Архитектура хромосом в ядре сперматозоида человека

Мудрак, Ольга Станиславовна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Архитектура хромосом в ядре сперматозоида человека
ВАК РФ 03.00.25, Гистология, цитология, клеточная биология

Автореферат диссертации по теме "Архитектура хромосом в ядре сперматозоида человека"

На пряъах рукописи

Мудрак Опыта Станиславовна

Архитектура хромосом в ядро сперматозоида человека

03.00.25—гистология, цитология, клеточная биопогия

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Санет-Петербург 2006

Работа выполнена в Медицинской школе Восточной Вирджинии, США

Научный руководители: чл. - корр. РАН, доктор биологических наук Томилин Николай Викторов^ Институт цитологии РАН, Санкт-Петербург

доктор биологичесхих наук, профессор

Заленский Андрей Олегович

Медиьфтская ижола Восточной Вирджинии, США

Официальные доктор биологических наук, профессор

оппоненты: Мкхельсон Виктор Михайлович,

Институт цишпоти РАН, Санкт-Петербург

чл. - корр. РАМН, доктор биологических наук, Баранов Владислав Сергеевич

Институт акушерства и гинекологии им. ДО. Отта РАМН, Санкт-Петербург

Ведущая организация: Институт экспериментальной медицины

Защита состоится 15 декабря 2006 года в часов на заседании диссертационного совета Д 002.230.01 при Институте цитологии РАН по адресу: 194064 Санкт-Петербург, Тихорецкий пр., д. 4.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института апологии РАН. Автореферат разослан 14 ноября 2006 г.

Ученый секретарь кандидат биологических наук

диссертационного совета Камдаская

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ Актуальность проблемы.

Регуляций генной экспрессии в интерфазных ядрах эукариотических клеток осуществляется не только на уровне индивидуальных генов и хроматина, но и на ядерном уровне, включающем перемещение локусов в ядре посредством изменения крупномасштабной структуры хроматина (Van Driel et al., 2003). Поэтому изучение геномной архитектуры (трехмерной организации генома) интерфаэных ядер - одно из важнейших направлений современой клеточной биологии.

В сперматозоидах человека — генетические активности подавлены. Репрессия репликации и транскрипции обеспечивается сверхкомпактной упаковкой ДНК специфическими для сперматозоидов белками - протаминами. Несмотря на это, и в ядрах сперматозоидов обнаружены элементы геномной архитектуры, а именно: 1) каждая хромосома занимает в ядре зрелого сперматозоида ограниченный объем -хромосомную территорию (XT) (Brandriff, Gordon, 1992; Haaf, Ward, 1995; Zalensky et al., 1995); 2) внутриядерная локализация этих территорий неслучайна (Luetjens et al, 1999; Hazzouri et al.. 2000; Tilgen et al., 2001; Zalenskaya. Zalensky, 2004; Foster et al., 2005); 3) центромеры всех хромосом сосредоточены в центре ядра и образуют компактный хромоцентр (Zalensky et al., 1993, 1995; Haaf, Ward, 1995; Hoyer-Fender et al., 2000); 4) теломеры расположены на периферии ядра, где они взаимодействуют, образуя димеры (Zalensky et al., 1995, 1997; Meyer-Ficca et at.. 1998; Hazzouri et al., 2000); 5) в большинстве случаев теломерные димеры образованы за счет взаимодействий концов одной и той же хромосомы, и, следовательно, хромосомы сложены наподобие шпильки (Solov'eva etal., 2004).

Какова роль геномной архитектуры в генетически неактивном ядре сперматозоида?

Локализация теломер на ядерной мембране может быть важна для процесса оплодотворения. После проникновения сперматозоида в ооцит, периферически расположенные теломеры сперматозоида - одни из первых районов хромосом, экспонированных к ооплазме. Показано, что деконденсация отцовского хроматина зависит от управляемого микротрубочками движения мужского лронуклеуса к женскому (Sutovsky and Schatten, 2000). Взаимодействие тепомер с микротрубочками было показано для дрожжей (Ding et al., 1998; Hiraoka, 1993). Таким образом, направляемое микротрубочками движение мужского лронуклеуса к женскому, осуществляется с

участием теломер. Наконец, теломерные ассоциации (Zale risky et al., 1995, 1997) могут обеспечивать сохранение территориальной организации хромосом во время их декомпенсации в яйцеклетка, наблюдаемое вплоть до стадии полностью развитого пронуклеуса (Brandriff. Gordon, 1992).

В хроматине спермиев человека 85 % ДМК связаны с протаминами. а 15 % ДНК - с гистонами {Gatewood, et a I., 1990). Предположительно, распределение нуклеопротаминовых и нуклеогистоновых районов неслучайно. Показано, что гистоны ассоциированы с некоторыми кодирующими последовательностями (гены акроэина, бета-глобина, IGF-2 гены), а также с некодирующими повторами (Alu, центромеры и теломеры) (Wykes, Krawetz, 2003; Zalenskaya et al., 2000). Предполагают, что специфическое распределение гистонов и протаминов внутри ядра сперматозоида важно не только для трехмерной организации, но также может нести эпигенетическую информацию, например, маркироеагть набор генов, вовлеченных в ранний эмбриогенез (Gatewood et al., 1987). Так, эмбрион-специфический с- и у- гл оби новые гены обогащены гистонами в сперматозоиде, в то время как постнатально экспрессирующийся ß-глобиновый ген обогащен протаминами (Gardlner-Garden et al., 1998).

Таким образом, реорганизация мужского генома, активация и экспрессия отцовских генов после оплодотворения и на ранних стадиях эмбриогенеза зависит от их структурной организации и пространственной упаковки в сперматозоиде. Поэтому, изучение иерархической организации хромосом в ядре сперматозоида (хромосомной архитектуры) приобретает несомненную актуальность.

Цель и задачи исследования Цель работы заключалась в выявлении новых элементов упорядоченной геномной архитектуры, характерных для зрелого сперматозоида человека методом флуоресцентной гибридизации in situ (FISH). Были сформулированы следующие экспериментальные задачи:

1. Проанализировать процесс декомпактизации хромосом 1, 2, 5 в искусственно деконденсированных ядрах сперматозоидов человека, моделирующий события, происходящие при оплодотворении.

2. Описать общую топологию и способ упаковки хромосом 1,2,5 и их плечевых доменов е искусственно деконденсированных ядрах сперматозоида человека.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Хромосомы 1. 2, 5 имеют неслучайную локализацию в ядре сперматозоида человека.

2. В пределах XT хромосомы имеют конформацию шпильки: они изогнуты на 180 * в области центромеры, а плечи сближены по всей длине.

3. Хромосомные изгибы локализованы неслучайно, что показано впервые в ядре сперматозоида.

Предложена модель иерархической упаковки сперматозоидов, начиная от 500 нм хроматиновых глобул до компактной хромосомной территории.

Научная новизна работы Впервые на сперматозоидах человека выполнена гибридизация in situ с хромосом-специфическими плечевыми пробами, что позволило визуализировать р- и q- плечевые домены внутри хромосомной территории.

Впервые описан процесс декомлактиэации хромосом в искуственно деконденсированных ядрах сперматозоидов человека.

Впервые изучена внутренняя организация хромосомного плеча в деконденсированном сперматозоиде и, на основании полученных результатов, предложена модель организации хромосом в ядре сперматозоида, заполняющая существующий пробел между представлениями об упаковке ДНК в нукпеопротаминовые тороиды и сведениями о крупномасштабной архитектуре ДНК и хромосом в ядре. Теоретическое и практическое значение работы

Данные о структурной организации гаплоидного генома в сперматозоидах млекопитающих позволяют предположить, что вклад сперматозоида в процесс оплодотворения и раннего эмбриогенеза не ограничивается передачей генетической информации, закодированной в отцовской ДНК. Структура хроматина и способ упаковки хромосом в сперматозоиде - эпигенетические факторы, контролирующие вышеупомянутые процессы. Полученные в работе данные вносят существенный вклад в современные представления об организации генома в сперматозоидах человека, позволяют моделировать процессы деконденсации (реактивации) мужского генома, происходящие при оплодотворении и способствуют пониманию механизмов комлактизации хромосом в пространстве ядра.

Материалы диссертации могут быть включены в курсы лекций по клеточной биологии для студентов медицинских и биологических специальностей высших учебных заведений.

Апробация работы По теме диссертации опубликовано 5 печатных работ. Материалы работы представлены на следующих научных собраниях:

Конференция «Eastern Virginia Medical School Research Day Conference Norfolk. VA (USA), October 1, 2004»

Конгресс «First International Cytogenetic and Genome Society Congress Granada (Spain), June 14-18, 2005»

Конференция «Eastern Virginia Medical School Research Day Conference Norfolk, VA (USA), October 1,2005»

Конференция «British Andrology Society Annual Meeting on sperm function and maturation Leeds, (UK), November 15-18,2006»

Основные положения диссертации были доложены и обсуждались на научных семинарах Лаборатории стабильности хромооом и клеточной инженерии и Лаборатории радиационной цитологии Института цитологии РАН.

Объем и структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов, обсуждения, заключения, выводов и списка цитированной литературы, включающего 227 ссылок. Материалы диссертации изложены на 85 страницах текста и иллюстрированы 15 рисунками.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДИКА

Клетки, использованные в работе

Сперматозоиды были получены из эякупятое 10 фертильных доноров. Средняя концентрация сперматозоидов и доля прогрессивно-подвижных форм составили (25 ± 2) X 10е клеток/ мл и 52 t 2 % соответственно. Клетки во всех образцах имели нормальную морфологию (> 30% нормальных форм, по критерию ВОЗ). Предварительные опыты не выявили существенной разницы как между образцами, полученными от разных доноров, так и между подвижной фракцией сперматозоидов, полученной методом флотации и тотальным образцом. Поэтому для большинства опытов мы использовали тотальные образцы сперматозоидов.

Подготовка клеток для FISI-j

Эякулят фильтровали, клетки осаждали центрифугированием (10 мин. X 4000 g), промывали 1Х PB S (фосфатно-сопевой буферный раствор следующего состава; 2.7 мМ KCl, 1.5 мМ КН2РО4, 137 мМ NaCI, 8.1 мМ Na2HPO«, pH 7,1); ресуспвизировали в 30%-ном глицерине/PBS и хранили при -80 °С.

В день опыта клетки размораживали, отмывали от глицерина, фиксировали 0.5%-ным раствором формальдегида в PBS (5 минут при комнатной температуре) и инкубировали в смеси 10 мМ дитиотрейтола (ДТТ) и О - 0.5 мг/мл гепарина s 1Х PBS в течение 30 минут при комнатной температуре. Гепарин ослабляет взаимодействие ДНК с основными белками {Villeponteau, 1992), а ДТТ расщепляет дисульфидные связи, образованные протаминами (Balhorn, 1989). В результате такой обработки ядро сперматозоида набухает и сверхкомпактный хроматин д сконденсируется, Этот процесс имитирует события, происходящие после проникновения сперматозоида в ооцит, поскольку гепарин и ДТТ являются аналогами компонентов ооплазмы, таких как гепаран сульфат (Romanato et al.. 2003) и глютатион (Sutovsky, Schatten, 1997). Разбухшие клетки наносили на предметное стекло, давали им осесть в течение 5 минут, затем отмывали препарат: сначала в 2X SSC (стандартный солевой раствор следующего состава: 0.3 M NaCI, 0,03 M цитрат натрия, pH 7.0), потом в воде; дегидратировали в 70 - 95%-ном этаноле и высушивали. ДЦ£ПВР6ЬЩЛЯ FISH

Для гибридизации использовали меченые биотином (BIO) и дигоксигенином (DIG) пробы, окрашивающие р- и q-плечи хромосом по всей длине (painting probes) компании A.L.Tech. Biomedical Inc., USA: BIO-1p. DIG-1q. BIO-2p. DIG-2q, DIG-5p, BIO-5q и меченную DIG пробу на субтеломерный регион 5q.

FISH и МИКРОСКОПИЯ

ДНК в сперматозоидах денатурировали, помещая препараты в 70%-ный формамид в 2Х SSC, нагретый до 72 °С, на 2 минуты и немедленно фиксировали в ледяном этаноле. Гибридизацию и послегибридизационные отмывки проводили в соответствии с протоколом, рекомендованным производителем (A. L. Tech. Biomedical. Inc., США). Места неспецифического связывания блокировали 3%-ным БСА (бычий сывороточный альбумин) с 0,2 % Tween-20 в 4Х SSC. Для детекции биотинклированных проб использовали авидин, конъюгированный с Техасом Красным (1:100, Vector Inc., США), биотинилированные козлиные антитела к авидину (1:100, Vector Inc., США), затем снова

аеидин, кокъюгиро ванный с Техасом Красным; Для детекции проб, меченых DIG — последовательно наносили следующие антитела: овечьи антитела к дигоксигенину, коньюгироаанные с FITC (1:100, Roche, Германия); кроличьи антитела к овечьему IgG, коньюгированные с FITC (1:200, Roche, Германия); козлиные антитела к кроличьему IgG. конъюгированные с FITC (1:200, Roche, Германия). Каждый слой инкубировали в течение 30 минут при 37°С. Между инкубациями с антителами препараты отмывали в трех сменах 4Х SSC (0.6 М NaCI, 0.06 М цитрат натрия. pH 7,0) с 0.2 %-ным Tween - 20 (по 5 минут каждая смена) при 45 "С и блокировали в течение 5 минут. Тотальную ДНК окрашивали DAPI. Готовые препараты заключали в среду Vectashield (Vector).

Результаты гибридизации оценивали с помощью флуоресцентного микроскопа Leitz Ortholux, снабженного цветной цифровой камерой (MagnaFire, Optronics Inc., США) и набором селективных фильтров. Для каждого ядра делали 4 фотографии с использованием разных фильтров (только для Техаса Красного, только для FITC, только для DAPI и совместный: Техас Красный/ FITC/ DAPI). Всего было проанализировано 600 ядер (по 200 для каждой хромосомы). Для измерения расстояний и статистического анализа использовали программы Sigma Scan Pro 5.0 и Microsoft Excel.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Замена гистонов хроматина на протамины, происходящая на заключительных этапах сперматогенеза, а также формирование сети дисульфидных мостиков при созревании в эпидидимисе приводит к сверхконденсации хроматина в зрелых спермиях и затрудняет проникновение к ДНК гибридизационных проб и антител (Zalensky et al., 1993). Поэтому предварительная деконденсация ядер — необходимое условие проведения FISH на сперматозоидах. Мы деконденсиро вал и сперматозоиды смесью гепарина и ДТТ. Ранее было показано, что такая обработка приводит к равномерному (с сохранением основных геометрических параметров клетки) разбуханию ядра, без существенной потери ядерных белков, а также обеспечивает сохранность ядерной морфологии и воспроизводимость результатов FISH (Zalensky et al., 1993,1995).

Основываясь на экспериментальных данных о том, что, чем выше концентрация гепарина, тем сильнее деконденсация ядра (Delgado et а)., 1980; Zalensky et al., 1993), мы использовали возрастающие концентрации гепарина, чтобы получить разные стадии деконденсации хроматина.

Используя FISH с пэйнтинговыми плечевыми пробами, мы проследили процесс декомпактизации хромосом 1, 2, 5 от компактной XT до деконденсироваиного хроматина, занимающего значительный объем ядра, и выявили наиболее характерные паттерны.

Компдцтные хромосомные территории и внутриядерная локализация хромосом

В минимально деконден сиро ванных ядрах (близких по размеру к интактному сперматозоиду), хромосомы 1, 2, 5 занимали удлиненные компактные XT, составляющие приблизительно 1/16 площади ядра. Изображения, полученные с использованием селективных фильтров, показали, что XT образованы близко расположенными р- и q- хромосомными плечами, одинаковыми по форме и размеру. Сигналы от р- и q- плеч накладываются друг на друга, что говорит о параллельной укладке или переплетении хромосомных плеч. Систематическое наблюдение внутриядерной позиции XT по отношению к месту прикрепления хвоста показали неслучайную локализацию каждой, из трех изученных хромосом (рис.1). В 90% клеток хромосома 1 была обнаружена в апикальной половине ядра; хромосома 2 (80% клеток) и хромосома 5 (85% клеток) располагались преимущественно в базальной (хвостовой) половине ядра сперматозоида. Этот факт соответствует литературным данным о неслучайном расположении XT в ядре сперматозоида. Так, у человека хромосомы 1 и 6 (Zalenskaya, Zalensky, 2004), а также хромосома X (Luetjens et al., 1999; Hazzouri et al., 2000; Zalenskaya, Zalensky, 2004) расположены преимущественно в субакросомной части ядра: хромосома 18 (Luetjens et al.t 1999) - в базальной части ядра. Внутриядерная локализация некоторых хромосом эволюционно консервативна. Например, у ряда млекопитающих Х-хромосома в сперматозоиде расположена в субакросомном районе ядра, т.е. вблизи области первого контакта сперматозоида с яйцеклеткой. Предположительно, эта хромосома ранее других экспонируется к цитоплазме яйца при оплодотворении (Greaves et al., 2003). Такое расположение X-хромосомы характерно для сумчатых и плацентарных млекопитающих, эволюционные ветви которых разошлись 170 млн. лет назад (Kirsch et al., 1997). Консервативность внутриядерной локализации предположительно свидетельствует о функциональной значимости. Поскольку при нормальном оплодотворении проникновение сперматозоида в яйцо начинается с акросомы, существует определенная временная последовательность экспозиции хромосом сперматозоида к ооплаэме. В таком случае,

расположение хромосомы в ядро сперматозоида может быть критическим, так как оно определяет время деконденсации и структурной реорганизации, тем самым влияя на дифференциальную экспрессию отцовских генов в эмбрионе (Schultz, Worrad, 1995; McLay, Clarke, 2003).

В пределах хромосомной территории хромосома имеет конФормаиию шпильки

Более выоокая степень деконденсации хроматина была достигнута после обработки ядер 0.5 мг/мл гепарина и ЮмМ ДТТ. Размер ядра (длина длинной оси сперматозоида) увеличился в 1.5 - 2 раза. Размеры компактной XT тоже возросли, что позволило нам проследить расположение плечевых доменов внутри хромосомной территории. В большинстве клеток хромосомы 1, 2, 5 занимали вытянутые территории, ориентированные вдоль длинной оси сперматозоида, причем центромера оказывалась локализованной в апикальной части, а концы хромосом - в базальной части ядра. Это согласуется с высказанным ранее предположением об укладке хромосомы наподобие шпильки (Zalensky et al., 1995) и с данными о взаимодействии р- и q- субтеломерных регионов, принадлежащих одной и той же хромосоме (Zalensky et al., 1997; Solov'eva et al., 2004). Центромера в наших экспериментах легко идентифицировалась в большинстве ядер благодаря яркому желтому сигналу, который она давала в совместном фильтре. Поскольку использованные нами плечевые пробы не охватывали область центромеры, мы предполагаем, что интенсивный желтый сигнал - результат перекрывания плеч в области центромеры. Положение хромосомных концов (pter- и qter-) определялось по концам областей гибридизации и было подтверждено экспериментами по локализации специфической qter- пробы (рис. 2)

Палочкообразные XT ранее наблюдали в спермиях мышей (Haaf, Ward, 1995) и человека (Zalensky et al., 1993). Мейер-Фика и коллеги (Meyer-Ficca et al., 1998) наблюдали растягивание большой акроцентрической хромосомы 2 между центромерой и теломерой в слерматидах крысы. Показано, что превращение XT разнообразной формы в удлиненные палочкообразные XT происходит во время созревания сперматид, на заключительных стадиях спермиогенеза (Meyer-Ficca et al., 1998). Одновременно с этим происходит образование центромерного кластера и ассоциация теломер (выявляемая по уменьшению числа сигналов гибридизации). Предполагают, что кластеризация центромер может играть ведущую роль в упорядочивании процесса

Хромосома 1 Хромосома 2

Рис. 1. Компактные хромосомные территории. Детекция хромосомных плеч с использование« селективных фильтров. Каждой клетке соответствует три изображения: q-ллечо (FITC), р-плечо (Texas Red) и одновременная визуализация обоих плеч и DAPI (triple-band-pass filter). Места прикрепления хвостов отмечены звездочками. Схема иллюстрирует преимущественную локализацию хромосом 1 и 5 в ядре сперматозоида.

компактизации ядра сперматозоида (Scherthan et al., 1996), и, что внутриядерное расположение центромер и теломер является основой, поддерживающей XT.

В соматических клетках, напротив, наблюдается большая вариабельность во взаимном расположении плечевых доменов в пределах данной XT, а также широкие вариации в расстояниях между pter- и qter-регионами одной хромооомы (Dietzel et al., 1998). Поскольку трехмерная архитектура генома связана с транскрипционной активностью (Cremer et al., 1993; Strouboulis, WoKfe, 1996), падение транскрипционной активности может способствовать компрессии XT, и, следовательно, упорядоченной компактизации генома в спермиогенезе (Meyer-Flcca etal., 1998).

A (p-arm + q-arm + q-TER)

4,000 нм

Рис 2. Организация XT в декомпактиэированных ядрах. А - идентификация центромеры и q-тврминальмого региона хромосомы S: желтый сигнал в центромерном регионе • результат перекрывания плеч в области центромеры; q-плвчо окрашено Texas Red (красный); теломериый регион q-ппеча окрашен FITC (зеленый); р-плечо окрашено FITC (зеленый). Б — Г — взаиморасположение плечевых доменов в XT. Справа - схематическая интерпретация изображений.

Неслучайное расположение хромосомных изгибов

При декомпактизации р- и ч- плеч хромосомы 1 были замечены резкие изгибы хромосомной нити, разделенные протяженными линейными участками (рис. 3, а). Мы попытались приблизительно оценить локализацию этих изгибов на хромосомном плече.

Рис. 3, Неслучайное расположение изгибов на хромосомных плечах а — на обоих плечах хромосомы 1 (р-плечо - красное, ч- г лечо - зеленое) видны резкие изгибы хромосомной нити (показаны стрелками); б - схема, полученная в результате анализа 9 клеток, показывает расположение изгибов на плече метаценгтрмческой хромосомы 1. Красным цветом отмечены изгибы р-плеча хромосомы 1; зеленым цветом — изгибы ч-плеча хромосомы 1; Ц - центромера; Т - таломера.

Рис. 4 Декомпактизация ч-плеча хромосомы 1, А - визуализация ч-плеча хромосомы 1 в ядре сперматозоида с использованием фильтров для НТС (зеленый) и совместного (Р1ТС + ОАР1) Б-типичные паттерны ч-ппеча в ядрах разной величины. I. (нм) - длина длинной оси г сперматозоида. В А и Б стрелочками показаны конденсированные 3 б гетерохроматиновые регионы, белыми линиями - центромерные районы.

В - удлинение ч-пявча положительно коррелирует о увеличением размера ядра сперматозоида. Г -ширина ч-плеча не зависит от длины длинной оси сперматозоида. Д - ширина <н1пе>*а: распределение частот в ядрах размером от 0.4 мкм до 2.6 мкм.

7000 5000 3000

1000 о

8000

12000

16000 L (нм)

7000 11000 15000 L(hm)

|80

о>

5 до

f 0

III J Jib-

600 1000 1600 ширина плеча (нм)

1600 800 о

7000 11000 15000 Цнм)

1000 км

Рис. 5 Внутренняя организация хромосомного плеча. а - на инвертированных изображениях видны две хроматино вые фибриллы, соединенные поперечными

хроматиновыми фи па ментами; <?, • -стрелками показаны хроматиновые глобулы диаметром 500 им. Справа -неинвер тированные изображений (ив даны в увеличении.

Рис. 6. Модель иерархической структурной организации хромосом в ядре сперматозоида человека (объяснения в тексте).

Изобразив плечо в виде отрезка, один конец которого - центромера, а другой -теломера, мы отметил ил и места локализации изгибов. Оказалось, что изгибы расположены неслучайно (рис. 3, б).

Неслучайное расположение изгибов в митотических метафазных хромосомах наблюдали ранее (Plaja et al., 2004). В хромосоме 12 такие изгибы были локализованы в бэндах 12р12. 12сеп, 12q14, 12q21, 12q23, 12q24.2 (это преимущественно G-темные банды) и было показано строгое совпадение этих бэндов с изгибами хромосомы внутри интерфаэной хромосомосомной территории (Plaja et al., 2004). Отмечалось, что изгибы в кариотипе встречаются с разной частотой. В X хромосоме наиболее выраженным является изгиб в регионе Xq13.3 - Xq21.1. Интересно, что в этом же месте (Xq11.2 -Xq21.1) локализован центр для конденсации тельца Барра. Предполагают, что в этом участке хромосомы находится точка инициации процесса конденсации, и изгиб в этом регионе - видимое проявления процесса конденсации (Flejter et al., 1984).

Компактная XT хромооомы 1, согласно нашим измерениям, в 4 раза меньше метафаэкоц хромосомы 1. Исходя из этого, можно предположить, что улаковка хромосомы в компактную XT в сперматозоиде достигается за счет неслучайного изгибания хромосомной нити. Мы наблюдали также изгибы в р- и q- плечах хромосомы 2. и q- плече хромосомы 5. Наши наблюдения неслучайных изгибов являются, однако, предварительными и требуют дальнейшей экспериментальной проверки.

Устойчивость щжтромерного и тепомерного доменов к деконденсаиии

Интересной особенностью процесса декомпактизации была повышенная устойчивость центромерного и теломерных участков изученных хромосом к деконденсирующему воздействию ДТТ/гепарина. Эти районы сохраняли свою компактность даже в сильно набухших ядрах. Наиболее стабильным был окогоцентромерный регион. Даже в клетках, где размеры длинной оси были втрое больше, чем в интактных ядрах, центромерный регион оставался компактным (рис. 4, А, Б). Повышенная устойчивость отдельных участков хромооом к действию ДТТ/гепарина может быть связана с особой конформацией их хроматина. Известны консервативные хромосомные белки семейства НР1, некоторые из них (НР1 а, р) преимущественно связываются с гетерохроматином (Eissenberg, Elgin, 2000). Белок НР1-а связывается с конденсированными хроматиновыми структурами высокого порядка и изменяет способ

укладки хроматина (Fan et al., 2004). В сперматидах млекопитающих НР1-а локализован в хромоцентре, структуре, образованной в результате ассоциации центромерного гетерохроматина различных хромосом (Martianov et al., 2002). Белки НР1 связаны также с теломерами у Drosophila (PeiTini et al.. 2004), Первичная структура ДНК также может вносить вклад в конформационные изменения хроматина. Пол на дени новые последовательности, характерные для цектромерных ДНК повторов считаются важными для контроля изгибания ДНК и степени компактности хроматина (Canapa et at., 2002).

Мы измерили расстояние между околотеломерными и околоцентромерными компактными участками хромосомы 1 в 60 ядрах с разной степенью декомпенсации, и обнаружили, что оно изменяется пропорционально увеличению размеров длинной оси сперматозоида. Это может свидетельствовать о физической связи этих участков с ядерными структурами. Взаимодействие теломер с ядерной мембраной предполагалось ранее (Haaf, Ward, 1995; Zalensky et al., 1997). Частично охарактеризован теломер-связывающий комплекс в слермиях (Gineitis et al., 2000). Хромоцентр в сперматозоидах человека расположен в «глубине» ядра (Zalensky et al.,1993). но его связь с ядерным матриксом не установлена.

Иерархическая структурная организация хромосом в сперматозоиде

Измеренная нами ширина q-плеча хромосомы 1 была раена 1000 ± 120 нм (рис. 4 Д). Такой же размер характерен для р- и q- плечей всех изученных хромосом. Относительное постоянство этого параметра может быть следствием устойчивой структурной организации 1000 нм нити (см. ниже). В высоко деконденсированных клетках (L > 17 мкм) там, где длина q-плеча хромосомы 1 в четыре раза больше размера компактной XT, 1000 нм хромосомная нить разрешается на две параллельные фибриллы хроматина, соединенные более тонкими хроматиновыми филаментами. Каждая из фибрилл состоит из цепочки плотных хроматиновых глобул. Диаметр глобул варьировал от 420 нм до 550 нм и в среднем составлял 480 ± 60 нм (рис. 5). Если сложить диаметры двух глобул, то получится приблизительно 1000 нм, что соответствует измеренной нами ширине хромосомного плеча. То есть, два ряда хроматиновых глобул диаметром 500 нм образуют хромосомное плечо диаметром 1000 нм.

Глобулы диаметром 500 нм были наименьшими упаковочными единицами хроматина сперматозоида, которые мы могли наблюдать с помощью эп«флуоресцентной микроскопии (предел разрешения около 300 нм).

Хааф и Вард (Haaf, Ward, 1995) на препарате расправленного хроматина спермиев наблюдали основную единицу упаковки - бусины размером 180 ± 20 нм, а также более крупные шаровидные структуры размером 360 ± 30 нм и 600 ± 60 нм ("superbeads"). В этой работе для получения расправленных хроматиновых нитей использовали обработку клеток 2М NaCI, 1%-ным Тритоном Х-100 и этанолом, которая могла привести к диссоциации и перераспределению молекул протаминов. 500 нм хроматиновые глобулы, описанные нами, могут соответствовать вышеозначенным 600 нм структурам, хотя трудно сравнивать данные из-за принципиально различных методов приготовления препаратов.

Методами электронной микроскопии в сперматозоидах наблюдали следующие структуры: узловатые фибриллы ("кпоЬЬу fibers") 33-42 нм и 65-120 нм шириной, соединенные нитями толщиной 6-8 нм (Sobhon et al., 1982); узловые ("hub-tike") ядерные тельца с диаметром от 10 до 100 нм, (»единенные сетью хроматиновых нитей (Sanchez-Vazquez et al., 1998); глобулярные структуры 120-150 А в диаметре (Gusse, Chevaitlier, 1980). Электронно-микроскопические наблюдения не различают принадлежность хроматина к разным хромосомам или хромосомным плечам. Шкалы доступных измерений в флуоресцентной и электронной микроскопии различны, равно как и методы приготовления хроматина/ядер, что не позволяет прямо сравнивать полученные нами данные с данными электронной микроскопии.

Модель иерархической структурной организации хромосом в сперматозоиде человека

Уникальные структурные белки сперматозоидов - протамины упаковывают ДНК в тороидальные структуры, содержащие около 50 т.п.о. ДНК (Hud et al., 1993, 1994; Allen et al., 1995). Согласно одной из гипотез, ДНК спермиев организована в петлевые домены, размером окопо 50 т.п.о., которые прикреплены своим основанием к ядерному матриксу (Ward et al., 1989; Kramer, Krawetz, 1996). Вардом (Ward, 1993) была предложена модель, по которой петлевому домену соответствует тороид (Ward, 1993;

Ward, Zalensky, 1996). Каким образом нуклеопротаминовые тороиды организованы в структуры более высокого порядка, неизвестно.

На основании данных о локализации различных хромосомных доменов, полученных методом флуоресцентной гибридизации In situ панцентромерных, пантеломерных, специфических центромерных, су бтеломерных и пэйнтинговых проб была предложена модель пространственной организации ядра сперматозоида человека (reviewed by Zalensky, 1993; Zalenskaya and Zalensky, 2000). Согласно этой модели центромерные регионы всех хромосом объединены в центрально расположенный хромоцеитр, в то время как р-теломерный и q-теломерный домены каждой хромосомы взаимодействуют на периферии (рис. 6, А).

Здесь мы предлагаем модель иерархической структурной организации хромосом в ядре сперматозоида человека, частично заполняющую пробел между представлениями об упаковке ДНК в нуклеопротаминовые тороиды и сведениями о крупномасштабной архитектуре ДНК и хромосом в ядре.

В минимально деконденсированных ядрах, близких по размеру к «нативному» сперматозоиду, изученные хромосомы образуют компактные территории. Сигналы гибридизации от хромооомных плеч близки по форме и в значительной степени перекрываются (рис. в, Б). В более «раздутых» ядрах XT принимают форму удлиненных фибрилл, шириной 2000 ± 200 нм. Внутри этих фибрилл хромосомная нить изогнута на 180* в области центромеры, р- и q- плечи лежат одно вдоль другого, р- и q-теломеры сближены'. Каждое хромосомное плечо, в свою очередь, представляет собой фибриллу шириной 1000 ± 120 нм, образованную двумя рядами хроматиновых глобул диаметром около 500 нм. Известные из литературы (Balhorn et al., 2000) размеры нуклеопротаминового тороида 25 X (60 - 100 нм) позволяют предположить, что хроматиновая глобула диаметром 500 нм соответствует 100 - 200 тороидам или 3-5 Mb ДНК.

Согласно модели Варда (Ward and Ward, 2004) нуклеопротаминовые тороиды, представляющие собой конденсированные петли ДНК, соединены между собой нуклеогистоновыми линкерами, которые отвечают за прикрепление ДНК к ядерному матриксу (рис. 6, В) Наша модель описывает хроматиновые структуры размером более 300 нм и, поэтому, не может ни подтвердить, ни опровергнуть модель Варда.

Насколько наша модель, описывающая организацию генома в сперматозоиде человека приложима к сперматозоидам млекопитающих других видов? Существование

хромосомных территорий и их неслучайная локализация в ядре обнаружены в сперматозоидах свиньи (Foster et al., 2005), грызунов (Haaf, Ward, 1995; Meyer-Ftcca et al., 1998) и у эволюционно далеких сумчатых млекопитающих (Greaves et al., 2003; Grutzner et al., 2004). Теломерные димеры описаны в ядрах спермиев мыши, крысы, свиньи, быка и лошади (Zalensky et al.. 1997; Meyer-Ficca et al„ 1998). To есть принцип пространственной организации ядра сперматозоида у млекопитающих по-видимому одинаков!

ВЫВОДЫ

1. Хромосомы 1,2,5 имеют неслучайную локализацию в ядре сперматозоида человека.

2. В пределах хромосомной территории хромосома имеет конформацию шпильки: она изогнута на 180" в области центромеры, а ппечи сближены по всей длине.

3. Хромосомные изгибы локализованы неслучайно, что показано впервые в ядре сперматозоида.

4. Предложена модель организации хромосом в ядре сперматозоиде, заполняющая существующий пробел между представлениями об упаковке ДНК в нуклеопротаминовые тороиды и сведениями о трехмерной структуре ядра.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Olga Mudrak and Andrei Zalensky. Direct visualization of chromosome path in the Human Sperm Nucleus. In "EVMS Research Day Conference, Norfolk, VA (USA), October 1,2004".

2. Mudrak O, Tomilin N. Zalensky A. 2005. Chromosome architecture In the human sperm nucleus. J. Cell. Sci. 118:4541-4550.

3. Andrei Zalensky, Olga Mudrak, Maria Svetlova. Ludmila Solov'eva and Irina Zalenskaya. 2005. Chromosome architecture in Human Sperm Nuclei. In "First International Cytogenetic and Genome Society Congress. Granada (Spain). June 14-18,2005".

4. Andrei Zalensky. Otga Mudrak, Maria Svetlova, Ludmila Solov'eva. Chromosome architecture in Human Sperm Nuclei In "EVMS Research Day Conference, Norfolk, VA (USA), October 1, 2005".

5. Mudrak O., Zalensky A. 2006. Genome architecture in human sperm cells: possible implication for male infertility in: Male Infertility: Diagnosis and Treatment. Informa UK Ltd. 7385.

СПИСОК ЦИТИРОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

Allen M.J.. Bradbury Е.М.. Balhom R. 1995. The natural subcellular surface structure of the bovine sperm cell. J. Struct Biol. 114: 197-203. • Balhom R., Brewer L.. Corzett M. 2000. DMA condensation by protamine and arglnine-rlch peptides: analysts of torold stability using single DNA molecules. Mot. Reprod. Dev. 56: 230-234. • Brandriff B.F., Gordon LA 1992. Spatial distribution of sperm-derived chromatin In zygotes determined by fluorescence in situ hybridization. Mutat. Res. 296:33-42. - Canapa A., Certonl P.N.. Barucca M„ Olmo E., Caputo V. 2002. A centromerfc satellite DNA may be Involved in heterochromatin compactness in gobird fishes. Chromosome Res. 10: 297-304. • Cramer Т., Kurz A., Zkbet R„ Dfetzel S., Rfnke R„ Schrock E., Speicher M.R., Mathieu U., Juach A., Emmerich P., Scherthan H., Ried Т., Cramer C., Lichter P. 1993. Rote of chromosome territories in the functional compartmentalizatton of the cell nucleus. Cold Spring Harbor Symp, QuanL Biot. LVIII. 777-792. - Dietzel 3.. Jauch A., Klenle D., Qu G„ Hollgreve-Grez H., EJIs.R., Munkel C., Bittner M„ Mettzer P.S., Trent J.M., Cremer T. 1998. Separate and variably shaped chromosome arm domains are disclosed by chromosome arm painting in human cell nuclei. Chromosome Res. в: 25-33. • Ding D.Q., Chftashige Y., Haragushi Т., Hlraoka Y. 1998. Oscillatory nuclear movement In fission yeast meioto prophase is driven by astral microtubules, as revealed by continuous observation of chromosomes and microtubules in living cells. J.Cell 3d. Ill, 701-712. • Eixsenberg J.C., Elgin S.C. 2000. The HP1 protein family: getting a grip on chromatin. Curr. Opln. Genet, Dev. 10: 204-210,- Fan J.Y., Rangasamy D., Luger K., Tremelhick OJ. 2004, H2A.Z alters the nucleosome surface to promote HP1 alpha-mediated chromatin fiber folding. Mol Cell. 16: 655661. • Flejter W.L., Van Dyke D,L, Weiss L. 1934. Bends № human mitotic metaphase chromosomes, Including a bend marking Ihe X-lnactivatlor) center. Am. J. Hum, Genet 36: 218-226. - Foster HA, Abeydeera L.R., Griffin D.K., Bridget J.M. 2005. Non-random chromosome positioning in mammalian sperm nuclei, with migration of the sex chromosomes during late spermatogenesis, J. Cell Scl. 118: 1811-1820. - Gardiner-Garden M, Ballesteros M., Gordon M„ Tam P.P. 1998. Hislone- and protamine-DNA association: conservation of different patterns within the beta-globin domain in human sperm. Mol. Cell. Biol. 16: 3350-3356. • Gatewood J.M., Cook G.R., Balhom R., Bradbury E.M., Schmid C,W. 1987. Sequence-specific packaging of DNA in human sperm chromatin. Science. 236: 962-964. - Gineitts А.Д., Zalenskaya IA., Yau P.M., Bradbury E.M., Zalensky A.O. 2000. Human sperm telomere-blnding complex Involves hislone H2B and secures telomere membrane attachment. J. Cell Biol. 151:1591-1S9S. - Greaves I.K., Rens W.. Ferguson-Smith M.A., Griffin D.. MarshallGraves JA 2003. Conservation of chromosome arrangement and position of the X In mammalian sperm suggests functional significance. Chromosome Res. 11: 503-512. • Gusse M., Chevalllier P. 1980. Electron microscope evidence tor the presence of globular structures in different sperm chromatins. J. Cell Biol. 87: 280284. - Haaf Т., Ward D.C. 1995. Higher order nuclear structure In mammalian sperm revealed by in situ hybridization and extended chromatin fibers. Exp. СеЯ Res. 219: 604-611. • Hazzourl M., Rousseaux S., Mongelard P.. Usson Y., Pelletler R., Faure A.K., Vourct) C., Sele B. 2000. Genome organization in the human sperm nudeus studied by FISH and confoca) microscopy. Mol. Reprod. Dev. 55: 307-315. - Hlraoka Y., 1998. Meiotic telomeres: a matchmaker for homologous chromosomes. Genes Cells 3: 405-413. • Hoyer-Fender S., Singh P.B., Motzkus D, 2000. The murine heterochromiasn protein МЭ1 is associated with Ihe chromocenter in round spermatids and Is a component of mature spermatozoa. Exp. Cel Res. 254: 72-79. - Hud N.V., Allen M. J„ Downing K.H., Lee J„ Balhom R. 1993, Identification of the elemental packing unit of DNA In mammalian sperm cells by atomic force microscopy. Б toe hem. Biophys, Res. Commun. 193: 1347-1354. - Hud N.V., Milanovich F.P., Balhom R. 1994. Evidence of novel secondary structure In DNA-bound protamine is revealed by Raman spectroscopy. Biochemistry. 33: 7528-7535. • Klrteh JAW, Lapointe F.J, Springer M.S. 1997. DNA-hybrfdisation studies of marsupials and their implications for metatherian classification. Australian Journal of Zoology. 45: 211. - Kramer JA., Krawetz S A 1996. Nuclear matrix interactions within the sperm genome. J. Biol. Cham. 271: 11619-11622. - Luetjens C.M., Payne C„ Schatten G. 1999. Non-random chromosome positioning in human sperm and sex chromosome anomalies following intracytoplasmlc sperm Ejection, Lancet. 353: 1240, • McLay D.W, Clarke H.J. 2003. Remodelling the paternal chromatin at ferSfaatlon In mammals. Reproduction. 125: 625-633. - Martianov I., Srancorstni S.. Gansmuller A., Parvlnen M„ Davidson L, Sassone-Corsi p. 2002. Distinct functions of TBP and TLF/TRF2 during spermatogenesis: requirement of TLF for heterochromatic chromocenter formation In haplokl round spermatids. Development. 129: 945-955. - Meyer* Ficca M, MullernNavia J., Scherthan H. 1998. Clustering of pericentromeres initiates in step 9 of spermiogenesis of the rait (Rattus norveglcus) and contributes to a well defined genome architecture in the sperm nucleus. J. Cell Sd. 111:1363-1370. -Perrinl B„ PiacenHni L„ Fanti U Attteri F„ Chlchiarelll S.. Bertoco M., Turano C., Ferraro A.. PimpinelD S. 2004. HP1 controls telomere capping, telomere kmgation, and telomere silencing by two different mechanisms Й1 Drosophlla. Mol. Cell. 15: 467-476, - Pla]a A, Miro R-, Uoveras E„ Sarrel E„ Fernandez в., Egozcue J. 2004. Intranuclear arrangement of human chromosome 12 is reflected in metaphase

chromosomes as non-random bending, Ann Genet. 47: 429-432. • Romanato M . Cameo M.S.. Bertolesl G., Baldini C., Calvo J.C., Calvo L 2003. Heparan sulphat»: a putative décondensé agent for human spermatozoa in vtvo. Hum. Reprod. 18: 1863-1863. - Sanchez-Vazquez M.L., Reyes R., Ramirez G.. Mefchant-Larios H., Roaado A., Delgado N.M. 1998. DMA unpacking In guinea pig sperm chromatin by heparin and reduced glutathione. Arch. Androl. 40: 15-28. - Schuttz R.M., Worrad D M. 1995. Role of chromatin structure in zygotic gene activation In the mammalian embryo. Semln. Cell Biol. 6: 201-208. • Sobhon P., Chutatape C., Chalermisarachai P„ Vongpayabal P.. Tanphalchitr N. 1962, Transmission and scanning electron microscopic studies of the human sperm chromatin decondensed by mlcrococcal nuclease and salt J. Exp. Zool, 221:81-79. • Sotov*eva L„ Svetlova M., Bodlnskl D., Zalensky A.O. 2004. Nature of telomere dimers and chromosome looping Jn human spermatozoa. Chromosome Res. 12: 817-823. - Strouboulfs J., Wolffe A.P. 1996. Functional compartmentattzation of the nucleus. J, Cell Sci. 109:1991-2000. - Sutovsky P., Schatten G. 1997. Depletion of glutathione during bovine oocyte maturation reversibly bliocks the decondensation of the mate pronucleus and promuclear apposition during fertilization. Biol, Reprod, 56: 1503-1512. - Sutovsky P., Schatten G. 2000. Paternal contributions to Ihe mammalian zygote: fertilization after sperm - egg fusion. Int. Rev. Cytd.: 195, 155. - Tilflen N.. Guttenbaeh M., Schmid M. 2001. Heterochromatin is not an adequate explanation for close proximity of interphase chromosomes 1-Y, 8-Y, and 16-Y in human spermatozoa. Exp, Cell Res. 265: 283-287, - Van DrM R., Fransz P.F.. Verschure PJ, 2003, The eukaryotic genome: a system regulated at different hierarchical levels. J. Cell Scl. 116: 4067-75. • Villeponleau B. 1992. Heparin Increases chromatin accessibility by binding the trypsin-sensitive basic residues in histones. Blochem, J. 288: 953-958. • Want W.S. 1993. Deoxyribonucleic acid loop domain tertiary structure in mammalian spermatozoa. Biol. Reprod. 48:1193-1201. -Ward W.S., Partln AW. Coffey O.S. 1989. DMA loop domains in mammalian spermatozoa. Chromosoma. 98: 153-159. - Ward M.A„ Ward W.S. 2004. A model for the function of sperm DNA degradation. Reprod. Pert il. Dev. 16, 547-554. - Ward W.S., Zalensky A O. 1906. The unique, complex organization of the transcriptionally silent sperm chromatin. Crit. Rev. Eukaryot. Gene Expr. 6: 139-147. - Wykes S.M., Krawetz SA. 2003. The structural organization of sperm chromatin. J. Biol. Chem. 278: 29471-29477. • Zalenskaya I.A., Zalensky A.O. 2000. Telomeres in mammalian germ-line cells. Intern. Rev. Cytology. 21S: 37-67. • Zalenskaya I.A., Zalensky A.O. 2004. Non-random positioning of chromosomes in human sperm nuclei. Chromosome Res. 12: 163-173. -Zalensky A.O., Breneman J.W., Zalenskaya I.A, Brtnkley B.R., Bradbury E.M. 1993. Organization of centromeres in the d«condensed nuclei of mature human sperm. Chromosoma. 102: 509-518. - Zalensky AO., Allen MJ.. Kobayashl A., Zalenskaya I.A., Balhom Ft., Bradbury E.M. 1995. Well-defined genome architecture in the human sperm nucleus. Chromosoma. 103: 577-590. - Zalensky A.O., Torniiin N.V.. Zalenskaya IA., Teplilz R.L., Bradbury E.M. 1997. Telomere-telomere interactions and candidate telomere binding protein(s) in mammalian sperm cells. Exp. Celt Res. 232: 29-41.

Лицензия ЛР №02059.1 от 07.DS.47

Подписано в печать 08.11.2006. Формат 60хН4/1(>. Печать цифровая. Усл. печ. л. 1,0. Тираж 100. Заказ 966Ь.

Отпечатано с готового оригинал-макета, предоставленного автором, в Цифровом типографском центре Издательства Политехнического университета. 195251, Санкт-Петербург, Политехническая ул., 29. Тел.: 550-40-14

Тел./факс: 297-57-76

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Мудрак, Ольга Станиславовна

1. Введение

2. Обзор литературы

2.1. Организация генома в соматических клетках

2.1.1. Упаковка ДНК с помощью гистонов

2.1.2. Петлевые домены

2.1.3. Организация митотических хромосом

2.1.4. Трехмерная организация генома в интерфазных ядрах

2.2. Организация генома в сперматозоидах

2.2.1. Упаковка ДНК с помощью протаминов

2.2.2. Гетерогенность хроматина сперматозоидов

2.2.3. Пространственная упорядоченность генома

2.2.4. Ремоделирование хроматина в ходе сперматогенеза у млекопитающих

3. Материалы и методы

4. Результаты и их обсуждение

4.1. Компактные хромосомные терр. внутриядерная локализация хромосом

4.2. В пределах хромосомной терр. хромосома имеет конформацию шпильки

4.3. Неслучайное расположение хромосомных изгибов

4.4 Устойчивость центромерного и теломерного доменов к деконденсации

4.5 Иерархическая структурная организация хромосом в сперматозоиде 52 4.6. Модель иерархической структурной организации хромосом в сперматозоиде человека

Введение Диссертация по биологии, на тему "Архитектура хромосом в ядре сперматозоида человека"

Регуляция генной экспрессии в интерфазных ядрах эукариотических клеток осуществляется не только на уровне индивидуальных генов и хроматина, но и на ядерном уровне, включающем перемещение локусов в ядре посредством изменения крупномасштабной структуры хроматина (Van Driel et al., 2003). Поэтому изучение геномной архитектуры (трехмерной организации генома) интерфазных ядер - одно из важнейших направлений современой клеточной биологии.

В сперматозоидах человека - генетические активности подавлены. Репрессия репликации и транскрипции обеспечивается сверхкомпактной упаковкой ДНК специфическими для сперматозоидов белками - протаминами. Несмотря на это, и в ядрах сперматозоидов обнаружены элементы геномной архитектуры, а именно: 1) каждая хромосома занимает в ядре зрелого сперматозоида ограниченный объем -хромосомную территорию (XT) (Brandriff, Gordon, 1992; Haaf, Ward, 1995; Zalensky et al., 1995); 2) внутриядерная локализация этих территорий неслучайна (Luetjens et al., 1999; Hazzouri et al., 2000; Tilgen et al., 2001; Zalenskaya, Zalensky, 2004; Foster et al., 2005); 3) центромеры всех хромосом сосредоточены в центре ядра и образуют компактный хромоцентр (Zalensky et al., 1993, 1995; Haaf, Ward, 1995; Hoyer-Fender et al., 2000); 4) теломеры расположены на периферии ядра, где они взаимодействуют, образуя димеры (Zalensky et al., 1995, 1997; Meyer-Ficca et al., 1998; Hazzouri et al., 2000); 5) в большинстве случаев теломерные димеры образованы за счет взаимодействий концов одной и той же хромосомы, и, следовательно, хромосомы сложены наподобие шпильки (Solov'eva et al., 2004).

Какова роль геномной архитектуры в генетически неактивном ядре сперматозоида? Локализация теломер на ядерной мембране может быть важна для процесса оплодотворения. После проникновения сперматозоида в ооцит, периферически расположенные теломеры сперматозоида - одни из первых районов хромосом, экспонированных к ооплазме. Показано, что деконденсация отцовского хроматина зависит от управляемого микротрубочками движения мужского пронуклеуса к женскому (Sutovsky, Schatten, 1997). Взаимодействие теломер с микротрубочками было показано для дрожжей (Ding et al., 1998; Hiraoka, 1998). Таким образом, направляемое микротрубочками движение мужского пронуклеуса к женскому, осуществляется с участием теломер. Наконец, теломерные ассоциации (Zalensky et al.,

-1995,1997) мЪгщэбеспечивать сохранение территориальной"оршнизации хромосом во" время их деконденсации в яйцеклетке, наблюдаемое вплоть до стадии полностью К» развитого пронуклеуса (Brandriff, Gordon, 1992).

В хроматине спермиев человека 85 % ДНК связаны с протаминами, а 15 % ДНК - с гистонами (Gatewood, et al., 1990). Предположительно, распределение нуклеопротаминовых и нуклеогистоновых районов неслучайно. Показано, что гистоны ассоциированы с некоторыми кодирующими последовательностями (гены акрозина, бета-глобина, IGF-2 гены), а также с некодирующими повторами (Alu, -центромеры и теломеры) (Wykes, Krawetz, 2003; Zalenskaya et al., 2000). Предполагают, что специфическое распределение гистонов и протаминов внутри ядра сперматозоида важно не только для трехмерной организации, но также может нести эпигенетическую информацию, например, маркировать набор генов, вовлеченных в ранний эмбриогенез (Gatewood et al., 1987).

Цель и задачи исследования

Цель работы заключалась в выявлении новых элементов упорядоченной геномной архитектуры, характерных для зрелого сперматозоида человека методом флуоресцентной гибридизации in situ (FISH). Были сформулированы следующие экспериментальные задачи:

2. Описать общую топологию и способ упаковки хромосом 1, 2, 5 и их плечевых * доменов в искусственно деконденсированных ядрах сперматозоида человека.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Хромосомы 1, 2, 5 имеют неслучайную локализацию в ядре сперматозоида человека.

2: В прёдела)<ьКТ хромосомы имеют конформацию шпильш; от изогнуты на 180 0 в области центромеры, а плечи сближены по всей длине.

3. Хромосомные изгибы локализованы неслучайно, что показано впервые в ядре сперматозоида.

4. Плечи хромосом шириной ~ 1000 нм сформированы из двух параллельных фибрилл хроматина. Каждая из фибрилл состоит из хроматиновых глобул диаметром 500 ± 70 нм, соединенных между собой более тонкими хроматиновыми нитями. Предложена модель иерархической упаковки сперматозоидов, начиная-от 500 нм хроматиновых глобул до компактной хромосомной территории.

Научная новизна работы

Впервые на сперматозоидах человека выполнена гибридизация in situ с хромосом-специфическими плечевыми пробами, что позволило визуализировать р- и q-плечевые домены внутри хромосомной территории.

Впервые описан процесс декомпактизации хромосом в искуственно деконденсированных ядрах сперматозоидов человека.

Впервые изучена внутренняя организация хромосомного плеча в деконденсированном сперматозоиде и, на основании полученных результатов, предложена модель организации хромосом в ядре сперматозоида, заполняющая существующий пробел между представлениями об упаковке ДНК в нуклеопротаминовые тороиды и сведениями о крупномасштабной архитектуре ДНК и хромосом в ядре.

Теоретическое и практическое значение работы

Данные о структурной организации гаплоидного генома в сперматозоидах млекопитающих позволяют предположить, что вклад сперматозоида в процесс оплодотворения и раннего эмбриогенеза не ограничивается передачей генетической информации, закодированной в отцовской ДНК. Структура хроматина и способ упаковки хромосом в сперматозоиде - эпигенетические факторы, контролирующие вышеупомянутые процессы. Полученные в работе данные вносят существенный вклад в современные представления об организации генома в сперматозоидах человека, позволяют моделировать процессы деконденсации (реактивации) мужского генома, происходящие при оплодотворении и способствуют пониманию механизмов компактизации хромосом в пространстве ядра.

Апробация работы

По теме диссертации опубликовано 5 печатных работ. Материалы работы представлены на следующих научных собраниях:

Конференция «Eastern Virginia Medical School Research Day Conference Norfolk, VA (USA), October 1, 2004»

Конгресс «First International Cytogenetic and Genome Society Congress Granada (Spain), June 14-18, 2005»

Конференция «Eastern Virginia Medical School Research Day Conference Norfolk, VA (USA), October 1, 2005»

Конференция «British Andrology Society Annual Meeting on sperm function and maturation Leeds, (UK), November 15-18, 2006»

Основные положения диссертации были доложены и обсуждались на научных семинарах Лаборатории стабильности хромосом и клеточной инженерии и Лаборатории радиационной цитологии Института цитологии РАН.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Гистология, цитология, клеточная биология", Мудрак, Ольга Станиславовна

5. Выводы

1. Хромосомы 1, 2, 5 имеют неслучайную локализацию в ядре сперматозоида человека.

2. В пределах хромосомной территории хромосома имеет конформацию шпильки: она изогнута на 180 0 в области центромеры, а плечи сближены по всей длине.

3. Хромосомные изгибы локализованы неслучайно, что показано впервые в ядре сперматозоида.

4. Предложена модель организации хромосом в ядре сперматозоида, заполняющая существующий пробел между представлениями об упаковке ДНК в нуклеопротаминовые тороиды и сведениями о трехмерной структуре ядра.

4.7 Заключение

Сперматозоиды происходят из диплоидных зародышевых клеток -сперматогониев, ядерная архитектура которых напоминает таковую соматических клеток (Scherthan et al., 1996,1998; Zalensky et al., 1997; Pfeifer et al., 2001; Zalenskaya, Zalensky, 2002). Сложный процесс дифференциации сперматогония, включающий предмейотическую (сперматогенез), мейотическую и постмейотическую (спермиогенез) стадии сопровождается модификацией хроматина, динамическими изменениями в локализации теломер и центромер (Zalenskaya, Zalensky, 2002), реструктурированием (Moens, Pearlman, 1988; Scherthan et al., 1996) и репозиционированием (Foster et all., 2005) хромосомных территорий.

Уникальная ядерная архитектура зрелого сперматозоида формируется на стадии постмейотического созревания (Balhorn et al., 1977; Balhorn, 1982; Ward, Coffey, 1991; Ward, 1994; Ward, Zalensky, 1996). В это время происходит постепенная замена гистонов на так называемые переходные белки TP (Zhao et al., 2004), затем на протамины (Meistrich et al., 1978) и начинается конденсация ДНК.

Архитектура генома зрелого сперматозоида фиксирована и выражена значительно более ярко, чем флуктуирующая в зависимости от стадии клеточного цикла и транскрипционной активности архитектура генома соматических клеток. Хромосомы в сперматозоидах, как и в интерфазных ядрах, имеют территориальную организацию, но XT в сперматозоидах более компактны и более структурно организованы: внутри XT хромосома сложена наподобие шпильки, р- и q- терминальные регионы хромосомы сближены между собой. В интерфазных ядрах XT динамичны, и взаимное расположение субхромосомных доменов варьирует,^что является логическим отражением их участия в транскрипции, сплайсинге и других клеточных событиях # (Dietzel et al., 2004; Cremer et al., 2004).

Несмотря на различие в способе первичной упаковки ДНК (протамины конденсируют ДНК в тороиды, гистоны - в нуклеосомы), в организации хроматина высшего порядка у соматических клеток и сперматозоидов много общего. Так, и в соматических клетках, и в сперматозоидах элементы ядерного матрикса связываются с особыми последовательностями ДНК с образованием петлевых доменов. Можно предположить, что и другие элементы организации хроматина высшего порядка будут сходными. Мы обнаружили хроматиновые фибриллы, образованные цепочкой 500 нм глобул. В соматических клетках из дискретных единиц - хромомеров сформированы 100-120 нм хромонемы (Zatsepina et al., 1983). Опираясь на полувековой опыт микроскопического анализа хромосом разных видов, Вильсон (Wilson, 1928 из Cook, ф : 1995) назвал фундаментальным принцип формирования хроматиновых фибрилл т линейной последовательности дискретных субъединиц. При конденсации хромосом эти субъединицы могут агрегировать с образованием более крупных субъединиц. Наши наблюдения согласуются с принципом формирования хроматиновых фибрилл мз дискретных субъединиц. Наличие же двух рядов глобул может объясняться зигзагообразной укладкой одной ДНК-белковой фибриллы. т

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Мудрак, Ольга Станиславовна, Санкт-Петербург

1. Поляков В. Ю., Зацепина О.В., Киреев И.И., Прусов А.Н., Фаис Д., Шеваль Е.В., Коблякова Ю.В., Голышев С.А., Ченцов Ю.С. 2006. Структурно-функциональная модель митотической хромосомы. Биохимия. 71: 6-16.

2. Тимирбулатова Э. Р., Киреев И. И., Грабеклис С. А., Гулак П. В., Ле Геллек К., Поляков В.Ю., Узбеков Р. Э. 2002. Цитология. 44: 576-584.

3. Ямшанов А.Н., Киреев И. И., Прусов А. Н., Поляков В.Ю. 1998. Цитология. 40: 340-346.

4. Aapola U., Liivl., Peterson P. 2002. Imprinting regulator DNMT3L is a transcriptional repressor associated with histone deacetylase activity. Nucleic Acids Res. 30: 36023608.

5. Abranches R., Beven A.F., Aragon-Alcaide L., Shaw P. 1998. Transcription sites are not correlated with chromosome territories in wheat nuclei. J. Cell Biol. 143: 5-12.

6. Adachi Y., Luke M., Laemmli U.K. 1991. Chromosome assembly in vitro: topoisomerase II is required for condensation. Cell. 64:137-148.

7. Allen M.J., Bradbury E.M., Balhorn R. 1995. The natural subcellular surface structure of the bovine sperm cell. J. Struct. Biol. 114: 197-208.

8. Allison D.C., Nestor A.L. 1999. Evidence for a relatively random array of human chromosomes on the mitotic ring. J. Cell Biol. 145:1.

9. Aoki F., Worrad D.M., Schultz R.M. 1997. Regulation of transcriptional activity during the first and second cell cycles in the preimplantation mouse embryo. Dev. Biol.181: 296-307.

10. Balhorn R. 1982. A model for the structure of chromatin in mammalian sperm. J. Cell Biol. 93: 298-305.12. " Balhorn-R. 1989. Mammalian protamines: Structure "ancLmolecular interactions. In:

11. Molecular biology of chromosome function: New York, Springer-Verlag, 366-395.ф

12. Balhorn R., Corzett M., Mazrimas J., Watkins B. 1991. Identification of Bull Protamine Disulfides. Biochemistry. 30:175-181.

13. Banerjee S., Smallwood A. 1998. Chromatin modification of imprinted H19 gene in mammalian spermatozoa. Mol. Reprod. Dev. 50: 474-484.

14. Banerjee S., Smallwood A., Hulten M. 1995. ATP-dependent reorganization of human sperm nuclear chromatin. Journal of Cell Science 108: 755-765.

15. Baricheva E.A., Berrios M., Bogachev S.S., Borisevich I.V., Lapik E.R., Sharakhov I.V.1996. DNA from Drosophila melanogaster beta-heterochromatin binds specifically to J nuclear lamins in vitro and the nuclear envelope in situ. Gene. 171:171-176.

16. Barone J.G., de Lara J., Cummings K., Ward W.S. 1994. DNA organization in Human Spermatozoa. J. Androl. 15:139-144.

17. Becker M., Baumann C., John S., Walker D.A., Vigneron M., McNally J.G., Hager G.L. 2002. Dynamic behavior of transcription factors on a natural promoter in living cells. EMBO Rep. 3: 1188-1194.

18. Berezney R,, Buchholtz L. A. 1981. Dynamic association of replicating DNA fragments with the nuclear matrix of regenerating liver. Exp. Cell Res. 132:1-13.

19. Berezney R., Coffey D.S. 1974. Identification of a nuclear protein matrix. Biochem. Biophys. Res. Commun. 60: 1410-1417.

20. Bickmore, Sumner, 1989. Mammalian chromosome banding-- an expression of ganome organization. Trends Genet. 5: 144-148.

21. Blanc-Layrac G., Bringuier A.F., Guillot R., Feldmann G. 2000. Morphological and biochemical analysis of cell death in human ejaculated spermatozoa. Cell Mol. Biol. 46,187-197.

22. Bojanowski K., Maniotis A.J., Plisov S., Larsen A.K., Ingber D.E. 1998. DNA topoisomerase II can drive changes in higher order chromosome architecture without enzymatically modifying DNA. J. Cell Biochem. 69: 127-142.

23. Borden J., Manuelidis L. 1988. Movement of the X chromosome in epilepsy. Science. 242:1687-1691.

24. Boyle S„ Gilchrist S„ Bridger J.M., Mahy N.L., Ellis J.A., Bickmore W.A. 2001. The spatial organization of human chromosomes within the nuclei of normal and emerin-mutant cells. Hum. Mol. Genet. 10: 211-219.

25. Brandriff B.F., Gordon L.A. 1992. Spatial distribution of sperm-derived chromatin in zygotes determined by fluorescence in situ hybridization. Mutat. Res. 296: 33-42.

26. Brewer L.R., Corzett M., Balhorn R. Protamine-induced condensation and decondensation of the same DNA molecule. 1999. Science. 286: 120-123.

27. Brewer L.R., Corzett M., Lau E.Y., Balhorn R. 2003. Dynamics of protamine 1 binding to single DNA molecules. J. Biol. Chem. 278: 42403-42408.

28. Bridger J.M. Boyle S., Kill I.R. Bickmore W.A. 2000. Re-modelling of nuclear architecture in quiescent and senescent human fibroblasts. Curr. Biol. 10: 149-152.

29. Brown K.E., Baxter J., Graf D., Merkenschlager M., Fischer A.G. 1999. Dynamic repositioning of genes in the nucleus of lymphocytes preparing for cell division. Mol. Cell. 3: 207-217.

30. Buongiorno-Nardelli M., Micheli G., Carri M.T., Marilley M. 1982. A relationship between replicon size and supercoiled looped domains in the eukaryotic genome. Nature. 298:100-102.

31. Canapa A., Cerioni P.N., Barucca M., Olmo E., Caputo V. 2002. A centromeric satellite DNA may be involved in heterochromatin compactness in gobiid fishes. Chromosome Res. 10: 297-304.

32. Capco D.G. 2001. Molecular and biochemical regulation of early mammalian development. Int. Rev. Cytol. 207:195-235.

33. Cayli S., Sakkas D., Vigue L., Demir R., Huszar G. 2004. Cellular maturity and apoptosis in human sperm: creatine kinase, caspase-3 and bci-(xl) levels in mature and diminished maturity sperm. Mol. Hum. Reprod. 10: 365-372.

34. Celeste A., et al., 2002. Genomic instability in mice lacking histone H2AX. Science. 296: 922-927.

35. Choudhary S.K., Wykes S.M., Kramer J.A., Mohamed A.N., Koppitch F., Nelson J.E., Krawetz S.A. 1995. A haploid expressed gene cluster exists as a single chromatin domain in human sperm. J. Biol. Chem. 270: 8755-8762.

36. Christensen M. 0., Larsen М. К., Barthelmes Н. U., Hock R., Andersen С. L., Kjeldsen E., Knudsen В. R., Westergaard 0., Boege F., Mielke C. 2002. Dynamics of human

37. DNA topoisomerases II in living cells. J. Cell Biol. 157: 31-44.

38. Chubb J.R., Bickmore W.A. 2003. Considering nuclear compartmentalization in the light of nuclear dynamics. Cell. 112: 403-406.

39. Churikov D., Zalenskaya I.A., Zalensky A.O. 2004. Male germline-specific histones in mouse and man. Cytogenet. Genome Res. 105: 203-214.

40. Cockell M., Gasser S.M. 1999. Nuclear compartments and gene regulation. Curr. Opin. Genet. Dev. 9: 199-205.

41. Cockerill. P. N., Garrard W. T. 1986. Chromosomal loop anchorage of kappa immunoglobulin gene occurs next to the enhancer in a region containing topoisomerase II sites. Cell. 44: 273-282.

42. Collas P., Le Guellec K., Tasken K. 1999. The A-kinase anchoring protein, AKAP95, isa multivalent protein with a key role in chromatin condensation at mitosis. J. Cell. Biol., 147: 1167-1180.

43. Cook P.R. 1991. The nucleoskeleton and the topology of replication. Cell. 66: 627-635.

44. Cook P.R. 1995. A chromomeric model for nuclear and chromosome structure. J Cell Sci. 108: 2927-2935.

45. Craig J.M., Bickmore W.A. 1993. Chromosome bahds flavours to savour. BioEssays. 15: 354-394.

46. Cremer Т., Cremer C. 2001. Chromosome territories, nuclear architecture and generegulation in mammalian cells. Nat. Rev. Genet. 2: 292-301.

47. Cremer M., von Hase J., Volm Т., Brero A., Kreth G., WalterJ., Fischer C., Solovei I., Cremer C., Cremer M. 2001. Non-random radial higher order chromatin arrangements in nuclei of diploid human cells. Chromosome Res. 9: 541-567.

48. Cremer Т., Kupper K., Dietzel S., Fakan S. 2004. Higher order chromatin architecture in the cell nucleus: on the way from structure to function. Biol. Cell. 96: 555-567.

49. Croft J. A., Bridger J.M., Boyle S., Perry P., Teague P., Bickmore W.A. 1999. Differences in the localization and morphology of chromosomes in the human nucleus. J. Cell Biol. 145:1119-1131.

50. Cross S.H., Lee M., Clark V.H., Craig J.M., Bird A.P., Bickmore W.A. 1997. The chromosomal distribution of CpG islands in the mouse: evidence for genome scrambling in the rodent lineage. Genomics. 40:454-461.

51. Csink A.K., Henikoff S. 1998. Large-scale chromosomal movements during interphase progression in Drosophila. J. Cell Biol. 143: 13-22.

52. Cuvier O., Hirano T. 2003. A role of topoisomerase II in linking DNA replication to chromosome condensation. J. Cell Biol., 160: 645-655.

53. D'Cruz O.J., Vassilev A., Uskun F.M.Studies in humans on the mechanism of potent spermicidal and apoptosis-inducing activities of vanadocene complexes. Biol. Reprod.2000. 62: 939-949.

54. Davis T.L., Trasler J.M., Moss S.B., Yang G.J., Bartolomei M.S. 1999. Acquisition of the H19 methylation imprint occurs differentially on the parental alleles during spermatogenesis. Genomics 58:18-28.

55. Delaval K., Feil R. 2004. Epigenetic regulation of mammalian genomic imprinting. Curr. Opin. Genet. Dev. 14: 188-195.

56. Dean. 1983. Decondensation of mouse sperm chromatin and reassembly into nucleosomes mediated by polyglutamic acid in vitro. Dev. BjoL 99: 210-216.

57. Dehghani H., Dellaire G., Bazett-Jones D.P. 2005. Organization of chromatin in the interphase mammalian cell. Micron. 36: 95-108.

58. Delgado N.M., Huacuja L., Merchant H., Reyes R., Rosado A. 1980. Species specific decondensation of human spermatozoa nuclei by heparin. Arch. Androl. 4: 305-313.

59. Ш 76. Dozortsev D., Coleman A., Nagy P. 2000. Nucleoli in a pronuclei-stage mouse embryo are represented by major satellite DNA of interconnecting chromosomes. Fertil. Steril. 73: 366-371

60. Dundr M., Misteli T. 2001. Functional architecture in the cell nucleus. Biochem J. 356: 297-310.

61. Earnshaw W.C., Laemmli U.K. 1983. Architecture of metaphase chromosomes and chromosome scaffolds. J. Cell Biol, 96: 84-93.

62. Earnshaw W.C., Heck M.S. 1985. Localization of topoisomerase II in mitotic chromosomes. J.Cell Biol. 100:1716-1725.

63. Eissenberg J.C., Elgin S.C. 2000. The HP1 protein family: getting a grip on chromatin. Curr. Opin. Genet. Dev. 10: 204-210.

64. Fan J.Y., Rangasamy D., Luger K., Tremethick D.J. 2004. H2A.Z alters the nucleosome surface to promote HP1 alpha-mediated chromatin fiber folding. Mol. Cell. 16: 655-661.

65. Felsenfeld G. 1978. Chromatin. Nature. 271:115-122.

66. Ferreira J., Paolella G., Ramos C., Lamond A.I. 1997. Spatial organization of large-scale chromatin domains in the nucleus: a magnified view of single chromosome territories. J. Cell Biol. 139: 1597-1610.

67. Fischle W., Wang Y., Allis C.D. 2003. Histone and chromatin cross-talk. Curr. Opin. Cell Biol. 15: 172-183.

68. Flejter W.L., Van Dyke D.L., Weiss L. 1984. Bends in human mitotic metaphase chromosomes, including a bend marking the X-inactivation center. Am. J. Hum. Genet. 36: 218-226.

69. Flickinger R.A., Givens R., Pine S., Sepanik P. 1986. Factors controlling the size of DNA loops in frog embryos and Friend erytroleukemia cells. Cell Diff. 19: 59-71.

70. Foster H.A., Abeydeera L.R., Griffin D.K., Bridger J.M. 2005. Non-random chromosome positioning in mammalian sperm nuclei, with migration of the sex chromosomes during late spermatogenesis. J. Cell Sci. 118: 1811-1820.

71. Francastel C., Walters M.C., Groudine M, Martin D.J. 1999. A functional enhancer suppresses silencing of a transgene and prevents its localization close to centrometric heterochromatin. Cell. 99: 259-269.

72. Francolini M., Lavitrano M., Lamia C.L., French D., Frati L., Cotelli F., Spadafora C. 1993. Evidence for nuclear internalization of exogenous DNA into mammalian sperm cells. Mol. Reprod. Dev. 34:133-139.

73. Fraschini A., Biggiogera M. 1985. Ultrastructural analysis of mouse sperm chromatin. Basic Appl. Histochem. 29: 231-244.

74. Fuks F„ Hurd P.J., Wolf D., Nan X., Bird A.P., Kouzarides T. 2003 The methyl-CpG-binding protein MeCP2 links DNA methylation to histone methylation. J. Biol. Chem. 278: 4035-4040.

75. Gardiner-Garden M„ Ballesteros M., Gordon M., Tam P.P. 1998. Histone- and protamine-DNA association: conservation of different patterns within the beta-globin domain in human sperm. Mol. Cell. Biol. 18: 3350-3356.

76. Garrard W.T. 1990. Chromosomal loop organization in eukaryotic genomes. In: Nucleic Acids and Molecular Biology. Edited by F. Eckstein and D.M. Lilley. Heidelberg: Springer-Verlag. 1990. p. 163-175.

77. Gasser S.M., Laemmli U.K. 1987. A glimpse at chromosomal order. TIG. 3: 16-22.

78. Gasser S.M., Laroche Т., Falquet J., Boy de la Tour E., Laemmli U.K. 1986. Metaphase chromosome structure involvement of topoisomerase II. J. Mol. Biol. 188: 613-629.

79. Gasser S.M., Gotta M., Renauld H., Laroshe Т., Cockell M. 1998. Nuclear organization and silencing: trafficking of Sir proteins.Novartis Found Symp. 214:114-126.

80. Gassmann R., Vagnarelli P., Hudson D., Earnshaw W.C. 2004. Mitotic chromosome formation and the condensing paradox. Exp. Cell Res. 296: 35-42.

81. Gatewood J.M., Cook G.R., Balhorn R., Bradbury E.M., Schmid C.W. 1987. Sequence-specific packaging of DNA in human sperm chromatin. Science. 236: 962-964.

82. Gatewood J.M., Cook G.R., Balhorn R., Schmid C.W., Bradbury E.M. 1990. Isolation of four core histones from human sperm chromatin representing a minor subset of somatic histones. J. Biol. Chem. 265: 20662-20666.

83. Geraedts J.P., Pearson P.L. 1975. Spatial distribution of chromosomes 1 and Y in human spermatozoa. J. Reprod. Fertil.45: 515-517.

84. Gilbert-N., Gilchrist S., Bickmore WA 2005. Chromatin organization in the mammalian nucleus. Int. Rev. Cytol. 242: 283-336.

85. Gineitis A.A., Zalenskaya I.A., Yau P.M., Bradbury E.M., Zalensky A.O. 2000. Human sperm telomere-binding complex involves histone H2B and secures telomere membrane attachment. J. Cell Biol. 151:1591- 1598.

86. Goldman R.D., Gruenbaum Y., Moir R.D., Shumaker D.K., Spann T.P. 2002. Nucler lamins: building blocks of nuclear architecture. Gen. Dev. 16: 533-547.

87. Gorczyca W., Traganos F., Jesionowska H., Darzynkiewicz Z. 1993. Presence of DNA strand breaks and increased sensitivity of DNA in situ to denaturation in abnormal human sperm cells: analogy to apoptosis of somatic cells. Exp. Cell Res. 207: 202• 205.

88. Goscin L.P., Guild W.R. 1982. Enhancement of pneumococcal transfection by protamine sulfate. J. Bacteriol. 152: 765-772.

89. Goto H., Tomono Y., Ajiro K., Kosako H., Fujita M., Sakurai M., Okawa K., Iwamatsu

90. Conservation of chromosome arrangement and position of the X in mammalian sperm suggests functional significance. Chromosome Res. 11: 503-512.

91. Gregory R.I., Randall Т.Е., Johnson C.A., Khosla S., Hatada I., O'Neill L.P., Turner

92. Haaf Т., Ward D.C. 1995. Higher order nuclear structure in mammalian sperm revealed by in situ hybridization and extended chromatin fibers. Exp. Cell Res. 219: 604-611.

93. МЗг- Habermann F.A.j Cremer M., Walter'J.,"Kreth G^von Hase J., Bauer K.^Wienberg J., Cremer C., Cremer Т., Solovei I. 2001. Arrangements of macro- and mocrochromosomesin chiken cells. Chromosome Res. 9: 569-584.

94. Hancock R. 2000. A new look at the nuclear matrix. Chromosoma. 109: 219-225.

95. Hancock R. 1982. Topological organization of interphase DNA: the nuclear matrix and other skeletal structures. Biol. Cell. 46: 105-122.

96. Hancock R., Boulikas T. 1982. Functional organization in-the nucleus. Int. Rev. Cytol. 79: 165-214.

97. Hancock R., Hughes M.E. 1982. Organisation of the DNA in eukaryotic cells. Biol. Cell. 44:201-202.

98. Hazzouri M., Rousseaux S., Mongelard F., Usson Y., Pelletier R., Faure A.K., Vourc'h C., Sele B. 2000. Genome organization in the human sperm nucleus studied by FISH and confocal microscopy. Mol. Reprod. Dev. 55: 307-315.

99. HiraokaY.1998. Meiotic telomeres: A matchmaker for homologous chromosomes. Genes Cells. 3: 405-413.

100. Hirano T. 2002. The ABCs of SMC proteins: two-armed ATPases for chromosome condensation, cohesion and repair. Genes Dev. 16: 399-414.

101. Hirano Т., Kobayashi R., Hirano M. 1997.Condensins, chromosome condensation protein complexes containing XCAP С, XCAP - E and a Xenopus homolog of the Drosophila Barren protein. Cell. 89: 511-521.

102. Hirano Т., Mitchison T. J. 1993. Topoisomerase II does not play a scaffolding role in the organization of mitotic chromosomes assembled in Xenopus egg extracts. J. Cell Biol. 120: 601-612.

103. Hoogstraten D., Nigg A.L., Heath H., Mulenders H.F., van Driel R., Hoeijmakers J.H.J., Vermuelen W„ Houtsmuller A.B. 2002. Rapid switching of TFIIH between RNA polymerase I and II transcription and DNA repair in vivo. Mol. Cell. 10:1163-1174.

104. Horowitz R.A., Agard D.A., Sedat J.W., Woodcock C.L. 1994. The three-dimensional architecture of chromatin in situ: electron tomography of reveals fibers composed of a continuously zig-zag nucleosomal ribbon. J. Cell Biol. 125:1-10.

105. Hoyer-Fender S., Singh P.В., Motzkus D. 2000. The murine heterochromatin protein M31 is associated with the chromocenter in round spermatids and is a component of mature spermatozoa. Exp. Cell Res. 254: 72-79.

106. Hoyer-Fender S. 2003. Molecular aspects of XY body formation. Cytogenet. Genome Res. 103: 245-255.

107. Hud N.V. 1995. Double-stranded DNA organization in bacteriophage heads: an alternative toroid-based model. Biophys. J. 69: 1355-1362.

108. Hud N.V., Allen M.J., Downing K.H., Lee J., Balhorn R. 1993. Identification of the elemental packing unit of DNA in mammalian sperm cells by atomic force microscopy. Biochem. Biophys. Res. Commun. 193: 1347-1354.

109. Hud N.V., Milanovich F.P., Balhorn R. 1994. Evidence of novel secondary structure in DNA-bound protamine is revealed by Raman spectroscopy. Biochemistry. 33: 75287535.

110. Hudson D.F., Vagnarelli R., Gassman, Earnshaw. 2003. Condensin is required for nonhistone protein assembly and structural integrity of vertebrate mitotic chromosomes. Dev. Cell. 5: 323-336.

111. Jakson D.A., Dickinson P., Cook P.R. 1990. The size of chromatun loops in HeLa cells. EMBO J. 9: 567-571.

112. Jennings C., Powell D. 1995. Genome organization in the murine sperm nucleus. Zygote. 3:123-131.

113. Kalandadze A.G., Bushara S.A., Vassetskii E.S., Razin S.V.1989. Characteristics of DNA sequences in the sites of permanent attachment to the nuclear matrix located in the vicinity of replication initiation site. Mol. Biol. (Mosk) 23:1309-1320.

114. Kalandadze A.G., Bushara S.A., Vassetskii E.S., Razin S.V. 1990. Characterization of DNA patterns in the site of permanent attachment to the nuclear matrix located in the vicinity of replication origin. Biochem. Biophys. Res. Commun. 168: 9-15.

115. Kerjean A., Dupont J.M., Vasseur C., Le Tessier D., Cuisset L., Paldi A., Jouannet P., Jeanpierre M. 2000. Establishment of the paternal methylation imprint of the human H19 and MEST/PEG1 genes during spermatogenesis. Hum. Mol. Genet. 9: 2183— 2187.

116. Kimura H., Sugaya S., Cook P.R. 2003. The transcription cycle of RNA polymerase II in living cells. J. Cell Biol. 159: 777-782.

117. Kireeva N., Lakonishok M., Kireev I., Hirano Т., Belmont A.S. 2004. Visualization ofearly chromosome condensation: a hierarchical folding, axial glue model of chromosome structure. J. cell Biol. 166: 775 785.

118. Kirsch J.A.W., Lapointe F.J., Springer M.S. 1997. DNA-hybridisation studies of marsupials and their implications for metatherian classification. Australian Journal of Zoology. 45: 211.

119. Kiryanov G.I., Manamshjan T.A., Poliakov V.Y., Fais D., Chentsov J.S. 1976. Levels of granular organization of chromatin fibers. FEBS Lett. 67: 323-327.

120. Kiryanov G.I., Smirnova T.A., Polyakov V.Yu. 1982. Nucleomeric organization of chromatin. Eur. J. Biochem., 124: 331-338.

121. Kistler W.S., Henriksen K., Mali P., Parvinen M. 1996. Sequential expression ofnucleoproteins during rat spermiogenesis. Exp. Cell Res. 225, 374-381.

122. Klaus A.V., McCarrey J.R., Farkas A., Ward W.S. 2001. Changes in DNA loop domain structure during spermatogenesis and embryogenesis in the Syrian golden hamster biology of reproduction 64, 1297-1306.

123. Kleckner N., et al., 2004. A mechanical basis for chromosome function. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 101: 12592-12597.

124. Komberg R.D., Klug A. 1981. The nucleosome. Sci. Am.244(2): 52-64.

125. Kozubek S., Lukasova E., Jirsova P., Koutna I., Kozubek M., Ganova A., Bartova E., Falk M., Pasekova R. 2002. 3D structure of the human genome: order in randomness. Chromosoma. 111: 321-331.

126. Kramer J.A., Krawetz S.A. 1996. Nuclear matrix interactions within the sperm genome. J. Biol. Chem. 271:11619-11622.

127. Laemmli U.K., Cheng S.M., Adolph K.W., Paulson J.R., Brown J.A., Baumbach W.R.1978.Metaphase chromosome structure: the role of nonhistone proteins. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 42: 351-360.

128. Laemmli U.K., Kas E., Poljak L., Adachi Y. 1992. Scaffold-associated regions: cis-acting determinants of chromatin structural loops and functional domains. Curr. Opin. Genet. Dev. 2: 275-285.

129. Lavitrano M., Camaioni A., Fazio V.M., Dolci S., Farace M.G., Spadafora C. 1998. Sperm cells as vectors for introducing foreign NA into eggs: genetic transformation of mice. Cell. 57: 717-723.

130. Lawrence J.В., Singer R.H., McNeil J.A. 1990. Interphase and metaphase resolution ofdifferent distance within the human dystrophin gene. Science. 249: 928-932.

131. Leitch A.R., Brown J.K., Mosgoller W., Schwarzacher Т., Heslop-Harrison J.S. 1994. The spatial localization of homologous chromosomes in human fibroblasts at mitosis. Hum Genet. 93: 275-280.

132. Levsky J.M., Singer R.H. 2003. Gene expression and the myth of the average cell. Trends Cell Biol. 13: 4-6.

133. Lewis J.D., Meehan R.R., Henzel W.J., Maurer-Fogy I., Jeppesen P., Klein F., Bird A. 1992. Purification, sequence, and cellular localization of a novel chromosomal protein 9 that binds to methylated DNA. Cell. 69: 905-914.

134. Lopes S., Jurisicova A., Sun J.G., Casper R.F.1998. Reactive oxygen species: potential cause for DNA fragmentation in human spermatozoa. Hum. Reprod. 13: 896 -900.

135. Lucifero D., Chaillet J.R., Trasler J.M. 2004.Potential significance of genomic imprinting defects for reproduction and assisted reproductive technology. Human Reproduction Update. 10: 3-18.

136. Luetjens C.M., Payne C., Schatten G. 1999. Non-random chromosome positioning in human sperm and sex chromosome anomalies following intracytoplasmic sperm Injection. Lancet. 353: 1240.

137. Lundgren M., Chow C.M., Sabbattini P., Geordiou A., Minaee S„ Dilon N. 2000. Transcription factor dosage affects changes in higher order chromatin structure associated with activation of a heterochromatic gene.Cell. 103:733-743.

138. Ma H., Siegel A.J., Berezney R.1999. Association of Chromosome Territories with the Nuclear Matrix: Disruption of human chromosome territories correlates with the release of a subset of the nuclear matrix proteins. J. Cell Biol. 146: 531-541.

139. Machado C., Andrew D.J. 2000. D-Titin: a giant protein with dual roles in chromosomes and muscles. J. Cell Biol. 151: 639-652.

140. Maeshima K., Laemmli U. K. 2003. A two step scaffolding model for mitotic chromosome assembly. Dev. Cell.4: 467-480.

141. Mahadevaiah S.K., et al., 2001. Recombinational DNA double-strand breaks in mice-precede synapsis. Nat. Genet. 27:271-276.

142. Mahy N.L., Perry P.E., Gilchrist S„ Baldock R.A., Bickmore W.A. 2002. Spatial coordination of active and inactive genes and noncoding DNA within chromosometerritories. J. Cell Biol. 157: 579-589.

143. Maione В., Pittoggi C,, Achene L., Lorencini R., Spadafora C. 1997. Activation of endogenous nucleases in mature sperm cells upon interaction with exogenous DNA. DNA Cell Biol. 13:1087-1097.

144. Manders et al., 1999. Direct imaging of DNA in living cells reveals the dynamics of chromosome formation. J. Cell Biol. 10: 149-152.

145. Manicardi G.C., Bianchi P.G., Pantano S., Azzoni P., Bizzaro D., Bianchi U., Sakkas D. 1995. Presence of endogenous nicks in DNA of ejaculated human spermatozoa and its relationship to chromomycin A3 accesibility. 1995. Biol. Reprod. 52: 864-867.

146. Maniotis A.J., Bojanowski K., Ingber D.E. 1997. Mechanical continuity and reversible щ chromosome disassembly within intact genomes removed from living cells. J. Cell1. Biochem. 65: 114-130.

147. Manuelidis L. 1984. Different central nervous system cell types display distinc and nonrandom arrangements of satellite DNA sequence. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 81: 3123-3127.

148. Manuelidis L. 1985. Indications of centromere movement during interphase and differentiation. Ann. N.Y. Acad. Sci. 450, 205-221.

149. Manuelidis L. 1990. A view of interphase chromosomes. Science. 250: 1533-1540.

150. Marcon L., Boissonneault G. 2004. Transient DNA strand breaks during mouse and human spermiogenesis new insights in stage specificity and link to chromatin remodeling. Biol. Reprod. 70: 910-918.

151. Marshall W,F. 2002. Order and disorder in the nucleus. Curr. Biol. 12: 185-192.

152. Marshall W.F., Dernburg A.F., Harmon В., Agard D.A., Sedat J.W. 1996. Specific• interaction of chromatin with the nuclear envelope: positional determination within the nucleus Drosophila melanogaster. Mol. Biol. 7 (5): 825-842.

153. Martin G., Sabido 0., Durand P., Levy R. 2004. Cryopreservation induces an apoptosis-like mechanism in bull sperm. Biol. Reprod. 71: 28-37.

154. Mayer R., Brero A., von Hase J., Shroeder Т., Cremer Т., Dietzel S. 2005. Common themes and cell type specific variation of higher order chromatin arrangements in the mouse. BMC Cell Biol. 6: 44.

155. Mayer W., Smith A., Fundele RM Haaf T. 2000. Spatial separation of parental genomes in preimplantation mouse embryos. J. Cell Biol. 148: 629-634.

156. McCarthy SM Ward W.S. 2000. Interaction of Exogenous DNA with the nuclear matrix of live spermatozoa. Mol. Reprod. Dev. 56: 235-237.

157. McCarthy S., Ward W.S. 1999. Functional aspects of mammalian sperm chromatin.• Hum. Fertil. 2: 56-60.

158. McGhee J.D., Felsenfeld G. 1980. Nucleosome structure. Annu. Rev. Biochem. 49: 1115-1156.

159. McLay D.W., Clarke H.J. 2003. Remodelling the paternal chromatin at fertilization in mammals. Reproduction. 125: 625-633.

160. McVicar C.M., McClure N„ Williamson K., Dalzell L.H., Lewis S.E. 2004. Incidence of Fas positivity and deoxyribonucleic acid double-stranded breaks in human ejaculated sperm. Fertil. Steril. 81: 767-774.

161. Meistrich M.L., Brock W.A., Grimes S.R., Platz R.D., Hnilica L.S.1978. Nuclear protein transitions during spermatogenesis. Fed Proc. 37: 2522-2525.

162. Mirkovitch J., Mirault M.E., Laemli U.K. 1984. Organization of the higher-orderchromatin loops: specific DNA attachment sites on nuclear scaffold. Cell. 39: 223-232.

163. Nagele R., Freeman Т., McMorrow L., Lee H.Y. 1995. Precise spatial positioning of chromosomes during prometaphase: evidence for chromosomal order. Science. 270: 1831-1835.

164. Nagele R.G., Freeman Т., Fazekas J., Lee K.M., Thomson Z., Lee H.Y. 1998. Chromosome spatial order in human cells: evidence for early origin and faithful propagation. Chromosoma. 107: 330-338.

165. Obata Y., Kono T. 2002. Maternal primary imprinting is established at a specific time for each gene throughout oocyte growth. J. Biol. Chem. 277: 5285-5289.

166. Ono Т., Losada M., Hirano M.P., Myers A.F., Neuwald Hirano. 2003. Differential contribution of condensing I and condensing II to mitotic chromosome architecture in vertebrate cells. Cell. 115: 109-121.

167. Paddy M.R., Belmont A.S., Saumweber H., Agard D.A., Sedat J.W. 1990 Interphase nuclear envelope lamins form a discontinuous network that interacts with only a fraction of the chromatin in the nuclear periphery. Cell. 62:89-106.

168. Parada L., McQween P., Misteli T. 2004. Tissue-specific organization of genomes. Genome Biology. 5: R44.

169. Parada L.A., Roix J.J., Mistelli T. 2003. An uncertainty principle in chromosome positioning. TRENDS Cell Biol. 13: 393-396.2Q3, Paulson J.R., Laemrtili U.K. 1977. The "structure of histone-deplefed metaphase' chromosomes. Cell. 12: 817-828.

170. Pederson T. 2000. Half a century of the nuclear matrix. Mol. Biol. Cell. 11: 799-805.

171. Pederson T. 2001. Protein mobility in the nucleus what are the right moves? Cell. 104: E287-E291.

172. Petes T. D. 2001. Meiotic recombination hot spots and cold spots. Nat. Rev. Genet. 2: 360-369.

173. Pfeifer C., homsen P.D., Scherthan H. 2001. Centromere and telomere redistribution precedes homologue pairing and terminal synapsis initiation during prophase I of cattle spermatogenesis.93: 304-314.

174. Pienta K.J., Coffey D.S. 1984. A structural analysis of the role of the nuclear matrix and DNA loops in the organization of the nucleus and chromosome. J. Cell Sci. Suppl. 1:123-135.

175. Pienta K.J., Partin A.W., Coffey D.S. 1989. Cancer as a disease of DNa organization and dynamic cell structure. Cancer Research. 49: 2525-2532.

176. Plaja A., Miro R„ Fuster C., Perez C., Sarret E., Esteve P., Egozcue J. 2001. Bends in human mitotic metaphase chromosomes revisited: 15q11-13 is the most frequent non-random autosomal bend in blood cultures. Am. J. Med. Genet. 101:106-113.

177. Plaja A., Miro R., Lloveras E., Sarret E., Fernandez В., Egozcue J. 2004. Intranuclear arrangement of human chromosome 12 is reflected in metaphase chromosomes as non-random bending. Ann Genet. 47:429-432.

178. Pogany G.C., Corzett M., Weston S., Balhorn R. 1981. DNA and protein content of mouse sperm: implication regarding sperm chromatin structure. Exp. Cell. Res. 136: 127-136.

179. Poirier M. G., Marko J. F. 2002. Mitotic chromosomes are chromatin networks without mechanically contiguous protein scaffold. Proc.Natl. Acad. Sci. USA. 99:15393-15397.

180. Poirier M., Eroglu D. C., Marco J.F. 2000. Reversible and irreversible unfolding of mitotic newt chromosomes by applied force. Mol. Biol. Cell. 11: 269-276.

181. Powell D., Cran D.G., Jennings C., Jones R. 1990. Spatial organization of repetitive DNA sequences in the bovine sperm nucleus. J. Cell Sci. 97: 185-191.

182. Rattner J. В., Lin С. C. 1985. Radial loops and helical coils coexist in metaphase chromosomes. Cell. 42: 291-296.

183. Raukas E., Mikelsaar R.H. 1999. Are there molecules of nucleoprotamine? Bioessays. 21, 440-448.

184. Razin, S.V. 1996. Functional architecture of chromosomal DNA domains. Crit. Rev. Eukarytic Gene Expression 6, 247-269.

185. Richmond T.J., Finch J.T., Rushton В., Rhodes D., Klug A. Structure of the nucleosome core particle at7A resolution. 1984. Nature. 311: 532-537.

186. Roix J.J., McQueen P.G., Munson P.J., Parada L.A., Misteli T. 2003. Spatial proxmimity of translocation-prone gene loci in human lymphomas. Nat. Gen. 34: 287291.

187. Romanato M., Cameo M.S., Bertolesi G„ Baldini C„ Calvo J.C., Calvo L. 2003. Heparan sulphate: a putative decondensing agent for human spermatozoa in vivo. Hum. Reprod. 18: 1868-1873.

188. Saifitdinova A.F., Derjusheva S.E., Malykh A.G., Zhurov V.G., Andreeva T.F., Gaginskaya E.R. 2001. Centromeric tandem repeat from the chaffinch genome: isolation and molecular characterization. Genome. 2001. 44: 96-103.

189. Saitoh N. Goldberg I.G., Wood E.R., Earnshaw W.C. 1994. Sell: abundant chromosome scaffold protein is a member of a family of putative ATP-ases with a unusual predicted tertiary structure. J. Cell Biol. 127: 303-318.

190. Sadoni N., Langer S., Bernardi G., Cremer Т., Turner B.M., Zink D. 1999. Nuclear organization of mammalian genomes. Polar chromosome territories build up functionally distinct higher order compartments. J. Cell Biol. 146:1211-1226.

191. Sakkas D., Mariethoz E., St. John J.C. 1999. Abnormal sperm parameters in humans are indicative of an abortive apoptotic mechanism linked to the Fas-mediated pathway. Exp. Cell Res. 15: 350-355.

192. Sakkas D„ Moffatt 0., Manicardi G.C., Mariethoz E., Tarozzi N., Bizzaro D. 2002. Nature of DNA damage in ejaculated human spermatozoa and the possible involvement of apoptosis. Biol. Reprod. 66: 1061-1067.

193. Sanchez-Vazquez M.L., Reyes R., Ramirez G., Merchant-Larios H., Rosado A., Delgado N.M. 1998. DNA unpacking in guinea pig sperm chromatin by heparin and reduced glutathione. Arch. Androl. 40: 15-28.

194. Sassone-Corsi P. 2002. Unique chromatin remodeling and transcriptional regulation in spermatogenesis. Science. 296: 2176-2178.

195. Sauve D.M., Andersen H.J., Ray J.M., James, W.M., Roberge M. 1999. Phosphorylation-induced rearrangement of the histone H3 NH2-terminal domain during mitotic chromosome condensation. J.Cell Biol. 145: 225-235.

196. Scherthan H., Eils R., Trelles-Sticken E., Dietzel S., Cremer Т., Walt H., Jauch A. 1998. Aspects of three-dimensional chromosome reorganization during the onset of human male meiotic prophase. J. Cell Sci. 111: 2337-2351.

197. Scherthan H„ Weich S., Schwegler H., Heyting C., Harle M., Cremer T. 1996. Centromere and telomere movements during early meiotic prophase of mouse and man are associated with the onset of chromosome pairing. J. Cell Biol. 134: 11091125.

198. Schultz R.M., Worrad D.M. 1995. Role of chromatin structure in zygotic gene activation in the mammalian embryo. Semin. Cell Biol. 6: 201-208.: "247, * 248.249.250.251.

199. Swedlow J. R., Sedat J.W., Agard D.A. 1993. Multiple chromosomal populations of topoisomerase II detected in vivo by time-lapse, three-dimensional wide-field microscopy. Cell. 73: 97-108.

200. Tanabe H., Habermann F.A., Solovei I., Cremer M., Cremer T. 2002. Non-random radial arrangements of interphase chromosome territories: evolutionary considerations and functional implications. Mutat. Res. 504: 37-45.

201. Tanphaichitr N, Sobhon P, Taluppeth N and Chalermisarachai P. 1978. Basic nuclear proteins in testicular cells and ejaculated spermatozoa in man. Exp. Cell Res. 117: 347-356.

202. Tateno H., Kimura Y., Yanagimachi R. Sonication per se is not as deleterious to sperm chromosomes as previously inferred. 2000. Biol. Reprod. 63: 341-346.

203. Tavormina P.A., Come M.G., Hudson J'.R., Mo Y.Y., Beck W.T., Gorbsky G.J. 2002. Rapid exchange of mammalian topoisomerase lla at kinetochores and chromosome arms in mitosis. J. Cell Biol. 158:23-29.

204. Tchurikov N.A., Ponomarenko N.A. 1992. Detection of DNA domains in Drosophila, human and plant chromosomes possessing mainly 50- 150 kilobase stretches of DNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 89: 6751-6755.

205. Strunnikov A.V., Jessberger R. 1999. StmduraL-maintenance of chromosomes (SMS) proteins: conserved molecular properties for multiple biological functions. Eur. J. Biochem. 263: 6-13.

206. Sukegawa J., Blobel G. 1993. A nuclear pore complex protein that contains zinc finger motifs, binds DNA, and faces the nucleoplasm. Cell. 72: 29-38.

207. Sutovsky P., Schatten G. 1997. Depletion of glutathione during bovine oocyte maturation reversibly blocks the decondensation of the male pronucleus and pronuclear apposition during fertilization. Biol. Reprod. 56:.1503-1512.

208. Sun H.B., Shen J., Yokota H. 2000. Size-dependent positioning of human chromosomes in interphase nuclei. Biophys. 79:184-190.

209. Sobhon P., Chutatape C., Chalermisarachai P., Vongpayabal P., Tanphaichitr N. 1982. Transmission and scanning electron microscopic studies of the human sperm chromatin decondensed by micrococcal nuclease and salt. J. Exp. Zool. 221: 61-79.

210. Solov'eva L., Svetlova M., Bodinski D., Zalensky A.O. 2004. Nature of telomere dimers and chromosome looping in human spermatozoa. Chromosome Res. 12: 817-823.

211. Sotolongo В., Lino E., Ward W.S. 2003. Ability of hamster spermatozoa to digest their• own DNA. Biol. Reprod. 69: 2029-2035.

212. Sotolongo В., Ward W.S. 2000. DNA loop domain organization: the three dimensional genomic code. J. Cell Biochem Suppl. 35: 23-26.

213. Spadafora C. 1998. Sperm cells and foreign DNA: a controversial relation. Bioessays. 20: 955-964.

214. Stadler S., Schnapp V., Mayer R., Stein S„ Cremer C., Bonifer C„ Cremer Т., Dietzel S. 2004. The architecture of chicken chromosome territories changes during differentiation. BMC Cell Biol. 5: 44.

215. Steger K. 1999. Transcriptional and translational regulation of gene expression in haploid spermatids. Anat. Embryol. 199: 471-487.

216. Strouboulis J., Wolffe A.P. 1996. Functional compartmentalization of the nucleus. J. Cell Sci. 109:1991-2000.

217. Strunnikov A.V., Hogan E., Koshland D. 1995. SMC2, a Saccharomyces cerevisiaegene essential for chromosome segregation and condensation, defines a subgroup within the SMC family. Genes Dev. 9:~ 587-599.

218. Verschure P. J., van der Kraan I., Ensrink J.M., Mone M.J., Manders E.M.M. von Driel. 2002. Large-scale chromatin organization and the localization of proteins involved in gene expression in human cells. J. Histochem. Cytochem. 50: 1303-1312.

219. Verschure P.J., van der Kraan I., Manders E.M.M. Hoogstraten D., Houtsmuller A.B., van Driel R. 2003. Condensed chromatin domains in the mammalian nucleus are accessible to large molecules. EMBO Rep. 4: 861-866.

220. Vogelstein В., Pardoll D.M., Coffey D.S. 1980. Supercoiled loops and eukaryotic DNA replication. Cell. 22: 79-85.

221. Villeponteau B. 1992. Heparin increases chromatin accessibility by binding the trypsin-sensitive basic residues in histones. Biochem. J. 288: 953-958.

222. Visser A.E., Jaunin F., Fakan S., Aten J.A. 2000. High resolution analysis of interphase chromosome domains. J. Cell. Sci. 113: 2585-2593.

223. Wallrath L.L., Elgin S.C. 1995. Position effect variegation in Drosophila is associated with an altered chromatin structure. Genes Dev. 9: 1263-1277.

224. Walter J., Schermelleh L., Cremer M., Tashiro S., Cremer T. 2003. Chromosome order in HeLa cells changes during mitosis and early G1, but is stably maintained during subsequent interphase stages. J. Cell Biol. 160: 685-697.

225. Ward M.A., Ward W.S. A model for the function of sperm DNA degradation. 2004. Reprod. Fertil. Dev. 16: 547-554.

226. Ward W.S. 1993. Deoxyribonucleic acid loop domain tertiary structure in mammalian spermatozoa. Biol. Reprod. 48: 1193-1201.

227. Ward W.S., Coffey D.S. 1991. DNA packaging and organization in mammalian spermatozoa: comparison with somatic cells. Biol. Reprod. 44: 569-574.

228. Ward W.S., Coffey D.S., 1989. Identification of a spem nuclear annulus: a sperm DNA anchor. Biol. Reprod. 41: 361-370.

229. Ward W.S., Partin A.W., Coffey D.S. 1989. DNA loop domains in mammalian spermatozoa. Chromosoma. 98: 153-159.

230. Ward W.S., Zalensky A.O. 1996. The unique, complex organization of the transcriptionally silent sperm chromatin. Crit. Rev. Eukaryot. Gene Expr. 6: 139-147.

231. Thoma F., KollerT., Klug A. 1979. Involvement of histone H1 in the organization of the nucleosome and of the salt-dependent superstructures of chromatin. J.Cell Biol., 83: 403-427.

232. Thomson I., Gilchrist S., Bickmore W.A., Chubb J.R. 2004. The radial positioning of chromatin is not inherited through mitosis but is established de novo in early G1. Curr. Biol. 14: 166-172.

233. Tilgen N., Guttenbach M., Schmid M. 2001. Heterochromatin is not an adequate explanation for close proximity of interphase chromosomes 1-Y, 9-Y, and 16-Y in human spermatozoa. Exp. Cell Res. 265: 283-287.

234. Tumbar Т., Belmont A.S. 2001. Interphase movements of a DNA chromosome region modulated by VP16 transcriptional activator. Nat. Cell Biol. 3:134-39.

235. Wouters-Tyrou D., Martinage A., Chevaillier P., Sautiere P. 1998. Nuclear basic proteins in spermiogenesis. Biochimie. 80:117-128.

236. Wykes S.M., Krawetz S.A. 2003. The structural organization of sperm chromatin. J. Biol. Chem. 278: 29471-29477.

237. Wyrobek A.J-., Meistrich M.L., Furrer R., Bruce W.R. 1976, Physical characteristic of mouse sperm nuclei. Biophys. J. 16: 811-825.

238. Yu.Y.E.et al., 2000. Abnormal spermatogenesis and reduced fertility in transition nuclear protein I- deficient mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 97: 4683-4688.

239. Zalenskaya I.A., Zalensky A.O. 2000. Telomeres in mammalian germ-line cells. Intern. Rev. Cytology. 218: 37-67.

240. Zalenskaya I.A., Zalensky A.O. 2004. Non-random positioning of chromosomes in human sperm nuclei. Chromosome Res. 12:163-173.

241. Zalensky A.O., Breneman J.W., Zalenskaya I.A., Brinkley B.R., Bradbury E.M. 1993. Organization of centromeres in the decondensed nuclei of mature human sperm. Chromosoma. 102: 509-518.

242. Zalensky A.O., Allen M.J., Kobayashi A., Zalenskaya I.A., Balhorn R., Bradbury E.M. 1995. Well-defined genome architecture in the human sperm nucleus. Chromosoma. 103:577-590.

243. Zani M., Lavitrano M., French D., Lulli V., Maione В., Sperandio S., Spadafora C. 1995. The mechanism of binding of exogenous DNA to sperm cells: factors controlling the DNA uptake. Exp. Cell. Res. 217: 57-64.

244. Zatsepina О. V., Polyakov V. Yu., Chentsov Yu. S. 1983. Chromonema and chromomere. Structural units of mitotic and interphase chromosomes. Chromosoma. 88: 91-97.

245. Zhao M., et al.,2001. Targeted disruption of the transition protein 2 gene affects sperm chromatine structure and reduced fertility in mice. Mol. Cell Biol. 21: 7243-7255.

246. Zink D„ Cremer Т., Saffrich R., Fischer R., Trendelenburg M.F., Ansorge W. 1998. Structure and dynamics of human interphase chromosome territories in vivo. Hum. Genet. 102:241-251.

247. Zink D., Fisher A.H., Nickerson J.A. 2004. Nuclear structure in cancer cells. Nat. Rev. Cancer. 4: 677-687.

248. Zoragi G., Spadafora C. 1997. Integration of foreign DNA sequences into mouse sperm genome. Cell. Biol. 16: 291-300.

Информация о работе

Мудрак, Ольга Станиславовна
кандидата биологических наук
Санкт-Петербург, 2006
ВАК 03.00.25

Диссертация

Архитектура хромосом в ядре сперматозоида человека - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы