Активность орнитиндекарбоксилазы в органах и тканях млекопитающих в условиях гибернации и искусственного гипобиоза

Логвинович, Ольга Степановна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Активность орнитиндекарбоксилазы в органах и тканях млекопитающих в условиях гибернации и искусственного гипобиоза
ВАК РФ 03.01.04, Биохимия

Автореферат диссертации по теме "Активность орнитиндекарбоксилазы в органах и тканях млекопитающих в условиях гибернации и искусственного гипобиоза"

На правах рукописи

Э04602337

ЛОГВИНОВИЧ ОЛЬГА СТЕПАНОВНА

АКТИВНОСТЬ ОРНИТИНДЕКАРБОКСИЛАЗЫ В ОРГАНАХ И ТКАНЯХ МЛЕКОПИТАЮЩИХ В УСЛОВИЯХ ГИБЕРНАЦИИ И ИСКУССТВЕННОГО ГИПОБИОЗА

Биохимия - 03.01.04

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание учёной степени кандидата биологических наук

2 о мд:1 2 0О

ПУЩИНО - 2010

004602337

Работа выполнена в лаборатории «Регуляция апоптоза» Учреждения Российской академии наук Института биофизики клетки РАН.

Научный руководитель:

доктор биологических наук, профессор Коломийцева Искра Константиновна

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор Новоселов Владимир Иванович

кандидат биологических наук Щипакииа Татьяна Георгиевна

Ведущая организация: Учреждение Российской академии наук

Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля.

Защита диссертации состоится <$2010 года в >/3> часов

на заседании Диссертационного совета Д 002.038.01 в Учреждении Российской академии наук Институте биофизики клетки РАН по адресу: 142290 Московская область, г. Пущино, ул. Институтская, 3.

С диссертацией можно ознакомиться в Центральной библиотеке Пущинского научного центра РАН.

Автореферат разосланЗоЬ 2010 года

Ученый секретарь Диссертационного совета кандидат биологических наук

Т.Н. Смолихина

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность темы

Одной из актуальных проблем современной биологии и медицины является исследование адаптивных возможностей человека и животных к экстремальным факторам окружающей среды. В этом плане зимоспящие млекопитающие являются уникальными объектами для изучения резервных приспособительных способностей теплокровных животных путем гибернации. В сезон гибернации (лат. hibernado — зимовка, зимняя спячка, от hibernus — зимний) состояние оцепенения позволяет млекопитающим значительно экономить энергетические ресурсы организма за счет радикального снижения уровня физиологических и обменных процессов. Важно, что за короткий период пробуждения зимоспящие способны полностью восстановить, измененный во время баута, метаболизм [Lyman С.Р. et al., 1982; Колаева С.Г., 1996]. Изучение гипометаболических состояний - перспективное направление современной фундаментальной науки и медицины. Состояние сниженной жизнедеятельности для незимоспящих млекопитающих возможно создать в условиях гипотермии с использованием гипокси-гиперкапнических газовых сред. При этом незимоспящие животные впадают в состояние так называемого «холодового наркоза», гипобиоза [Игнатьев Д.А. и др., 2006].

Полагают, что по набору генов естественные гибернанты не отличаются от незимоспящих млекопитающих [Carey H.V. et al., 2003]. В связи с этим на первый план выдвигается задача исследования филогенетически выработанной биохимической адаптации зимоспящих млекопитающих к экстремальным условиям [Hampton М., Andrews М.Т., 2007; Storey К.В., 2009]. Показано, что в ходе гибернации происходит изменение активности ряда ферментов на разных стадиях их новообразования и функционирования [Carey H.V. et al., 2003]. Предполагается, что аналогичные изменения имеют место и при гипометаболических состояниях незимоспящих млекопитающих, которые связаны с процессами биохимической адаптации организма [Andrews М.Т., 2007; Storey К.В., 2009]. В этом отношении особый интерес представляет исследование короткоживущих и динамично регулируемых ферментов млекопитающих, одним из которых является орнитиндекарбоксилаза (ОДК, КФ 4.1.1.17). Регуляция ОДК осуществляется на уровне транскрипции, стабилизации мРНК, трансляции, деградации фермента, а также индукции специфичных белков-регуляторов. Резкое повышение активности ОДК - одно из самых ранних молекулярных проявлений активированного метаболизма клетки, готовящейся к росту и делению, дифференцировке или активному выполнению специализированной функции [Hayashi S., Murakami Y., 1995; Pegg A.E., 2006]. На уровне целого организма активность ОДК регулируется нейроэндокринной системой, что важно для оценки системных адаптивных реакций организма на воздействия факторов внешней среды. Отмечено, что

ОДК принимает участие в процессах адаптации млекопитающих к низким температурам окружающей среды и перехода в состояние гипобиоза [Мельничук Д.О. и др., 2000]. Разнообразные изменения в регуляции фермента в конечном итоге сводятся к изменению его активности. Поэтому, представляет интерес осуществить приоритетные исследования вовлечения фермента биосинтеза полиаминов в механизмы биохимической адаптации по изменению активности ОДК в органах и тканях млекопитающих.

Цель работы:

Показать роль фермента биосинтеза полиаминов -орнитиндекарбоксилазы - в адаптации естественных гибернантов к действию факторов окружающей среды, а также вовлечение фермента в механизмы адаптации при искусственном гипобиозе незимоспящих млекопитающих.

Задачи исследования:

1. Показать участие фермента ОДК в биохимической адаптации сусликов БрегторИИш ипс1и1а1т в различных физиологических состояниях в период гибернации;

2. Изучить вовлечение фермента ОДК в механизмы биохимической адаптации крыс Шмаг при искусственном гипобиозе;

3.Исследовать распределение клеток активно пролиферирующих тканей сусликов 5регторЫ1т шс1и1а1т и крыс \Vistar по фазам клеточного цикла с целью сопоставления с изменениями активности ОДК как маркера пролиферации.

Научная иовизна работы

Впервые показано, что развитие естественного и искусственного гипобиоза сопровождается специфическими изменениями активности фермента биосинтеза полиаминов - орнитиндекарбоксилазы - в органах и тканях млекопитающих. В костном мозге сусликов в состоянии оцепенения, а также в тимусе крыс после окончания воздействия гипотермии-гипоксии-гиперкапнии изменения активности фермента ОДК соотносятся с изменениями темпа клеточной пролиферации (по критерию распределения клеток по фазам клеточного цикла). В костном мозге у крыс искусственный гипобиоз не сопровождается изменениями в распределении клеток по фазам клеточного цикла при наличии угнетения активности ОДК. Для сусликов & \mdulatns показано наличие положительной корреляции между ингибированием и восстановлением специализированных функций органов и тканей млекопитающих и соответствующими модификациями ферментативной активности ОДК. По критериям активности ОДК и распределению клеток по фазам клеточного цикла обнаружены отличия между состоянием

искусственного гипобиоза у крыс Wistar и стадией оцепенения у сусликов S. undulatus.

Научная и практическая значимость работы

Диссертационная работа имеет фундаментальное и практическое значение в области биологии и медицины. Из анализа результатов следует, что ключевой фермент биосинтеза полиаминов - ОДК - принимает участие в биохимической адаптации естественных гибернантов к действию факторов окружающей среды, а также включается в механизмы адаптации при искусственном гипобиозе у незимоспящих млекопитающих.

Определение активности фермента орнитиндекарбоксилазы перспективно в качестве функционального биохимического теста при разработке способов получения управляемых гипометаболических состояний у высших теплокровных животных и выбора для этих целей фармакологических препаратов.

Апробация работы

Результаты экспериментальных исследований и основные положения диссертации были представлены и обсуждены на следующих конференциях: на 11-й; 12-й; 13-й; 14-й школах-конференциях молодых ученых «Биология -наука XXI века» (Пущино, 2007, 2008, 2009, 2010); на 20-й; 21-й зимней международной молодежной научной школе «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии» (Москва, 2008, 2009); на 16-й международной конференции «Ломоносов-2009» (Москва, 2009); на 12-м всероссийском конгрессе биологов с международным участием «Симбиоз Россия 2009» (Пермь, 2009); на международной конференции «Рецепция и внутриклеточная сигнализация» (Пущино, 2009).

Публикации

По материалам диссертации опубликовано 18 печатных работ, из них 4 статьи в журналах, 3 статьи в сборниках и 11 тезисов докладов.

Структура и объем диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, результатов исследования и их обсуждения, заключения, выводов, списка литературы и приложения. Работа изложена на/$страницах машинописного текста, содержитг^рисунка,^Таблиц и ^приложения. Список цитируемой литературы включае'й^Жсточников.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

Материалы и методы исследования

Объекты исследования

В качестве объектов исследования использовали зимоспящих (якутские суслики Spermophilits undulatus) и незимоспящих (крысы Wistar) млекопитающих. Все процедуры с животными проводились в соответствии с требованиями институтской комиссии по этике и Европейской конвенции по защите позвоночных животных, используемых для экспериментальных и других научных целей (European Communities Council Directive (86/609/EEC)).

Якутские суслики Spermophilus undulatus. Использовали животных обои; полов массой 600-850 г. Перед сезоном спячки сусликов переносили в темно! помещение с температурой среды 1-3°С и размещали в деревянных боксах. Е подстилку гнезд были вмонтированы термодатчики, показания которых позволял! следить за состоянием животных. Температуру тела сусликов измеряли ректальн* датчиком электротермометра ТЭМП-60; частоту сердцебиений (ЧС регистрировали с помощью электроэнцефалографа ЭЭГ-4-02. После декапитацш температуру тела животных оценивали с помощью датчика электротермометра i области сердца.

Крысы Wistar. Опыты проводили на самцах крыс массой 180-220 г. В ряде опытов состояние крыс оценивали по температуре тела и ЧС, так же как и для сусликов. Для биохимических исследований крыс декапитировали в состоянии гипобиоза (температура тела 14,4-17,8°С) и в нормотермном состоянии (температура тела 37-38°С) через 24, 48 и 72 ч после окончания воздействия гипотермии-гипоксии-гиперкапнии и извлечения из холодовой камеры. Контролем служили не охлажденные крысы.

Подготовка органов и тканей млекопитающих к экспериментальным исследованиям. Органы и ткани извлекали и замораживали в жидком азоте, где хранили до момента исследования активности ОДК. У сусликов для исследования активности ОДК использовали: селезенку, печень, почку, костный мозг плечевой кости, слизистую оболочку тонкого кишечника. У крыс извлекали: кору больших полушарий головного мозга (неокортекс), тимус, селезенку, печень, почку, костный мозг бедренной кости, слизистую оболочку тонкого кишечника. Все операции с костным мозгом, неокортексом и тонким кишечником проводили в емкостях, помещенных в лед.

Методы исследования

Охлаждение крыс методом «закрытого сосуда». Крыс выдерживали в герметичной камере объемом 5 л при температуре среды 1-2°С в течение 3,0-

3,5 ч. После охлаждения и извлечения из холодовой камеры у крыс измеряли температуру тела и ЧС, как описано выше [Игнатьев Д.А. и др., 1989].

Определение ферментативной активности орнитиндекарбокснлазы. В работе использовали меченый Ь-[1-14С]орнитин фирмы Amersham International, дитиотрейтол (ДТТ), L-орнитин, Трис фирмы Sigma, пиридоксаль-5'-фосфат (ПФ) от Ferak, Ка2-ЭДТА фирмы Acros, остальные реактивы отечественного производства квалификации не ниже «х.ч». Ткань гомогенизировали в стеклянном гомогенизаторе с тефлоновым пестиком в 2—4 объёмах 0,1 М Трис-HCl буфера (pH 7,5), содержащего 5 мМ ДТТ, 0,5 мМ ЭДТА, и 40 мкМ ПФ. Гомогенат центрифугировали при 20000xg в течение 30 мин при 4°С и в супернатанте определяли активность фермента. Активность ОДК ткани по величине Vmax определяли радиоизотопным методом по освобождению |4С02 из меченого Ь-[1-иС]орнитина [Jänne J. et al., 1971] с некоторыми модификациями [Slozhenikina L.V. et al., 1999]. Все образцы инкубировали в течение 1 ч при 37°С; реакцию останавливали добавлением 0,5 мл 40% трихлоруксусной кислоты. Для поглощения выделяющегося ИС02 использовали полоски фильтровальной бумаги Ватман Whatman 3 ММ, смоченные 50 мкл 0,4 М Ва(ОН)2 в 20% NaOH. Радиоактивность фильтров определяли на жидкостном сцинтилляционном счетчике SL-30 (Intertechnique, Франция). Определение количества белка проводили по стандартной методике.

Метод проточной цитофлюорнметрин. Суспензию тимоцитов получали протиранием ткани через капроновую ткань в среде Хенкса без ионов кальция. Клетки костного мозга выделяли из плечевой кости (суслики) и бедренной кости (крысы) в среде Хенкса без ионов кальция. Клетки в суспензии фиксировали добавлением ледяного 96% этанола и выдерживали при температуре минус 20°С не менее суток. Клетки окрашивали специфичным для ДНК флуоресцентным красителем Hoechst-33258 (1мкг/мл в трис-НС1-буфере, pH 7,4, содержащем 0,1 М NaCl) в течение 30 мин при 37°С. Анализ проводили на приборе ЛАКС-1, разработанном в ИБК РАН [Afanasyev V.N. et al., 1993].

Подсчет клеток лимфоидных тканей проводили по методу Горизонтова П.Д. [Горизонтов П.Д. и др., 1983] с некоторыми модификациями с использованием камеры Горяева и микроскопа Carl Zeiss Jena (Германия) при общем увеличении 10x10.

Определение содержания гемоглобина в селезенке проводили гематиновым методом [Любина А.Я. и др., 1984] с некоторыми модификациями. Определение оптической плотности раствора проводили на спектрофотометре при длине волны 540 нм.

Статистическая обработка результатов исследования. Результаты экспериментальных исследований представлены как среднее ± стандартная ошибка. Достоверность различий устанавливали по t-критерию Стьюдента. Значение при р<0,05 принималось статистически достоверным [Гланц С., 1999].

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Активность орнитиндекарбоксилазы в органах и тканях сусликов БрегторкПиз ипйиШиъ

Согласно результатам исследованиям активность ОДК в органах и тканях сусликов в активный летний период составляет: в печени 54,1±11,9 (п=7), костном мозге 29,0±3,5 (п=8), в слизистой оболочке тонкого кишечнике 25,6±5,8 (п=9), почках 25,5±4,7 (п=7), селезенке 11,9±1,4 (п=13) пмоль С02х(ч><мг белка)"1.

В период гибернации в органах и тканях сусликов в состоянии оцепенения при средней температуре тела 4,2°С (максимальная - 7,2°С, минимальная - 1,0°С) наблюдали падение активности фермента во всех исследованных органах и тканях. При этом снижение активности ОДК происходило: в печени до 4,9±0,8% (п=6); в селезенке до 9,4±1,8% (п=11); в костном мозге до 22,6±4,7% (п=14); в почках до 26,6±9,4% (п=4); в слизистой оболочке тонкого кишечника до 27,4±9,9% (п=3) от активности фермента летних сусликов. На протяжении всего периода гибернации в разных органах и тканях зимоспящих сусликов наблюдаются специфические изменения активности ключевого фермента биосинтеза полиаминов - ОДК.

Активность ОДК в печени сусликов в летний период и в сезон гибернации.

Активность ОДК в печени сусликов на протяжении всего сезона гибернации сохраняется на низком уровне (рис.1).

и" 5 !0

3 Е л

Рис.1. - Активность ОДК в печени суслика ипйиШив в различных физиологических состояниях.

Различие достоверно по отношению к летним сусликам: *-р<0,05; п-количество животных.

П-7 11-6

летние зимние активные

Физиологическое состояние

По-видимому, это связано с тем, что энергетическим субстратом сусликов в зимний период служит запасенный жир и печень, как орган пищеварительной системы, в сезон гибернации находится в неактивном состоянии. Ранее на негибернирующих млекопитающих была показана зависимость между активностью ОДК и питанием. Показано снижение

ферментативной активности в печени у голодных животных и активация ОДК после приема пищи [Murakami Y. et al, 1989]. В зимний период активность ОДК в печени в различных физиологических состояниях меняется незначительно (рис.1). Однако обращает на себя внимание некоторая активация фермента ОДК в печени при выходе из торпидного состояния (пробуждающиеся суслики) (рис.2).

Рис.2 - Изменение активности ОДК в печени суслика S. undulatus в сопоставлении с температурой тела в различных физиологических состояниях. По оси абсцисс -температура в области сердца суслика сразу после декапитации.

Температура теля. "С

Активация ОДК в печени происходит уже на ранней стадии выхода из состояния оцепенения (рис.2) при температуре тела сусликов от 6,0°С до 20,0°С включительно. При этом активность фермента на раннем этапе пробуждения достоверно увеличивается более чем в два раза (6,1±1,6 (п=5) пмоль С02х(чхмг белка)"1) по отношению к спящим сусликам (2,6±0,4 (п=6) пмоль С02х(чхмг белка)'1). В литературе показана зависимость активности ОДК от катехоламинов [Михайловский В.О. и др., 1982] и повышение активности ОДК в печени выходящих из оцепенения сусликов, возможно, связано с выбросом гормонов в кровь зимоспящих из надпочечников и других депо в период пробуждения [Колпаков М.Г. и др., 1972].

Таким образом, для печени показаны сезонные изменения активности орнитиндекарбоксилазы. Ингибирование фермента биосинтеза полиаминов в период зимней спячки коррелирует с подавлением специализированной функции печени как органа пищеварительной системы.

Активность ОДК в селезенке сусликов в летний период и в сезон гибернации.

В состоянии оцепенения в период гибернации активность ОДК в селезенке снижается до 9,4±1,8% (п=11) от уровня активности фермента летних сусликов (рис.4). Вхождение сусликов в состояние оцепенения, по оценке активности ОДК селезенки, можно разделить на две стадии (рис.3). Первая стадия вхождения (температура тела от 36,6°С до 22,0°С, включительно) -активность фермента (2,9±0,5 пмоль С02х(чхмг белка)"'; п=9, р<0,05) достоверно превышает активность ОДК спящих сусликов (1,1 ±0,2 пмоль С02х(чхмг белка)"1; п=11). На второй стадии (температура тела ниже 22,0°С)

активность ОДК (1,2±0,1 пмоль С02х(ч><мг белка)"1; п=9) сравнивается с активностью фермента селезенки сусликов, находящихся в состоянии оцепенения. Значения активности ключевого фермента биосинтеза полиаминов на первой и второй стадиях вхождения сусликов в состояние оцепенения достоверно различаются между собой.

Летние суслики

Зимние активные

Рис.З - Изменение активности ОДК в селезенке суслика & ишШаНк, входящего в состояние оцепенения в сопоставлении с температурой тела. По оси абсцисс - температура в области сердца суслика сразу после декапитации.

* * с? ^ ¿ Температура тела, °С

Рис.4 - Активность ОДК в селезенке суслика ипйиШт в различных физиологических состояниях.

Различие достоверно по отношению к летним сусликам: *-р<0,05; п-количество животных.

n=7 D=20 П*11 11=9

зимние входящие спящие выходящие активные

Физиологическое состояние

У выходящих из состояния оцепенения сусликов было выявлено, что в селезенке (рис.4), в отличие от печени (рис.2), на раннем этапе пробуждения активность фермента сохраняется на низком уровне. Повышение активности ОДК в селезенке пробуждающихся сусликов происходит в соответствии с повышением температуры. Ферментативная активность ОДК у выходящих из состояния оцепенения сусликов достоверно отличается от активности фермента спящих только при температуре тела пробуждающихся животных выше 20°С (2,6±0,3 пмоль С02х(чхмг белка)"1; п=5, р<0,05).

Селезенка - периферический орган иммунной системы, отвечающий за развитие гуморального ответа в организме млекопитающих. Из литературных данных известно, что в период гибернации происходит снижение функциональной активности иммунной системы. Кроме того, показано, что в состоянии оцепенения в сезон зимней спячки отсутствует иммунный ответ на введенный антиген [Carey H.V., et al., 2003]; показан так же сниженный ответ

на мнтогены у спленоцитов, выделенных из спящих сусликов [Огай В.Б. и др., 2002]. Снижение активности ОДК селезенки сусликов при вхождении в состояние оцепенения и собственно спячки сопоставимо и вероятнее всего определяется снижением функциональной активности иммунокомпетентных клеток селезенки. Высокая активность ОДК на первой стадии вхождения животных в оцепенение (рис.3), по-видимому, указывает на сохранение возможности клеток селезенки отвечать на антигенные и митогенные стимулы. Во время кратковременных пробуждений у межбаутных зимних сусликов показано повышение ферментативной активности ОДК селезенки (рис.4). Предполагается, что периодические пробуждения зимоспящих необходимы для активации иммунной системы и ликвидации патогенной микрофлоры, накопленной во время спячки [Prendergast B.J. et al., 2002; Огай В.Б. и др., 2002]. Повышающийся уровень активности ОДК в селезенке у межбаутных сусликов, по-видимому, свидетельствует о восстановлении функциональной активности иммунокомпетентных клеток. Из литературных данных известно, что после иммунизации крыс происходит повышение активности ОДК в селезенке [Cardinali D.P. et al., 1997].

Для контроля функционального состояния селезенки в летний период и в сезон гибернации сусликов подсчитывалось количество спленоцитов, исследовались масса органа и количество белка. Показано незначительное повышение числа клеток на орган, увеличение массы селезенки (табл.1), а также отмечен рост количества белка в период гибернации. У сусликов в состоянии оцепенения происходило увеличение количества общего белка до 276,4±7,7 мг/г ткани (п=10, р<0,05) по сравнению с уровнем белка летних животных (летние суслики - 159,5±1,4 мг/г ткани (п=4); зимние активные -197,3±16,0 мг/г ткани (п=3)). Масса селезенки и количество белка у межбаутных активных сусликов снижаются, но не достигают уровня летних животных. Полученные данные хорошо согласуются с литературными по подсчету числа клеток в циркулирующей крови. Выраженная лейкопения обнаружена у всех зимоспящих в состоянии оцепенения. В литературе показано также снижение концентрации билирубина в крови в период глубокой спячки, что указывает на уменьшение количества циркулирующих эритроцитов [Ануфриев А.И., 2005; Карнаухова Н.А. и др., 2008].

Таким образом, полученное в эксперименте увеличение массы селезенки и повышение числа спленоцитов свидетельствует о депонировании клеток крови в селезенке. Поскольку большая часть билирубина крови образуется из гемоглобина разрушающихся эритроцитов можно ожидать, что повышенное содержание белка в селезенке определяется депонирующимися в ней эритроцитами, содержащими гемоглобин. В связи с этим было исследовано содержание гемоглобина в супернатанте селезенки сусликов в летний период и в сезон гибернации. У сусликов, находящихся в состоянии оцепенения, показано достоверное увеличение количества общего гемоглобина в

супернатанте селезенки до 271,6±25,6% (п=9, р<0,05) от уровня летних животных. У активных зимних сусликов количество общего гемоглобина соответствует уровню летних животных.

Таблица 1 - Масса и количество клеток селезенки сусликов 5. ипАиШт в летний период и в различных физиологических состояниях в сезон гибернации_

Физиологическое состояние сусликов Масса селезенки, г Количество спленоцитов на орган • 109

Летние 0,902±0,1; п=13 3,5±0,6; п=6

Зимние активные 1,168±0,1*; и=10 4,0±0,8; п=4

входящие 2,023±0,1*; п=29 4,9±0,3*; п=21

спящие 2,126±0,2*; п=15 5,0±1,0; п=7

выходящие 1,467±0,1*; п=10 4,0±0,8; п=7

Примечание: Различие достоверно по отношению к летним сусликам: *-р<0,05; п - количество животных.

Таблица 2 - Активность ОДК в селезенке сусликов и/и/и/я*«« в летний период и в различных физиологических состояниях в сезон гибернации

Физиологическое состояние сусликов Активность ОДК

пмоль COi чхмг белка пмоль СОг чхгткани

Летние; п=13 П,9±1,4 1004,0±129,2

Зимние активные; п=7 8,0±3,0 776,3±254,3

входящие; п=20 2,0±0,3* 298,3±32,8*

спящие; п=11 1,1±0,2* 165,5±27,3*

выходящие; п=9 2,7±0,2* 285,1 ±28,5*

Примечание: Различие достоверно по отношению к летним сусликам: *-р<0,05; п-количество животных.

Из полученных нами экспериментальных данных следует, что повышенное содержание белка в селезенке в значительной степени определяется депонирующимися в ней эритроцитами, содержащими гемоглобин. Снижение массы органа, количества гемоглобина и количества белка селезенки у пробуждающихся сусликов, по-видимому, связано с выходом эритроцитов и лейкоцитов в кровяное русло. Согласно литературным данным, в крови спящих животных обнаруживаются многочисленные дегенеративно измененные лимфоциты, которые утилизируются в момент пробуждения [Карнаухова H.A. и др., 2008]. Утилизированные клетки заменяются вновь пришедшими из клеточных депо - селезенки, слизистой оболочки желудочно-кишечного тракта, легких, лимфоузлов.

В связи с тем, что в ходе экспериментальных исследований обнаружено увеличение количества белка в селезенке сусликов в период гибернации, был выполнен пересчет активности фермента ОДК в пмоль С02х(чхг ткани)'1 (табл.2). Увеличивающийся белок дает несколько заниженные результаты активности ОДК в пмоль С02х(чхмг белка)"1 по сравнению с активностью в пересчете на грамм ткани. Но снижение активности ОДК в селезенке сусликов в различных физиологических состояниях в период гибернации сохраняется.

Отсутствие сведений о величине активности ОДК в клетках крови сусликов вносит неопределенность в трактовку причин уменьшения активности ОДК в селезенке при оцепенении.

Таким образом, изменение активности ОДК (маркера активации клеток) в период зимней спячки совпадает с функциональным состоянием селезенки сусликов. В сезон гибернации в состоянии оцепенения селезенка выполняет пассивную роль клеточного депо; ингибирование активности ОДК селезенки коррелирует со снижением функциональной активности иммунной системы.

Активность ОДК в почках сусликов в летний период и в сезон гибернации.

Известно, что у зимоспящих животных во время гибернации в состоянии гипотермии (спящие) прекращается образование мочи, и происходит снижение массы почек уже в начале сезона гибернации [Ануфриев А.И., 2005]. По нашим данным, на протяжении зимнего периода масса почек достоверно не меняется (летние суслики - 1,223±0,1 г, п=10; межбаутные - 1,173±0,1 г, п=4; зимние спящие - 1,255±0,1 г, п=5).

Рис.5 - Активность ОДК в почках суслика 5. итн/м/л/мз в различных физиологических состояниях.

Различие достоверно по отношению к летним сусликам: *-р<0,05; п-количество животных.

п=4 П=Э

спяшие выходящие

п-7 п-4 п=9

летние зимние входящие активные

Физиологическое состояние

На сусликах и хомячках, находящихся в состоянии оцепенения, показано снижение почечного кровотока, угнетение клубочковой фильтрации и отсутствие образование мочи [Deavers D.R., 1980; Tempel G.E., 1977], то есть происходит снижение функциональной активности почек. В наших экспериментах отмечено падение активности ОДК у спящих сусликов до 26,б±9,4% (п=4) от уровня активности фермента летних животных.

В период зимней спячки физиологические процессы в организме полностью не замирают, а осуществляются на низком уровне. Поэтому сохраняется необходимость периодически выводить накопившиеся метаболиты при кратковременных пробуждениях между баутами спячки. Обязательным компонентом периодических спонтанных пробуждений является выведение из организма зимоспящих мочи, которая образуется при активном расщеплении жиров [Ануфриев А.И., 2005]. Во время пробуждений у зимних активных сусликов активность ОДК в почках восстанавливается до уровня активности фермента летних животных (рис.5). Рост ферментативной активности в почках у межбаутных животных, по-видимому, связан с возобновлением почечного кровотока и клубочковой фильтрации - процессами, направленными на образование мочи. Рост ферментативной активности ОДК у активных зимних сусликов, вероятно, обусловлен участием полиаминов в процессах обратной реабсорбции воды из почечных канальцев, а также в поддержании нормального физиологического соотношения в клетке ионов натрия и калия. На крысах показано, что фермент ОДК включается в механизмы стимуляции вазопрессином Ыа7К+-АТФ-азы в почечных канальцах. Согласно литературным данным, увеличение концентрации полиаминов сопровождалось повышением активности мембранного фермента - Ыа+/К+-АТФ-азы - в почечных канальцах крыс [Charlton J.A, Baylis Р.Н, 1989,1990].

Таким образом, специфические изменения активности орнитиндекарбоксилазы в почках сусликов в различных физиологических состояниях совпадают с функциональным состоянием почек в период гибернации млекопитающих.

Активность ОДК в слизистой оболочке тонкого кишечника сусликов в летний период и в сезон гибернации.

Слизистая оболочка тонкого кишечника - активно пролиферирующая ткань. В зимний период во всех физиологических состояниях происходит снижение активности ОДК в слизистой оболочке тонкого кишечника по сравнению с уровнем активности ОДК летних сусликов (рис.6).

£ у < —

Летние суслики

Зимине активные

входящие спящие/ \ ВЫХ01ЯЩНС

Рис.6 - Изменение активности ОДК в слизистой оболочке тонкого кишечника суслика Я. ипНиШиз в сопоставлении с температурой тела. По оси абсцисс - температура в области сердца суслика сразу после декапитации.

.5 36,0 25,6 18,2 6,7

6 » 17 20 25.8 31 Температура тела, °С

У активных зимних (межбаутных) сусликов отмечено восстановление активности фермента до 50,9±13,0% (п=5) от уровня активности ОДК летних животных. Изменения активности ОДК, вероятно, связано с изменениями пролиферативной активности клеток кишечника в сезон гибернации. Из литературных данных известно, что клеточное деление в кишечном эпителии прекращается во время каждого состояния оцепенения и возобновляется в период межбаутного пробуждения [Кгишап 1.1. е1 а!., 1986, 1988, 1991].

Следовательно, снижение и восстановление активности фермента биосинтеза полиаминов совпадает с литературными данными о состоянии клеточного деления в слизистой оболочке тонкого кишечника.

Активность ОДК и распределение клеток по фазам клеточного цикла в костном мозге сусликов в летний период и в сезон гибернации.

Динамика изменения активности ОДК в период гибернации в костном мозге сусликов в целом совпадает с изменениями активности фермента, наблюдаемыми в тканях с высоким уровнем клеточной пролиферации -селезенке и слизистой оболочке тонкого кишечника.

Рис.7 - Изменение активности ОДК в костном мозге суслика & ши1и1шт, входящего в состояние оцепенения в сопоставлении с температурой тела.

14.5 13 12,4 7,6

Температуря тела, °С

г 3

; с 40

п П

Рис.8 - Активность ОДК в костном мозге суслика 5. шиЫшия в различных физиологических

состояниях. Различие достоверно по отношению к летним сусликам: *-р<0,05; п - количество животных.

и=8 и=б 0=23 0=14 0=6

летние зимние входящие спящие выходящие активные

Физиологическое состояние

В костном мозге сусликов в состоянии оцепенения активность ОДК снижается до 22,6±4,7% (п=14) от уровня активности фермента летних

сусликов. При вхождении сусликов в состояние оцепенения в динамике активности ОДК костного мозга, так же как и селезенки (рис.3), можно выделить две стадии (рис,7).

Первая стадия вхождения сусликов в состояние оцепенения (температура тела от 30,0°С до 21,0°С, включительно) - активность фермента костного мозга сохраняется на высоком уровне (32,3±7,3 пмоль С02х(ч х мг белка)"1; п=4; р<0,05) и достоверно отличается от активности ОДК спящих сусликов (6,6±1,4 пмоль С02х(чхмг белка)'1; п=14). На второй стадии вхождения (температура тела ниже 21,0°С) активность ОДК (5,9±1,0 пмоль С02*(чхмг белка)"1; п=12) сравнима с активностью фермента сусликов, находящихся в состоянии оцепенения. Значения активности фермента орнитиндекарбоксилазы в костном мозге сусликов на первой и второй стадиях вхождения животных в состояние оцепенения достоверно различаются между собой.

Во время кратковременных пробуждений у межбаутных зимних сусликов активность ОДК костного мозга возрастает, достигая уровня ферментативной активности летних животных (рис.8). Между активными зимними сусликами и сусликами, находящимися в состоянии оцепенения, наблюдается достоверная разница в активности ОДК костного мозга.

Для оценки пролиферативной активности костного мозга было исследовано распределение клеток по фазам клеточного цикла методом проточной цитофлюориметрии (табл.3).

Таблица 3 - Распределение клеток костного мозга суслика ипМаи« по фазам клеточного цикла в различных физиологических состояниях

Физиологическое состояние Фазы клеточного цикла

Со+в, Б С2+,М (С2+М)/8

Летние суслики п=16 73,1 ±0,5 18,6±0,4 8,4±0,3 0,453±0,02

Зимние активные п=7 69,6±1,6* 21,0±1,3* 9,4±0,5 0,452±0,02

входящие п=28 73,4±0,8 17,2±0,7 9,4±0,3* 0,566±0,02*

спящие п=14 75,3±1,2 15,7±0,9* 9,0±0,4 0,592±0,03*

выходящие п=9 73,7±1,8 17,8±1,5 8,6±0,8 0,507±0,06

Примечание: Различие достоверно по отношению к летним сусликам: *-р<0,05; п - количество животных.

Пролиферация - энергоемкий процесс; в состоянии оцепенения животного происходит подавление митотической активности. Во время оцепенения в костном мозге гибернантов отсутствуют митозы, появляясь лишь в нормотермном состоянии во время спонтанных пробуждений. Полагают, что одной из причин регулярных пробуждений является необходимость обновления

клеток крови [Юнкер В.М., Алексеева Г.В., 1974]. В литературе отсутствуют данные по распределению клеток костного мозга по фазам клеточного цикла у гибернирующих животных. Падение активности фермента в костном мозге спящих сусликов сопровождается снижением доли клеток в Б-фазе (до 84,3±5,1% по отношению к летним сусликам) и увеличением содержания клеток в фазах Со+О) (107,8±4,9% по отношению к летним сусликам) клеточного цикла (табл.3). Нами показано увеличение отношения (С2+М)/8 в состоянии оцепенения, что указывает на некоторое накопление клеток в фазе в2 (табл.3). Данные по клеткам слизистой оболочки тонкого кишечника также свидетельствуют о накоплении клеток в 02-фазе и поздней Б-фазе [Кгишап 1.1. <Ла1, 1986, 1988].

Во время кратковременных пробуждений у активных зимних сусликов активность ОДК костного мозга возрастала до 36,8±11,2 (п=6) пмоль С02х(чхмг белка)"1, что соответствует значениям активности фермента летних животных. Активация фермента ОДК (маркера пролиферации и активации клеток) во время пробуждений, вероятно, связана с возобновлением пролиферативной активности клеток костного мозга и коррелирует с ростом доли клеток в синтетической фазе (Б) клеточного цикла. Между активными зимними сусликами и сусликами, находящимися в состоянии оцепенения наблюдается достоверная разница в доле клеток, находящихся в Б-фазе клеточного цикла (табл.3). Следовательно, падение активности ОДК в костном мозге спящих сусликов совпадает со снижением доли клеток в Б-фазе клеточного цикла. Снижение и восстановление активности фермента биосинтеза полиаминов совпадает с литературными данными по отсутствию и возобновлению митозов в костном мозге.

Таким образом, на протяжении всего периода гибернации в разных органах и тканях зимоспящих сусликов БреппоркНиз шк^иЫия наблюдаются специфические изменения активности фермента ОДК. Можно предположить, что изменение активности ОДК в органах и тканях гибернирующих животных связаны с участием фермента в процессах биохимической адаптации, направленной на увеличение устойчивости организма. Анализ результатов исследования свидетельствует о наличии положительной корреляции между ингибированием и восстановлением специализированных функций органов и тканей и соответствующими модификациями активности ОДК.

Активность орнитиндекарбоксилазы в органах и тканях крыс в условиях искусственного гипобиоза.

Исследование активности ОДК в органах и тканях незимоспящих млекопитающих в условиях искусственного гипобиоза и в разные сроки после окончания воздействия гипотермии-гипоксии-гиперкапнии представляет интерес для сравнения с эффектами гибернации. Предполагается, что

аналогичные изменения активности ОДК имеют место и при искусственном гипобиозе незимоспящих млекопитающих, которые могут быть связаны с процессами биохимической адаптации организма.

Выбранный метод охлаждения крыс в условиях гипоксии-гиперкапнии позволяет без премедикации получать состояние глубокого холодового наркоза, при этом сохраняется способность животных самостоятельно возвращаться в состояние нормотермии в нормальной газовой среде [Игнатьев Д.А. и др., 1989, 2006]. Также существенно, что при данном способе охлаждения начинает функционировать ряд характерных для гибернации естественных механизмов.

Физиологическая характеристика крыс в условиях искусственного гипобиоза. Температура тела экспериментальных животных, извлеченных из камеры, составляла 16,2 ± 0,2°С при норме 37,0-38,0°С; ЧС - 60,0±3,0 уд/мин при норме 340,0-360,0 уд/мин.

Активность орнитиндекарбоксилазы в органах и тканях крыс в условиях искусственного гипобиоза. Активность ОДК в органах и тканях неохлажденных крыс (контрольные животные) составляет: в коре больших полушарий (неокортексе) 13,7±0,9 (п=9), в печени 20,4±2,3 (п=16), в селезенке 50,5±9,3 (п=14), в костном мозге 68,5±6,9 (п=19), в слизистой оболочке тонкого кишечника 156,0±31,1 (п=10), в почках 234,4±28,4 (п=18), в тимусе 312,8±22,0 (п=19) пмоль С02х(чхмг белка)"1.

300

250

200

О 150

100

Контроль

слизистая кпшечника

п=9

ТПМУС

11=10 печень

неокортекс

о=7

ПОЧКИ

Рис.9 - Активность ОДК в органах и тканях крыс сразу после окончания воздействия гипотермии-гипоксии-гиперкапнии (гипобиоз); различие достоверно по отношению к контрольным крысам: *-р<0,05; п - количество животных.

Охлаждение тела крыс до 14,4-17,8 С в условиях гипоксии-гиперкапнии сопровождается снижением активности ОДК в костном мозге до 6,0±2,0%, в слизистой оболочке тонкого кишечника до 17,9±4,7%, в тимусе до 20,0±3,2%, в

селезенке до 23,0±9,9%, в печени до 37,9±3,6%, в неокортексе до 52,б±3,8% от контроля, соответственно. В почках активность ОДК возросла до 202,8±43,1% от уровня активности контрольных нормотермных крыс (рис.9).

Наиболее выраженное снижение активности фермента ОДК происходит в активно пролиферирующих тканях: в органах системы крови - костном мозге, тимусе, селезенке, а также в слизистой оболочке тонкого кишечника (рис.9). Падение ферментативной активности ОДК указывает на снижение пролиферативной, функциональной и метаболической активности органов и тканей. Рост активности ОДК в почках крыс, по-видимому, обусловлен увеличением функциональной нагрузки. С понижением температуры тела происходит снижение образования гормона вазопрессина (АДГ), который отвечает за обратное всасывание воды из почечных канальцев [Morgan M.L. et al., 1983; Broman M. et al., 1998]. В состоянии искусственного гипобиоза (сразу после окончания воздействия гипотермии-гипоксии-гиперкапнии) происходит увеличение массы почек, возможно, за счет накопления воды (табл.4). Рост активности ОДК в почках крыс может быть также обусловлен влиянием стрессовых гормонов - глюкокортикоидов. Из литературных данных известно, что гормоны надпочечников повышают активность ОДК в почках млекопитающих [Richards J.F., 1978; Peng Т. et al, 1989].

Таблица 4 - Масса почек крыс в условиях искусственного гипобиоза и через 24 ч после окончания воздействия гипотермии-гипоксии-гиперкапнии_

Время после окончания охлаждения, ч Количество животных (и) Масса, г

Контроль 17 0,790±0,19

0 9 0,989±0,36*

24 10 0,779±0,18

Примечание: различие достоверно по отношению к контрольным крысам: *-р<0,05.

Из полученных данных следует, что при развитии гипобиоза в условиях гипотермии-гипоксии-гиперкапнии активность ОДК регулируется в широком диапазоне значений. Период полужизни (t,/2) фермента орнитиндекарбоксилазы в нормальных тканях составляет 10-30 мин [Берлинских Н.К., Залеток С.П., 1985] и поддержание высоких абсолютных значений активности ОДК в почках в условиях гипотермии возможно при сохранении баланса синтеза и деградации фермента. При гипотермии снижается скорость транскрипции и трансляции; наиболее чувствителен к снижению температуры этап трансляции - инициация, которая прекращается у зимоспящих животных при температуре ниже 18°С [Carey H.V. et al., 2003]. В то же время при гипотермии в клетках стабилизируется мРНК и резко снижается скорость деградации белков [Roobol A. et al., 2009]. В условиях клеточного холодового стресса преимущественно транслируются мРНК, несущие на 5'-конце IRES (internal ribosome entry sites)—

последовательности [Al-Fageeh М.В., Smales C.M., 2006]. Показано наличие IRES-последовательностей в мРНК ОДК [Pyronnet S. et al., 2000].

Восстановление активности фермента в неокортексе, печени, почках, слизистой оболочке тонкого кишечника, селезенке происходит через 24 ч, в костном мозге и тимусе - через 48 ч после окончания охлаждения и извлечения животных из холодовой камеры. Более продолжительное восстановление активности ОДК в костном мозге и тимусе по сравнению с другими органами и тканями, возможно, определяется более высоким уровнем пролиферации и дифференцировки клеток.

Сравнивая влияние воздействия гипотермии-гипоксии-гиперкапнии на лимфоидные органы, можно отметить, что в тимусе происходит более продолжительное снижение активности ОДК по сравнению с селезенкой после выхода из гипобиоза. Это может быть связано со спецификой процессов пролиферации и дифференцировки лимфоидных клеток этих органов. Митотический индекс тимоцитов крыс Wistar составляет 0,28%, лимфоидных клеток селезенки - 0,20%, причем селезенка содержит меньше лимфоидных клеток на единицу массы, чем тимус [Горизонтов П.Д. и др., 1983]. Этим можно частично объяснить значительно более высокую активность ОДК тимуса (312,8±22,0 (п=19) пмоль С02х(ч*мг белка)"1) по сравнению с селезенкой (50,5±9,3 (п=14) пмоль СОг*(чхмг белка)'1). Важно также отметить, что тимус является первичным лимфоидным органом, где происходит формирование Т-лимфоцитов из костномозговых предшественников. Возможно, пролиферация и дифференцировка тимоцитов, реаранжировка генов Т-рецепторов требуют более высокой скорости обмена полиаминов, и восстановление этих процессов после воздействия гипотермии-гипоксии-гиперкапнии требует больше времени.

Пути регуляции активности фермента орнитиндекарбоксилазы многообразны и зависят от типа клеток, тканей, характера воздействия. Количество фермента регулируется на уровне транскрипции, деградации мРНК, трансляции мРНК и деградации фермента. Часть молекул фермента находится в неактивном состоянии в комплексе со специфическим белком-ингибитором ОДК-антизимом, образование которого регулируется полиаминами на уровне трансляции [Pegg А.Е., 2006; Kahana С., 2009]. В тимусе в неактивном комплексе с антизимом находится около трети общего количества ОДК [Peng Т. et al., 1989]. Ингибирование активности ОДК в тимусе дексаметазоном связано с индукцией антизима по независимому от количества полиаминов механизму. Индукция антизима приводит к увеличению относительного содержания комплекса ОДК-антизим и снижению общего количества ОДК, так как неактивный комплекс подвергается ускоренной протеолитической деградации [Hayashi S., Murakami Y., 1995]. Наблюдаемое нами снижение активности ОДК лимфоидных органов при охлаждении также может быть связано со стимулированной глюкокортикоидами индукцей антизима. Следует

отметить, что скорость взаимодействия ОДК с антизимом in vitro увеличивается при снижении температуры [Берлинских Н.К., Залеток С.П., 1987].

Сравнительный анализ влияния гипотермии-гипоксии-гиперкапнии и различных стрессовых воздействий на активность ОДК органов и тканей млекопитающих. В ответ организма незимоспящих млекопитающих на воздействие низких температур окружающей среды вносят стрессовые реакции. Показано, что воздействие на организм гормонов стресса и собственно стрессовых агентов вызывает характерные органспецифические изменения активности ОДК [Wang J.Y., Johnson L.R., 1991; Gilad V.H. at al., 2001]. При сопоставлении эффектов различных видов стрессовых воздействий по критерию активности ОДК с результатами наших исследований выявлено наличие специфических адаптивных реакций организма млекопитающего на гипотермию-гипоксию-гиперкапнию в органах и тканях крыс.

Влияние гипотермии-гипоксии-гиперкапнии на инволюцию лимфоидных органов. Острое стрессовое воздействие приводит к снижению клеточности и инволюции лимфоидных органов за счет апоптоза чувствительных к глюкокортикоидам лимфоидных клеток и миграции клеток из лимфоидных органов [Горизонтов П.Д. и др., 1983]. При воздействии гипотермии в условиях гипоксии-гиперкапнии масса тимуса не снижалась. Падение активности ОДК и уменьшение внутриклеточного пула полиаминов, хотя и приводит к задержке клеточного роста, не обязательно вызывает апоптоз [Li L. et al., 1999]. Для селезенки в состоянии гипобиоза крыс показано уменьшение массы органа - 1,118±0,1 г, п=18, р<0,05 (контрольные крысы -1,358±0,1 г, п=46). В ранние сроки при воздействии стрессовых факторов уменьшение массы селезенки может быть вызвано сокращением ее капсулы под воздействием катехоламинов [Горизонтов П.Д. и др., 1983]. Таким образом, гипотермия-гипоксия-гиперкапния не приводят к инволюции лимфоидных органов - тимуса и селезенки.

Влияние гипотермии-гипоксии-гиперкапнии на распределение клеток активно пролиферирующих тканей крыс по фазам клеточного

цикла.

Исследование распределения тимоцитов по фазам клеточного цикла показало (табл.5), что через 24 ч после окончания воздействия гипотермии-гипоксии-гиперкапнии наблюдается снижение процента клеток, находящихся в S-фазе, и увеличение - в Go+Gi-фазах клеточного цикла. Восстановление характерного для контроля распределения клеток по фазам клеточного цикла происходит через 72 ч после окончания воздействия и помещения животных в нормальные условия. Полученные результаты хорошо согласуются с данными о том, что снижение внутриклеточного пула полиаминов, вызванное продолжительным ингибированием активности ОДК, приводит к торможению пролиферации и накоплению клеток в фазе G| клеточного цикла [Rieder C.L. at

а1., 2002]. Снижение и восстановление доли тимоцитов в Б-фазе клеточного цикла на сутки отстает от соответствующих изменений активности ОДК в тимусе. Это укладывается в представление о том, что длительность клеточного цикла у тимоцитов составляет около суток, а время полужизни фермента ОДК -10-30 мин. В костном мозге крыс после окончания воздействия гипотермии-гипоксии-гиперкапнии не обнаружено изменений в распределении клеток по фазам клеточного цикла при наличии угнетения активности ОДК. По критерию распределения клеток по фазам клеточного цикла пролиферативная активность клеток тимуса оказалась более чувствительной к гипотермии-гипоксии-гиперкапнии, чем пролиферативная активность клеток костного мозга крыс.

Таблица 5 - Распределение тимоцитов по фазам клеточного цикла в условиях искусственного гипобиоза и в разные сроки после окончания воздействия на крыс гипотермии-гипоксии-гиперкапнии

Время после окончания охлаждения, ч Количество животных (п) Фазы клеточного цикла

С0+С, Б с2+м

Контроль п=33 88,4±0,3 6,7±0,2 4,9±0,2

0 п=9 88,1±0,4 7,2±0,2 4,7±0,2

24 п=8 90,9±0,6* 4,8±0,4* 4,3±0,3

48 п=10 90,0±0,5* 5,3±0,3* 4,7±0,4

72 п=5 88,2±0,4 7,2±0,3 4,6±0,2

Примечание: различие достоверно по отношению к контрольным крысам: *-р<0,05.

Таким образом, состояние искусственного гипобиоза у крыс в условиях гипотермии-гипоксии-гиперкапнии сопровождается изменениями активности фермента ОДК во всех исследованных органах и тканях. В тимусе снижение активности ОДК коррелирует с изменением доли клеток в Б-фазе клеточного цикла. Можно полагать, что снижение активности ОДК в органах и тканях млекопитающих в условиях глубокой гипотермии связано с системными приспособительными реакциями на охлаждение и гипоксию-гиперкапнию, развивающимися на клеточном и организменном уровнях и направленными на скоординированное снижение метаболизма с сохранением жизнеспособности.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Зимоспящие млекопитающие - уникальные объекты для изучения резервных возможностей организма, так как они способны переживать неблагоприятные условия окружающей среды, впадая в состояние оцепенения. Создавая состояние искусственной зимней спячки, можно добиться замедления всех физиологических процессов в организме, что делает его более устойчивым к разнообразным повреждающим воздействиям. Поэтому проблема гибернации и искусственного гипобиоза представляет интерес для фундаментальной биологии и медицины при разработке способов выживания в экстремальных условиях.

Биохимическая регуляция механизмов, контролирующих скорость метаболизма у зимоспящих млекопитающих, включает: 1) индукцию определенных генов, несмотря на общее подавление метаболизма; 2) обратимое фосфорилирование белков, которое приводит к изменению активности ферментов или функционирования белков; 3) защиту и стабилизацию макромолекул для обеспечения быстрого выхода из торпидного состояния [Storey К.В., Storey J.M., 2004; Storey К.В., 2009]. В состоянии оцепенения у зимоспящих млекопитающих происходит изменение активности ряда ферментов на разных стадиях их новообразования и функционирования. В мировой литературе высказано положение о том, что ферменты, активность которых изменяется при гибернации, принимают участие в филогенетической адаптации млекопитающих [Andrews М.Т., 2007]. Из анализа экспериментальны данных следует, что ОДК относится к числу ферментов, активность которого в органах и тканях млекопитающих специфически изменяется при гибернации и искусственном гипобиозе. Следовательно, можно предполагать, что фермент ОДК участвует в биохимической адаптации млекопитающих при естественном и искусственном гипобиозе во всех исследованных органах и тканях (костный мозг, слизистая оболочка тонкого кишечника, тимус, селезенка, неокортекс, печень, почки). Показано наличие связи между функциональным состоянием органов и тканей и модификацией активности ОДК при гипобиозе млекопитающих. Дальнейшие исследования механизмов модификации активности ОДК перспективны для понимания функционального состояния органов и тканей млекопитающих при разработке искусственных гипометаболических состояний.

выводы

1. У суслика 5'регторИНш ипйиЫиъ показано наличие положительной корреляции между ингибированием и восстановлением специализированных функций органов и тканей в ходе гибернации и соответствующими модификациями ферментативной активности ОДК. Снижение активности ОДК в костном мозге спящих сусликов совпадает со снижением доли клеток в Б-фазе клеточного цикла;

2. У крыс \Vistar в состоянии гипобиоза обнаружено угнетение активности ОДК в костном мозге, слизистой оболочке тонкого кишечника, тимусе, селезенке, печени, неокортексе. В почках активность ОДК превышала контрольный уровень. Снижение активности ОДК в тимусе крыс соотносится со снижением доли клеток в Б-фазе клеточного цикла; в костном мозге крыс не обнаружено изменений в распределении клеток по фазам клеточного цикла;

3. По критериям активности ОДК и распределению клеток по фазам клеточного цикла показаны отличия между состоянием искусственного гипобиоза у крыс И'й/аг и стадией оцепенения у сусликов БрегторИИш ипскиЫт.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

Статьи в журналах:

1. Аксенова Г.Е., Логвинович P.C.. Фиалковская Л.А., Афанасьев В.Н., Игнатьев Д.А., Коломийцева И.К. Активность орнитиндекарбоксилазы в органах и тканях крыс при искусственной гипотермии // Биохимия.-2010.-Т.75.

2. Аксенова Г.Е., Логвинович P.C.. Фиалковская Л.А., Афанасьев В.Н., Игнатьев Д.А., Коломийцева И.К., Фесенко Е.Е. Влияние гипотермии на активность орнитиндекарбоксилазы в тканях крыс // ДАН.-2009.-Т.428; №4-С. 547-549.

3. Коломийцева И.К., Логвинович P.C. Радиационная безопасность: разные подходы // Экология и жизнь.-2008.-№8-С.47-51.

4. Коломийцева И.К., Грицук А.И., Логвинович P.C. Время смены парадигм в радиобиологии // Проблемы здоровья и экологии.-2008.-№2 (16)—С. 23-27.

Статьи в сборниках:

1. Аксенова Г.Е., Фиалковская Л.А., Логвинович P.C., Игнатьев Д.А., Коломийцева И.К. Влияние гипотермии на активность орнитиндекарбоксилазы слизистой оболочки тонкого кишечника крыс. В сб.: «Нейрогуморальные механизмы регуляции органов пищеварительной системы в норме и при патологии». Томск-2007 -С. 10-12.

2. Аксенова Г.Е, Логвинович P.C., Фиалковская Л.А., Афанасьев В.Н., Игнатьев Д.А., Коломийцева И.К. Активность орнитиндекарбоксилазы и холодовой стресс у млекопитающих. В сб.: «Рецепция и внутриклеточная сигнализация». Пущино.-2009.-Том 1.-С.5-9.

3. Фиалковская Л.А., Быкова О.В., Аксенова Г.Е., Логвинович О.С., Маркевич Л.Н., Игнатьев Д.А., И.К. Коломийцева. Воздействие малых доз ионизирующей радиации и гипотермии на активность орнитиндекарбоксилазы и липидный обмен в тимусе крыс. В сб.: «Биологические эффекты малых доз ионизирующей радиации и радиоактивное загрязнение среды». Сыктывкар, Республика Коми.-2009.-С.377-379

Тезисы докладов:

1. Логвинович О.С., Аксенова Г.Е., Фиалковская Л.А. Активность орнитиндекарбоксилазы в лимфоидных органах в условиях гипотермии // В сб.: 11-я международная Пущинская конференция молодых ученых «Биология -наука XXI века». Пущино.-2007.-С.151~152.

2. Логвинович О.С., Аксенова Г.Е., Фиалковская Л.А., Афанасьев В.Н., Игнатьев Д.А., Коломийцева И.К. Влияние гипотермии на активность орнитиндекарбоксилазы в тканях крыс. В сб.: XX зимняя международная молодежная научная школа «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии». Москва.-2008.-С.72.

3. Аксенова Г.Е., Логвинович P.C., Фиалковская Л.А., Афанасьев В.Н., Игнатьев Д-А., Коломийцева И.К. Динамика активности орнитиндекарбоксилазы в тканях при действии на крыс гипотермии и ионизирующего излучения. В сб.: «Медико-биологические проблемы токсикологии и радиологии». Санкт-Петербург.-2008.-С. 114-115.

4. Логвинович P.C.. Аксенова Г.Е., Фиалковская Л.А., Игнатьев Д.А., Коломийцева И.К. Активность орнитиндекарбоксилазы в тканях суслика Citellus undulates в различных физиологических состояниях. В сб.: 12-я международная Пущинская конференция молодых ученых «Биология - наука XXI века». Пущино.-2008.-С.91.

5. Логвинович P.C., Аксенова Г.Е., Фиалковская Л.А., Афанасьев В.Н., Игнатьев Д.А., Коломийцева И.К. Влияние искусственной гипотермии и гибернации на пролиферативную активность клеток костного мозга и тимуса. В сб.: 12-я международная Пущинская конференция молодых ученых «Биология - наука XXI века». Пущино.-2008.-С.91-92.

6. Логвинович P.C., Аксенова Г.Е., Фиалковская Л.А., Афанасьев В.Н., Игнатьев Д.А., Коломийцева И.К. Активность орнитиндекарбоксилазы в клетках костного мозга и тимуса крыс в условиях гипотермии. В сб.: XXI зимняя молодежная научная школа «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии». Москва.-2009.-С.36.

7. Логвинович P.C. Влияние гипотермии на активность орнитиндекарбоксилазы в тимусе крыс. В сб.: XVI международная конференция студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов-2009». Москва.-2009.-С.54-55.

8. Логвинович О.С., Аксенова Г.Е., Фиалковская Л.А., Игнатьев Д.А., Коломийцева И.К. Активность орнитиндекарбоксилазы в тимусе крыс в условиях гипотермии. В сб.: Материалы II Всероссийского с международным участием конгресса студентов и аспирантов-биологов «Симбиоз Россия 2009». Пермь.-2009.-С. 224-225.

9. Быкова О.В., Логвинович О.С. Липиды и активность орнитиндекарбоксилазы неокортекса крыс в условиях гипотермии. В сб.: Материалы II Всероссийского с международным участием конгресса студентов и аспирантов-биологов «Симбиоз Россия 2009». Пермь.-2009.-С. 195-196.

10. Логвинович О.С.. Аксенова Г.Е., Фиалковская Л.А., Афанасьев В.Н., Игнатьев Д.А., Коломийцева И.К. Активность орнитиндекарбоксилазы в костном мозге млекопитающих в условиях гипотермии и гибернации. В сб.: 13-я международная Пущинская конференция молодых ученых «Биология - наука XXI века». Пущино.-2009.-С.74.

11. Логвинович P.C., Аксенова Г.Е., Фиалковская Л.А., Афанасьев В.Н., Игнатьев Д.А., Коломийцева И.К. Сравнительное исследование влияния искусственного гипобиоза и гибернации на активность орнитиндекарбоксилазы в органах и тканях млекопитающих. В сб.: 14-я международная Пущинская конференция молодых ученых «Биология - наука XXI века». Пущино-2010.

Заказ № 116-а/03/10 Подписано в печать 26.03.2010 Тираж 100 экз. Усл. пл. 1

ООО "Цифровичок", тел. (495) 649-83-30 www.cfr.ru; е-таП:info@cfr.ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Логвинович, Ольга Степановна

ПЕРЕЧЕНЬ УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1 Орнитиндекарбоксилаза и ее роль в клетках и тканях млекопитающих на действие различных факторов.

1.1.1 Полиамины и их физиологическая роль.

1.1.2 Орнитиндекарбоксилаза: структура, ингибиторы активности и деградация ОДК.

1.1.3 Регуляция фермента орнитиндекарбоксилазы.

1.1.4 Влияние гормонов и физических факторов на ферментативную активность орнитиндекарбоксилазы в органах и тканях млекопитающих.

1.2 Гинометаболические состояния млекопитающих

1.2.1 Естественный гипобиоз при гибсрнации млекопитающих.

1.2.2 Искусственный гипобиоз млекопитающих.

1.3 Стресс: общее понятие, гормоны стресса.

Холодовой стресс клеток млекопитающих.

КРАТКОЕ РЕЗЮМЕ.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1 Объекты исследования.

2.1.1 Якутские длиннохвостые суслики

Spermophilus undulatus.

2.1.2 Крысы Wistar.

2.1.3 Подготовка органов и тканей млекопитающих к экспериментальным исследованиям.

2.2 Методы исследования

2.2.1 Охлаждение крыс методом «закрытого сосуда»

2.2.2 Определение ферментативной активности орнитиндекарбоксилазы.

2.2.3 Определение белка по методике Лоури.

2.2.4 Метод проточной цитофлюориметрии.

2.2.5 Подсчет клеток лимфоидных тканей.

2.2.6 Определение содержания гемоглобина в селезенке.

2.2.7 Статистическая обработка результатов исследования.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ

ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1 Активность орнитиндекарбоксилазы в органах и тканях сусликов Spermophilus undulatus.

3.1.1 Активность ОДК в печени сусликов в летний период и в сезон гибернации.

3.1.2 Активность ОДК в селезенке сусликов в летний период и в сезон гибернации.

3.1.3 Активность ОДК в почках сусликов в летний период и в сезон гибернации.

3.1.4 Активность ОДК в слизистой оболочке тонкого кишечника сусликов в летний период и в сезон гибернации.

3.1.5 Активность ОДК и распределение клеток по фазам клеточного цикла в костном мозге сусликов в летний период и в сезон гибернации.

3.2 Активность орнитиндекарбоксилазы в органах и тканях крыс в условиях искусственного гипобиоза

3.2.1 Физиологическая характеристика крыс в условиях искусственного гипобиоза.

3.2.2 Активность ОДК в органах и тканях крыс в условиях искусственного гипобиоза и в разные сроки после окончания воздействия гипотермии-гипоксии-гиперкапнии.

3.2.3 Влияние гипотермии-гипоксии-гиперкапнии на инволюцию лимфоидных органов.

3.2.4 Влияние искусственного гипобиоза на распределение клеток активно пролиферирующих тканей по фазам клеточного цикла.

3.3 Сравнительная характеристика изменения активности ОДК в органах и тканях млекопитающих при гибернации и искусственном гипобиозе.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Активность орнитиндекарбоксилазы в органах и тканях млекопитающих в условиях гибернации и искусственного гипобиоза"

Одной из актуальных проблем современной биологии и медицины является исследование адаптивных возможностей человека и животных к экстремальным факторам окружающей среды. В этом плане зимоспящие млекопитающие являются уникальными объектами для изучения резервных приспособительных способностей теплокровных животных путем гибернации. В сезон гибернации (лат. hibernatio — зимовка, зимняя спячка, от hibemus — зимний) состояние оцепенения позволяет млекопитающим значительно экономить энергетические ресурсы организма за счет радикального снижения уровня физиологических и обменных процессов. Важно, что за короткий период пробуждения зимоспящие способны полностью восстановить, измененный во время баута, метаболизм [Lyman С.Р: et al., 1982; Колаева С.Г., 1996]. Изучение гипометаболических состояний — перспективное направление современной фундаментальной науки и медицины. Состояние сниженной жизнедеятельности для незимоспящих млекопитающих возможно создать в условиях гипотермии с использованием гипокси-гиперкапнических газовых сред. При этом незимоспящие животные впадают в состояние так называемого «холодового наркоза», гипобиоза [Игнатьев Д.А. и др., 2006].

2007; Storey К.В., 2009]. Показано, что в ходе гибернации происходит изменение активности ряда ферментов на разных стадиях их новообразования и функционирования [Carey H.V. et al., 2003].

Предполагается, что аналогичные изменения имеют место и при 6 гипометаболических состояниях незимоспящих млекопитающих, которые связаны с процессами биохимической адаптации организма [Andrews М.Т., 2007; Storey К.В., 2009]. В этом отношении особый интерес представляет исследование короткоживущих и динамично регулируемых ферментов млекопитающих, одним из которых является орнитиндекарбоксилаза (ОДК, КФ 4.1.1.17). Регуляция ОДК осуществляется на уровне транскрипции, стабилизации мРНК, трансляции, деградации фермента, а также индукции специфичных белков-регуляторов. Резкое повышение активности ОДК -одно из самых ранних молекулярных проявлений активированного метаболизма клетки, готовящейся к росту и делению, дифференцировке или активному выполнению специализированной функции [Hayashi S., Murakami Y., 1995; Pegg A.E., 2006]. На уровне целого организма активность ОДК регулируется нейроэндокринной системой, что важно для оценки системных адаптивных реакций организма на воздействия факторов внешней среды. Отмечено, что ОДК принимает участие в процессах адаптации млекопитающих к низким температурам окружающей среды и перехода в состояние гипобиоза [Мельничук Д.О. и др., 2000]. Разнообразные изменения в регуляции фермента в конечном итоге сводятся к изменению его активности. Поэтому, представляет интерес осуществить приоритетные исследования вовлечения фермента биосинтеза полиаминов в механизмы биохимической адаптации по изменению активности ОДК в органах и тканях млекопитающих.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Цель работы:

Задачи исследования:

1. Показать участие фермента ОДК в биохимической адаптации сусликов Spermophilus undulatus в различных физиологических состояниях в период гибернации;

2. Изучить вовлечение фермента ОДК в механизмы биохимической адаптации крыс Wistar при искусственном гипобиозе;

3.Исследовать распределение клеток активно пролиферирующих тканей сусликов Spermophilus undulatus и крыс Wistar по фазам клеточного цикла с целью сопоставления с изменениями активности ОДК как маркера пролиферации.

Научная новизна работы

Впервые показано, что развитие естественного и искусственного гипобиоза сопровождается специфическими изменениями активности фермента биосинтеза полиаминов - орнитиндекарбоксилазы - в органах и тканях млекопитающих. В костном мозге сусликов в состоянии оцепенения, а также в тимусе крыс после окончания воздействия гипотермии-гипоксии-гиперкапнии изменения активности фермента ОДК соотносятся с изменениями темпа клеточной пролиферации (по критерию распределения клеток по фазам клеточного цикла). В костном мозге у крыс искусственный гипобиоз не сопровождается изменениями в распределении клеток по фазам клеточного цикла при наличии угнетения активности ОДК. Для сусликов S. 8 undulatus показано наличие положительной корреляции между ингибированием и восстановлением специализированных функций органов и тканей млекопитающих и соответствующими модификациями ферментативной активности ОДК. По критериям активности ОДК и распределению клеток по фазам клеточного цикла обнаружены отличия между состоянием искусственного гипобиоза у крыс Wistar и стадией оцепенения у сусликов S undulatus.

Научная и практическая значимость работы

Диссертационная работа имеет фундаментальное и практическое значение в области биологии и медицины. Из анализа результатов следует, что ключевой фермен г биосинтеза полиаминов — ОДК — принимает участие в биохимической адаптации естественных гибернантов к действию факторов окружающей среды, а также включается в механизмы адаптации при искусственном гипобиозе у незимоспящих млекопитающих.

Апробация работы

Результаты исследований и основные положения диссертации были представлены и обсуждены на следующих конференциях: на 11-й; 12-й; 13-й; 14-й школах-конференциях молодых ученых «Биология - наука XXI века» (Пущино, 2007, 2008, 2009, 2010); на 20-й; 21-й зимней международной молодежной научной школе «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии» (Москва, 2008, 2009); на 16-й международной конференции «Ломоносов-2009» (Москва, 2009); на 12-м всероссийском конгрессе биологов с международным участием «Симбиоз 9

Россия 2009» (Пермь, 2009); на международной конференции «Рецепция и внутриклеточная сигнализация» (Пущино, 2009).

Публикации

Структура и объем диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, результатов исследования и их обсуждения, заключения, выводов и списка литературы. Работа изложена на 122 страницах машинописного текста, содержит 21 рисунок, 13 таблиц и 4 приложения. Список цитируемой литературы включает 215 источников.

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Логвинович, Ольга Степановна

выводы

1. У суслика Spermophilus undulatus показано наличие положительной корреляции между ингибированием и восстановлением специализированных функций органов и тканей в ходе гибернации с соответствующими модификациями ферментативной активности ОДК. Снижение активности ОДК в костном мозге спящих сусликов совпадает со снижением доли клеток в S-фазе клеточного цикла;

2. У крыс Wis tar в состоянии гипобиоза обнаружено угнетение активности ОДК в костном мозге, слизистой оболочке тонкого кишечника, тимусе, селезенке, печени, неокортексе. В почках активность ОДК превышала контрольный уровень. Снижение активности ОДК в тимусе крыс соотносится со снижением доли клеток в S-фазе клеточного цикла; в костном мозге крыс не обнаружено изменений в распределении клеток по фазам клеточного цикла;

3. По критериям активности ОДК и распределению клеток по фазам клеточного цикла показаны отличия между состоянием искусственного гипобиоза у крыс Wistar и стадией оцепенения у сусликов Spermophilus undulatus.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Биохимическая регуляция механизмов, контролирующих скорость метаболизма у зимоспящих млекопитающих, включает: 1) индукцию определенных генов, несмотря на- общее подавление метаболизма;

2) обратимое фосфорилирование белков, которое приводит к изменению активности ферментов или функционирования белков; 3) защиту и стабилизацию макромолекул для обеспечения быстрого выхода из торпидного состояния [Storey К.В., Storey J.M., 2004; Storey К.В., 2009]. В состоянии оцепенения у зимоспящих млекопитающих происходит изменение активности ряда ферментов на разных стадиях их новообразования и функционирования. В мировой литературе высказано положение о том, что ферменты, активность которых изменяется при гибернации, принимают участие в филогенетической адаптации млекопитающих [Andrews М.Т.,

2007]. Из анализа экспериментальны данных следует, что ОДК относится к числу ферментов, активность которого в органах и тканях млекопитающих специфически изменяется при гибернации и искусственном гипобиозе.

Следовательно, можно предполагать, что фермент ОДК участвует в биохимической адаптации млекопитающих при естественном и искусственном гипобиозе во всех исследованных органах и тканях (костный

94 мозг, слизистая оболочка тонкого кишечника, тимус, селезенка, неокортекс, печень, почки). Показано наличие связи между функциональным состоянием органов и тканей и модификацией активности ОДК при гипобиозе млекопитающих. Дальнейшие исследования механизмов модификации активности ОДК перспективны для понимания функционального состояния органов и тканей млекопитающих при разработке искусственных гипометаболических состояний.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Логвинович, Ольга Степановна, Пущино

1. Afanasyev V.N., Korol В.А., Matylevich N.P., Pechatnikov V.A., Umansky S. R. The use of flow cytometry for the investigation of cell death // Cytometry .-1993 .-V. 14.-P.603-609.

2. Albeck S., Dum O., Unger Т., Snapir Z., Bercovich Z., Kahana C. Cristallographic and biochemical studies revealing the structural basis for antizyme inhibitor function // Protein Sci.-2008.-V.17; №5.-P.793-802.

3. Al-Fageeh M.B., Marchant R.J., Carden M.J., Smales C.M. The cold-shock response in cultured mammalian cells: harnessing the response for the improvement of recombinant protein production // Biotechnology and Bioengineering.-2005.-V.93.; № 5.-P.829-835.

4. Al-Fageeh M.B., Smales C.M. Control and regulation of the cellular responses to cold shock: the responses in yeast and mammalian systems // Biochem. J.-2006.-V.397.-P.247-259.

5. Almrud J.J., Oliveira M.A., Kern A.D., Crishin N.V., Phillips M.A., Hackert M.L. Crystal structure of human ornithine decarboxylase at 2,1 A resolution: structural insights to antizyme binding // J Mol Biol.-2000.-V.295; №1.-P.7-16.

6. Andrews M.T. Advances in molecular biology of hibernation in mammals // BioEssays.- 2007.-V.29.-P.431-440.

7. Andrews M.T., Squire T.L., Bowen C.M., Rollins M.B. Low-temperature carbon utilization is regulated by novel gene activity in the heart of a hibernating mammal//Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1998.-Vol. 95.-P.8392-8397.

8. Asher G., Bercovich Z., Tsvetkov P., Shaul Y., Kahana C. 20S proteasomal degradation of ornithine decarboxylase is regulated by NQOl // Mol. Cell-2005-V.17.-P.645-655.

9. Auvinen M., Paasinen A., Andersson L.C., Holtta F. Ornithine decarboxylase activity is critical for cell transformation // Nature-1992.-V.360-P. 355-358.

10. Bello-Fernandez C., Packham G., Cleveland J.L. The ornithine decarboxylase gene is a transcriptional target of c-Myc // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-l993 -V.90.-P.7804-7808.

11. Bercovich Z, Rosenberg-Hasson Y, Ciechanover A, Kahana C. Degradation of ornithine decarboxylase in reticulocyte lysate is ATP-dependent but ubiquitin-independent // J Biol Chem.-1989.-V.264.-P. 15949-15952.

12. Bishop P.B., Young J., Peng Т., Richards J.F. An inhibitor of ornithine decarboxylase in the thymus and spleen of dexamethasone-treated rats // BiochemJ.-1985.-V.226. -P. 105-112.

13. Broman M., Kallskog O., Nygren K., Wolgast M. The role of antidiuretic hormone in cold-induced diuresis in the anaesthetized rat // Acta Physiol Scand-1998-V.162; №4.-P.475-80.

14. Butler S.R., Suskind M.R., Schanberg S.M. Maternal behavior as a regulator of polyamine biosynthesis in brain and heart of the developing rat pup // Science.-1978.-V.199; №4327.-P.445-447.

15. Carey H.V., Andrews M.T., Martin S.L. Mammalian Hibernation: Cellular and molecular responses to depressed metabolism and low temperature // Physiol Rev.-2003.-V.83.-P.l 153-1181.

16. Carey H.V., Martin S.L. Preservation of intestinal gene expression during hibernation // Am. J. Physiol. Gastrointest. Live.r Physiol.-1996.-V.271 -P.805-813.

17. Charlton J.A, Baylis P.H Stimulation of ornithine decarboxylase activity by arginine vasopressin in the rat medullary thick ascending limb of Henle's loop // J Endocrinol—1989.-V. 120; №2.-P. 195-199.

18. Charlton J.A, Baylis P.H. Inhibition of arginine vasopressin-stimulated Na+/K(+)-ATPase activity by difluoromethyl ornithine in the rat renal medulla //J Endocrinol. -1989.-V.121; JNo3.-P.435-349.

19. Charlton J.A, Baylis P.H. Stimulation of Na+/K(+)-ATPase activity by polyamines in the rat renal medullary cells of the thick ascending limb of Henle's loop //J Endocrinol-1990-V.127; №3.-P.377-382.

20. Chideckel E.W., Rozovski S. J., Belur E.R. Thyroid hormone effects on ornithine decarboxylase // Biochem.J.-1980.-V.192.-P.765-767.

21. Child A.C., Mehta D.J., Gerner E.W. Polyamine-dependent gene expression // CMLS. Cell. Mol. Life Sci.-2003.-V.60.-P. 1394-1406.

22. Clifford A., Morgan D., Yuspa S., Peralta Soler A., Gilmour S. Role of ornithine decarboxylase in epidermal tumorigenesis // Cancer Res.-1995.-V.55.-P. 1680-1686.

23. Cohen S.S., Lichtenstein J. Polyamiues and ribosome structure // The J. of Biol. Chem.-1960.-V.235; №7-P.2112-2116.

24. Coleman C.S., Hu G., Pegg A.E. Putrescine biosynthesis in mammalian tissues // Biochem. J.-2004.-V.379.-P.849-855.

25. Coleman C.S., Stanley B.A., Viswnth R., Pegg A.E. Rapid exchange of subunits of mammalian ornithine decarboxylase // The J. of Biol. Chemistry.-1994.-V.269.-P.3155-3158.

26. Cousin M.A., Lando D., Moguilewsky M. Ornithine decarboxylase induction by glucocorticoids in brain and liver of adrenalectomized rats // J. Neurochem.-1982.-V.38.-P. 1296-1304.

27. Davis R.H., Moms D.R., Coffino P. Sequestered end products and enzyme regulation: the case of ornithine decarboxylase // Microbiological reviews-1992—V.56; №2.-P.280-290.

28. Deavers D.R., Musacchia X.J. Water metabolism and renal function during hibernation and hypothermia//Fed Proc.-1980.-V.39; №12.-P.2969-2973.

29. Drew K.L., Buck C.L., Barnes B.M., Christian S.L., Rasley B.T., Harris M.B. Central nervous system regulation of mammalian hibernation: implications for metabolic suppression and ischemia tolerance // J. of Neurochem —2007.— V. 102.-P. 1713-1726.

30. Flamigni F., Stefanelli C., Guarnieri C., Caldarera C.M. Modulation of ornithine decarboxylase activity and ornithine decarboxylase-antizyme complex in rat heart by hormone and putrescine treatment // BBA.-1986.-V.882.-P.377—383.

31. Fong W.F., Heller J.S., Canellakis E.S. The appearance of an ornithine decarboxylase inhibitory protein upon the addition of putrescine to cell cultures // BBA.-1976—V.428—P.456-465.

32. Fujita J. Cold shock response in mammalian cells // J. Mol. Microbiol. Biotechnol.-1999.-V.l; №2.-P.243-255.

33. Geinisman Y., Berry R.W., Disterhoft J.F, Power J. M., Van der Zee E.A. Associative learning elicits the formation of multiple-synapse boutons // J. Neurosci.-2001.-V.21; № 15.-P.5568-5573

34. Gilad V.H., Rabey J.M., Kimiagar Y., Gilad J.M. The polyamine stress response: tissue-, endocrine-, and developmental-dependent regulation // Biochem. Pharmacol.-2001.—V.61; № 2-P.207-213.

35. На H.C., Sirisoma N.S., P. Kuppusamy, Zweier J.L., Woster P.M., R.A. Casero. The natural polyamine spermine functions directly as a free radical scavenger // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.-1998-V.95.-P.11140-11145.

36. Hampton M., Andrews M.T. A simple molecular mathematical model of mammalian hibernation // J Theor Biol. 2007 July 21; 247(2): 297-302.

37. Hayashi S., Murakami Y. Rapid and regulated degradation of ornithine decarboxylase // Biochem.J.-1995.-V.306.-P.l-10

38. Heller J.S., Fong W.F., Canellakis E.S. Induction of a protein inhibitor to ornithine decarboxylase by the end products of its reaction // Pro. Natl. Acad. Sci. USA.-l 976.-V.73.-P.-1858-1862.

39. Ientile R., De Luca G., Di Giorgio R.M., Macaione S. Glucocorticoid regulation of spermidine acetylation in the rat brain // J. Neurochem-1988 — V.51 -P.677-682.

40. Insel P.A., Honeysett J.M. Glucocorticoid-mediated inhibition of ODC activity in S49 lymphoma cell // Proc. Natn. Acad. Sci. USA.-l 981.-V.78.-P. 5669-5672.

41. Ito K., Kashiwagi K., Watanabe S., Kameji Т., Hayashi S,. Igarashi K. Influence of the 5'untranslated region of ornithine decarboxylase mRNA and spermidine on ornithine decarboxylase Synthesis // The J. of Biol. Chem-1990-V.265; № 22-P. 13036-13041.

42. Jackson L.K., Baldwin J., Akella R., Goldsmith E.J., Philips M.A. Multiple active site conformations revealed by distant site mutation in ornithine decarboxylase // Biochem.-2004.-V.43.-P. 12990-12999.

43. Janne J., Alhonen L., Pietila M., Keinanen T.A. Genetic approaches to the cellular functions of polyamines in mammals // Eur. J. Biochem.-2004.-V.271-P.877-894.

44. Janne J., Williams-Ashman H.G. On the purification of L-ornithine decarboxylase from rat prostate and effects of thiol compounds on the enzyme // The J. of Biol. Chem.-1971.-V.246; №6-P.l725-1732.

45. Kahana C. Antizyme and antizyme inhibitor, a regulatory tango // Cell. Mol. Life Sci.-2009.-V.66.-V.2479-2488.

46. Kahana C., Asher G., Shaul Y. Mechanisms of protein degradation: an odyssey with ODC // Cell Cycle.-2005.-V.4.-P.1461-1464.

47. Kahana С., Nathans D. Translational regulation of mammalian ornithine decarboxylase by polyamines // The J. Biol Chem.-1985.-V.260.; № 29 — P.15390-15393.

48. Kaufmann H., Mazur X., Fussenegger M., Bailey J.E. Influence of low temperature on productivity, proteome and protein phosphorylation of CHO cells // Biotechnol Bioeng.-1999.-V.63.-P.573-582.

49. Kern A.D., Oliveira M.A., Coffino P., Hackert M.L. Structure of mammalian ornithine decarboxylase at 1,6 A resolution: stereochemical implications of PLP-dependent amino acid decarboxylases // Structure-1999-P.576-581.

50. Kim S.W., Mangold U., Waghorne C., Mobascher A., Shantz L., Banyard J., Zetter B.R. Regulation of cell proliferation by the antizyme inhibitor: evidence for an antizyme-independent mechanism // J. of Cell Science.-2006.-V. 119; №12-P.2853-2861.

51. Kruman I.I. Comparative analysis of cell replacement in hibernators // Сотр. Biochem. Physiol. B.-1991.-V.101.-P.11-18.

52. Kuhn C.M., Grignolo A., Schanberg S.M. Ontogeny of stress effects on ornithine decarboxylase activity in rats // Pharmacology Biochemistry & Behavior—1983.-V. 18; №5.-P.669-672.

53. Kusano T.,-Berberich Т., Tateda C., Takahashi Y. Polyamines: essential factors for growth and survival // Planta.-2008.-V.228.-P.367-381.

54. Levillain O., Greco A., Diaz J.-J., Augier R., Didier A., Kindbeiter K., Catez F., Cayre M. Influence of testosterone on regulation of ODC, antizyme, and N'-SSAT gene expression in mouse kidney // Am J Physiol Renal Physiol-2003-V.285.-P.F498-F506.

55. Li L., Li J., Rao J.N., Li M., Bass B.L., Wang J.Y Inhibition of polyamine synthesis induces p53 gene expression but not apoptosis // Am. J. Physiolv-1999.-V.276 (4Pt. 1)-P.946-954.

56. Li X., Coffino P. Degradation of ornithine decarboxylase: Exposure of the C-terminal target by a polyamine-inducible inhibitory protein // Mol Cell Biol.-1993 .-V.13.-P.23 77-23 83.

57. Lopez-Lastra M., Rivas A., Barria M.I. Protein synthesis in eukaryotes: The growing biological relevance of cap-independent translation initiation // Biol Res.-2005.-V.38.-P. 121-146.

58. Lowry O.H., Rosenbrough N.J., Fan- A.L., Randall R.J. Protein measurement with the folin phenol reagent // J. Biol. Chem— 1951.-V.193.-P.265-275.

59. Lyman C.P., Willis J.S., Malan A., Wang L.C.H. Hibernation and torpor in mammals and birds // Academic press, INC (London), LTD. 1982.-303p.

60. Madhubala R., Reddy P.R.K. Effect of catecholamines on ODC activity in the testis of immature rat // Biochem. Biophys. Res. Commun.-1981.-V.102-P. 1096-1093.

61. Madhubala R., Reddy P.R.K. Stimulation of ornithine decarboxylase activity by prostaglandins in the isolated cells of immature rat testis // FEBS Letters-1980.-V. 122; № 2.-P.197-198.

62. Mangold U. Antizyme inhibitor: mysterious modulator of cell proliferation // Cell. Mol. Life Sci.-2006.-V.63-P.2095-2101.

63. Mangold U. The Antizyme Family: Polyamines and Beyond // IUBMB Life.-2005.-V.57; №10.-P.671-676.

64. Mangold U., Leberer E. Regulation of all members of the antizyme family by antizyme inhibitor // Biochem. J.-2005.-V.385.-P.21-28.

65. Matsufuji S, Matsufuji T, Miyazaki Y, Murakami Y, Atkins JF, Gesteland RF, Hayashi S. Autoregulatory frameshifting in decoding mammalian ornithine decarboxylase antizyme // Cell.-1995.-V.80.-P.51-60.

66. Mayer M.J., Anthony J., Michael A.J. Polyamine homeostasis in transgenic plants overexpressing ornithine decarboxylase includes ornithine limitation // J. Biochem.-2003.-V. 134.-P.765-772.

67. McArthur M.D., Milsom W.K. Changes in ventilation and respiratory sensitivity associated with hibernation in Columbian (Spermophilus columbianus) and golden-mantled {Spermophilis lateralis) ground squirrels // Physiol Zool.~ 1991.-V.64.-P.940-959.

68. McEwen B.S. Physiology and neurobiology of stress and adaptation: central role of the brain. // Physiol Rev.-2007.-V.87.-P.873-904.

69. Meyskens F.L., Gerner Jr.W., Gerner E.W. Development of difluoromethylornithine (DFMO) as a chemoprevention agent // Clinical Cancer Research—1999—V.5.-P.945-951.

70. Miller J.A., Miller F.S. Factors contributing to the successful reanimation of mice cooled to less than 1 degree С // Amer. J. Physiol.-1959.-V.196.; №6.~ P.1218-1223.

71. Mink J.W., Blumenschine R.J., Adams D.B. // Ratio of central nervous system to the body metabolism in vertebrates: its constancy and functional basis // Amer. J. Physiol.-1981.—V.241 -P.R203-R212.

72. Minton J.E. Function of the hypothalamic-pituitary—adrenal axis and the sympathetic nervous system in models of acute stress in domestic farm animals // J Anim Sci.-1994.-V.72.-P.1891-1898.

73. Mitchell J.L.A., Choe C., Juddf G.G. Feedback repression of ornithine decarboxylase synthesis mediated by antizyme // Biochem. J—1996.—V.320 —P. 755-760.

74. Morgan M.L., Anderson R.J., Ellis M.A., Berl T. Mechanism of cold diuresis in the rat // Am J Physiol Renal Physiol.-1983-V.244.-P.F210-F216.

75. Morin Jr.P., Storey K.B. Mammalian hibernation: differential gene expression and novel application of epigenetic controls // Int. J. Dev. Biol-2009-V.53.-P.433-442

76. Murakami Y., Matsufuji S., Hayashi S. Forced expression of antizyme abolishes ornithine decarboxylase activity, suppresses cellular levels of polyamines and inhibits cell growth // Biochem: J.-1994.-V.304.-P. 183-187.

77. Murakami Y., Matsufuji S., Kameji Т., Hayashi S., Igarashi K., Tumura Т., Tanaka K., Ichihara A. Ornithine decarboxylase is degraded by 26S proteasome without ubiquitination //Nature.-1992.-V.360.-P. 597-599.

78. Murakami Y., Matsufuly S., Nishiyama M., Hayashi S. Properties and fluctuations in vivo of rat liver antizyme inhibitor // Biochem.J—1989.-V.259-P.839-845.

79. Mustelin Т., Poso H., Stahls A., Eloranta Т., Andersson L.S. Transduction of mitogenic signals in T lymphocytes. Role of inositol phospholipids for the rapid activation of ornithine decarboxylase // Scand.J.Immunol.-1987-V.26; №3-P.87-94.

80. Nilsson G.E., Lutz P.L. Role of GABA in hypoxia tolerance, metabolic depression and hibernation possible linkc to neurotransmitter evolution // Сотр. Biochem. Physiol.-1993-V.105C; № 3.-P.329-336.

81. Nishiyama H., ltoh K., Kaneko Y., Kishishita M., Yoshida O., Fujita J. A glycine-rich RNA-binding protein mediating cold-indudble suppression of mammalian cell growth // The J of Cell Biol.-1997.-V.137.-P.899-908.

82. Расак К., Palkovits M.S. Stressor specificity of central neuroendocrine responses: implications for stress-related disorders // Endocrine Reviews.-2001 .— V.22.; №4-P.502—548.

83. Packianathan S., Cain C.D., Stagg R.B., Longo L.D. Ornithine decarboxylase activity in fetal and newborn rat brain: responses to hypoxic and carbon monoxide hypoxia // Brain Res Dev Brain Res.-1993.-V.76; №1-P.131-140.

84. Pass K.A., Vallet H.L., Bintz J.E., Postulka J.J. Effect of degydration and arginine vasopressin on renal ornithine decarboxylase activity in mice // Life sciences.-1980.-V.26.-P. 1913-1918.

85. Pegg A.E. Recent advances in the biochemistry of polyamines in eukaryotes // Biochem. J.-1986.-V.234.-P.249-262.

86. Pegg A.E. Regulation of ornithine decarboxylase // The J. of biol. chem-2006.-V.281; № 21.-P.14529-14532.

87. Pegg A.E., Feith D.J. Polyamine and neoplastic growth // Biochemical Society Transactions.-2007.-V.35, part 2.-P.295-299.

88. Pegg A.E., Feith D.J., Fong L.Y.Y., Coleman C.S., O'Brien T.G., Shantz L.M. Transgenic mouse models for studies of the role of polyamines in normal, hypertrophic and neoplastic growth // Biochemical Society Transactions-2003-V.31, part 2.-P.356-360.

89. Pena A., Reddy C.D., Wu S., Hickok N.J., Reddy E.P., Yumet G., Soprano K.J. Regulation of human ornithine decarboxylase expression by the c-Myc-Max protein complex // The J. of Biol. Chem.-1993.-V.268; № 36.-P.27277-27285.

90. Peng Т., Rotrakarn D., Janzen A., Richards J.F. Changes in antizyme-ornithine decarboxylase complexes in tissues of hormone-treated rats // Archiv. of biochem. and biophys.-1989.-V.273; № 1.-P.99-105.

91. Persson L., Holm I., Heby O. Translational regulation of ornithine decarboxylase by polyamines // FEBS.-1986.-V.205.-P.175-178.

92. Phadtare S., Alsina J., Inouye M. Cold-shock response and cold-shock proteins // Current Opinion in Microbiology-1999.-V.2 -P. 175-180.

93. Pohjanpelto P, Virtanen I., Holtta E. Polyamine starvation causes disappearance of actin filaments and microtubules in polyamine-auxotrophic CHO cells // Nature -1981 .-V.293 -P.475-477.

94. Poulin R., Pelletier G., Pegg A.E. Induction of apoptosis by excessive polyamine accumulation in ornithine decarboxylase-overproducing L1210 cells // Biochem. J.-1995.-V.311.-P.723-727.

95. Prendergast B.J., Freeman D.A., Zuccker I., Nelson R.J. Periodic arousal from hibernation is necessary for initiation of immune responses in ground squirrels // Am J Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol 2002.-V.282-P.R1054-R1062.

96. Pyronnet S., Pradayrol L., Sonenberg N. A cell cycle-dependent internal ribosome entry site // Mol. Cell.-2000.-V.5.-P.607-616.

97. Qu N., Ignatenko N.A., Yamauchi P., Stringer D.E., Levenson C., Shannon P., Perrin S., Gerner E.W. Inhibition of human ornithine decarboxylase activity by enantiomers of difiuoromethylomithine // Biochem. J.-2003.-V.375-P.465-470.

98. Richards J.F. Ornithine decarboxylase activity in lymphoid tissue of rats: effect of glucocorticoids // Life sciences.-1978.-V.23 .-P. 1619-1624.

99. Richards J.F., Lit K., Fuka R., Bourgeault C. Multiple species of ornithine decarboxylase in rat tissues: effects of dexamethasone // Biochem. and Biophys. Res. Commun.-1981.-V.99; № 4.-P.1461-1467.

100. Rider J.E., Hacker A., Mackintosh C.A., Pegg A.E., Woster P.M, Gasero Jr. R.A. Spermine and spermidine mediate protection against oxidative damagecaused by hydrogen peroxide //Amino Acids.-2007.-V.33.-P.231-240

101. Rieder C.L., Cole R.W. Cold-shock and the mammalian cell cycle // Cell Cycle-2002-V.I.; №3.-P.169-175.

102. Roobol A., Carden M.J., Newsam R.J., Smales C.M. Biochemical insights into the mechanisms central to the response of mammalian cells to cold stress and subsequent rewarming // FEBS Journal.-2009.-V.276.-P.286-302.

103. Rosenberg-Hasson Y., Bercovich Z., Ciechanover A., Kahana C. Degradation of ornithine decarboxylase in mammalian cells is ATP dependent but ubiquitin independent // Eur J Biochem.-1989.-V.185.-P.469-474.

104. Schuber S. Influence of polyamines on membrane functions // Biochem. J.-l 989.-V.260.-P. 1—10.

105. Scott L.V., Dinan T.G. Vasopressin and the regulation of hypothalamic-pituitary-adrenal axis function: implications for the pathophysiology of depression //Life Sci.-1998.-V.62; №22.-P. 1985-1998.

106. Seely J.E., Poso H., Pegg A.E. Effect of androgens on turnover of ornithine decarboxylase in mouse kidney // The J. of Biol. Chem.-1982.-V.257; № 13.-P.7549-7553.

107. Shantz L.M. Transcriptional and translational control of ornithine decarboxylase during Ras transformation // Biochem. J.-2004.-V.377; №1 —P. 257-264.

108. Shantz L.M., Flu R.-H., Pegg A.E. Regulation of ornithine decarboxylase in a transformed cell line that overexpresses transcription initiation factor EifUE1 // Cancer. Res.-1996.-V.56.-P.3265-3269.

109. Shantz L.M., Pegg A.E. Translational regulation of ornithine decarboxylase and other enzymes of the polyamine pathway // The International Journal of Biochemistry & Cell Biology .-1999.-V.31.-P. 107-122.

110. Slozhenikina L.V., Fialkovskaya L.A., Kolomiytseva I.K. Ornithine decarboxylase in organs of rat following chronic irradiation at low dose-rates // Int. J. Radiat. Biol.-1999.-V.75.-P. 193-199.

111. Song-mao C., Nancy O.L. Radioprotection of cellular chromatin by the polyamines spermine and putrescine // Radiat. Res.-1998.-V.149; №6.-P. 543549.

112. Steinkamp J.A. Flow cytometry //Rev. Sci. Instrum.~1984.-V.55; №9-P.1375-1400.

113. Storey K.B. Metabolic regulation in mammalian hibernation: enzyme and protein adaptations // Comp Biochem Physiol A Physiol.-1997.-V.l 18; №4 — P.l 115-1124.

114. Storey K.B. Out Cold: Biochemical Regulation of Mammalian Hibernation A Mini-Review // Gerontology.-2009-DOT: 10.1159/000228829

115. Storey K.B., Storey J.M. Metabolic rate depression in animals:transcriptional and translational controls // Biol. Rev.-2004.-V.79 — P.207-233.

116. Subburaju A.G., Young S., Chen S.J. The parvocellular vasopressinergic system and responsiveness of the hypothalamic pituitary adrenal axis during chronic stress // Prog Brain Res.-2008.-V.170.-P.29-39.

117. Tabor C.W., Tabor H. Polyamines // Annu. Rev. Biochem-1984-V.53.-P.749-790.

118. Tabor C.W., Tabor H. Polyamines in microorganisms // Microbiol. Rev.-1985.-V.49; №.l.-P.81-99.

119. Tempel G.E., Musacchia X.J., Jones S.B. Mechanisms responsible for decreased glomerular filtration in hibernation and hypothermia //J Appl Physiol.-1977.-V.42; №3.-P.420^125.

120. Thomas Т., Thomas T.J. Polyamines in cell growth and death: molecular mechanisms and therapeutic applications // Cell. Mol. Life Sci-2001.-V.-58-P.244-258.

121. Tobias K.E., Kahana C. Intersubunit location of the active site of mammalian ornithine decarboxylase as determined by hydridization of site-directed mutants //Biochem-1993—V.22—P.5842—5847.

122. Vagner S., Galy В., Pyronnet S. Irresistible IRES. Attracting the translation machinery to internal ribosome entry sites // EMBO reports—2001 — V.21.; №101.-P.893-898.

123. Wallace H.M., Fraser A.V., Hughes A. A perspective of polyamine metabolism // Biochem. J-2003.-V.376; №1.-P.1-14.

124. Wallon U.M., Persson L., Heby O. Regulation of ornithine decarboxylase during cell growth. Changes in the stability and translatability of the mRNA, and in the turnover of the protein // Molecular and Cellular Biochem.— 1995 .-V.146.-P.3 9-44.

125. Wang J.Y, Johnson L.R. Gastric and duodenal mucosal ornithine decarboxylase and damage after corticosterone // Am J Physiol. 1990.-V.258 (6Pt 1).-P.G942-G950.

126. Wang J.Y, Johnson L.R. Polyamines and ornithine decarboxylase during repair of duodenal mucosa after stress in rats // Gastroenterology-199l.-V. 100; №2—P.333—343.

127. Wang Y., Casero Jr.R.A. Mammalian polyamine catabolism: a therapeutic target, a pathological problem, or both? // J. Biochem-2006.—V.139-P. 17-25.

128. Woods A.K., Storey K.B. Cytosolic phospholipase A2 regulation in the hibernating thirteen-lined ground squirrel // Cellular & Molecular boil letters-2007.-V.12.-P.621-632

129. Wu F., Grossenbacher D., Gehring H. New transition state-based inhibitor for human ornithine decarboxylase inhibits growth of tumor cells. // Mol Cancer Ther.-2007.-V.6; №6.-P.1831-1839.

130. Yuan Q., Ray R.M., Viar M.J., Johnson L.R. Polyamine regulation of ornithine decarboxylase and its antizyme in intestinal epithelial cells // Am J Physiol astrointest Liver Physiol-200l.-V. 280.-P.G130-G138.

131. Zahner S.L., Prahiad K.V., Mitchell J.L.A. Regulation of ODC activity in the thymus and liver of rats by adrenal hormones // Cytobios.-1986.-V.45.-P.25-34.

132. Zatzman M.L. Renal and cardiovascular effects of hibernation and hypothermia // Cryobiology-1984.-V.21.-P.593-614.

133. Zhang, M., MacDonald A.I., Hoyt M.A., Coffino P. Proteasomes begin ornithine decarboxylase digestion at the С terminus // J. Biol. Chem.—2004-V.279.-P.20959-20965.

134. Адаптация животных к холоду: Сб. научн. трудов. Новосибирск: Наука, 1990-121с.

135. Ануфриев А.И. Экология и биоэнергетика зимней спячки мелких зимоспящих млекопитающих Северо-Востока Сибири: диссерт. .докт. биол. наук.-Якутск, 2005.-369с.

136. Ануфриев А.И., Соломонова Т.Н., Круман И.И. Наблюдения за зимней спячкой якутского длиннохвостого суслика в условиях эксперимента: Сб. научн. трудов «Адаптация животных к холоду»-Н.: Наука, 1990.-С.21-27.

137. Белоусов А.В. Роль центральной нервной системы в контроле зимней спячки // Успехи физиологических наук.-1993.-Т.24; №2-С. 109-127.

138. Белясова Н.А. Биохимия и молекулярная биология. Мн.: Книжный Дом, 2004.-416с.

139. Берлинских Н.К., Залеток С.П. Полиамины и опухолевый рост. -Киев: Наук. Думка, 1985.-136с.

140. Бернхард С. Структура и функция ферментов. М.: Мир, 1971336с.

141. Букин Ю.В., Драудин-Крыленко В.А. Молекулярно-биологические механизмы гастроканцерогенеза и подходы к профилактике рака желудка // Успехи биологической химии. 2000.-Т. 40.-С .329-356.

142. Винокуров В.Н., Ахременко А.К. Популяционная экология длиннохвостых сусликов Якутии.-Якутск: ЯФ СО АН СССР, 1982.-164с.

143. Гаркави Л.Х., Квакина Е.Б., Кузьменко Т.С. Антистрессорные реакции и активационная терапия. Реакция активации как путь к здоровью через процессы самоорганизации. -М.: ИМЕДИС, 1998.-450с.

144. Гланц С. Медико-биологическая статистика.-М.: Практика, 1999.-459С.

145. Гордейчева Н.В., Строкова Т.П. Изменение радиорезистентности у крыс в условиях гипотермии при разных методах ее получения // Радиобиология.—1968—Т.8; Вып.5.-С. 747-748.

146. Горизонтов П.Д., Белоусова О.И., Федотова М.И. Стресс и система крови.-М.: Медицина, 1983-239с.

147. Демин Н.Н., Шортанова Т.Х., Эмирбеков Э.З. Нейрохимия зимней спячки млекопитающих. Л.: Наука, 1988 -136с.

148. Диксон М., Уэбб Э. Ферменты. В 3 томах М.: Мир, 1982.-1120с.

149. Иванов К.П. Изменения физиологических функций, механизмы их восстановления и температурные границы жизни при гипотермии // Успехи физиологических наук. — 1996—Т. 27; №3-С. 84—105.

150. Иванов К.П. Кислородное голодание и температура тела. Л.: Наука, 1968.-136с.

151. Иванов К.П. Физиологическая блокада механизмов холодовой смерти. Возобновление физиологических функций при глубокой смертельно опасной гипотермии // Успехи физиологических наук.-2007.-Т. 38.; №2 — С.63-74.

152. Игнатьев Д.А., Ануфриев А.И., Ахременко А.К. Способ моделирования гипотермии. Авторское свидетельство СССР №4735/30(116006)от 7.09.89г.

153. Игнатьев Д.А., Воробьев В.В., Сухова Г.С., Зиганшин Р.Х., Сухов

154. B.П., Темпов А.А., Ашмарин И.П. Зимняя спячка и искусственный гипобиоз (изучение нейрохимических факторов гибернации) // Нейрохимия—1998.-Т.15; вып. 3.-С.240-263

155. Игнатьев Д.А., Колаева С.Г., Михалева И.И., Крамарова Л.И., Свиряев В.И., Полькина О.В. Результаты тестирования некоторых биологически активных фракций, выделяемых из тканей зимоспящих. В сб.: «Механизмы зимней спячки». Пущино.-1987.-С. 106-118.

156. Игнатьев Д.А., Сухова Г.С., Сухов В.П. Анализ изменений частоты сердцебиений и температуры суслика Citellus undulates в различных физиологических состояниях//Ж. общ.биол—2001 -Т. 62; №1.-С. 66-77.

157. Игнатьев Д.А., Сухова Г.С., Сухов В.П. Зависимость частоты сердечных сокращений якутского длиннохвостого суслика Citellus undulates от температуры внешней среды // Ж.эволюционной биохимии и физиологии.-1992.-Т. 28; №5.-С.582-590.

158. Игнатьев Д.А., Фиалковская J1.A., Перепелкина Н.И., Маркевич Л.Н., Краев И.В., Коломийцева И.К. Влияние гипотермии на радиоустойчивость крыс // Радиац. Биол. Радиоэкол.-2006.-Т.46.-С.1-7.

159. Калабухов Н.И. Спячка млекопитающих.-М.: Наука, 1985.-264 с.

160. Кнорре Д.Г., Мызина С.Д. Биологическая химия. М.: Высшая школа, 2003 .-479с.

161. Колаева С.Г. Зимняя спячка // Вестник РАН.-1996.-Т. 63; №12,1. C.1076-1081.

162. Коломийцева И.К., Кулагина Т.П., Маркевич Л.Н., Потехина Н.И., Сложеникина JI.B., Фиалковская JI.A. Немонотонность метаболического ответа клеток и тканей млекопитающих на воздействие ионизирующей радиации // Биофизика.-2002.-Т.47; вып. 6.-С.1106-1115.

163. Колпаков М.Г., Колаева С.Г., Шабурова Г.С. Сезонные ритмы функционирования эндокринной системы у зимоспящих млекопитающих // успехи физиологических наук—1972.—'Г.З; №1.-С.52-68.

164. Комов В .П., Шведова В.Н. Биохимия. М.: Дрофа, 2004.-640с.

165. Константинова М.М. Противолучевое действие снижения температуры тела результат возникающей при этом гипоксии // ДАН СССР.-1961 .-Т. 138; № 1 .-С.223-226.

166. Корниш-Боуден Э. Основы ферментативной кинетики. М.: Мир, 1979.-280с.

167. Круман И.И., Колаева С.Г. Особенности обновления эпителия тонкой кишки у сусликов: В сб. Механизмы зимней спячки -Пущино: ПНЦ; ИБК РАН, 1977-С.190-195.

168. Кудряшов Ю.Б. Радиационная биофизика. М.: ФИЗМАТЛИТ, 2004.-448с.

169. Кудряшов Ю.Б., Беренфельд Б.С. Основы радиационной биофизики. М.: Мос.ун-т, 1982.-304с.

170. Луговская С.А., Морозова И.Т., Почтарь М.Е., Долгов В.В. Лабораторная гематология.-М.: Кад.КЛД, 2006.-222с.

171. Любина А.Я., Ильичева Л.П., Катасонова Т.В., Петросова С.А. Клинические лабораторные исследования-М.: Медицина, 1984.-288с.

172. Майстрах Е.В. Гипотермия и анабиоз. -М-Л.: Наука, 1964.-327с.

173. Меерсон Ф.З. Адаптационная медицина: концепция долговременной адаптации. -М.: Дело, 1993.

174. Мельничук Д.О., Михайловский В.О., Мельничук С.Д. Механизмы метаболических адаптаций // Укр. биохим. Журн.-2000.-Т.72; №4-5. С.70-80.

175. Механизмы зимней спячки: Сб. научн. трудов.-Пущино, 1987-206с.

176. Механизмы природных гипометаболических состояний: Сб. научн. трудов.-Пущино, 1991-165с.

177. Михайловский В.О., Цякало JI.B., Стогний Н.А., Гулый М.Ф. Синтез полиаминов в печени крыс при термическом ожоге // Биомедицинская химия. 1982.-№ 6.-С. 71-75.

178. Накипова О.В., Кокоз Ю.М., Повзун А.А., Лазарев А.В. Влияние внутриклеточного рН на потенциалзависимый кальциевый ток миокарда лягушки //Биол. мембраны.-1989.-Т.6; №12-С. 1285-1295.

179. Николаев А.Я. Биологическая химия. М.: Медицинское информационное агентство, 2001.-496с.

180. Огай В.Б., Новоселова Е.Г., Макар В.Р., Колаева С.Г. Сезонные изменения продукции фактора некроза опухолей у зимнеспящих животных в норме и при действии электромагнитных и ионизирующих излучений // Рад.биология. Радиоэкол.-2002.-Т.42; №2.-С. 141-146.

181. Панин Л.Е. Биохимические механизмы стресса.-Новосибирск: Наука, 1983.-234с.

182. Плакунов В.К. Основы энзимологии. М.: Логос, 2001.-128с.

183. Попова Н.К., Корякина Л.А., Колокольцев А.А. Генетическая детерминированность реакции гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковой системы мышей на холодовой и иммобилизационный стресс // Генетика.— 1979.-Т.15; №4-С.715-719.

184. Регламентация работы с лабораторными животными / под ред. Кудрявцевой А.А.-Пущино: АН СССР, 1983.-8с.

185. Розен В.Б. Основы эндокринологии-М.: МГУ, 1994.-384с.

186. Рокитский П.Ф. Биологическая статистика.-Мн.: Выш. шк., 1967.-322с.

187. Северин Е.С. Биохимия: Учебник для медицинских вузов.-М.: ГЭОТАР-Медиа, 2006.-779с.

188. Селье Г. Очерки об адаптационном синдроме. — М.: Медгиз, I960217с.

189. Скулачев М.В. Внутренняя инициация трансляции разнообразие механизмов и возможная роль в жизнедеятельности клетки // Успехи биологической химии.-2005.-Т.45.-С.123—172.

190. Сложеникина JT.B., Фиалковская JI.A. Влияние однократного у-облучения на активность орнитиндекарбоксилазы в тимусе и легочной ткани. //Радиобиол. Рад. Биох.-1992.-Т.32, вып.б.-С. 795-801.

191. Сложеникина Л.В., Фиалковская JI.A., Ушакова Т.Е., Кузин A.M. Орнитиндекарбоксилазная активность в тканях крыс в отдаленные сроки после облучения // Радиобиол.-1989.-Т.29, вып. 3.-С.349-352

192. Слоним А.Д. Экологическая физиология животных.-М.: Высшая школа, 1971.-448с.

193. Справочник биохимика: Пер. с англ./ Досон Р., Эллиот Д., Эллиот X., Джонс К. -М: Мир, 1991.-544с.

194. Страйер JL Биохимия: В 3-х томах. -М.: Мир, 1985.-Т.2-312с.

195. Тимофеев Н.Н. Гипобиоз и криобиоз. Прошлое, настоящее, будущее.-М: Информ-Знание, 2005.-256с.

196. Тимофеев Н.Н., Прокопьева Л.П. Нейрохимя гипобиоза и пределы криорезистентности организма. -М: Медицина, 1997.-208 с.

197. Ткаченко А.Г., Нестерова Л.Ю. Полиамины как модуляторы экспрессии генов окислительного стресса у Escherichia coli II Биохимия-2003.-Т. 68, вып. 8.-С. 1040-1048.

198. Ткаченко А.Г., Пшеничников М.Р., Нестерова Л.Ю. Путресцин как фактор защиты Escherichia coli от окислительного стресса // Микробиология.-2001 .-Т.70; №4-С. 487-494.

199. Ткаченко А.Г., Пшеничников М.Р., Салахетдинова О.Я., Нестерова Л.Ю. Роль путресцина и энергетического состояния Escherichia coli в регуляции топологии ДНК при адаптации к окислительному стрессу // Микробиология—1990—Т.68; №1.-С. 27-32.

200. Ткаченко А.Г., Федотова М.В. Зависимость защитных функций полиаминов Escherichia coli от стрессорных воздействий супероксидных радикалов //Биохимия.-2007.-Т.72, вып. 1.-С. 128-136.

201. Ткаченко А.Г., Шумков М.С., Ахова А.В. Путресцин как модулятор содержания с^-субъединицы РНК-полимеразы в клетках Escherichia coli при кислотном стрессе // Биохимия.-2006.-Т.71, вып. 2.-С.237-246.

202. Фиалковская JI.A., Перепелкина Н.И., Коломийцева И.К. Немонотонность изменений активности орнитиндекарбоксилазы селезенки после воздействия на крыс у—излучения // Радиац.биол. радиоэкол—2009 — Т.49; №5.-С.574-579.

203. Филиппович Ю.Б., Коничев А.С., Севастьянова Г.А., Кутузова Н.М. Биохимические основы жизнедеятельности человека. М.: Гуманитар, изд центр ВЛАДОС, 2005.-407с.

204. Штарк М.Б. Мозг зимнеспящих.-Новосибирск: Наука, 1970-507с.

205. Юнкер В.М., Алексеева Г.В. Особенности гемопоэза в течение спячки у краснощеких сусликов Cytellus erytrogenus // Эволюционная биохимия и физиология.-1974.-№2.-С.193-195.

206. Ярилин А.А. Основы иммунологии.-М.: Медицина, 1999.-607с.

Информация о работе

Логвинович, Ольга Степановна
кандидата биологических наук
Пущино, 2010
ВАК 03.01.04

Диссертация

Активность орнитиндекарбоксилазы в органах и тканях млекопитающих в условиях гибернации и искусственного гипобиоза - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы