП]Рю BC2F9j и-[(таг хП)хП^Р9)|, BC2F8:[(mar хП)хПхН]Р8 BC3F¿[{таг хП)хПхН2]Р8 BC3F8:[(wcr xII)xnxH2]F8 BC3F¿.[{mar хП)хПхН2]Р8 BC4F7:[(mar x П)хПхН31Р7 BC4Ff.[{mar хП)хПхН*]Р7 BCiF8>9:[(mar хП)АмхП]Р8,9 [{mar хП)АМ]Р5

2n = 42 2n = 42 2n = 42 2n = 42 2n = 40 + 4t 2n = 40 + 4t 2n = 40 + 2t 2n = 42 2n = 42 2n = 42 + 2t 2n = 54

Номера растений

Происхождение растений

Число хромосом у изученных образцов

218(1) 218(2) 218(3) 218(7) 218(9) 218(11) 218(12) 218(14)

BC4F5: [{таг хП)хПхН']Р5 BC4Fs: [{таг хП)хПхН3]Р5 BC4F5: [{таг хП)хПхН3]Р5 BC4F5: [{таг хП)хПхН3]Р5 BC4F5: [{таг хП)хПхН3]Р5 BC4F5: [{таг хП)хПхН3]Р5 BC4F5: [{таг хП)хПхН3]Р5 BC4F5: [{таг хП)хПхН3]Р5

2п = 42 2п = 42 2п = 42 2п = 42 2п = 42 2п = 42 2п = 42 2п = 42

Обозначения: таг - дикорастущий ячмень Н. тагтит эиЬэр. £т$опеапит, П - сорт мягкой пшеницы Пиротрикс 28, Н - сорт мягкой пшеницы Новосибирская 67, Ам - амфиплоид.

В качестве зонда для геномной in situ гибридизации использовалась тотальная ДНК ячменя (Н.таг), меченая биотином. Для RAPD-анализа применены 115 случайных праймеров длиной 10-11 п.н. с GC-составом от 36% до 72%. С целью подтверждения данных RAPD-анализа о ячменном происхождении отдельных RAPD-фрагментов у аллоплазматических линий были проведены эксперименты по кросс-гибридизации. Для этого RAPD-продукт ячменя (Н.таг) с определенным праймером радиоактивно метился и использовался в качестве зонда для гибридизации с RAPD-спектром аллоплазматических линий, полученным при помощи того же праймера (Трубачеева и др., 2003). SSR-анализ с применением 90 SSR-маркеров, картированных на хромосомах мягкой пшеницы, проводили по методике, описанной в работе (Plaschke et al., 1995). RFLP-анализ последовательностей мтДНК проводился с зондами, гомологичными участкам трех генов митохондриального генома мягкой пшеницы. Для ПЦР-анализа 18S/5S рекомбинационного повтора злаков использовалась пара специфичных праймеров. Условия RFLP- и ПЦР анализа мтДНК приведены в работе (Трубачеева и др., 2005).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ RAPD-анализ аллоплазматических эуплоидных и апеупломдных линий (H.marinum subsp. gussoneanum)-T.aestivum

RAPD-анализ был проведен с целью предварительного скрининга образцов аллоплазматических линий для выявления наличия в их геномах генетического материала ячменя. Изучены аллоплазматические линии, соответствующие самоопыленным потомкам разных беккроссных поколений (Л-29, Л-26, Л-27, Л-36, Л-38) и линия Л-503, являющаяся самоопыленным потомком ячменно-пшеничного амфиплоида.

На начальном этапе проведен сравнительный анализ RAPD-спектров мягкой пшеницы и дикорастущего ячменя (Н.таг). Оказалось, что при использовании практически всех праймеров RAPD-спектры дикорастущего ячменя (Н.таг) отличались от RAPD-спектров сортов мягкой пшеницы. Таким образом, высокий уровень полиморфизма между ПЦР-спектрами дикорастущего ячменя и мягкой пшеницы позволяет использовать RAPD-метод для выявления фрагментов генома ячменя во вновь сформированном геноме аллоплазматических линий мягкой пшеницы, полученных на основе ячменно-пшеничных гибридов.

Обнаружено, что RAPD-спектры линий Л-29, Л-26, Л-27, Л-36 и Л-38, полученные с применением большинства праймеров, практически идентичны RAPD-спектрам родительских сортов пшеницы. Вместе с тем в RAPD-спекграх изученных аллоплазматических линий в ряде случаев были обнаружены изменения по сравнению со спектрами родительских видов, такие как исчезновение фрагментов, специфичных для мягкой пшеницы, и появление новых фрагментов, не свойственных ни мягкой пшенице, ни дикорастущему ячменю. Этот результат свидетельствует о том, что процесс формирования аллоплазматических линий включает в себя реорганизацию геномов родительских видов. Интенсивные преобразования ядерных геномов на ранних

этапах формообразования при отдаленных скрещиваниях и пол и плоидиз а ции описаны во многих работах (Fe Id man e1 si., 1997; Liu et a},, 1998; Ozkan et a!., 2001; ShakeU eial.,2001).

Другие отличия в RAPD-спектрах алло плазм этических линий от родительских генотипов пшеницы связаны с присутствием фрагментов амплификации генома ячменя (Я.таг). Спектры амплификации !9 праймеров (17% от числа использованных) содержали фрагменты амплификации генома ячменя у линии Л-29; 7 (6%) - у линии Я-26: 8 (7%) - у линии Л-27; одного (0,9%) - у линии Л-Зб. Пять праймеров амшгифйцировали фрагменты генома ячменя одинаковой длины у линий Л-29. Л-26 и Л-27. Поскольку RAPD-фрагменты одинаковой длины могут амплифицироваться из негомологичных последовательностей, то для подтверждения ячменного происхождения фрагментов в спектрах гибридных линий была проведена серия экспериментов по кросс-гибридизации. Выполненные эксперименты показали, что во всех случаях, когда при электрофорезе в агарозном геле в спектре аллоплазмэтической линии присутствовал фрагмент, соответствующий по длине фрагменту ячменя (Н.таг), этот же фратент наблюдался в tибридизационном профиле как ячменя (Я. таг), так и алло плазм этической линии (рис, 1).

Рис. 1. RAPD-спектр, полученный с использованием праймера R506 (сверху) и результат кросс-гибридизации с этим RAPD-спектром H.marinum subsp. gussoneamtm (внизу). Стрелками обозначены фрагменты ячменя, выявляемые у аллоплазматических линий, цифрами - длина этих фрагментов в пн.

1 - Н. marinum subsp. gussonettnum 2- Т. aestivum сорт Пиротрикс 28

3 - линия Л-26

4 - линия Л-27

5 - линия Л-36

6 - линия Л-29

Таким образом, проведенное исследование аллоплазматических линий с помощью ИАРО-анализа показало, что их геномы преимущественно пшеничного типа, но имеют ряд особенностей, проявляющихся в виде отличий я КАРО-спектрах ог родительских сортов пшеницы. Кроме того, в геномах этих линий обнаружено присутствие фрагментов амплификации генома ячменя. Наибольшее количество фрагментов генома ячменя наблюдали у линии Л-29,

выделенной среди самоопыленных потомков BCi-поколения. У линий JI-26 и JI-27, принадлежащих к ВСзР8-поколению, и особенно у линии JI-36 (BC4F7), количество обнаруженных фрагментов генома ячменя значительно меньше. Телоцентрическл дополненная линия JI-38 также содержит фрагменты генома дикорастущего ячменя (Н.таг).

Для выявления присутствия фрагментов генома ячменя в геноме линии Л-503 были использованы 25 праймеров, для которых была показана эффективность в выявлении генетического материала дикорастущего ячменя в геномах аллоплазматических линий Л-29, Л-26, Л-27 и Л-36, сформированных на основе беккроссных потомков ячменных-пшеничных гибридов. В данной части работы было обнаружено, что 7 из 25 праймеров амплифицируют фрагменты генома ячменя у линии Л-503. Таким образом, применение RARD-анализа подтвердило присутствие фрагментов генома ячменя в геноме этой линии. Однако, тот факт, что не все взятые в анализ праймеры обнаруживали наличие генетического материала ячменя у линии Л-503, указывает на то, что процессы формирования ядерных геномов в результате беккроссирования яч-менно-пшеничных гибридов и самоопыления амфиплоида проходили различными путями.

Геномная in situ гибридизация аллоплазматических эуплопдных и ансуплоидпых линий (Н. marinum subsp. gussoneanum)-T. aestivum

Проведенный RAPD-анализ позволил установить наличие генетического материала ячменя (Н.таг) в геномах аллоплазматических линий мягкой пшеницы, однако этот метод не дает возможности определить,характер шггрог-рессии генома ячменя. Для решения этой задачи был применен метод геномной гибридизации in situ с применением тотальной ДНК ячменя в качестве зонда. Объектами исследования были аллоплазматические линии Л-26, Л-27, Л-28, Л-29, Л-32, Л-38, Л-31, Л-35, Л-36, Л-49 и растения, выращенные из зерновок, завязавшихся у растений 218(1), 218(2), 218(3), 218(11), 218(12).

Установлено, что 42-хромосомные линии Л-28 и Л-29, выделенные от разных растений ВС^-поколения ячменно-пшеничных гибридов и отличающиеся друг от друга по проявлению фенотипических признаков, содержат в ка-риотипе неодинаковое число хромосом дикорастущего ячменя. Так, у алло-плазматической линии Л-28 обнаружено замещение трех пар хромосом пшеницы на три пары хромосом дикорастущего ячменя, геномная формула -2n = 36w + 6b (w - wheat, b - barley) (рис. 2). При параллельном изучении этой линии с помощью С-окрашивания Е.Д. Бадаевой тип замещений был идентифицирован как lH^lB), 5Hmar(5D), 7Hmar(7D) (Трубачеева, Бадаева и др., 2007).

У другой аллоплазматической линии Л-29, соответствующей BC1F10-поколению, произошло замещение одной пары хромосом пшеницы на одну пару хромосом ячменя (2n = 40w + 2b) (табл. 3).

Замещение одной пары хромосом мягкой пшеницы на пару хромосом дикорастущего ячменя выявлено и у генотипов, выделенных от растений самоопыленных потомств более поздних беккроссов - ВС2 и ВС4. При этом среди

шести изученных растений линии J1-49, принадлежащих к В С1F9-поколению, пять, выращенные из нормально выполненных зерновок, имели замещение по одной паре хромосом (2n = 40w + 2b), а у одного растения, выращенного из щуплой зерновки, обнаружено отсутствие только одной хромосомы мягкой пшеницы, замещенной хромосомой дикорастущего ячменя (2п = 41 w + lb). Дальнейший отбор растений, выращенных из выполненных зерновок привел к цитогенстической стабильности линии JI-49, образны которой, соответствующие BCjFn-поколению, были включены в дальнейшую работу.

Рнс. 2. Результаты GISH-анализа алло плазматической пшенично-ячменной замещенной линии Л-28 (ВС 1 Fio-поколение) 2п = 42 = 36w + 6b (w — wheat, b - barley). Белым цветом окрашены хромосомы ячменя Н. marinum subsp. gussoneanum.

У линии Л-31, принадлежащей BCjFs-поколению, с использованием GISH-анализа выявлены только хромосомы мягкой пшеницы (2а = 42w). Такой же fia6op хромосом обнаружен и у потомков 42-хромосомных растений 218(1) и 218(2), относящихся к ВС4Р;-поколению. На основе растения 218(1) создана линия Л-36, у изученных образцов которой в ВС4F7-поколении сохранился кариотип, соответствующий 2п — 42W.

Что касается потомков растений 218(3), 218(11), 218(12) из BC4F;-поколения, то по данным GISH-анализа они имели геномную формулу (2п = 40w + 2Ь) (рис. 3). Растение 218(3) послужило источником ;щя создания линии Л-35, при изучении которой в ВC4F7-поколении также обнаружено замещение одной пары хромосом пшеницы на одну пару хромосом ячменя (2n = 40w + 2b).

GISH-аналнз выявил, что у Л-32 пара хромосом мягкой пшеницы замещена на пару тел о центрических хромосом ячменя (2п = 40 + 2Ь), У образцов алло-плазмэтических анеуплоидных линий Л-26 и Л-27 две из четырех телоцентри-ческих хромосом принадлежат ячменю (Н.таг), а две - мяг кой пшенице, что соответствует геномной формуле (2п = 40w + 2tw + 2tb).

Рис. 3. Результаты СЛ8Н-анализа растения 218(3) (ВС4Р4-поколепие) 2п = 42 = 40№ + 2Ь. Белым цвел ом окрашены хромосомы ячменя Н. тагтит виЬяр, дуязопеапит.

Среди образцов телоцентрически дополненной линии Л-38 выявлены как растения, у которых в кариотипе содержится пара дополненных телоцентри-ческих хромосом дикорастущего ячменя (2п = 42 + 2Ш), так и растения, у которых кариотип несет только одну дополненную телоцентрическую хромосому Н. таг ¡пит БиЬэр. ^тьотапит (2п=42+ИЬ).

Таблица 3. Обобщенные результаты геномной гибридизации in situ

Номера | Принадлежность | Число | Геномная

линии линий хромосом формула

к поколениям по результатам

ОТБН

Л-28 ВС^ю 2п = 42 2п = 36w + 6Ь

Л-29 ВС^ю 2п = 42 2п = 40\у + 2Ь

Л-31 вел 2п = 42 2п = 42w

Л-49 ВС2Р9 2п = 42 2п = 41\у + 1Ь

2п = 42 2п = 40\у + 2Ь

Л-26 ВС3Р8 2п = 40 + 41 2п = 40\у + 2Пу + 2Л

Л-27 ВС3Р8 2п = 40 + 41 2п = 40w + 2tw + 2\Ь

Л-32 ВСзР8 2п = 40 + 21 2п = 40w + 2Л

Л-35 ВС4Р7 2п = 42 2п = 40w + 2Ъ

Л-Зб ВС4Р7 2п = 42 2п = 42\у

Л-38 вел 2п = 42 +1 2п = 42\у+ 1Л

2п = 42 + 2\ 2п = 42w + 2 Л

Номера Принадлежность Число Геномная

растении растении хромосом формула

к поколениям по результатам

ИБН

218(1) ВС4Р5 2п = 42 2п = 42w

218(2) вел 2п = 42 2п = 42w

218(3) ВСЛ 2п = 42 2п = 40w + 2Ь

218(11) ВС4Р5 2п = 42 2п = 40\у + 2Ь

218(12) ВС4Р5 2п = 42 2п = 40\у + 2Ь

ввЯ-анализ аллоплазматических замещенных (2п = 40ту + 2Ь) и анеуплоидных (2п = 40\у + 21\у + 2И>) линий с применением микросателлитных маркеров пшеницы

С целью идентификации хромосомного состава аллоплазматических линий был использован 8811-анализ, основанный на применении микросателлитных маркеров, локализованных на определенных хромосомах мягкой пшеницы. По наличию или отсутствию фрагментов амплификации соответствующей длины, характерной для определенных маркеров, можно сделать вывод о присутствии в геноме изучаемых аллоплазматических линий тех хромосом мягкой пшеницы (или ее сегментов), на которых картированы данные маркеры. Задача данного раздела работы - с помощью анализа микросателлитов выявить,

какие хромосомы мягкой пшеницы замещены хромосомами дикорастущего ячменя.

В эту часть работы были включены линии JI-29, JI-49, JI-26, Jl-27, JI-32, JI-38 и потомство растений группы 218, которые были изучены с помощью геномной гибридизации in situ (табл. 3), а также потомки растений 218(7), 218(9), 218(14), которые ранее не изучали.

Для SSR-анализа были использованы 90 микросателлитных маркеров пшеницы (Xgwm). Количество маркеров на хромосому варьировало от 3 до 8, при этом использовались маркеры, локализованные как на коротком, так и на длинном плечах каждой хромосомы мягкой пшеницы. Изучение характера амплификации SSR-маркеров в геномах мягкой пшеницы и ячменя (Я. таг) позволило выявить достаточно высокий уровень полиморфизма микросателлитных локусов как между сортами пшеницы Пиротрикс 28 и Новосибирская 67, так и между этими сортами пшеницы и дикорастущим ячменем Я. marinum subsp. gussoneanum. Данное обстоятельство позволяет использовать SSR-маркеры мягкой пшеницы для анализа геномов аллоплазматических линий - потомков ячменно-пшеничных гибридов.

Изучение аллоплазматических эуплоидных линий Л-29 и Л-49, в создании которых в качестве отцовского родителя использован только сорт мягкой пшеницы Пиротрикс 28, привело к выявлению в их геномах присутствия фрагментов амплификации, характерных для этого сорта пшеницы. Анализ распределения микросателлитных маркеров в геномах аллоплазматических анеуплоидных линий Л-26 и Л-27 показал, что практически все хромосомы содержат одновременно маркеры обоих сортов мягкой пшеницы - Пиротрикс 28 и Новосибирская 67, использованных при создании этих линий. В геномах растений 218(3), 218(7), 218(9), 218(11), 218(12) и 218(14) большинство SSR-маркеров амплифицировали фрагменты, специфичные для сорта Новосибирская 67, используемого в трех из четырех возвратных скрещиваний с ячменно-пшеничными гибридами, и только хромосомы 5В и 7В содержали маркеры сорта мягкой пшеницы Пиротрикс 28. Таким образом, у аллоплазматических линий формируется ядерный геном, рекомбинантный по различным сортам мягкой пшеницы, введенным в беккроссирование.

В результате SSR-анализа в геномах аллоплазматических эуплоидных (2п=42) линий Л-29, Л-49, потомков растений 218(3), 218(7), 218(9), 218(11), 218(12), 218(14) и линии Л-32 была обнаружена амплификация SSR-маркеров пшеницы (Xgwm) всех хромосом, за исключением маркеров, локализованных на хромосоме 7D. На основании этих данных можно сделать вывод о присутствии в кариотипах этих линий всех хромосом мягкой пшеницы, кроме хромосомы 7D. Отсутствующая пара хромосом 7D в кариотипе самофертильных эуплоидов должна быть замещена на гомеологичную пару хромосом седьмой группы ячменя Я. marinum subsp. gussoneanum (7Hmi")- У слабофертильной аллоплазматической линии Л-32 с числом хромосом 2п = 40 + 2t отсутствующая пара хромосом 7D, возможно, замещена парой телоцентриков, образовавшихся от хромосомы дикорастущего ячменя 7Н"""'.

У аллоплазматических анеуплоидных линий JI-26 и Л-27 (2п = 42 + 4t) не выявлено продуктов амплификации маркеров короткого плеча хромосомы мягкой пшеницы 7D, но наблюдалась амплификация маркеров длинного плеча этой хромосомы. Такой результат указывает на пшеничное происхождение некоторых из четырех телоцентрических хромосом у этих линий. Ранее проведенное исследование этих линий с помощью GISH-анализа свидетельствует о присутствии в их геномах двух телоцентрических хромосом пшеницы и двух телоцентрических хромосом ячменя (Н.таг). Следовательно, пара телоцентрических хромосом пшеницы у линий Л-26 и Л-27 соответствует длинному плечу хромосомы 7D.

При проведении SSR-анализа аллоплазматической телоцентрически дополненной линии Л-38 (2п = 42 + 2t) наблюдалась амплификация микроса-теллитных маркеров всех хромосом мягкой пшеницы T. aestivum. Это согласуется с данными геномной гибридизации in situ, показавшей, что линия Л-38 содержит все хромосомы мягкой пшеницы, а телоцентрические хромосомы в ее кариотипе принадлежат дикорастущему ячменю.

На основании полученных данных о геномном составе аллоплазматических линий мягкой пшеницы, несущих цитоплазму ячменя H. marinum subsp. gussoneanum, можно заключить, что ядерный геном мягкой пшеницы и цитоплазма этого вида дикорастущего ячменя проявляют совместимость в процессе формирования самофертильных линий, а хромосомы ячменя способны компенсировать отсутствующие гомеологичные хромосомы пшеницы у замещенных линий.

Изучение митохондриальных геномов аллоплазматических линий (//. marinum subsp. gussotteanum)-T. aestivum RFLP-анализ локусов мт ДНК

Для определения типа родительских митохондриальных последовательностей у аллоплазматических линий был использован RFLP-анализ, в качестве зондов для которого брали клонированные последовательности участков трех локусов мтДНК пшеницы - nad3-orfl56, atpA-atp9, atp6-rpsl3 (Wang et al., 2000; Tsukamoto et al., 2000). Соответствие клонированных вставок исходным последовательностям митохондриального генома было проверено секвениро-ванием. Саузерн-блот гибридизация была проведена путем обработки тотальной ДНК тремя эндонуклеазами рестрикции с последующей гибридизацией каждого отдельного рестрикционного спектра с тремя митохондриальными зондами. Сравнение спектров блот-гибридизации выявило высокий уровень полиморфизма между дикорастущим ячменем и мягкой пшеницей, что позволяет считать данный метод подходящим для определения типов митохондриальных геномов у беккроссных потомков ячменно-пшеничных гибридов.

По результатам проведенного RFLP-анализа изученные аллоплазматиче-ские линии можно разделить на две группы. Одну из них образуют аллоплаз-матические линии - замещенная Л-29 и дополненные Л-26 и Л-27. Во всех проанализированных комбинациях эндонуклеаза рестрикции/зонд в гибриди-зационных спектрах этих линий присутствовали фрагменты митохондриаль-

нога генома ячменя (H.mar), использованного в качестве материнского генотипа при создании ячменно-пшеничных гибридов Fj. Вместе с тем у этих трех линий при использовании зонда nad3-orfl56 во всех случаях были выявлены фрагменты блот-гибридизации обоих родительских видов - и дикорастущего ячменя, и мягкой пшеницы одновременно. Такая же картина наблюдалась при использования зонда atp6-rps!3 в сочетании с рестриктазой Hindlll (рис. 4).

Вторую группу составляют линии Л-31 и Л-36, в кариотипах которых хромосом ячменя не обнаружено. Во всех случаях у них было обнаружено присутствие митохондриальных фрагментов блот-гибридизации только сортов мягкой пшеницы, соответственно Пиротрикс 28 и Новосибирская 67, участвующих в создании этих линий (рис. 4).

Таким образом, RFLP-анализ оказался подходящим для изучения типов митохондриальных локусов у аллоплазматических линий мягкой пшеницы. В дальнейшем исследование было расширено за счет введения в работу новых линий и применения метода ПЦР-анализа 18S/5S рекомбинационного повтора мтДНК.

1 2 3 4 5 6 7 8

1000 700

Рис. 4. Спектр блот-гибридизации с митохондриальным зондом atp6-rpsl3, полученный при обработке тотальной ДНК эндонуклеазой рестрикции Hind III

1-Я. marinum subsp. gussoneanum, 2 - Пиротрикс 28, 3 - Новосибирская 67, 4 - Л-29, 5 - Л-31, 5 - Л-26, 7 - Л-27, 8 - Л-36. Слева указана длина фрагментов в пн.

ПЦР-анализ 18S/5Sрекомбинационного повтора мтДНК

С целью определения родительского типа митохондриальных последовательностей у аллоплазматических линий мягкой пшеницы была использована пара специфических ПЦР-праймеров к участку, фланкирующему 5' конец 18S/5S рекомбинационного повтора мтДНК злаков, для которого, как показано в литературе, характерна высокая вариабельность в семействе Graminaceae (Coulthart et al., 1993). Предварительный сравнительный ПЦР-анализ ячменя (Я. mar) и мягкой пшеницы показал, что длины полученных фрагментов амплификации у этих видов отличаются на 50 п.н (рис. 5). Таким образом, различия, выявляемые у родительских видов при ПЦР участка 18S/5S локуса, дали возможность проанализировать присутствие того или иного типа данной последовательности у аллоплазматических линий (Я. marinum subsp. gussoneanum)-T. aestivum.

При амплификации района 18S/5S мтДНК у аллоплазматических линий были обнаружены следующие закономерности. Так, у образцов линии Л-32 и

потомков растения 218(11), у которых ф еноти пичс с кое проявление ялерно-цитопл<яматического конфликта выражено в виде стерильности растений, в ПЦР-спектрах присутствовали только фрагменты амплификации ячменя. В ГЩР-спектрах самофертильных образцов линий и потомков растений, в ка-риотипах которых были выявлены хромосомы дикорастущего ячменя, содержатся одновременно фрагменты как ячменя {Н, таг), так и мягкой пшеницы. К таким линиям относятся Л-29, Л-49, Л-26, Л-27, Л-35, Л-38, Л-503 н котомки растений 218(3), 218(7), 218(9), 218(12), 218(14). В ПЦР-спектрах стабильно самофертильных эуплоидных линий Л-31 и Л-36 и потомков растений 218(1) и 218(2), не имеющих хромосом ячменя в ядерном геноме, наблюдались только фрагменты амплификации пшеницы. Следует заметить, что у линий Л-31 и Л-36, при проведении КР1Р-анализа также были обнаружены фрагменты блот-гибридизации мтДНК только пшеничного типа.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17

тш т ^тт Шщшчт;т Щ тт 0 в

Рис. 5. ПЦР - спектр, полученный при амплификации 5' конца

188/58 ре комбинационно го повтора мптохонлр калькой ДНК, Обозначения: 1 - ячмень Н. таппит зиЬзр. ^мхопеапит, 2 пшеница Т. ае$Н\>ит сорт Пиротршс 28, Ъ - Т аезШит сорт Новосибирская 67, 4 - Л-29, 5 - Л-31, 7 - Л-26, 8-Л-27, 9-Л-36, 10-218(1), 11 -218(2),

12-218(3), 13-218(7), 14-218(9), 15-218(11), 16 2!8(12), 17-218(14).

Слева указана длина фрагментов в пи.

Таким образом, сопоставление результатов изучения ядерных и митохонд-риальных геномов алзгоплазматических линий позволило выявить взаимосвязь между присутствием последовательностей мтДНК определенного родительского т ипа, наличием хромосом ячменя в ядерном геноме и проявлением фер-тальности растений. Наблюдаемое отклонение от ожидаемого присутствия у изученных линий митохондриальных л оку со в только материнского (ячменного) типа может быть следствием либо проникновения отцовских (пшеничных) митохондрий при скрещивании дикорастущего ячменя с мягкой пшеницей, либо дифференциальной амплификации последовательностей отцовского типа, изначально содержащихся в материнском митохондриальиом геноме. Эти возможности обсуждаются в литературе, посвященной изучению митохондриальных геномов у потомков Отдаленных гибридов злаков (ЗоПтап 1987; Найоп й а)„ 2002; Акзуопо\'а е! а!., 2005; Синявская и др., 2005),

ВЫИОДЫ

1. Впервые с применением ЯДР О-анализа охарактеризованы ядерные геномы алло плазматических эуплоидных и анеуплоидных линий (Н. таптоп

subsp. gussoneanum)-T. aestivum и показано, что их формирование в результате самоопыления беккроссных потомков ячменно-пшеничных гибридов сопровождается встраиванием в геном мягкой пшеницы фрагментов генома дикорастущего ячменя.

2. На основашш данных GISH-анализа установлено, что образование ал-лоплазматических анеуплоидных линий (Я. marinum subsp. gussoneanum)-Т. aestivum происходит с участием телоцентрических хромосом дикорастущего ячменя и мягкой пшеницы. Образование аллоплазматических эуплоидных линий мягкой пшеницы связано как с замещением трех или одной пары хромосом пшеницы на хромосомы дикорастущего ячменя, так и с полной элиминацией хромосом ячменя из гибридного генома.

3. Результаты SSR-анализа позволили установить, что формирование аллоплазматических замещенных линий обусловлено преимущественным замещением пары хромосом мягкой пшеницы 7D на гомеологичные хромосомы дикорастущего ячменя Я. marinum subsp. gussoneanum. У анеуплоидных линий показана принадлежность телоцентрических хромосом мягкой пшеницы длинному плечу хромосомы 7D.

4. Установлено, что определенный тип последовательностей мтДНК у аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий (Я. marinum subsp. gussoneanum)-T. aestivum ассоциирует с проявлением фертильности растений и наличием хромосом ячменя в ядерном геноме:

• стабильно самофертильные аллоплазматические эуплоидные линии, не содержащие хромосом ячменя, по всем изученным локусам мтДНК имеют последовательности отцовского типа;

• самофертильные аллоплазматические замещенные и дополненные линии характеризуются гетероплазмией (одновременным присутствием последовательностей ячменного и пшеничного типов) по митохондриальному локусу 18S/5S;

• стерильные растения аллоплазматических замещенных линий содержат последовательности митохондриального локуса 18S/5S ячменного типа.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Bildanova L.L., Troubacheeva N.V.. Salina Е.А., Pershina L.A. 2001. Molecular changes in the genome of backcrossed progenies of barley-wheat hybrids. EWAC Newsl. N 11. P. 92-94.

2. Бильданова Л.Л., Трубачеева H.B., Песцова Е.Г., Щербань А.Б. 2001. Молекулярный анализ ретротранспозон-зависимых изменений в геномах ячменно-пшеничных гибридов. Конкурс молодых ученых СО РАН 1997-1998 гг. Биологические науки. Сборник трудов. Институт цитологии и генетики СО РАН. С.7-10.

3. Pershina L.A., Numerova О.М., Belova L.I., Devyatkina E.P., Bildanova L.L., Troubacheeva N.V., Salina E.A. 2001. Alloplasmic lines of wheat T. aestivum L. with cytoplasm of barley Я. vulgare L. In: Genetic Collection, Isogenic and Al-

loplasmic Lines. Proc. Intern. Conf. July 30-August 3, 2001.- Novosibirsk. P. 98100.

4. Трубачеева H.B.. Бильданова Л.JI. 2001. Характеристика генома аллоплаз-матических линий пшеницы с использованием RAPD - метода. Тезисы международной конференции молодых ученых «Современные проблемы генетики, биотехнологии и селекции растений», 2-7 июля 2001 г., Институт растениеводства им. ВЛ.Юрьева Украинской Академии аграрных наук, Харьков. С.18-19.

5. Pershina L.A., Numerova О.М., Salina Е.А., Bildanova L.L., Troubacheeva N.V., Shumny V.K. 2001. The study of barley-rye, barley-wheat hybrids and production different genotypes of alloplasmic lines of wheat using barley-wheat hybrids. Book of abstracts of 4th International Triticeae Symposium, Cordoba, Spain. P. 122.

6. Трубачеева H.B., Салина E.A., Нумерова O.M., Першина Л.А. 2003. Изучение характера интрогрессии генетического материала ячменя в геноме алло-плазматических линий пшеницы Н. geniculatum AWJT. aestivum L. с помощью RAPD-анализа. Генетика. Т.39. №6. С.791-795.

7. Трубачеева Н.В.. Салина Е.А., Нумерова О.М., Першина Л.А. 2001. Изучение преобразования геномов в ряду поколений аллоплазматических линий пшеницы Н. geniculatum All. х Т. aestivum L. с помощью RAPD-анализа. Материалы 2-й конференции МОГиС "Актуальные проблемы генетики", 20-21 февраля 2003 г., ИОГен РАН, Москва. С. 74.

8. Трубачеева Н.В.. Салина Е.А., Нумерова О.М., Першина Л.А. 2003. Моле-кулярно-генетический анализ геномов потомков ячменно-пшеничных гибридов Н. geniculatum All.(2n=28) х Т. aestivum L. (2п=42) при формировании аллоплазматических линий пшеницы. Международная конференция по отдаленной гибридизации, 15-17 декабря 2003 г., Москва. С.292.

9. Трубачеева Н.В.. Нумерова О.М., Салина Е.А. 2004. Характеристика ядерного и митохондриального геномов беккроссных потомков ячменно-пшеничных гибридов Н. geniculatum А11.(2п=28)/Г. aestivum L. (2п=42). Материалы III съезда ВОГиС Генетика в XXI веке: современное состояние и перспективы развития, 6-12 июня 2004 года, Москва. T.I. С.292.

10. Трубачеева Н.В., Салина Е.А., Першина Л.А. 2005. Изучение митохондри-альных геномов аллоплазматических рекомбинантных линий пшеницы, полученных на основе ячменно-пшеничных гибридов Н. geniculatum All. (=#. marinum subsp. gussoneanum) (2n=28) x T. aestivum L. (2n=42), при ис-пользованиии RFLP- и ПЦР-анализа. Генетика. Т.41. №3. С. 1-6.

11. Першина Л.А., Адонина И.Г., Арбузова B.C., Белова Л.И., Бильданова Л.Л., Будашкина Е.Б., Девяткина Э.П., Добровольская О.Б., Ефремова Т.Т., Калинина Н.П., Кравцова Л.А., Лайкова Л.И., Леонова И.Н., Раковцева Т.С., Салина Е.А., Силкова О.Г., Трубачеева Н.В.. Хлесткина Е.К., Щапова А.И., Щербань А.Б., Шумный В.К. 2005. Использование молекулярно-генетических подходов и методов хромосомной инженерии для изучения и увеличения генетического разнообразия мягкой пшеницы. Отчетная конференция «Динами-

ка генофондов растений, животных и человека». Москва, РАН, Программа фундаментальных исследований. С. 83-86.

12. Трубачеева Н.В.. Алешина И.Г., Салина Е.А., Першина Л.А. 2005. Молеку-лярно-генетический и GISH-анализ геномов аллоплазматических рекомби-нантных линий мягкой пшеницы [Я. geniculatum All. (=Я. marinum subsp. gussoneanum) (2n=28)-T. aestivum L. (2n=42)]. Тезисы докладов и стендовых сообщений V Международного совещания и Школы молодых ученых по кариологии, кариосистематике и молекулярной систематике растений, Санкт-Петербург, 12-15 октября 2005 г. С.101-102.

13. Першина Л.А. Трубачеева Н.В.. Раковцева Т.С., Белова Л.И., Девяткина Э.П., Кравцова Л.А. 2006. Особенности формирования самофертильных эуп-лоидных линий (2п=42) в результате самоопыления 46-хромосомных бек-кроссных потомков ВС]-поколения ячменно-пшеничных гибридов H.geniculatum All. (=Я. marinum subsp. gussoneanum) (2n=28) x T. aestivum L. (2n=42). Генетика. T.42. №12. C.1683-1690.

14. Трубачеева H.B.. Салина E.A., Першина Л.А. 2006. Особенности проявления гетероплазмии митохондриальной ДНК у беккроссных потомков ячмен-но-пшеничных гибридов Я. marinum subsp. gussoneanum (=Я. geniculatum All.) (2n=28) x Т. aestivum L. (2n=42). Всероссийской научной конференции "Структура и экспрессия мптохондриального генома растений", Иркутск, 3-7 сентября 2006 г. С. 112-116.

15. Трубачеева Н.В.. Бадаева Е.Д., Адонина И.Г., Белова Л.И., Девяткина Э.П., Першина Л.А. 2007. Получение и изучение с применением комплекса методов молекулярного и цитогенетического анализа аллоплазматических эуплоидных (2п=42) и телоцентрически дополненных линий (2n=42+2t) (Hordeum marinum subsp. gussoneanum)-Triticum aestivum. Генетика. T.44. №1. 2008. Принята в печать.

Подписано к печати 30.07.2007 г. Формат бумаги 60 х 90 1/16, печ. л. 1, уч. изд. л. 0,7 Тираж 100. Заказ № 81

Ротапринт Института цитологии и генетики СО РАН 630090, Новосибирск, пр. акад. Лаврентьева, 10.

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Трубачеева, Наталия Викторовна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Распространенность отдаленных гибридов и полиплоидов у покрытосеменных растений.

1.2. Геномные изменения при аллополиплоидизации пшеницы.

1.3. Использование отдаленных гибридов мягкой пшеницы в селекционно-генетических исследованиях.

1.4. Отдаленная гибридизация между видами ячменя и мягкой пшеницей.

1.4.1. Особенности получения ячменно-пшеничных гибридов Н. vulgare L. х

Т. aestivum L.

1.4.2. Особенности получения пшенично-ячменных гибридов Т. aestivum L. х

H. vulgare L.

1.4.3. Линии мягкой пшеницы, полученные в результате реконструкции геномов пшенично-ячменных гибридов Т. aestivum L. х Н. vulgare L.

1.4.4. Гибридизация между дикорастущими видами ячменя и культурными видами пшеницы.

1.5. Особенности ядерно-цитоплазматических взаимодействий при отдаленной гибридизации и получении аллоплазматических форм злаков.

I.5.1. Цитоплазматическая мужская стерильность (ЦМС).

1.5.2. Гены ядерно-цитоплазматической совместимости.

1.5.3. Наследование цитоплазматических геномов у высших растений.

1.5.4. Проявление гетероплазмии митохондриальной ДНК.

1.6. Методы геномного анализа, используемые для изучения растений гибридного происхождения.

1.6.1. Цитологические методы анализа.

1.6.2. Биохимические методы анализа.

1.6.3. Молекулярно-генетические методы анализа.

1.6.4. RFLP-маркеры (Restriction Fragment Length Polymorphism).

1.6.5. STS-маркеры (Sequences Tagged Site).

1.6.6. AFLP-маркеры (Amplified Fragment Length Polymorphism).

1.6.7. RAPD-маркеры (Random Amplified Polymorphic DNA - случайным образом амплифицированная ДНК).

1.6.8. SCAR-маркеры (Sequence Characterized Amplified Region -охарактеризованный секвенированием амплификационный район).

1.6.9. SSR-маркеры (Simple Sequence Repeat).

1.6.10. SNP-маркеры (Single Nucleotide Polymorphism).

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Исходный материал.

2.2. Выделение ДНК.

2.2.1. Выделение ДНК растений с использованием протеиназы "К".

2.2.2. Выделение ДНК плазмид методом щелочного лизиса.

2.3. Условия ПЦР, RAPD-анализ и кросс-гибридизация RAPD фрагментов.

2.4. Электрофорез в агарозном геле.

2.5. Клонирование и секвенирование ПЦР-продуктов.

2.6. RFLP-анализ.

2.7. SSR-анализ.

2.8. Геномная in situ гибридизация (GISH).

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

3.1. Результаты RAPD-анализа аллоплазматических эуплоидных (2п=42) и анеуплоидных (2n=40+4t) линий (H.marinum subsp. gussoneanum)-T.aestivum.

3.2. Результаты RAPD-анализа аллоплазматической телоцентрически дополненной линии Л-38 (2n=42+2t).

3.3. Результаты RAPD-анализа линии Л-503 (2п=54).

3.4. Результаты геномной in situ гибридизации аллоплазматических линий {H.marinum subsp. gussoneanum)- T.aestivum.

3.5. SSR-анализ аллоплазматических линий (H.marinum subsp. gussoneanum)

- T.aestivum с применением микросателлитных маркеров пшеницы.

3.5.1. Анализ сортов мягкой пшеницы и ячменя H.marinum subsp. gussoneanum при помощи SSR-маркеров пшеницы.

3.5.2. Анализ аллоплазматических линий (H.marinum subsp. gussoneanum)-T.aestivum с использованием SSR-маркеров пшеницы.

3.6. Изучение митохондриальных геномов аллоплазматических линий (H.marinum subsp. gussoneanum)-T.aestivum.

3.6.1. ПЦР-анализ локусов мтДНК у аллоплазматических линий (H.marinum subsp. gussoneanum)- T.aestivum.

3.6.2. RFLP-анализ локусов мтДНК у аллоплазматических линий (H.marinum subsp. gussoneanum)- T.aestivum.

3.6.2.1. Сравнение RFLP-спектров мтДНК аллоплазматических линий и их родительских видов.

3.6.3. ПЦР-анализ 18S/5S рекомбинационного повтора мтДНК у аллоплазматических линий (H.marinum subsp. gussoneanum)- T.aestivum.

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

4.1. Особенности ядерного генома у аллоплазматических линий (H.marinum subsp. gussoneanum)- T.aestivum разного происхождения.

4.2. Типы митохондриальных локусов у аллоплазматических линий пшеницы (H.marinum subsp. gussoneanum)-T.aestivum.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Особенности ядерных и митохондриальных геномов у аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий"

Актуальность проблемы. Отдаленная гибридизация является фактором, играющим важную роль в видообразовании покрытосеменных растений (Вавилов, 1960; Soltis et al., 1999; 2000; Kellog, 2003). Экспериментальное получение отдаленных гибридов позволяет моделировать процессы видообразования (Rie-senberg et al., 1997; 2003; Feldman et al., 1997), оценивать степень филогенетического родства между отдельными видами (Burow et al., 2001), выявлять особенности ядерно-цитоплазматических взаимодействий (Маап, 1991; 1992а; Asakura et al., 2000), проводить хромосомную локализацию и картирование генов (Hsam et al., 2000).

Кроме того, отдаленная гибридизация лежит в основе комплекса методов хромосомной инженерии, направленных на увеличение генетического разнообразия культурных растений, включая мягкую пшеницу Т. aestivum L. (Sears, 1972; Цицин, 1979; Friebe et al., 1996). С целью интрогрессии в геном мягкой пшеницы новых генов, контролирующих хозяйственно-ценные признаки, ее скрещивают как с видами рода Triticum (Friebe et al., 1996; Лайкова и др., 2004а; Ь), так и с видами других родов трибы Triticeae (Иванов, 2006), включая род Hordeum L. (Fedak, 1992; Islam, 2002). Так, на основе ячменно-пшеничных ам-фиплоидов, полученных с участием дикорастущего ячменя Н. chilense Roem. et Schultz., создана новая зерновая культура Tritordeum Ascherson et Graebner (Alvarez et al., 1992). Скрещивания мягкой пшеницы с культурным ячменем Н. vulgare привели к получению пшенично-ячменных дополненных (Islam, Shepherd, 1990), замещенных (Islam et al., 1992b), аллоллазматических рекомби-нантных линий (Першина и др., 1995; 1999), используемых в генетических исследованиях. Среди других видов Hordeum интерес представляют подвиды дикорастущего ячменя Н. marinum Hudson, характеризующиеся устойчивостью к абиотическим стрессам (Кобылянский, 1967; Bothmer et al., 1991) и способностью давать при скрещивании с пшеницей гибриды, восстанавливающие фер-тильность при колхицинировании и беккроссировании (Pershina et al., 1988; 1998; Islam, 2002; Пендинен и др., 2003).

Установлено, что отдаленные скрещивания приводят к реорганизации ядерных геномов (Liu et al., 1998; Ozkan et al., 2001; Shaked et al., 2001) и нарушениям ядерно-цитоплазматических взаимодействий (Asakura et al., 2000), оказывая влияние на жизнеспособность и фертильность растений. Признано, что широко проводимые исследования процессов реорганизации ядерных геномов при формообразовании на основе отдаленной гибридизации растений, в том числе злаков, не затрагивают проблем изменчивости цитоплазматических геномов и ядерно-цитоплазматических взаимодействий (Chen, Ni, 2006).

В связи с этим представляется актуальным проведение параллельного изучения особенностей ядерных и цитоплазматических геномов у растений гибридного происхождения. В этом отношении удобными моделями для исследования и процессов ядерно-цитоплазматических взаимодействий, и наследования цитоплазматических геномов являются аллоплазматические линии, представляющие собой сочетание чужеродных по отношению друг к другу ядерных и цитоплазматических геномов различных видов (Палилова, 1986, Tsunewaki et al„ 1996).

Цель и задачи исследования. Цель работы - изучение с использованием комплекса молекулярно-генетических методов особенностей ядерных и мито-хондриальных геномов аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий, полученных на основе ячменно-пшеничных гибридов Hordeum marinum subsp. gussoneanum (Pari.) Thell. (2n = 28) (=H.geniculatum All.) x Triticum aestivum L. (2n = 42).

Задачи исследования:

1. Охарактеризовать с применением RAPD-анализа ядерные геномы аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий (Н. marinum subsp. gussonearium)-T. aestivum разного происхождения.

4. Провести сравнительный анализ ряда последовательностей митохонд-риальной ДНК (мтДНК) с использованием методов ПЦР- и RFLP-анализа у аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий (Н. marinum subsp. gussoneanum)-T. aestivum с разным проявлением фертильности.

Научная новизна. Впервые на основе выполненного молекулярно-генетического анализа получены данные об особенностях реорганизации ядерных и митохондриальных геномов в процессе формирования аллоплазматиче-ских эуплоидных и анеуплоидных линий мягкой пшеницы с использованием яч-менно-пшеничных гибридов Н. marinum subsp. gussoneanum (2n = 28) x Т. aes-tivum (2n = 42). Показано, что формирование аллоплазматических линий (Н. marinum subsp. gussoneanum)-T. aestivum сопровождается встраиванием в геном мягкой пшеницы фрагментов генома дикорастущего ячменя. Впервые показано, что хромосомы ячменя Н. marinum subsp. gussoneanum обладают способностью компенсировать отсутствие хромосом мягкой пшеницы в геноме аллоплазматических замещенных линий. Формирование таких линий происходит преимущественно с замещением хромосом мягкой пшеницы 7D на гомеологич-ные хромосомы дикорастущего ячменя, а образование аллоплазматических дополненных линий связано с участием телоцентрических хромосом ячменя. Получены новые данные о взаимосвязи между присутствием последовательностей мтДНК определенного родительского типа, наличием хромосом ячменя в ядерном геноме аллоплазматических линий и проявлением фертильности растений. Наличие у аллоплазматических линий (Н. marinum subsp. gussoneanum)-Т. aestivum последовательностей мтДНК определенного родительского типа является маркером степени ядерно-цитоплазматической совместимости, проявляющейся в виде разного уровня фертильности растений.

Положения, выносимые на защиту.

1. Формирование самофертильных аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий, полученных с использованием ячменно-пшеничных гибридов Н. marinum subsp. gussoneanum (2n = 28) x Т. aestivum (2n = 42) сопровождается встраиванием хромосом дикорастущего ячменя в геном мягкой пшеницы.

2. Основной вариант образования аллоплазматических замещенных линий у самоопыленных потомков беккроссных поколений ячменно-пшеничных гибридов Н. marinum subsp. gussoneanum (2n = 28) x Т. aestivum (2n = 42) связан с замещением хромосом мягкой пшеницы 7D на гомеологичные хромосомы дикорастущего ячменя.

3. У аллоплазматических линий (Н. marinum subsp. gussoneanum)-T. aestivum присутствие определенного типа последовательностей мтДНК ассоциировано с проявлением фертильности растений и наличием хромосом ячменя в ядерном геноме.

Научно-практическая значимость работы. В результате проведенного исследования получены новые данные, подтверждающие совместимость ядерного генома мягкой пшеницы и цитоплазмы ячменя Н. marinum subsp. gussoneanum и демонстрирующие возможность получения самофертильных замещенных и дополненных линий мягкой пшеницы с цитоплазмой этого дикорастущего вида. Обнаруженный высокий уровень полиморфизма между RAPD-спектрами дикорастущего ячменя и мягкой пшеницы позволяет рекомендовать RAPD-анализ для изучения геномов потомков ячменно-пшеничных гибридов. Показано, что последовательности, выделенные из мтДНК мягкой пшеницы, могут эффективно использоваться для дифференциации митохондриальных геномов пшеницы и дикорастущего ячменя у гибридных растений.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, изложения результатов, обсуждения, заключения, выводов, списка литературы и приложения. Материал диссертации изложен на 154 страницах печатного текста, включая 14 таблиц и 12 рисунков. Список цитируемой литературы содержит 408 работ.

Заключение Диссертация по теме "Генетика", Трубачеева, Наталия Викторовна

выводы

1. Впервые с применением RAPD-анализа охарактеризованы ядерные геномы аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий (Н. marinum subsp. gussoneanum)-T. aestivum и показано, что их формирование в результате самоопыления беккроссных потомков ячменно-пшеничных гибридов сопровождается встраиванием в геном мягкой пшеницы фрагментов генома дикорастущего ячменя.

2. На основании данных GISH-анализа установлено, что образование аллоплазматических анеуплоидных линий (Н. marinum subsp. gussoneanum)-T. aestivum происходит с участием телоцентрических хромосом дикорастущего ячменя и мягкой пшеницы. Образование аллоплазматических эуплоидных линий мягкой пшеницы связано как с замещением трех или одной пары хромосом пшеницы на хромосомы дикорастущего ячменя, так и с полной элиминацией хромосом ячменя из гибридного генома.

3. Результаты SSR-анализа позволили установить, что формирование аллоплазматических замещенных линий обусловлено преимущественным замещением пары хромосом мягкой пшеницы 7D на гомеологичные хромосомы дикорастущего ячменя Н. marinum subsp. gussoneanum. У анеуплоидных линий показана принадлежность телоцентрических хромосом мягкой пшеницы длинному плечу хромосомы 7D.

4. Установлено, что определенный тип последовательностей мтДНК у аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий (Н. marinum subsp. gussoneanum)-T. aestivum ассоциирует с проявлением фертильности растений и наличием хромосом ячменя в ядерном геноме:

ЗАКЛЮЧЕНИЕ.

Аллоплазматические линии, полученные на основе скрещивания мягкой пшеницы с различными видами ячменя, представляют собой уникальные модели для исследования структурных и функциональных преобразований исходных родительских геномов в процессе формирования новых генотипов растений. Применение методов молекулярно-генетического анализа значительно расширяет возможности изучения генотипов гибридного происхождения, позволяя тем самым более полно охарактеризовать особенности ядерного и цитоплазматических геномов (Бильданова и др., 2003; Aksyonova et al., 2005; Трубачеева и др., 2007).

Проведенное в настоящей работе исследование выявило ряд закономерностей, сопровождающих формирование аллоплазматических линий H.marinum subsp. gussoneanum)-!. aestivum с различным проявлением фертильности. Было показано, что в результате возвратных скрещиваний исходных ячменно-пшеничных гибридов с мягкой пшеницей и последующего самоопыления происходит формирование ядерного генома пшеничного типа.

В то же время данный процесс в большинстве случаев сопровождается ин-трогрессией генетического материала дикорастущего ячменя в геном мягкой пшеницы в виде замещений трех или одной пары хромосом пшеницы на гомеологич-ные хромосомы дикорастущего ячменя или дополненных телоцентрических хромосом ячменя к эуплоидному или анеуплоидному набору хромосом пшеницы. Самофертильность и жизнеспособность растений аллоплазматических замещенных линий свидетельствует о том, что хромосомы дикорастущего ячменя Н. marinum subsp. gussoneanum способны компенсировать отсутствующие гомеологичные хромосомы пшеницы.

Кроме того, было обнаружено, что у аллоплазматических линий происходит формирование ядерного генома, рекомбинантного по двум сортам пшеницы, использованных для беккроссирования ячменно-пшеничных гибридов.

Исходя из определения аллоплазматических линий и способа их получения, теоретически предполагается, что они представляют собой сочетание ядерного генома одного вида и цитоплазматических другого (в нашем случае пшеницы как источника ядерного генома, дикорастущего ячменя - цитоплазматических). Однако проведенное исследование ряда митохондриальных локусов у аллоплазматических линий показало, что для них характерно разнообразие типов родительских последовательностей, в зависимости от организации ядерного генома и проявления фертильности.

По всей видимости, отдаленная гибридизация является фактором, вызывающим нарушение строго материнского типа наследования мтДНК, свойственного злакам, а также дифференциальную амплификацию определенного типа родительских последовательностей. Можно сделать вывод о том, что достижение ядерно-цитоплазматического баланса у беккроссных потомков ячменно-пшеничных гибридов, находящего свое фенотипическое проявление в виде уровня жизнеспособности и фертильности растений, происходит при совместном взаимодействии и видоизменении ядерного и митохондриального геномов.

Как показало проведенное исследование, формирование аллоплазматических рекомбинантных линий является сложным и длительным процессом, сопровождающимся активным преобразованием ядерных и митохондриальных геномов. Исходя из полученных результатов, представляется адекватным обозначить большую часть изученных линий как рекомбинантные гетероплазматические, являющих собой сочетание ядерного генома, рекомбинантного по хромосомам различных видов, а также сортов мягкой пшеницы, и митохондриального генома, для которого характерно проявление гетероплазмии.

Неоднозначный и многовариантный характер формирования гибридных генотипов со сложной рекомбинантной структурой, гетерогенных по проявлению фенотипических признаков, требует более углубленного изучения ядерно-цитоплазматических взаимодействий и процессов реорганизации объединенных в одной клетке генетических систем. Для этой цели представляется необходимым расширение спектра изучаемых гибридных комбинаций для выяснения генетических и фенотипических эффектов чужеродных замещений различных хромосом пшеницы на хромосомы дикорастущего ячменя; анализ структуры и экспрессии митохондриальных, а также хлоропластных геномов с целью определения механизмов их пролиферации и функционирования у генотипов гибридного происхождения.

В таких работах было бы эффективным проведение параллельных исследований ядерных и цитоплазматических геномов у аллоплазматических и эуплаз-матических линий с разным уровнем реорганизации ядерного генома и полученных в результате реципрокных скрещиваний одних и тех же родительских форм.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Трубачеева, Наталия Викторовна, Новосибирск

1. Анисимова И.Н., Алпатьева Н.В., Пендинен Г.И. и др. 2005. Молекулярные маркеры в исследовании генетического разнообразия отдаленных гибридов растений. Аграрная Россия 2:4-13.

2. Бадаева Е.Д. 2000. Эволюция геномов пшениц и их дикорастущих сородичей: молекулярно-цитогенетическое исследование. Автореферат дисс. на соискание уч.ст. доктора биол. наук. Москва, 48 с.

3. Бадаева Е.Д., Першина Л.А., Бильданова Л.Л. 2006. Цитогенетическое исследование нестабильных по проявлению фертильности и жизнеспособности аллоплазматических рекомбинантных линий (H.vulgare)-T. aestivum. Генетика 42(5): 198-209.

4. Бахтеев Ф.Х., Даревская Е.М. 1970. Современное состояние исследований по отдаленной гибридизации в роде Hordeum L. Из: Отдаленная гибридизация растений. М., 121-134.

5. Бильданова Л.Л., Салина Е.А., Першина Л.А., Шумный В.К. 1999. RAPD-анализ аллоплазматических линий пшеницы, полученных на основе ячменно-пшеничных гибридов. Доклады Академии Наук 367(5): 698-701.

6. Бильданова Л.Л., Салина Е.А., Першина Л.А. 2002. Изучение беккроссных потомков ячменно-пшеничных гибридов с использованием методов RAPD и RAM-РО // Генетика., Том.38. N 3. С. 332-339.

7. Богданова B.C., Костерин О.Э. 2006. Случай аномального наследования хло-ропластов в скрещиваниях посевного гороха с участием одной из диких форм. Доклады Академии Наук 406(2): 256-260.

8. Брагин А.Г., Иванов М.К., Дымшиц Г.М. 2006. Оценка стехиометрии маркерных последовательностей митохондриального генома сахарной свёклы (Beta vulgaris) методом ПЦР в реальном времени. Доклады Академии Наук 406: №2, 260-265.

9. Вавилов Н.И. Избранные труды в 5т. 1960. М., АН СССР. Т.2. С. 444-460.

10. Гершензон С.М. 1979. Основы современной генетики. Киев. 507 с.

11. Давоян P.O. 2006. Вспользование генофонда дикорастущих сородичей в улучшении мягкой пшеницы (Triticum aestivum L.). Автореф. док. дис. Краснодар.

12. Даниленко Н.Г., Давыденко О.Г. 2003. Миры геномов органелл. Минск: "Тэнаголп'я", 494 с.

13. Дрейпер Д., Скотт Р., Армитидж Ф., Уолден Р. 1991. Генная инженерия растений. М., "Мир", С. 245 248.

14. Иванов Г.И. 2006. Биотехнологические аспекты создания исходного материала для селекции зерновых колосовых культур. Автореферат дисс. на соискание уч.ст. доктора биол. наук. Краснодар, 45 с.

15. Ильина Л.Г. 1989. Селекция яровой мягкой пшеницы на Юго-Востоке. Из-во Саратовского ун-та. 130 с.

16. Карпеченко Г.Д. 1971. Теория отдаленной гибридизации. Избранные труды. 147-209.

17. Кобылянский В.Д. 1967. Биологические особенности диких видов ячменя применительно к задачам селекции. Биол. журн. Армении 20(10): 41-51.

18. Конарев В.Г. 1983. Белки растений как генетические маркеры. М.: Колос.320 с.

19. Корзун В.Н., Плашке И., Бернер А., Картель Н.А. 1995. ПДРФ-картирование гена карликовости ct1 в геноме ржи (Secaie cereale L.) Генетика 31:1282-1286.

20. Лайкова Л.И., Арбузова B.C., Ефремова Т.Т., Попова О.М. 2004а. Создание иммунных линий сорта мягкой пшеницы Саратовская 29 с комплексной устойчивостью к грибам бурой ржавчины и мучнистой росы. Генетика 40(5): 631-635.

21. Михайлова Л.А. 2005. Устойчивость пшеницы к бурой ржавчине. В кн.: «Идентифицированный генофонд растений и селекция». СПб.: 513-526.

22. Наскидашвили П.П. 1984. Межвидовая гибридизация пшеницы. М., Колос.256 с.

23. Палилова А.Н. 1986. Генетические системы у растений и их взаимодействие. Минск.: Наука и техника. 445 с.

24. Першина Л.А., Шумный В.К., Белова Л.И. 1982. Получение ячменно-ржаных и ячменно-пшеничных гибридов на основе культурных сортов ячменя. Цитология и генетика 16(3): 46-50.

25. Першина Л А, Шумный В.К., Белова Л.И., Нумерова О.М. 1985. Межвидовая и межродовая гибридизация Hordeum genicuiatum All. Цитология и генетика 19(6): 428-433.

26. Першина Л.А., Шумный В.К., Белова Л.И., Нумерова О.М. 1987. Потомки ячменно-пшеничных гибридов Н. vulgare L. х Г. aestivum L. от возвратных скрещиваний с пшеницей. Цитология и генетика 21 (4): 274-277.

27. Першина Л.А., Нумерова О.М., Белова Л.И., Девяткина Э.П. 1989. Культивирование каллусной ткани для размножения ячменно-пшеничных гибридов. Известия СО АН СССР. Сер. биол. наук 1: 27-32.

28. Першина Л.А. 2000. Создание новых генотипов пшеницы на основе реконструкции геномов. Наука и проблемы АПК Сибири. Новосибирск: 64-73.

29. Першина Л.А., Белова Л.И., Нумерова О.М., Шумный В.К. 2000. Особенности влияния генотипического разнообразия Hordeum vulgare L. и Secale cereale L. на скрещиваемость, развитие и жизнеспособность гибридных зародышей и растений. Генетика 36: 520-526.

30. Поморцев A.A., Калабушкин Б А, Бланк М.Л., Бахронов А. 1996. Изучение естественного отбора в искусственных гибридных популяциях ярового ячменя. Генетика 32(11): 1536-1544.

31. Ригин Б.В., Орлова И.Н. 1977. Пшенично-ржаные амфиплоиды. Л., Колос,280 с.

32. Рутц Р.И. 2004. История развития селекционной работы и сорта сельскохозяйственных культур Сибирского научно-исследовательского института сельского хозяйства. РАСХН СО, Новосибирск.

33. Силкова О.Г., Добровольская О.Б., Дубовец Н.И. и др. 2006. Создание пше-нично-ржаных замещенных линий с идентификацией хромосомного состава ка-риотипов методами С-бэндинга, GISH и SSR-маркеров. Генетика 42(6): 793-802.

34. Синявская М. Г., Аксенова Е. А., Першина Л.А., Коваль С. Ф., Даниленко Н.Г., Давыденко О.Г. 2005. Изменение ДНК хлоропластов и митохондрий при отдаленной гибридизации у злаков. Вестник ВОГИС 9(4): 505-511.

35. Сулима Ю.Г. 1976. Тритикале-достижения, проблемы, перспективы. Кишинев, Штиинца: 178-188.

36. Суриков И.М., Киссель Н.И. 1992. Получение и характеристика ячменно-пшеничных гибридов. Проблемы отдалённой гибридизации в семействе злаковых и паслёновых. Санкт-Петербург, 148:12-17.

37. Трубачеева Н.В., Салина Е.А., Нумерова О.М., Першина Л.А. 2003. Изучение характера интрогрессии генетического материала ячменя в геноме аллоплазматических линий пшеницы H.geniculatum All./ Т.aestivum L. с помощью RAPD-анализа. Генетика 39 (6): 791-795.

38. Цвелев Н.Н. 1976. В кн. Злаки СССР. Наука, 787 с.

39. Цицин Н.В. 1979. Проблемы отдаленной гибридизации. В кн. Проблемы отдаленной гибридизации. Наука, М: 5-20.

40. Цицин Н.В., Любимова В.Ф., Романова З.В. 1979. Зернокормовая пшеница как новая кормовая культура. В кн. Проблемы отдаленной гибридизации. Наука, М.: 21-33.

41. Хлёсткина Е.К., Салина Е.А. 2006. SNP-маркеры: методы анализа, способы разработки и сравнительная характеристика на примере мягкой пшеницы. Генетика 42(6): 725-736.

42. Шумный В.К., Першина Л.А. 1980. К итогам отдаленной гибридизации некоторых злаковых с использованием разных видов ячменя. Сельскохозяйственная биология 15(2): 290-296.

43. Щапова А.И. 1971. Кариотипы пшеницы. В сб. Цитогенетика пшеницы и ее гибридов. М.Наука: 30-56.

44. Щапова А.И., Потапова А.И., Кравцова Л.А. 1987. Генетическая обусловленность нерасхождения хромосом в мейозе пшенично-ячменно полигаплоидов. Генетика 13(3): 473-481.

45. Щапова А.И., Кравцова Л.А. 1990. Цитогенетика пшенично-ржаных гибри-дов.Новосибирск: "Наука" Сибирское отделение. 38 с.

46. Abbott R.J. 1986. Life history variation associated with polymorphisms for capitu-lum type and outcrossing rate in Senecio vulgaris L. Heredity 56: 381-391.

47. Abad A.R., Mehrtens B.J., Mackenzie S.A. 1995. Specific expression in reproductive tissues and fate of a mitochondrial sterility-associated protein in cytoplasmic male-sterile bean. Plant Cell 7: 271-285.

48. Adams K.L., Cronn R., Percifield R., Wendel J.F. 2003. Genes duplicated by polyploidy show unequal contributions to the transcriptome and organ-specific reciprocal silencing. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 100:4649-4654.

49. Adonina I.G., Salina E.A., Efremova T.T., Pshenichnikova T.A. 2004. The study of introgressive lines of Triticum aestivum x Aegilops speltoides by in situ and SSR analyses. Plant Breed. 123:220-224.

50. Allendorf F.W., Danzmann R.G. 1997. Secondary tetrasomic segregation of MDH-B and preferential pairing of homeologues in rainbow trout. Genetics 145:10831092.

51. Alvarez J.В., Ballesteros J., Sillero J.A., Martin L.M. 1992. Tritordeum: a new crop of potential importance in the food industry. Hereditas 116: 193-197. Anamthawat

52. Jonsson К. 2001. Molecular cytogenetics of introgressive hybridization in plants. Methods in Cell Sci. 23:139-148.

53. Altschul S.F., T.L. Madden, A.A. Schaffer, J. Zhang, Z. Zhang. 1997. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids. Res. 25: 3389-3402.

54. Anamthawat-Jonsson K., Hesslop-Harrison J.S. 1993. Isolation and characterization of genome-specificDNA sequences in Triticeae species. Mol. Gen. Genet. 240:151158.

55. Anderson J.A., S.S. Maan. 1995. Interspecific nuclear-cytoplasmic compatibility controlled by genes on group 1 chromosomes in durum wheat. Genome 38: 803-808.

56. Arabidopsis Genome Initiative. 2000. Analysis of the genome sequence of the flowering plant Arabidopsis thaliana. Nature 408: 796-815.

57. Asakura N., Nakamura C., Ohtsuka I. 1997. RAPD markers linked to the nuclear gene from Triticum timopheevii that confers compatibility with of Aegilops squarrosa cytoplasm on alloplasmic durum wheat. Genome 40: 201-210.

58. Asakura N., Nakamura C., Ohtsuka I. 2000. Homoeoallelic gene Ncc-tmp of Triticum timopheevii conferring compatibility with the cytoplasm of Aegilops squarrosa in the tetraploid wheat nuclear background. Genome 43: 503-511.

59. Badaeva E.D., Gill B.S. 1995. Spontaneous chromosome substitutions in hybrids of Triticum aestivum with T.araraticum detected by C-banding technique. Wheat Inf Serv 80: 26-31.

60. Bartos P., Valkoun J., Kosner J., Slovencikova V. 1973. Rust resistance of some European wheat cultivars derived from rye. 4th Int. Wheat Genet. Symp., Columbia, MO, USA, 145-146.

61. Baum M., Appels R. 1991. The cytogenetic and molecular architecture of chromosome 1R one of the most widely utilized sources of alien chromatine in wheat varieties. Chromosoma 101:1-10.

62. Beavis W.D., Grant D. 1991. A linkage map based on information from four F2 populations of maize (Zea mays L.). Theor. Appl. Genet. 82: 636-644.

63. Bellaoui M., Grelon M., Pelletier G., Budar F. 1999. The restorer Rfo gene acts post-translationally on the stability of the ORF138 Ogura CMS-associated protein in reproductive tissues of rapeseed cybrids. Plant Mol. Biol. 40: 893-902.

64. Benito C., Figueiras A.M., Gonsalez-Jaen M.T., Salinas J. 1985. Biochemical evidence of homeology between wheat and barley chromosomes. Z.Pflanzenzuchtg 94: 307-320.

65. Bergman P., Edqvist J., Farbos I., Glimelius K. 2000. Male-sterile tobacco displays abnormal mitochondrial atpl transcript accumulation and reduced floral ATP/ADF ratio. Plant Mol.Biol. 42(3): 531-544.

66. Berzonsky W.A., Francki M.G. 1999. Biochemical, molecular, and cytogenetic technologies for characterizing 1 RS in wheat: A review. Euphytica 108:1-19.

67. Bielig L.M., Driscoll C.J. 1970. Substitution of rye chromosome 5R for its three wheat homoeologues. Genet. Res. Camb. 16: 317-323.

68. Blake Т.К., Kadirzhanova D., Shepherd K.W., Islam A.K.M.R., Langridge P.L., McDonald C.L., Erpedling J., Larson S., Blake N.T., Talbert L.E. 1996. STS-PCR markers appropriate for wheat-barley introgression. Theor.Appl.Genet. 93: 826-832.

69. Bogdanova V.S. 2007. Inheritance of organelle DNA markers in a pea cross associated with nuclear-cytoplasmic incompatibility. Theor. Appl. Genet. 114: 333-339.

70. BornerA., Korzun V., PolleyA. etal. 1998. Genetics and molecular mapping of a male fertility restoration locus (R/gr1) in rye (Seca/e cereale L.). Theor.Appl.Genet. 97: 99-102.

71. Bothmer R., Jacobsen N., Jorgensen R., Linde-Laursen I. An ecogeographical study of the genus Hordeum. Systematic and ecogeographic studies on crop geno-pools. 1991. № 7. IBPG, Rome, Italy. 127 p.

72. Botstein D., White R.L., Scolnick M., Davis R.W. 1980. Construction of a genetic linkage map in man using restriction fragment length polymorphisms. Am.J.Human Genet. 32:314-331.

73. Bowers J.E., Chapman B.A., Rong J., Paterson A.H. 2003. Unravelling angio-sperm genome evolution by phylogenetic analysis of chromosomal duplication events. Nature 422(6930):433-438.

74. Brink R.A., Cooper D.C. 1944. The antipodals in relation to abnormal endosperm behaviour in Hordeum jubatum x Secale cereale hybrid seeds. Genetics 29(4): 391-406.

75. Brookes A. 1999. The essence of SNPs. Gene 23: 203-207.

76. Brugmans В., va der Hulst R.G.M., Visser R.G.F. et al. 2003. A new and versatile method for the successful conversion of AFLP markers into simple single locus markers. Nucl. Acids Res. 31: 55.

77. Budar F., Touzet P., De Paepe R. 2003. The nucleo-mitochondrial conflict in cytoplasmic male sterilities revisited. Genetica 117: 3-16.

78. Budashkina E.B. 1988. Cytogenetic study of introgressive disease-resistant common wheat lines. Tag.Ber.Acad.Landwirtsch. Wiss.DDR. 206: 209-212.

79. Budashkina E.B., Kalinina N.P. 2001. Development and genetic analysis of common wheat introgressive lines resistant to leaf rust. Acta Phytopathol. Entomol. 1: 61-65.

80. Buerkle A.C., Morris R.J., Asmussen M.A., Rieseberg L.A. 2000. The likelihood of homoploid hybrid speciation. Heredity, 84:441-451.

81. Burow M.D., Simpson C.E., Starr J.L., Paterson A.H. 2001. Transmission genetics of chromatin from a synthetic amphidiploid to cultivated peanut (Arachis hypogaea L.). broadening the gene pool of a monophyletic polyploid species. Genetics 159(2):823-837.

82. Caspersson Т., Farber S., Foley G.E., Kudynowski., Modest E.J., Simonsson E., Wagh U., Zech J. 1968. Chemical differentiation along metaphase chromosomes. Exp. Cell Res. 49:219-222.

83. Cauderon Y., Saigne В., Douge M. 1973. The resistance to wheat rust of Agropy-ron intermedium and its use in wheat improvement. Proc. 4th Int Wheat Genetic Symposium . P.401-407.

84. Chalmers K.J., Barua U.M., Hackett C.A., Thomas W.T.B., Waugh R., Powell W. 1993. Identification of RAPD markers linked to genetic factors controlling the milling energy requirement of barley. Theor. Appl. Genet. 87: 314-320.

85. Chen X., Du Z.H., Zhang W.X. et al. 1984. The barley-wheat crosses and their offspring plants. Acta. Agron. Sin. 10: 65-71.

86. Chen P.D., Qi L.L., Zhou В., Zhang S.Z. 1995. Development and molecular cytogenetic analysis of vjheat-Haynaldia villosa 6VS/6AL translocation lines specifying resistance to powdery mildew. Theor. Appl. Genet. 91:1125-1128.

87. Chen X., Cho Y.G., McCouch S.R. 2002. Sequence divergence of rice microsa-tellites in Oryza and other plant species. Mol. Genet. Genomics 268: 331-343.

88. Chen Z.J., Ni Z. 2006. Mechanisms of genomic rearrangements and gene expression changes in plant polyploids. BioEssays 28: 240-252.

89. Chinnery P.F., Thorburn D.R., Samuels D.C., White S.L., Dahl H.-H.M. et al. 2000. The inheritance of mitochondrial DNA heteroplasmy: random drift, selection or both? Trends Genet. 16: 500-505.

90. Chojecki A.J.S., Gale M.D. 1982. Genetic controle of glucose phosphate isime-rase in wheat and related species. Heredity 49: 337-347.

91. Clauss E. 1983. Bastarde aus Hordeum geniculatum All. und Triticum aestivum L. Arch. Zuchtungsforschung 13:413-416.

92. Clauss E., Kunert R. 1981. Ergebnisse von Gattungskreuzungen zwischen Hordeum und Secale. Arch. Ziichtungsforsch, Berlin 11:13-27.

93. Comai L. Genetic and epigenetic interactions in allopolyploid plants. 2000. Plant Mol Biol. 43(2-3): 387-99.

94. Coulthart M.B., Spencer D.F., Gray M.W. 1993. Comparative analysis of a re-combining-repeat-sequence family in the mitochondrial genomes of wheat (Triticum aestivum L.) and rye (Secale cereale L.). Curr. Genet. 23: 255-64.

95. Crawford D.J. 1989. Enzyme electrophoresis and plant systematics. Izozymes in plant biology. Portland, Dioscorides Press: 146-164.

96. Cubero J.I., Martin A., Millan Т., Gonez-carrera A., Haro A. 1986. Tritordeum: a new alloploid of potential importence as protein source. Crop Science. 26:1186-1190.

97. Curtis C.A., Lukaszewski A.J. 1993. Localization of genes in rye that restore male fertility to hexaploid wheat with timopheevi cytoplasm. Plant Breed. 111:106-112.

98. Davydenko O.G., Terekhov A.Y., Fomchenko N.S. 1992. Structural alterations of chloroplast and mitochondrial DNA in progenies of the alloplasmic wheat with rye cytoplasm. Wheat Inform. Serv. 75: 7-13.

99. Deperas A., Dulieu H. 1992. Inheritance of the capacity to transfer plastids by the pollen parent in Petunia hybrida Hort. J. Hered. 83: 6-9.

100. Devos K., Gale M.D. 1992. The use of random amplified polymorphic DNA markers in wheat. Theor.Appl.Genet. 84: 567-572.

101. Devos K.M., Atkinson M.D., Chinor C.N., Harcourt R.L., Koebner R.M.D., Liu C.J., Masojc P., Xie D.X., Gale M.D. 1993a. Chromosomal rearrangements in the rye genome relative to that of wheat. Theor. Appl. Genet. 85: 673-680.

102. Devos К. M., M. D. Gale. 1993b. Extended genetic maps of the homoeologous group 3 chromosomes of wheat, rye and barley. Theor. Appl. Genet. 85: 649-652.

103. Doi A., Suzuki H., Maysuura E.T. 1999. Genetic analysis of temperature-dependent transmission of mitochondrial DNA in Drosophila. Heredity 82:555-560

104. Druka A., Kurdna D., Han F. et al. 2000. Physical mapping of the barley rust resistance gene rpg4. Mol. Gen. Genet. 264 : 283-290.

105. Du H., Maan S.S. 1992. Genetic analyses of male fertility restoration in wheat. VII. A fertility inhibiting gene. Crop Sci. 32:1414-1420.

106. Dunbar D.R., Moonie P.A., Jacobs H.T., Holt I.J. 1995. Different cellular back-grouds confer a marked advantage to either mutant or wild-type mitochondrial genomes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92: 6565-6566.

107. Dvorak J. 1998. Genome analysis in the Triticum-Aegilops alliance. In: A.E. Slin-kard (Ed.) Proceedings of the 9th International Wheat Genetics Symposium (Saskatoon, Saskatchewan, Canada), 1: 8-11. University Extension Press, University of Saskatchewan.

108. Ellis R.P., Foster B.P., Robinson D., Handley L.L., Gordon D.C., Russel J.R., Powell W. 2000. Wild barley: a source of genes for crop improvement for the 21th century? J. Exp. Bot. 51:9-17.

109. Endo T. R. 1988. Induction of chromosomal structural changes by a chromosome of Aegilops cylindrica L. in common wheat. J. Hered. 79:366-370.

110. Erickson L., Kemble R., Swanson E. 1989. The Brassica mitochondrial plasmid can be sexually transmitted. Pollen transfer of a cytoplasmic genetic element. Mol. Gen. Genet. 218:419-422.

111. Falk D.E., Kasha K.J. 1981. Comparison of crossability of rye (Secale cereale) and Hordeum bulbosum into wheat (Triticum aestivum). Can. J. Genet. Cytol. 23: 81-88.

112. Farbos I., Mouras A., Bereterbide A., Glimelius K. 2001. Defective cell proliferation in the floral meristem of alloplasmic plants of Nicotiana tabacum leads to abnormal floral organ development and male sterility. Plant J. 26(2):131-142.

113. Fedak G. 1977. Increased homeologous chromosome pairing in Hordeum vulgare x Triticum aestivum hybrids. Nature 266: 529-533.

114. Fedak G. 1980. Production, morphology, and meiosis of reciprocal barley-wheat hybrids. Can. J. Genet. Cytol. 22:117-123.

115. Fedak G., Jui P.Y. 1982. Chromosomes of Chinese Spring wheat carrying genes for crossability with Betzes barley. Can. J. Genet. Cytol. 24 : 227-233.

116. Fedak G., Grainger J. 1986. Chromosome instability in somaclones of a Triticum crassum x Hordeum vulgare hybrid. Can. J. Genet. Cytol. 28: 618-623.

117. Fedak G. 1992. Perspectives on wide crossing in barley. Barley Genetics VI: 683-699.

118. Fedak G. 1999. Molecular aids for integration of alien chromatin through wide crosses. Genome 42: 584-591.

119. Fedak G., Chen Q., Conner R.L., Laroche A., Comeau A., St.-Pierre C.A. 2001. Characterization of wheat-Thinopyrum partial amphiploids for resistance to barley yellow dwarf virus. Euphytica 120: 373-378.

120. Fedak G., Han F. 2005. Characterization of derivatives from wheat-Thinopyrum crosses. Cytogenet. Genome Res. 109: 360-367.

121. Feinberg A. P., Vogelstein B. A. 1983. A technique for radiolabelling DNA restriction endonuclease fragments to high specific activity. Anal. Biochem. 132: 6-13.

122. Feldman M., Liu В., Segal G., Abbo S., Levy A.A., Vega J.M. 1997. Rapid elimination of low-copy DNA sequences in polyploid wheat: a possible mechanism for differentiation of homoeologous chromosomes. Genetics 147(3):1381-7.

123. Feldman M. 2001. The origin of cultivated wheat. In The Wheat Book, A. Bonjean and W.Angus, eds (Paris: Lavoisier Tech.& Doc): 1-56.

124. Feltus F.A., WanJ., Schulze S.R., Estill J.C., Jiang N„ Paterson A.H. 2004. An SNP resource for rice genetics and breeding based on subspecies indica and japonica genome alignments. Genome Res. 14:1812-1819.

125. Fernandez J.A., Jouve N. 1988. The addition of Hordeum chilense chromosomes to Triticum turgidum conv. durum. Biochemical, karyological and morphological characterization. Euphytica 37: 247-259.

126. Finch R.A., Bennet M.D. 1980. Mitotic and meiotic chromosome behaviour in new hybrids of Hordeum with Triticum and Secale. Heredity 44: 201-209.

127. Fjellstrom R.G., Beuselinck P.R., Steiner J.J. 2001. RFLP marker analysis supports tetrasomic inheritance in Lotus corniculatus L. Theor. Appl. Genet. 102: 718-725.

128. Fos M., Dominguez M.A., Latorre A., Moya A. 1990. Mitochondrial DNA evolution in experimental populations of Drosophila subobscura. Proc. Natl. Acad. USA 87: 41984201.

129. Friebe В., Hatchett J.H., Sears R.G., Gill B.S. 1990. Transfer of Hessian fly resistance from 'Chaupon' rye to hexaploid wheat via a 2BS/2RL wheat-rye chromosome translocation. Theor. Appl. Genet. 79: 385-389.

130. Friebe В., Mukai Y., Dhaliwal H.S., Martin T.J., Gill B.S. 1991. Identification of alien chromatin specifying resistance to wheat streak mosaic and greenbug in wheat germ plasm by C-banding and in situ hybridization. Theor. Appl. Genet. 81: 381-389.

131. Friebe В., Gill B.S., Mukai Y., Maan S.S. 1993. A noncompensating wheat-rye translocation maintained in perpetual monosomy in alloplasmic wheat. J. Hered. 83: 126-129.

132. Friebe В., Jiang J., Raupp W.J. et al. 1996. Characterization of wheat-alien translocations conferring resistance to diseases and pests: current status. Euphytica 91: 5987.

133. Gill B.S., Kimber G. 1974. A Giemsa C-banding technique for cereal chromosomes. Cereal Res. Commun. 2: 87-94.

134. Gill B.S., Morris K.L.D., Appels R. 1988. Assignment of the genomic affinities of chromosomes from polyploid Elymus species added to wheat. Genome 30: 70-82.

135. Gill B.S., Friebe В., Endo T.R. 1991. Standard karyotype and nomenclature system for description of chromosome bands and structural aberrations in wheat (Triticum aestivum). Genome 34: 830-839.

136. Gill B.S., Friebe B. 2002. Cytogenetics, philogeny and evolution of cultivated wheats. In: B.Curtis (Ed.) Wheat Improvement, FAO.

137. Goodwin S.B., Ни X., Shaner G. 1998. An AFLP marker linked to a gene for resistance to Septoria tritici blotch in wheat. In: A.E. Slinkard (ed). Proc.9th Int. Wheat Genet. Symp., Vol.3.108-110. Univ. Extension Press, Univ. of Saskatchewan, Saskatoon.

138. Grant V. 1958. The regulation of recombination in plants. In: Exchange of Genetic Material: Mechanisms and Consequences, Cold Spring Harbor Symposium on Quantitative Biology, vol. 23, pp. 337-363. Cold Spring Harbor, NY.

139. Grant V. 1966. The origin of a new species of Gilia in a hybridization experiment. Genetics 54: 1189-1199.

140. Gross B.L., Rieseberg L.H. 2005. The ecological genetics of homoploid hybrid speciation. Journal of Heredity 96(3): 241-252.

141. Grun P. 1976. Cytoplasmic Genetics and Evolution. Columbia University Press, New York.

142. Gu X., Wang Y., Gu J. 2002. Age distribution of human gene families shows significant roles of both large- and small-scale duplications in vertebrate evolution. Nat. Genet.,31 (2):205-209.

143. Guidet F., Rogowsky P., Taylor C., Song W., Langridge P. 1991. Cloning and characterisation of a new rye-specific repeated sequence. Genome 34: 81-87.

144. Gupta P.K., Varshney R.K., Sharma P.C., Ramesh B. 1999. Molecular markers and their applications in wheat breeding. Plant Breed. 118: 369-390.

145. Gupta P.K., Roy J.K., Prasad M. 2001. Single nucleotide polymorphisms: a new paradigm for molecular marker technology and DNA polymorphism with emphasis on their use in plants. Current Sci.80: 524-535.

146. Gupta P.K., Rustgi S., Sharma S., Singh R., Kumar N. Balyan H.S. 2003. Transferable EST-SSR markers for the study of polymorphism and genetic diversity in bread wheat. Mol. Genet. Genomics. 270(4): 315-23.

147. Han F., Liu В., Fedak G., Liu Z. 2004. Genomic constitution and variation in five partial amphiploids of wheat-Thynopyrum intermedium as revealed by GISH, multicolor GISH and seed storage protein analysis. Theor. Appl. Genet. 109(5): 1070-1076.

148. Hart G.E. 1996. Genome analysis in Triticeae using izozymes. In: Jauhar P.P.(ed) Methods in genome analysis in plant. CRC Press, Boca Raton, New York, Ion-don, Tokyo: 195-209.

149. Hartmann C., Henry Y., Tregear J., Rode A. 2000. Nuclear control of mitochondrial genome reorganization characterized using cultured cells of ditelosomic and nulli-somic-tetrasomic wheat lines. Curr Genet. 38:156-162.

150. Hattori N., Kitagawa K., Takumi S., Nakamura C. 2002. Mitochondrial DNA het-eroplasmy in wheat, Aegilops and their nucleus-cytoplasm hybrids. Genetics 160:16191630.

151. He S., Lyznik A., Mackenzie S. 1995. Pollen fertility restoration by nuclear gene Fr in CMS bean: Nuclear-directed alteration of a mitochondrial population. Genetics 139:955-962.

152. Heiser C.B.J.R., Smith D.M., Clevenger S., Martin W.C. 1969. The North American sunflowers Helianthus. Mem. Torrey Bot. Club 22: 1-218.

153. Hernandez P., Rubio M.J., Martin A. 1996. Development of RAPD markers in tri-tordeum and addition lines of Hordeum chilense in T. aestivum. Plant Breed. 115: 5256.

154. Hernandez P., Dorado G., Ramirez M.C., Laurie D.A., Snape J.W., Martin A. 2003. Development of cost-effective Hordeum chilense DNA markers: molecular aids for marker-assisted cereal breeding. Hereditas 138: 54-58.

155. Heslop-Harrison J.S., Schwarzacher Т., Leitch A.R., Anamthawat-Jonsson K., Bennett M.D. 1988. A method of identifying DNA sequences in chromosomes of plants. European Patent Application Number 8828130.8. December 2.

156. Heslop-Harrison J.S., Leitch A.R., Schwarzacher Т., Anamthawat-Jonsson K. 1990. Detection and characterization of 1B/1R translocations in hexaploid wheat. Heredity 65: 385-392.

157. Heyne E.G. (Editor), 1987. Wheat and Wheat Improvement. ASA/CSSA/SSSA, Madison, Wl.

158. Heun M., Friebe B. 1990. Introgression of powdery mildew resistance from rye into wheat. Phytopath. 80: 242-245.

159. Heun M., Kennedy A.E., Anderson J.A., Lapitan N.L.V., Sorrells M.E., Tanksley S.D. 1991. Construction of a restriction fragment length polymorphism map for barley (Hordeum vulgare). Genome 34:437-447.

160. Heun M., Schafer-Pregl R., Klawan D., Castagna R., Accerbi M., Borghi В., Sa-lamini F. 1997. Site of einkorn wheat domestication identified by DNA fingerprinting. Science 278:1312-1314.

161. Hilu K. W. 1993. Polyploidy and the evolution of domesticated plants. Am. J. Bot. 80: 2521-2528.

162. Hohmann U., Zoller J., Herrman R.G., Kazmann M.E. 1999. Physical mapping and molecular-cytogenetic analysis of substitutions and translocations involving chromosome 1D in synthetic hexaploid triticale. Theor. Appl. Genet. 98: 647-656.

163. Hossain K.G., Riera-Lizarazu O., Kalavacharla V. et al. 2004. Molecular cytogenetic characterization of an alloplasmic durum wheat line with a portion of chromosome 1D of Triticum aestivum carrying the scs(ae) gene. Genome 47:206-14.

164. Hsam S.L.K., Mohler V., Hartl L., Wenzel G., Zeller F.J. 2000. Mapping of powdery mildew and leaf rust resistance genes on the wheat-rye translocated chromosome T1BL.1RS using molecular and biochemical markers. Plant Breeding 119: 87-89.

165. Jackson R.C., Jackson J.W. 1996. Gene segregation in autotetraploids: prediction from meiotic configurations. Am. J. Bot. 83: 673-678.

166. Janska H., Sarria R., Woloszynska M., Arrieta-Montiel M., Mackenzie S.A. 1998. Stoichiometric shifts in the common bean mitochondrial genome leading to male sterility and spontaneous reversion to fertility. Plant Cell 10:1163-1180.

167. Jauhar P., Joppa L. 1996. Chromosome pairing as a tool in genome analysis: merits and limitation. In: Jahuar P.P. (Ed) Method of genome analysis in plants: 10-33.

168. Jazin E.E., Cavelier L., Eriksson I., Oreland L., Gyllensten U. 1996. Human brain contains high levels of heteroplasmy in the noncoding regions of mitochondrial DNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93:12382-12387.

169. Jenuth J.P., Peterson A.C., Shoubridge E.A. 1997. Tissue-specific selection for different mtDNA genotypes in heteroplasmic mice. Nat. Genet. 16:93-95.

170. Jiang J., Raupp W.J., Gill B.S. 1992. Rf genes restore fertility in wheat lines with cytoplasms of Elymus trachycaulus and E. ciliaris. Genome 35: 614-620.

171. Jiang J., Chen P., Friebe B. et al. 1993. Alloplasmic wheat-E/ymus ciliaris chromosome addition lines. Genome 36: 327-333.

172. Jiang J., Friebe В., Gill B.S. 1994a. Recent advances in alien gene transfer in wheat. Euphytica 73: 199-212.

173. Jiang J., Morris K.L., Gill B.S. 1994b. Introgression of Elymus trachycaulus chromatin into common wheat. Chromosome Res.2(1): 3-13.

174. Joshi C.P., Nguyen H.T. 1993. RAPD analysis based intervarietal genetic relationship among hexaploid wheats. Plant Sci. 93: 95-103.

175. Kanazin V., Talbert H., See D. et al. Discovery and assay of single-nucleotide polymorphisms in barley (Hordeum vulgare). 2002. Plant Mol. Biol. 48: 529-537.

176. Kashkush K., Feldman M., Levy A.A. 2002. Gene loss, silencing and activation in a newly synthesized wheat allotetraploid. Genetics 160(4):1651-1659.

177. Kaul M.L.H. Male sterility in higher plants. Berlin, Heidelberg, N.Y., London, Paris, Toronto: Springer-Verlag, 1988, 1005 p.

178. Kazman M.E., Lein V., Robbelen G. 1998. The 1BL.1RS translocation in recently developed European wheats. In: T.Lelley (Ed.), Current topics in plant cytogenetics related to plant improvement. WUV-Univ.-Verl., Austria. P. 334-341.

179. Kellog E.A. 2003. What happens to genes in duplicated genomes. Proc. Natl. Acad.Sci. USA 100:4369-4371.

180. Kitagawa K., Takumi S., Nakamura C. 2002. Evidence of paternal transmission of mitochondrial DNA in a nucleus-cytoplasm hybrid of timopheevi wheat. Genes Ge-net.Syst. 77: 243-50.

181. Kiang A.-S., Connolly V., McConnell D.J., Kavanagh T.A. 1994. Paternal inheritance of mitochondria and chloroplasts in Festuca pratensis-Lolium perenne inter-generic hybrids. Theor. Appl. Genet. 87 : 681-688.

182. King I.P., Purdie K.A., Rezanoor H.N. et al. 1993. Characterization of Thinopyrum bessarabicum chromosome segments in wheat using random amplified polymorphic DNAs (RAPDs) and genome in situ hybridization. Theor.Appl.Genet. 86: 895-900.

183. Koba Т., Shimada T. 1990. Intergeneric hybridization between wheat and barley: production, fertility and chromosomal variation in hybrids and backcrossed generations.

184. Proceedings of International Symposium, Wheat breeding prospects and future approaches, Bulgaria, 125-128.

185. Koba Т., Handa Т., Shimada T. 1991. Efficient production of wheat-barley hybrids and preferential elimination of barley chromosomes. Theor. Appl. Genet. 81: 285-292.

186. Koba Т., Shimada T. 1992. Variations in the crossability of common wheat culti-vars with cultivated barley. Hereditas 116:187-192.

187. Koba Т., Takumi S., Shimada T. 1997. Isolation, identification and characterization of disomic and translocated barley cromosome addition lines of common wheat. Euphitica 96: 289-296.

188. Koebner R.M.P., Krisch F., Thorpe C., Prins R. 1998. AFLPs as a source of STS markers in alien introgression. Proc. IX Intern. Wheat Genet. Symp. Saskatoon, Canada, V. 118-122.

189. Kofer W., Glimelius K., Bonnett H.T. 1991. Modifications of mitochondrial DNA cause changes in floral development in homeotic-like mutants of tobacco. Plant Cell 3: 759-769.

190. Korzun V., Boerner A., Worland A.J. et al. 1997. Application of microsatellite markers to distinguish inter-varietal chromosome substitution lines of wheat (Triticum aestivum L.). Euphytica 95:149-155.

191. Kravtsova L.A., Shchapova A.I. 2001. Use of wheat-rye substitution lines for chromosome localization of salt stress tolerance genes. International conference Genetic collections, isogenic and alloplasmic lines. Novosibirsk, Russia, 37-38.

192. Krishnasamy S., Makaroff C.A. 1994. Organ-specific reduction in the abundunce of a mitochondrial protein accompanies fertility restoration in cytoplasmic male-sterile radish. Plant Mol. Biol. 26: 935-946.

193. Krolow K.D. 1970. Untersuchungen uber die Kreuzbarkeit zwischen Weizen und Roggen. Z Pflanzenzucht 64:44 72.

194. Kruse A. 1973. Hordeum Triticum hybrids. Hereditas 73: 157 -161.

195. Kruse A. 1974. An in vivo/in vitro embryo culture technique. Hereditas 77(2): 219224.

196. Maan S.S., Lucken K.A. 1971. Male sterile wheat with rye cytoplasm: restoration of male fertility and plant vigor. J.Hered. 62: 353-355.

197. Maan S.S., Endo T.R. 1991. Nucleocytoplasmic interactions stabilize ploidy level in wheat interspecific hybrids. Genome 34: 983-987.

198. Maan S.S. 1992a. The scs and Vi genes correct a syndrome of cytoplasmic effects in alloplasmic durum wheat. Genome 35:780-787.

199. Maan S.S. 1992b. A gene for embryo-endosperm compatibility and seed viability in alloplsmic Triticum turgidum. Genome 35: 772-779.

200. Maan S.S. 1992c. Transfer of species cytoplasm specific (scs) gene from Triticum timopheevii to T.turgidum. Genome 35: 238-243.

201. Maan S.S. 1993. Interactions between the scs and Vi genes in alloplasmic durum wheat. Genome 37: 210-216.

202. Maan S.S. 1994. Interactions between the scs and Vi genes in alloplasmic durum wheat. Genome 37: 210-216.

203. Maan S.S. 1995. The species-cytoplasm-specific gene hypothesis, p. 165-174. In W.J. Raupp and B.S. Gill (ed.) Proc. Classical and Molecular Cytogenetic Analysis of Cereal Genomes. Kansas State University, Manhattan.

204. Malysheva L., Sjakste Т., Matzk F., Roder M., Ganal M. 2003. Molecular cytogenetic analysis of wheat-barley hybrids using genomic in situ hybridization and barley mi-crosatellite markers. Genome 46(2):314-22.

205. Maniatis Т., Fritsch E. F., Sambrook J. 1982. Molecular cloning. A laboratory man-ual.USA. Gold Spring Harb. Lab., 362 p.

206. Marais G.F., Horn M., Toit F.D. 1994. Intergeneric transfer (rye to wheat) of a gene(s) for Russian wheat aphid resistance. Plant Breed. 113: 265-271.

207. Martin A., Chapman V. 1977. A hybrid between Hordeum chilense and Triticum aestivum. Cereal Res. Commun. 5: 365-368.

208. Martin A., Sanchez-Monge Laguna E. 1980. A hybrid between Hordeum chilense and Triticum turgidum. Cereal Res Commun. 8: 349-353.

209. Martin A., Cubero J.I. 1981. The use of Hordeum chilense in cereal breeding. Cereal Res Commun. 9:317-323.

210. Martin A., Sanchez-Monge K., Laguna E. 1982. Cytology and morphology of the amphiploid Hordeum chilense x Triticum turgidum conv. durum. Euphytica 31: 262-267.

211. Martin A., Padilla J.A., Fernandez-Escobar J. 1987. The amphiploid Hordeum chilense x Triticum aestivum ssp. sphaerococcum. Variability in octoploid tritordeum. Plant Breeding 99: 336-339.

212. Martin A., Rubiales D., Rubio J.M., Cabrera A. 1995. Hybrids between Hordeum vulgare and tetra-, hexa-, and octoploid tritordeums. Hereditas 123:175-182.

213. Martin A. 1998. Tritordeum: the first ten years. Rachis 7: 12-15.

214. Martinez-Zapater J.M., Gil P., Capel J., Somerville C.R. 1992. Mutations at the Arabidopsis CHM locus promote rearrangements of the mitochondrial genome. Plant Cell 4(8):889-99

215. Masterson J. 1994. Stomatal size in fossil plants: evidence for polyploidy in majority of angiosperms. Science 264:421-424.

216. Matsui K., Mano Y., Taketa S., Kawada N., Komatsuda T. 2001. Molecular mapping of a fertility restoration locus (Rfm1) for cytoplasmic male sterility in barley (Hordeum vulgare L.) Theor. Appl. Genet. 102:477-482.

217. Matzke M.A., Primig M., Trnovsky J., Matzke A.J.M. 1989. Reversible methyla-tion and inactivation of marker genes in sequentially transformed tobacco plants. EMBO J. 8: 643-649.

218. Maughan P.J., Saghai Maroof M.A., Buss G.R., Huestis G.M. 1996. Amplified fragment length polymorphism (AFLP) in soybean: Species diversity, inheritance, and near-isogenic line analysis. Theor. Appl. Genet. 93: 393-401.

219. McClintok B. 1984. The significance of responses of the genome to challenge. Science 226: 972-801.

220. McFadden E.S., Sears E.R. 1946. The Origin of Triticum spelta and its free-threshing hexaploid relatives. J. Hered. 37: 81-69.

221. Mcintosh R.A., Hart G.E., Devos K.M., Gale M.D., Rogers W.J. 1998. Catalogue of gene symbols in wheat. In: Slinkard A.E.(ed) Proc 9th Int Wheat Genet Symp, vol.5. University Extension Press, Saskatoon, Sask., Canada, 1-235.

222. Miller Т.Е., Reader S.M., Chapman V. 1981. The addition of Hordeum chilense chromosomes in wheat. In: Induced variability in plant breeding. Intl. Symp. Sect. Mutation and Polyploidy, Eucarpia, P.79-81. Pudoc, Wageningen.

223. Miller Т.Е., Reader S.M., Gale M.D. 1983. The effect of homoeologous group 3 chromosomes on chromosome pairing and crossability in Triticum aestivum. Can J. Genet. Cytol. 25: 634-641.

224. Miller Т.Е., Reader S.M., Ainsworth C.C. 1985. A chromosome of Hordeum chilense homoeologous to group 7 of wheat. Can. J. Genet. Cytol. 27:101-104.

225. Miller Т.Е., Reader S.M. 1987. A guide to the homeology of chromosome within the Triticeae. Theor Appl Genet. 74:214-217.

226. Miyamura S., Kuroiwa Т., Nagata T. 1987. Disappearance of plastid and mitochondrial nucleoids during the formation of generative cells of higher plants revealed by fluorescence microscopy. Protoplasma 141:149-159.

227. Mogensen H.L. 1988. Exclusion of male mitochondria and plastids during syn-gamy in barley as a basis for maternal inheritance. Proc. Natl .Acad. Sci. USA 85: 2594-2597.

228. Mohan M., Nair S., Bhagwat A., Krishna T.G., Yano M., Bhatia C.R., Sasaki T. 1997. Genome mapping, molecular markers and marker-assisted selection in crop plants. Mol. Breed. 3: 87-103.

229. Molnar-Lang M., Line G., Sutka J. 1996. Transfer of the recessive crossability allele kr1 from Chinese Spring into the winter variety Martonvasari 9. Euphytica 90: 301305.

230. Molnar-Lang M., Line G., Logojan A., Sutka J. 2000a. Production and meiotic pairing behaviour of new hybrids of winter wheat (Triticum aestivum) x winter barley (Hordeum vulgare). Genome 43(6): 1045-1054.

231. Molnar-Lang M., Line G., Friebe B.R., Sutka J. 2000b. Detection of wheat-barley translocations by genomic in situ hybridization in derivatives of hybrids multiplied in vitro. Euphytica 112:117-123.

232. Molnar-Lang M., Nagy E.D., Line G., Sutka J. 2003. Production and identification of wheat-barley hybrids and translocations using GISH, FISH and SSR markers. EWAC Newsletter, 92-95.

233. Moneger F., Smart C.J., Leaver C.J. 1994. Nuclear restoration of cytoplasmic male sterility in sunflower is associated with the tissue-specific regulation of a novel mitochondrial gene. EMBO J. 13: 8-17.

234. Mukai Y., Gill B.S. 1991. Detection of barley chromatin added to wheat by genomic in-situ hybridization. Genome 34:448-452.

235. Mukai Y., Nakahara Y., Yamamoto M. 1993. Simultaneous discrimination of the three genomes in hexaploid wheat by multicolour fluorescence in situ hybridization using total genomic and highly repeated DNA probes. Genome 36: 489-494.

236. Murai K., Tsunewaki K. 1993. Photoperiod-sensitive cytoplasmic male sterility in wheat with Aegilops crassa cytoplasm. Euphytica 67:41-48.

237. Murai K., Koba Т., Shimada T. 1997a. Effects of barley chromosome on heading characters in wheat-barley chromosome addition lines. Euphytica 96: 281-287.

238. Murai K., Taketa S., Islam A.K.M., Shepherd K.W. 1997b. A simple procedure for the production of wheat-barley 5H chromosome recombinant lines utilizing 5B nullisomy and 5H specific molecular markers. Wheat Inf. Serv. 84: 53 55.

239. Murai K., Taketa S., Islam R., Shepherd K. W. 2000. Barley allele-specific ampli-cons useful for identifying wheat-barley recombinant chromosomes. Genes Genet.Syst. 75:131-139.

240. Murai K., Takumi S., Кода H., Ogihara Y. 2002. Pistillody, homeotic transformation of stamens into pistil-like structures, caused by nuclear-cytoplasm interaction in wheat. The Plant Journal 29(2): 169-181.

241. Myburg A.A., Botha A-M., Wingfield B.D., Wilding W.j.M. 1997. Identification and genetic analysis of wheat cultivars using RAPD fingerprinting. Cer. Res. Comm. 25: 875-882.

242. Nakamura C., Kasai, Kubota Y. et al. 1991. Cytoplasmic diversity in ailoplasmic common wheats with cytoplasms of Triticum and Aegilops revealed by photosynthetic and respiratory characteristics. Jap. J. Genet. 66 : 471-483.

243. Nakata N., Yasumuro Y., Himeno Y., Sasaki M. 1986. Effect of nucleus, cytoplasm and their interaction on the perfomance of wheat x rye hybrids. J. faculty of Agriculture, Tottori University. Tottory, Japan. 22: 1-9.

244. Nakata N., Nakamura M., Tomita M., Yasumuro Y. 1993. Chromosome location of the gene for nucleo-cytoplasmic compatibility in rye. Jpn. J. Breed. 43: (Suppl.1), 65.

245. Napoli C., Lemieux C., Jorgensen R. 1990. Introduction of a chimeric chalcone synthase gene into petunia results in reversible co-suppression of homologous genes in trans. Plant Cell 2: 279-289.

246. Neale D. В., Marshall K.A., Sederoff R.R. 1989. Chloroplast and mitochondrial DNA are paternally inherited in Sequoia sempervirens. Proc. Natl. Acad.Sci. USA 86: 9347-9.

247. Nelson J.C., Sorrels M.E., Van Deynze A.E. et al. 1995. Molecular mapping of wheat: major genes and rearrangements in homeologous groups 4, 5 and 7. Genetics 141:721-731.

248. Oettler G. 1982. Effect of paternal genotype on crossability and response to colchicine treatment in wheat-rye hybrids. Z. Pflanzenzucbttg 88: 322-330.

249. Ohno S. 1970. Evolution by Gene Duplication, Springer, New York.

250. Olson M., Hood L., Cantor C., Botslein D. 1989. A common language for fisical mapping of the human genome. Science (Washington, D.C.). 245:1434-1435.

251. O'Neill R.J.W., O'Neill M.J., Graves JAM. 1998. Undermethylation associated with retroelement activation and chromosome remodelling in an interspecific mammalian hybrid. Nature 393: 68-72.

252. Orr H.A. 1990. "Why polyploidy is rarer in animals than in plants" revisited. Am. Nat. 136: 759-770.

253. Otto S.P., Whitton J. 2000. Polyploid incidence and evolution. Annu. Rev. Genet. 34, 401-437.

254. Ozkan H., Levy A.A., Feldman M. 2001. Allopolyploidy-induced rapid genome evolution in the wheat (Aegilops-Triticum) group. Plant Cell 13(8): 1735-47.

255. Paterson A.H., Bowers J.E., Chapman B.A. 2004. Ancient polyploidization predating divergence of cereals, and its consequences for comparative genomics. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 101: 9903-9908.

256. Peil A., Korzun V., Schubert V. et al. 1998. The application of wheat microsatellites to identify disomic Triticum aestivum-Aegilops markgrafii addition lines. TheorAppl.Genet. 96:138-146.

257. Penner G.A., Zirino M., Kruger S., Townley-Smith F. 1998. Accelerated recurrent parent selection in wheat with microsatellite markers. In: A.E.SIinkard (ed). Proc. 9th Int. Wheat Genet.Symp. Vol.1.131-134. Univ. of Saskatchewan, Saskatoon.

258. Pershina L.A., Shumny V.K., Numerova O.M., Belova L.I. 1986. Progeny of barley x wheat hybrids H. vulgare L. x T. aestivum L. from backcrosses to common wheat. Cereal Research Communications 14(4): 371-378.

259. Pershina L.A., Numerova O.M., Belova L.I., Devyatkina E.P., Shumny V.K. 1988. Fertility in barley x wheat hybrids H.geniculatum All. x T. aestivum L., their regenerants and hybrid progeny of backcrosses to T.aestivum L. Cereal Res. Commun. 16:157-163.

260. Pershina L.A., Numerova O.M., Belova L.I., Devyatkina E.P., Shumny V.K. 1988. Fertility in barley x wheat hybrids H.geniculatum All. x T. aestivum L., their regenerants and hybrid progeny of backcrosses to T.aestivum L. Cereal Res. Commun. 16:157-163.

261. Pershina L.A., Numerova O.M., Belova L.I., Devyatkina E.P. 1993. Production and characterization of barley-wheat alloplasmic and addition lines. Cereal Res. Commun. 21(4): 277-283.

262. Pershina L.A., Numerova O.M., Belova L.I., Devyatkina E.P. 1998. Biotechnologi-cal and cytogenetic aspects of producing new wheat genotypes using hybrids. Euphitica 100: 293-244.

263. Pershina L.A., Numerova O.M. Belova L.I. Devyatkina E.P, Salina E.A., Shumny V.K. 2001. The peculiarities of fertility restoration in euploids and aneuploids of barley-wheat hybrids progenies. EWAC Newsletter: 153-156.

264. Person-Dedryver F., Jahier J., Miller Т.Е. 1990. Assessing the resistance to cereal root-knot nematode, Meloidogyne naasi. I: a wheat line with the added chromosome arm 1HchS of Hordeum chilense. J. Genet. Breed. 44: 291-296.

265. Pikaard C.S.1999. Nucleolar dominance and silencing of transcription. Trends Plant Sci. 4(12):478-483.

266. Qi L.L., Wang S.L., Chen P.D., Liu D.J., Friebe В., Gill B.S. 1997. Molecular cytogenetic analysis of Leumus racemosus chromosomes added to wheat. Theor Appl Genet. 95:1084-1091.

267. Rabinovich S.V. 1998. Importance of wheat-rye translocations for breeding modern cultivars of Tn'ticum aestivum L. Euphytica 100 : 323-340.

268. Rafalski A., Vogel J.M., Morgante M., Powell W., Tingey S.V. 1996. Generating and using DNA markers in plants. In: B. Birren, E. Lai (Eds.), Non-mammalian Genomic Analysis: A Practical Guide, Academic Press, 75-134.

269. Ramsay L., Macaulay M., degli Ivanissevich S. et al. 2000. A Simple Sequence Repeat-Based Linkage Map of Barley. Genetics 156:1997-2005.

270. Reboud X., Zeyl C. 1994. Organelle inheritance in plants. Heredity 72:132-140.

271. Ren X.Q., Sun W.X., Chen P.D., Liu D.J. 1996. Development and identification of T.aestivum-L.racemosus addition lines. J. Nanjing Agric. Univ. 19:1-5.

272. Ren S.X., Mcintosh R.A., Lu Z.L. 1997. Genetic suppression of the cereal rye-derived gene Pm8 in wheat. Euphytica, 93: 353-360.Riley R., Chapman V. 1967. The inheritance in wheat of crossability with rye. Genet. Res. 9:259 267.

273. Rieseberg L.H., Fossen C., Desrochers A. 1995. Hybrid speciation accompanied by genomic reorganization in wild sunflowers. Nature 375: 313-316.

274. Rieseberg L.H, Sinervo В., Under C.R., Ungerer M., Arias D.M. 1996. Role of gene interactions in hybrid speciation: evidence from ancient and experimental hybrids. Science 272: 741-745.

275. Rieseberg L.H. 1997. Hybrid origins of plant species. Ann. Rev. Ecol. Syst. 28: 359-389.

276. Rieseberg L.H., Baird S., Desrochers A. 1998. Patterns of mating in wild sunflower hybrid zones. Evolution 52: 713-726.

277. Rigby P.W., Dieckmann M., Rhodes C., Berg P. 1997. Labeling deoxyribonucleic acid to high specific activity in vitro by nick translation with DNA polymerase I. JMol Biol. 1977.113(1):237-51.

278. Riley R., Chapman V. 1967. The inheritance in wheat of crossability with rye. Genet. Res. 9:259-267.

279. Rubiales D., Brown J.K.M., Martin A. 1993. Hordeum chilense resistance to powdery mildew and its potential use in cereal breeding. Euphytica 67: 215-220.

280. Rubiales D., Martin A. 1999. Chromosomal location in H.chilense and expression of common bunt resistance in wheat addition lines. Euphytica 109:157 -159.

281. Roder M.S., Plaschke J., Koenig S.U. et al. 1995. Abandance variability and chromosomal location of microsatellites in wheat. Mol. Gen. Genet. 246: 327-333.

282. Roder M.S., Korzun V., Wendehake K. et al. 1998. A microsatellite map of wheat. Genetics 149:2007-2023.

283. Sakamoto S. 1973. Patterns of phylogenetic differentiation in the tribe Triticeae. Seiken Zino24:11-31.

284. Sakamoto W., Kondo H., Murata M., Motoyoshi F. 1996. Altered mitochondrial gene expression in a maternal distorted leaf mutant of Arabidopsis induced by chloro-plast mutator. Plant Cell 8:1377-1390.

285. Salina E.A., Numerova O.M., Ozkan H., Feldman M. 2004. Alterations in subte-lomeric tandem repeats during early stages of allopolyploidy in wheat. Genome 47: 860867.

286. Salina E.A., Lim K.Y., Badaeva E.D. and al. 2006. Phylogenetic reconstruction of Aegilops section Sitopsis and the evolution of tandem repeats in the diploids and derived polyploids. Genome 49:1023-1035.

287. Salinas J., Figueiras A.M., Gonzales-Jaen M.T., Benito C. 1985. Chromosomal location of izozyme markers in wheat-barley addition lines. Ther. Appl. Genet. 70: 192198.

288. Sanchez-Moran E., Benavente E., Orellana J. 1999. Simultaneous identification of A, B, D and R genomes by genomic in situ hybridization in wheat-rye derivatives. Heredity 83: 249-252.

289. Scheid O.M., Jakovleva L., Afsar K., Maluszynska J., Paszkowski J. 1996. A change of ploidy can modify epigenetic silencing. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93: 71147119.

290. Schlegel R., Meinel. 1994. A quantative trait locus (QTL) on chromosome arm 1RS of rye and its effect on yield performance of hexaploid wheat. Cereal Res. Com-mun., 22: 7-13.

291. Schubert I., Shi F., Fuchs J., Endo T.R. 1998. An efficient screening for terminal deletions and translocations of barley chromosomes added to common wheat. Plant J. 14:489-495.

292. Schmid K.J., Sorensen T.R., Stracke R. et al. 2003. Large-scale identification and analysis of genome-wide single-nucleotide polymorphisms for mapping in Arabidopsis thaliana. Genome Res. 13:1250-1257.

293. Schwarzacher Т., Leitch A.R., Bennett M.D., Heslop-Harrison J.S. 1989. In situ localization of parental genomes in a wide hybrid. Ann. Bot. 64: 315-324.

294. Schwarzacher Т., Anamthawat-Jonsson K., Harrison G.E., Islam A.K.M.R., Jia J.Z., King I.P. et al. 1992. Genomic in situ hybridization to identify alien chromosomes and chromosome segments in wheat. Theor. Appl. Genet. 84: 778-786.

295. Schwarzacher Т. 2003. DNA, chromosomes, and in situ hybridization. Genome. 46(6):953-62.

296. Sears E.R. 1954. The aneuploids of common wheat. Univ.Mo. Agr. Sta. Res. Bui. 572:1-59.

297. Sears E.R. 1972. Chromosome engineering in wheat. In: Stadler Symp., Univ. of Missouri, Columbia, USA 4: 23 38.

298. Shaked H., Kashkush K., Ozkan H., Feldman M., Levy A.A. 2001. Sequence elimination and cytosine methylation are rapid and reproducible responses of the genome to wide hybridization and allopolyploidy in wheat. Plant Cell, 13(8):1749-1759.

299. Sherman J.D., Smith L.Y., Blake Т.К., Talbert L.E. 2001. Identification of barley genome segments introgressed into wheat using PCR-markers. Genome 44: 38-44.

300. Shewry P.R., Tatham A.S. 1990. The prolamin storage proteins of cereal seeds: structure and evolution. Biochem J. 267(1): 1-12.

301. Shi L., Zhu Т., Mogensen H.L., Smith S.E. 1991. Paternal plastid inheritance in alfalfa: plastid nucleoid number within generative cells correlates poorly with plastid number and male plastid transmission strength. Curr. Genet. 19: 399-401.

302. Shi F., Endo T.R. 2000. Genetic induction of chromosomal rearrangements in barley chromosome 7H added to common wheat. Chromosoma 109: 358-363.

303. Shimada Т., Koba Т., Otani M., Niizeki H. 1987. Morphology, meiosis, and in vitro propagation of barley wheat hybrids. In: Barley genetics V (Proc 5th Int Barley Genet Symp, Okayama ), pp 343 - 350.

304. Simons K.J., Gehlhar S.B., Maan S.S., Kianian S.F. 2003. Detailed mapping of the species cytoplasm-specific (scs) gene in durum wheat. Genetics 165: 2129-36.

305. Sinyavskaya M.G., Danilenko N.G., Davydenko O.G., Ermishina N.M., Bel'ko N.B., Gordei I.A. 2004. Inheritance of organelle DNA in rye (Secale cereale L.) and wheat (x Triticale Thch.) hybrids. Genetika 40: 218-23.

306. Sitch L.A., Snape J.W., Firman S.J. 1985. Intrachromosomal mapping of cross-ability genes in wheat (Triticum aestivum). Theor. Appl. Genet. 70: 309 314.

307. Slageren M.W. van. 1994. Wild wheats: a monograph of Aegilops L. and Ambly-opyrum (Jaub. & Spach) Eig (Poaceae). Wageningen Agriculture University Papers (7). 513 pp.

308. Smith J.S.C., Zabeau M., Wright S. 1993. Associations among inbred lines as revealed by RFLPs and by thermocycling methodology, amplified fragment length poly-morohisms (AFLPs). Maize Genet. Newsl. 68: 62-64.

309. Snape J.W., Chapman V., Moss J., Blanchard C.E., Miller Т.Е. 1979. The cross-abilities of wheat varieties with Hordeum bulbosum. Heredity 42: 291-298.

310. Sodmergen, Zhang Q., Zhang Y. et al. 2002. Reduction in amounts of mitochondrial DNA in the sperm cells as a mechanism for maternal inheritance in Hordeum vulgare. Plant a 216: 235-244.

311. Soliman K., Fedak G., Allard R.W. 1987. Inheritance of organelle DNA in barley and Hordeum x Secale intergeneric hybrids. Genome 29: 867-872.

312. Soltis D.E., Soltis P.S., 1995. The dynamic nature of polyploid genomes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92: 8089-8091.

313. Soltis P.S., Soltis D.E., Chase M.W. 1999. Angiosperm phylogeny inferred from multiple genes as a tool for comparative biology. Nature 402:402-404.

314. Soltis P. S., Soltis D.E. 2000. The role of genetic and genomic attributes in the success of polyploids. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97: 7051-7057.

315. Somers D.L., Kirkpatrick R., Moniwa M., Walsh A. 2003. Mining single-nucleotide polymorphisms from hexaploid wheat ESTs. Genome 49:431-437.

316. Sreeramulu G., Singh N.K. 1994. High Mr glutenin subunits of Indian wheat culti-vars: association of subunits 5+10 with the 1BL/1RS translocation. J Cereal Sci., 20:217-225.

317. Stebbins G.L., 1950. Variation and Evolution in Plants. Columbia University Press, New York.

318. Stebbins G.L. 1957. The hybrid origin of microspecies in the Elymus glaucus complex. Cytologia (Suppl. 36), 336-340.

319. Stebbins G.L. 1971. Chromosomal Evolution in Higher Plants. London: E. Arnold (Publ.).

320. Steinborn R., Schinogl P., Zakhartchenko V., Achmann R., Schernthaner W. et al. 2000. Mitochondrial DNA heteroplasmy in cloned cattle produced by fetal and adult cell cloning. Nat. Genet. 25: 255-257.

321. Sun W.X., Chen P.D., Liu D.J. 1997. Transfer of useful germplasm from Leymus recemosus Lam. to common wheat. V. Development and identification of three T.aestivum-L.racemosus disomic addition lines. J. Nanjing Agric. Univ.

322. Suzuki Т., Nakamura C., Mori N. et al. 1994. Homoeologous group 1 chromosomes of Agropyron restore nucleus-cytoplasm compatibility in alloplasmic common wheat with Agropyron cytoplasms. Jpn. J. Genet. 69:41-51.

323. Sybenga A. 1996. Chromosome pairing affinity and quadrivalent formation in polyploids: Do segmental allopolyploids exist? Genome 39:1176-1184.

324. Sybenga A. 1999. What makes homologous chromosomes find each other in meiosis? A review and a hypothesis. Chromosoma 108:209-219.

325. Taketa S., Kato J., Takeda K. 1995. High crossability of wild barley (Hordeum spontaneum C. Koch) with bread wheat and the differential elimination of barley chromosomes in the hybrids. Theor. Appl. Genet. 91:1203-1209.

326. Taketa S., Takahashi H., Takeda K. 1998a. Genetic variation in barley of cross-ability with wheat and its quantitative trait loci analysis. Euphytica 103: 187-193.

327. Taketa S., Takeda K. 2001. Production and characterization of a complete set of wheat-wild barley (Hordeum vulgare ssp. spontaneum) chromosome addition lines. Breeding Science 51:199-206.

328. Taketa S., Choda M., Ohashi R. et al. 2002. Molecular and physical mapping of a barley gene on chromosome arm 1HL that causes sterility in hybrids with wheat. Genome 45: 617-625.

329. Tao Y.Z., Snape J.W., Ни H. 1991. The cytological and genetic characterization of doubled haploid lines derived from trticale x wheat hybrids. Theor. Appl. Genet. 81: 369-375.

330. Tanner D.G., Falk D.E. 1982. The interaction of genetically controlled crossability in wheat and rye. Canad. J. Genet. Cytol. 23: 27-32.

331. Thomas J.B., Mujeeb K.A., Rodriguez R., Bates L.S. 1977. Barley-wheat hybrids. Cer.l Res. Commun. 5:181-188.

332. Thompson J.D., Lumaret R. 1992. The evolutionary dynamics of polyploid plants: origins, establishment and persistence. Trends Ecol. Evol. 7: 302-306.

333. Tragoonrung S., V. Kanazin, P. M. Hayes, Т. K. Blake. 1992. Sequence-tagged-site-facilitated PCR for barley genome mapping. Theor. Appl. Genet. 84:1002-1008.

334. Tsujimoto H., Tsunewaki K. 1984. Chromosome location of fertility-restoring gene of a common wheat Chinese Spring for the Aegilops mutica cytoplasm. Wheat Inf. Serv. 58:4 8.

335. Tsukamoto N., Asakura N. Hattori N. et al. 2000. Identification of paternal mitochondrial DNA sequences in the nucleus-cytoplasm hybrids of tetraploid and hexaploid wheat with D and D2 plasmons from Aegilops species. Curr Genet. 38: 208-217.

336. Tsunewaki К. 1980. Genetic diversity of the cytoplasm in Triticum and Aegilops -Tokyo : Japan. Soc. Prom. Sci. 190 p.

337. Tsunewaki K., Wang G.S., Matsuoka Y. 1996. Plasmon analysis of Triticum ( wheat) and Aegilops. I Production of alloplasmic common wheats and their fer-tilites. Genes Genet. Syst. 71 : 293 311.

338. Villareal R.L., Rajaram S., Mujeeb-Kazi A. 1991. The effect of chromosome 1B/1R translocation on the yield potential of certain spring wheats (Triticum aestivum L.). Plant Breeding 106:77-81.

339. Villareal R.L., Banuelos O., Mujeeb-Kazi A. 1997. Agronomic performance of related durum wheat (Triticum turgidum L.) stocks possesing the chromosome substitution T1BL.1RS. Crop Sci. 37: 1735-1740.

340. Vos P., Hogers R., Reijans M., Van de Lee Т., Homes M., Friters A., Pot J., Pe-leman J., Kupier M., Zabeau M. 1995. AFLP: a new technique for DNA fingerprinting. Nucl. Acids Res. 23: 4407-4414.

341. Wagner D.B., Dong J., Carlson M. R., Yanchuk A. D. 1991. Paternal leakade of mitochondrial DNA in Pinus. Theor.Appl.Genet. 82: 510-514.

342. Wall A.M., Riley R., Gale M.D. 1971. The position of a locus on chromosome 5B of Triticum aestivum affecting homeologous meiotic pairing. Genet Res. 18: 329-339.

343. Wang H.M., Ketela Т., Keller W.A. 1995a. Genetic correlation of the orf224/alp6 gene region with polima CMS in Brassica somatic hybrids. Plant Mol. Biol. 27: 801-807.

344. Wang R.R.-C., Chen J., Joppa L.R. 1995b. Production and identification of chromosome specific RAPD markers for Langdon durum wheat disomic substitution lines. Crop Sci. 35: 886-888.

345. Wang G.-Z., Matsuoka Y., Tsunewaki K. 2000. Evolutionary features of chon-driome divergence in Triticum (wheat) and Aegilops shown by RFLP analysis of mitochondrial DNAs. Theor. Appl. Genet. 100: 221-231.

346. Wendel J.F., Stuber C.W., Edwards M.D., Goodman M.M. 1986. Duplicated chromosomal segments in lea mays L.: further evidence from Hexokinase isozymes. Theor. Appl. Genet. 72:178-185.

347. Wendel J. F. 2000. Genome evolution in polyploids. Plant Mol. Biol. 42: 225-249.

348. Williams J.G.K., Kubelik A.R., Livak K.J., Rafalski J.A. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers. Nucl. Acids. Res. 1990. V. 25. P. 6531-6535.

349. Williams K.J., Fisher J. M., Langridge P. 1994. Identification of RFLP markers linked to the cereal cyst nematode resistance gene (Cre) in wheat. Theor. Appl. Genet. 89: 927-930.

350. Wolfe, K.H. 2001. Yesterday's polyploids and the mystery of diploidization. Nat. Rev. Genet. 2: 333-341.

351. Wu R., Gallo-Meagher M., Littell R.C., Zeng Z.B. 2001. A general polyploid model for analyzing gene segregation in outcrossing tetraploid species. Genetics 159: 869882.

352. Yang Y.F., Furuta Y„ Fukatani Y., Islam A.K.M.R. 2000. Compensating ability in pollen fertilization between group-6 and -7 homoelogous chromosomes of barley and wheat. Genes Genet. Syst. 75:251-258.

353. Yen F.S., Evans L.E., Larter E.N. 1969. Monosomic analysis of fertility restoration in three restorer lines of wheat. Canad J Genet, Cytol. 11: 531-546.

354. Yu H.S., Huang B.Q., Russell S.D. 1994. Transmission of male cytoplasm during fertilization in Nicotiana tabacum. Sex Plant Reprod. 7: 313-323.

355. Zheng Y., Luo M., Yen C., Yang J. 1992. Chromosome location of a new cross-ability gene in common wheat. Wheat Information Service 75: 36-40.

356. Zhong S.B., Zhang.D.Y., Li H.B., Yao J.X. 1996. Identification of Haynaldia vil-losa chromosomes added to wheat using a sequential C-banding and genomic in situ hybridization technique. Theor. Appl. Genet. 92:116-120.

Информация о работе

Трубачеева, Наталия Викторовна
кандидата биологических наук
Новосибирск, 2007
ВАК 03.00.15

Диссертация

Особенности ядерных и митохондриальных геномов у аллоплазматических эуплоидных и анеуплоидных линий - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы