Активация программируемой клеточной гибели в суспензионных культурах клеток растений в условиях пониженных температур

Любушкина, Ирина Викторовна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Активация программируемой клеточной гибели в суспензионных культурах клеток растений в условиях пониженных температур
ВАК РФ 03.01.05, Физиология и биохимия растений

Автореферат диссертации по теме "Активация программируемой клеточной гибели в суспензионных культурах клеток растений в условиях пониженных температур"

На правах рукописи

00500о4иэ

ЛЮБУШКИНА Ирина Викторовна

АКТИВАЦИЯ ПРОГРАММИРУЕМОЙ КЛЕТОЧНОЙ ГИБЕЛИ В СУСПЕНЗИОННЫХ КУЛЬТУРАХ КЛЕТОК РАСТЕНИЙ В УСЛОВИЯХ ПОНИЖЕННЫХ ТЕМПЕРАТУР

03.01.05 - физиология и биохимия растений

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

- 8 ДЕК 2011

Иркутск-2011

005006409

Работа выполнена в лаборатории физиологической генетики Учреждения Российской академии наук Сибирского института физиологии и биохимии растений Сибирского отделения РАН, г. Иркутск

Научный руководитель:

доктор биологических наук

Побежимова Тамара Павловна

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук Тимофеева Ольга Арнольдовна

кандидат биологических наук Дорофеев Николай Владимирович

Ведущая организация:

ФГБОУ ВПО «Иркутская государственная сельскохозяйственная академия»

Защита диссертации состоится «23» декабря 2011 г. в 10 часов на заседании диссертационного совета Д 003.047.01 при Учреждении Российской академии наук Сибирском институте физиологии и биохимии растений Сибирского отделения РАН по адресу: 664033, г. Иркутск, ул. Лермонтова, 132, а/я 317. Факс (3952) 510754; e-mail: matmod@sifibr.irk.ru

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Учреждения Российской академии наук Сибирского института физиологии и биохимии растений Сибирского отделения РАН.

Автореферат разослан «» UoPujfrA 2011 г.

Ученый секретарь диссертационного совета

Д 003.047.01

кандидат биологических наук

Г. П. Акимова

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Программируемая клеточная гибель (ПКГ) является одним из важнейших процессов, необходимых для нормальной жизнедеятельности любого организма. Она представляет собой последовательность событий, приводящих к контролируемой и организованной деструкции клетки. ПКГ у растений сопровождается такими структурно-морфологическими и биохимическими изменениями как конденсация хроматина с последующим распадом ядра и межнуклеосомной фрагментацией ядерной ДНК, уплотнение и вакуолизация цитоплазмы, уменьшение клетки в объеме и отставание протопласта от клеточной стенки, переход фосфатидилсерина из внутреннего монослоя цитоплазматической мембраны в наружный, выход цитохрома с из митохондрий в цитоплазму, активация эндонуклеаз и каспазо-подобных белков, образование активных форм кислорода (АФК), сохранение целостности цитоплазматической мембраны до поздних стадий процесса, а также зависимость процесса от уровня АТФ в клетке (Krishnamurthy et al., 2000; Bras et al„ 2005; van Doom and Woltering, 2005; Reape et al., 2008).

Запуск ПКГ в растениях зависит от физиологического состояния растения, он также может вызываться различными факторами внешней среды промежу точной интенсивности. Большое число работ посвящено изучению развития ПКГ в ответ на внедрение патогенов, в условиях окислительного стресса, засоления и теплового шока. Имеющиеся в литературе данные по индукции и развитию Г1КГ в растительных клетках при холодовом воздействии немногочисленны (Koukalova et al., 1997; Ning et al., 2002). Однако в ряде работ, посвященных изучению изменений, происходящих в растительных клетках в условиях низкотемпературного стресса, имеются косвенные доказательства развития ПКГ: сокращение клетки в объеме и конденсация протопласта, конденсация ядра и деградация хлоропластов (Александров и Савченко, 1950; Салчева и Самыгин, 1963; Агаев, 1964; Александров и Шухтина, 1964; Кислюк, 1964; Ishikava, 1996; Yun et al., 1996; Wu et al., 1997). Но в данных работах отсутствует изучение биохимических маркеров активного типа гибели.

Цель и задачи исследований. Целью настоящей работы было изучение развития клеточной гибели в суспензионных культурах клеток растений под действием отрицательной температуры и влияния предварительного низкотемпературного закаливания на этот процесс.

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

1) изучить влияние низких положительных температур на устойчивость клеток суспензионной культуры озимой пшеницы к действию отрицательной температуры;

2) выявить механизмы, обеспечивающие повышение устойчивости клеток суспензионной культуры озимой пшеницы к действию отрицательной температуры (изменение жирнокислотного состава, дыхательной активности, вклада цианид-резистентного пути в дыхание, содержания дегадринов и уровня АФК);

3) определить интенсивность и продолжительность воздействия отрицательной температурой, необходимые для активации клеточной гибели с признаками ПКГ в суспензионных культурах клеток озимой пшеницы и сахарного тростника;

4) изучить участие митохондрий в процессе гибели клеток суспензионной культуры озимой пшеницы, вызванной действием отрицательной температуры;

5) сравнить влияние отрицательной температуры на жизнеспособность и физиолого-биохимические параметры контрольной и предварительно обработанной низкими положительными температурами суспензионных культур клеток озимой пшеницы.

Научная новизна. Впервые установлено, что отрицательные температуры могут вызывать развитие клеточной гибели с признаками ПКГ в суспензионных культурах клеток озимой пшеницы (Triticum aestivum L.) и сахарного тростника (Saccharum officinarum). Активация гибели в суспензионной культуре озимой пшеницы происходит при действии отрицательной температуры -8 °С (6 ч) и сопровождается следующими событиями: конденсацией протопласта в клетках, увеличением содержания АФК и деградацией ДНК. Этот процесс осуществляется при участии митохондрий, о чем свидетельствует увеличение интенсивности дыхания, временное повышение электрохимического потенциала на внутренней митохондриальной мембране и выход цитохрома с из межмембранного пространства митохондрий в цитоплазму. Скорость протекания гибели клеток, вызванной действием отрицательной температуры, в суспензионных культурах озимой пшеницы и сахарного тростника, различается. Этот процесс быстрее происходит у сахарного тростника, который имеет более высокую скорость роста и меньшую устойчивость к низкой температуре. Впервые показано, что низкая положительная температура 8 °С (7 суток воздействия) является эффективной для закаливания суспензионной культуры озимой пшеницы и предотвращает гибель клеток с признаками ПКГ, вызываемую действием отрицательной температуры.

Теоретическая и практическая значимость работы. Полученные данные вносят вклад в понимание структурных и биохимических изменений, происходящих во время процесса гибели растительных клеток при действии низких положительных и отрицательных температур, и открывают перспективы для дальнейших исследований в данной области.

Основные результаты и выводы работы могут быть использованы при чтении курсов лекций по биохимии и физиологии растений, а также отдельных спецкурсов.

Апробация работы. Результаты исследований по теме диссертации были представлены на Всероссийской научной конференции «Устойчивость организмов к неблагоприятным факторам внешней среды» (Иркутск, 2009), Международной конференции молодых ученых «Биология: от молекулы до биосферы» (Харьков, 2009), Всероссийском симпозиуме «Растение и стресс» (Москва, 2010), VII Съезде Общества физиологов России «Физиология растений -фундаментальная основа экологии и инновационных биотехнологий» (Нижний Новгород, 2011), а также на научной сессии СИФИБР СО РАН (Иркутск, 2009).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 10 научных работ, в том числе 2 статьи в рецензируемых журналах.

Структура и объем работы. Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, описания объектов и методов исследования, результатов исследования, обсуждения, выводов, списка цитированной литературы и приложений. Список цитированной литературы включает 353 работы, из них 54 отечественных. Работа изложена на 176 страницах машинописного текста, содержит 1 таблицу и 19 рисунков.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Объекты исследования. В работе были использованы 3-х дневные этиолированные проростки озимой пшеницы (Triticum aestivum L., сорта Иркутская) и суспензионные культуры клеток: озимой пшеницы (Triticum aestivum L.), полученной из зрелых зародышей, и сахарного тростника (Saccharum officinarum, сорт POJ2878, линия, устойчивая к аноксии), полученной в ИФР РАН и любезно предоставленной к.б.н., с.н.с. лаборатории генетической инженерии СИФИБР СО РАН В.Н. Шмаковым. Культуры выращивались при 26 °С на МС-среде (Murashige and Scoog, 1962), содержащей 3% сахарозы, 0,5 мг/л тиамина и 0,1 мг/л 2,4-Д. Культуру пересевали каждые 14 дней с разведением свежей средой в 6 (культура озимой пшеницы) или 10 раз (культура сахарного тростника).

Методы. Обработку культуры озимой пшеницы низкой положительной температурой (4 °С или 8 °С) начинали на 8-е сутки, а обработку отрицательной температурой - на 15-е сутки культивирования. Обработку суспензионной культуры сахарного тростника отрицательной температурой проводили на 8-е сутки культивирования, когда плотность культуры была примерно равна плотности культуры озимой пшеницы.

Микроскопический анализ клеток проводили с помощью светового микроскопа Axiostar plus («Carl Zeiss», Германия) и инвертированного флюоресцентного микроскопа AxioObserver ZI («Carl Zeiss», Германия) с цифровой монохромной камерой AxioCam MRm3 и пакетом программного обеспечения для захвата и анализа изображений «AxioVision Rel.4.6».

Выживаемость клеток суспензионной культуры озимой пшеницы определяли с помощью летального красителя Эванса голубого (0,25% водный раствор) (Baker and Mock, 1994). Выживаемость клеток суспензионной культуры сахарного тростника определяли с помощью двойного окрашивания флюоресцентными красителями: витальным красителем флюоресцеин диацетатом (FDA,50 мкМ) и летальным красителем пропидий йодидом (PI, 7 мкМ).

Для изучения образования АФК в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы и сахарного тростника использовали 2,7-дихлородигидрофлюоресцеин диацетат (H2DCF-DA, 1 мкМ). Для качественной визуализации величины потенциала на внутренней митохондриальной мембране использовали потенциал-зависимый катионный краситель 5,5',6,6'-тетрахлор-1,Г,2,2'-

тетраэтилбензимидазоло-карбоцианин (JC-1,10 мкМ).

Определение скорости поглощения кислорода клетками проводили на полярографе ОН-Ю5 («Radelkis», Венгрия) при 26 °С, используя платиновый электрод закрытого типа (Трушанов, 1973) в ячейке объемом 1,4 мл с применением ингибиторов: 0,8 мМ цианид калия (KCN, ингибитор IV комплекса дыхательной цепи) и 2 мМ салицилгидроксамовую или бензгадроксамовую кислоты (СГК, БГК - ингибиторы альтернативной оксидазы).

Митохондриальную и цитоплазматическую фракции выделяли с помощью дифференциального центрифугирования. Электрофорез белков в ПААГе с ДДС-Na проводили в блоках полиакриламидного геля в модифицированной системе Лэммли (Laemmli, 1970), используя прибор для электрофореза Mini-PROTEAN III Electrophoretic Cell фирмы BIO-RAD (США). Перенос белков на нитроцеллюлозную мембрану («Sigma», США) проводили в соответствии с рекомендациями фирмы-изготовителя. Иммуноблоттинг проводили, используя первичные антитела против дегидринов («StressGen», США), цигохрома с («Биосан», Россия), hsp60 (SPA-807, «StressGen», США) и изоцитратдегидрогеназы IDII2 (от D.J. Oliver, Iowa State University, США).

Общую фракцию липидов экстрагировали смесью хлороформ : метанол (2:1) (Bligh and Dyer, 1959). Анализ метиловых эфиров жирных кислот проводили методом газожидкостной хроматографии с использованием хромато-масс-спектрометра 5973N/6890N MSD/DS («Agilent Technologies», США). Для оценки степени ненасыщенности жирных кислот рассчитывали индекс двойной связи (ИДС) по формуле: ИДС = EPj л/100, где /'j - содержание жирных кислот (вес, %) и п - количество двойных связей в каждой кислоте (Lyons et al., 1964).

ДНК выделяли по методике I. Duval с некоторыми модификациями (Duval et al., 2005).

Данные обработаны статистически. Приведены средние арифметические и стандартные отклонения. Достоверность различий в сравниваемых выборках оценивали с помощью Т-критерия Манна-Уитни (Гланц, 1998).

РЕЗУЛЬТАТЫ

Изучение влияния низких положительных температур на формирование механизмов низкотемпературной адаптации в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы

На 3-х дневных этиолированных проростках озимой пшеницы было показано, что предварительное закаливание при температуре 2-4 °С предотвращало гибель проростков, вызываемую действием отрицательной температуры. Экспонирование при температуре минус 8 °С в течение 6 ч приводило к полной гибели контрольных проростков озимой пшеницы, тогда как после закаливания погибало не более 30% проростков (рис. 1 а).

Длительная обработка суспензионной культуры клеток озимой пшеницы при температуре 4 °С не только не предотвращала гибель клеток, вызванную действием отрицательной температуры (-8 °С, 6 ч), но и сама приводила к гибели около 20% клеток во время обработки и еще 20% после перемещения культуры в контрольные условия (рис. 1 б). Последующая обработка отрицательной

температурой усиливала гибель клеток, и в течение 10 суток после обработки погибало до 70% клеток культуры (рис. 1 в). При проведении дальнейших экспериментов оказалось, что гибель клеток, вызванная отрицательной температурой в суспензионной культуре озимой пшеницы, предотвращалась с помощью предварительной обработки культуры температурой 8 °С (рис. 1 в). Гибели клеток не наблюдалось и после перемещения кулыуры из закаливающих (8 °С) условий в контрольные (26 °С). Таким образом, температура 8 °С повышала устойчивость клеток культуры озимой пшеницы к последующему действию холодового шока.

1 2 3 4 6

продолжительность воздействия, ч

£ 120

о 100

'1 80

а 60

* к 40 ■

ч 20

-А — Ч- -к |

4 !

; -«—к *

•: — А- 8 "С

! —Ш - 4 °С

ао 0 3 6 10 обр. время после воздействия, сут.

120 100 80 60 40 20 0

.......^

*"->"К + ХШ— -Л- .8"С : ХШ —О • 4 -С + ХШ

- -6--д

""•■д.

И^о!

Г)

ДО обр. О 3 6 10

время после воздействия, сут.

Гис. 1. Влияние низких положительных и отрицательной температур на выживаемость проростков (а) и клеток суспензионной культуры озимой пшеницы (б, в).

Обозначения: К - контрольная культура клеток, выращенная при температуре 26 °С; ХШ - холодовой шок (-8 "С, б ч). М±8.0. п=3-Ю. * -различия достоверны при уровне значимости р<0,05.

В дальнейшем было выявлено, с изменением каких физиолого-биохимических показателей жизнедеятельности связано повышение устойчивости клеток суспензионной культуры озимой пшеницы к действию отрицательной температуры. Такими показателями явились жирнокислотный состав, содержание дегидринов, интенсивность дыхания, вклад альтернативного цианид-резистентного пути (АП) и уровень АФК.

Изучение жирнокислотного состава клеток при обработке суспензионной кулыуры озимой пшеницы температурами 4 и 8 °С показало, что достоверное изменение ИДС наблюдалось только у культуры, закаливавшейся при 8 °С (рис. 2 а). Увеличение ИДС было обусловлено снижением содержания насыщенных жирных кислот: пентадециловой - на 35%, пальмитиновой - на 20% и стеариновой

- на 65,4%, и увеличением содержания ненасыщенной линоленовой кислоты: почти в два раза по сравнению с контролем.________

1,6

и д

Е 1,4 г........

1,2 + 1

4 "С

Мол, мзсс»

«Да 52,5 цДа 43 «Да

8 С

4 >С

§о

500

Л Ьь

Р и

ё О

5 в 5 = яг я- Я

400

300

200

8°С 4°С

Рис. 2. Влияние низких положительных температур на индекс двойной связи (а), накопление дегидринов (б), интенсивность дыхания (в) и уровень АФК (г) в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы.

Обозначения: К - контрольная культура клеток (26 °С); 8 °С- - культура клеток, обработанная температурой 8 °С в течение 7 суток; 4 °С - культура клеток, обработанная температурой 4 °С в течение 7 суток; АП - альтернативный путь дыхания; ЦП - цитохромный путь дыхания. М±5.Р. п=3-7. * - различия достоверны при уровне значимости р<0,05._

Содержание дегидринов в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы увеличивалось при действии обеих низких положительных температур, однако при температуре 8 °С накопление дегидринов было более выраженным (рис. 2 б).

Наряду с изменениями в жирнокислотном составе и содержании стрессовых белков при действии низких положительных температур наблюдалось изменение дыхательной активности клеток культуры. Обработка суспензионной культуры озимой пшеницы температурой 8 °С приводила к увеличению скорости поглощения кислорода на 17%, а температурой 4 °С - на 72% (рис. 2 в). В то же время вклад АП в дыхание клеток изменялся иначе. В контрольной культуре вклад АП составил около 30%, а наибольшее его увеличение наблюдалось только после обработки культуры температурой 8 °С - до 50% (рис. 2 в).

Изменение интенсивности дыхания клеток суспензионной культуры озимой пшеницы, происходящее при обработке культуры низкими положительными

температурами, как 8 °С, так и 4 °С, сопровождалось значительным снижением уровня АФК в клетках по сравнению с контролем (рис. 2 г).

Таким образом, температура 8 "С способствовала формированию механизмов низкотемпературной адаптации (посредством увеличения содержания ненасыщенных жирных кислот и дегидринов, повышения вклада АП и снижения уровня АФК в клетках) и повышению устойчивости клеток суспензионной культуры озимой пшеницы к последующему действию отрицательной температуры.

2. Влияние отрицательной температуры на гибель клеток суспензионных культур озимой пшеницы и сахарного тростника

Изучение жизнеспособности клеток суспензионной культуры озимой пшеницы выявило, что во время действия отрицательной температуры (-8 °С, 6 ч) в контрольной культуре погибало около 15% клеток, а перемещение культуры в нормальные условия (26 °С) не остановило процесс гибели, и в течение всего периода наблюдений погибало почти 60% клеток (рис. 1 в). При этом возрастала доля клеток с конденсированным протопластом (рис. 3 а), наличие которых свидетельствует об активном характере гибели. Следует отметить, что видимого льдообразования в суспензионной культуре в тече1ше всего периода обработки не наблюдалось.

Важным условием протекания процесса ШСГ является обеспеченность клетки энергией, которая в гетеротрофной культуре зависит, прежде всего, от интенсивности процесса дыхания. Эксперименты показали, что обработка отрицательной температурой сопровождалась усилением дыхания в суспензионной культуре клеток озимой пшеницы, при этом доля АП в дыхании не изменялась (рис. 3 б). Также было показано, что через 1 ч обработки отрицательной температурой в клетках культуры озимой пшеницы происходило повышение содержания АФК в 1,5 раза, а дальнейшее экспонировашге культуры при отрицательной температуре вызывало его снижение на 30% ниже контроля (рис. 3 в, г). Увеличение АФК в первый час воздействия отрицательной температуры могло являться сигналом для запуска ПКГ.

При изучении изменения электрохимического потенциала на внутренней митохондриальной мембране при обработке культуры клеток озимой пшеницы отрицательной температурой оказалось, что данный показатель возрастал через 1 ч действия стрессового фактора, а в конце периода обработки уменьшался (рис. 3 д, е). Гиперполяризация внутренней митохондриальной мембраны в начальный период действия отрицательной температуры, вероятно, происходила вследствие повышения скорости дыхания клеток культуры (рис. 3 а), а ее последующая деполяризация, могла быть одним из первых сигналов, приводящих к активации ПКГ в суспензионной культуре клеток озимой пшеницы.

Рис. 3. Влияние отрицательной температуры на конденсацию про топласта в клетках (о), интенсивность дыхания и вклад альтернативного пути (б), уровень АФК (в, г) и А^ш (д, е) в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы.

Обозначения: К - контрольная культура клеток (26 °С); ХШ - холодовой шок (-8 "С, 6 ч); All - альтернативный путь дыхания; ЦГ1 - шггохромный путь дыхания; вид- микрофотографии клеток; СП - светлое поле. Бар равен 50 мкм. M±S.D. п=3-7. * - различия достоверны при уровне

значимости р<0,05.______

При проведении экспериментов было обнаружено, что гибель клеток в суспензионной культуре озимой пшеницы, вызываемая действием пониженных

температур, осуществлялась в течение нескольких суток. Является ли это особенностью реакции клеток суспензионной культуры озимой пшеницы на действие низкой температуры или было связано со спецификой влияния данной температуры на метаболические процессы, протекающие в растительных клетках, предстояло выяснить. Для этого был выбран объект сравнения - суспензионная культура клеток сахарного тростника, которая, в отличие от культуры клеток озимой пшеницы, обладала высокой скоростью прироста биомассы и изначально низкой холодостойкостью.

Было показано, что температура минус 8 °С, действующая на культуру сахарного тростника в течение 6 ч, вызывала гибель большой части клеток в культуре, поэтому такая длительность обработки не могла быть использована в последующих экспериментах. В то же время обработка культуры в течение 2-х часов при данной температуре вызывала гибель клеток, развивающуюся, главным образом, после перемещения культуры в контрольные условия. Такая длительность обработки и была использована в дальнейшем для активации процесса гибели клеток в культуре сахарного тростника и изучения физиолого-биохимических показателей жизнедеятельности клеток.

Изучение влияния отрицательной температуры на жизнеспособность клеток суспензионной культуры сахарного тростника показало, что отличительной чертой процесса гибели в данной культуре, по сравнению с аналогичным процессом у озимой пшеницы, была более высокая скорость его реализации: около 80% клеток погибало в течение первых 16 ч после воздействия отрицательной температуры (рис. 4 а).

Отличалось и влияние отрицательной температуры на процесс дыхания клеток суспензионной культуры сахарного тростника: ХШ приводил к резкому снижению данного параметра (почти в 3 раза), при этом вклад АП в процесс дыхания значительно не изменялся (рис. 4 б). Это свидетельствует о высокой чувствительности данной культуры к пониженным температурам и о том, что данное воздействие могло вызывать серьезные повреждения внутриклеточных структур, в частности, митохондрий. Это подтверждается данными по изучению изменения уровня АФК в клетках суспензионной культуры сахарного тростника после действия отрицательной температуры. Наблюдалось значительное увеличение содержания АФК (примерно в 20 раз), которое можно охарактеризовать как «окислительный взрыв» (рис. 4 в, г). Несмотря на снижение интенсивности дыхания, сразу после ХШ происходило увеличение ДхРт (рис. 4 д, е). Следует отметить, что увеличение Д*РЮ в ответ на действие отрицательной температуры наблюдалось и в клетках культуры озимой пшеницы через 1 ч действия стрессового фактора (рис. 3 д, г).

Таким образом, отрицательная температура вызывала активацию процесса гибели клеток в суспензионных культурах озимой пшеницы и сахарного тростника, которая наблюдалась, главным образом, после окончания действия стрессового фактора. Процесс гибели в культурах клеток озимой пшеницы и сахарного тростника протекал с различной скоростью, что, вероятно, объясняется

различиями в скорости метаболизма, в частности процесса дыхания, и большей чувствительностью сахарного тростника к действию пониженных температур.

8 10 12 14 16 18 20 22 24 время после воздействия, ч

1400 -г 1200 1 1000 800 600 400 200 0

•9- о

5 о

4500 4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500 0

Рис. 4. Влияние отрицательной температуры на гибель клеток (а), интенсивность дыхания и вклад альтернативного пути (б), уровень АФК (в, г) и А*Рт (д, е) в клетках суспензионной культуры сахарного тростника.

Обозначения: К - контрольная культура клеток (26 °С); ХШ - холодовой шок (-8 °С, 2 ч); АП - альтернативный путь дыхания; Ц11 - цитохромный путь дыхания: в и д -микрофотографии клеток; СП - светлое поле. Бар равен 50 мкм. М±8.Б. п=3-7. * - различия достоверны при уровне значимости р<0,05._

В то же время, изменения в содержании АФК и величине наблюдавшиеся через 1 ч у озимой пшеницы и 2 ч сахарного тростника при действии отрицательной температуры, были сходными. Увеличение содержания АФК и гиперполяризация внутренней митохондриальной мембраны при действии отрицательной температуры могли служить сигналами для запуска ПКГ в исследованных культурах клеток растений.

3. Влияние предварительной обработки низкими положительными температурами на процесс гибели клеток, вызываемый отрицательной температурой в суспензионной культуре озимой пшеницы

Как было показано ранее, предварительное закаливание суспензионной культуры клеток озимой пшеницы при 8 °С в течение 7 сутож предотвращало гибель клеток, вызванную отрицательной температурой, в отличие от температуры 4 °С, обработка которой, напротив, усиливала процесс гибели (рис. 1 в). Наблюдавшаяся при этом гибель сопровождалась усилением конденсации протопласта (рис. 5), процесса, являющегося одним из маркеров ПКГ'.

45 40

£ ,= 35 л „

5 ,-30

ь и ь

£. 2 20 1 15

о 10 —

Е 5 0

1 .........................................л

.........................................л*""......л

1 л----

■ 1 Оы:-5 ......Я-'"

| **---

| | хш ____*

'л

С : ХШ —Л ■ 4Х + ХШ

до обр. 0 3 6 10

время после воздействия, сут.

Рис. 5. Влияние низких положительных и отрицательной температур на конденсацию протопласта клеток суспензионной культуры езимой пшеницы.

Обозначения: К - контрольная культура клеток, выращенная при температуре 26 °С; ХШ - холодовой шок (-8 °С, 6 ч); 8 °С - культура клеток, обработанная температурой 8 °С в течение 7 суток; 4 °С - культура клеток, обработанная температурой 4 °С в течение 7 суток. М±8.Б. п=3-7. * - различия достоверны при уровне значимости р<0,05.___________

300 т

гч «

Ч * 1

250 •>•

а -к 3 200 -)•

Я ^ X о я ? 150 }

|о Р - 100 |

1' о

О = X 50 +

а АЛ

ищг

^ ^ 1.......

4°С+ХШ

Рис. 6. Влияние отрицательной температуры на интенсивность дыхания и вклад альтернативного пути в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы.

Обозначения: К, 8 °С, 4 °С и ХШ как на рис. 5; АП - альтернативный путь дыхания; ЦП - цитохромный путь дыхания. М±5.В. п=3-7.* - различия достоверны при уровне значимости р<0.05.

Какие физиолого-биохимические изменения происходят в клетках культуры озимой пшеницы при совместном действии низкой положительной и отрицательной температур, предстояло выяснить. Для этого были изучены

уровень АФК, интенсивность дыхания, вклад альтернативного цианид-резистентного пути и изменение Д 'РШ.

Изучение влияния предобработки суспензионной культуры озимой пшеницы низкими положительными температурами на реакцию дыхания на последующий ХШ показало, что действие отрицательной температуры вызывало увеличение интенсивности дыхания в культуре, закаленной при 8 °С, почти в два раза (рис. 6). При этом вклад АП в дыхание до и после ХШ был значителен и составил около 55% (рис. 6). Действие отрицательной температуры не приводило к изменениям интенсивности дыхания суспензионной культуры озимой пшенииы, обработанной температурой 4 °С, у которой данный параметр уже был повышен относительно контроля после действия низкой положительной температуры (рис. 6).

Изменение интенсивности дыхания приводило к значительному повышению уровня АФК в первый час обработки: в 1,5 раза в клетках контрольной и обработанной при 4 °С культур, и в 2 раза - в клетках культуры, закаленной при 8 °С (рис. 7 а, б). Такое увеличение АФК могло служить как сигналом для запуска ГЖГ (в случае предварительной обработки культуры температурой 4 °С), так и сигналом для реализации защитной программы клетки (в случае закаливания

культуры при 8 °С).__

К_ 8 Ж_ 4 <_

СИ ГКТ СП В» СП ОСР

______К____8 "С__-ГС___

Рис. 7. Влияние отрицательной температуры на уровень АФК в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы.

Обозначения: К, 8 °С, 4 °С и ХШ как на рис. 5. а - микрофотографии клеток, б -изменение уровня АФК, СП - светлое поле. Бар равен 50 мкм. МЖБ. п=3-7.* - различия достоверны при уровне значимости р<0,05._

Действие отрицательной температурой также вызывало изменения Д¥ш в клетках культур озимой пшеницы, подвергнутых предварительной обработке низкими положительными температурами. Если действие низких положительных температур вызывало повышение (рис. 8 а, б), то после 1 ч действия ХШ на клетки культуры, обработанной температурой 8 °С, понижался, а к концу воздействия снова увеличивался до изначального уровня. В то же время в клетках культуры, обработанной температурой 4 °С, гиперполяризация внутренней митохондриальной мембраны сменялась деполяризацией по мере увеличения продолжительности обработки (рис. 8 а, б).

Рис. 8. Влияние отрицательной температуры на изменение электрохимического потенциала на внутренней митохондриальной мембране в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы.

Обозначения: К, 8 °С, 4 °С и ХШ как на рис. 5. а - микрофотографии клеток, б -изменение Д¥ш; СП - светлое поле. Бар равен 50 мкм. п=3-7. * - различия достоверны при уровне значимости р<0.05.__

Изменения, наблюдавшиеся при гибели клеток, вызванной действием отрицательной температуры в контрольной и предварительно обработанной температурой 4 °С культурах озимой пшеницы, часто сопровождают процесс ПКГ: конденсация протопласта, усиление дыхательной активности, повышение уровня АФК, изменение A4V Однако они служат лишь косвенными доказательствами активного характера гибели. Для подтверждения данного предположения были изучены выход из митохондрий цитохрома с в цитоплазму и \ деградация ДНК - показатели, являющиеся надежными молекулярно-биохимическими маркерами процесса ПКГ. Изучение выхода цитохрома с проводилось для тех вариантов обработок, которые вызывали наиболее интенсивную гибель клеток, а именно: воздействие отрицательной температуры (- 8 °С, 6 ч) на контрольную и обработанную при 4 °С культуры клеток. Показателем целостности внутренней мембраны митохондрий служило отсутствие в цитогшазматической фракции маркера митохондриального матрикса изоцитратдегидрогеназы (IDH2) (Behal and Oliver, 1998), которая локализовалась исключительно в митохондриальной фракции во всех исследованных образцах (рис. 9 а). Было показано, что после воздействия отрицательной температуры содержание цитохрома с снижалось в митохондриальной и возрастало в цигоплазматической фракции как контрольной, так и обработанной при 4 °С культурах клеток (рис. 9 а). Данные типы обработки также приводили к ' деградации ДНК, являющейся терминальной фазой ПКГ (Колотова, 2005; Reape | and McCabe, 2008). Если ДНК, выделенная из клеток контрольной культуры и культуры, обработанной температурой 4 °С, на электрофоре граммах была представлена преимущественно высокомолекулярной формой, то обработка отрицательной температурой приводила к ее деградации (рис. 9 б).

фГОкИ«« i ф'РХЙМ

Hi ж 4Ш ^

V 2 V 4

Рис. 9. Влияние отрицательной температуры на выход цитохрома с (а) и деградацию ДНК (б). Обозначения: 1 - контрольная культура; 2 -контрольная культура, подвергнутая обработке отрицательной температурой (-8 °С, 6 ч) с последующей инкубацией при 26 °С;3 -культура, подвергнутая обработке при 4 "С в течение 7 суток и последующей инкубацией при 26 °С; 4 -культура, подвергнутая обработке при 4 °С в течение 7 суток и затем действию отрицательной температурой (-8 °С, 6 ч) с последующей инкубацией при 26 °С; М - маркеры молекулярного веса ДНК, п.н.

М, пл.

Эти данные позволяют заключить, что действие отрицательной температуры на клетки контрольной культуры озимой пшеницы вызывало активную гибель клеток, сопровождавшуюся конденсацией протопласта, увеличением уровня АФК, повышением ЛТга, выходом цитохрома с из митохондрий в цитоплазму и деградацией ДНК. Предварительное закаливание культуры при 8 °С предотвращало гибель клеток, вызываемую отрицательной температурой, в то время как обработка культуры температурой 4 °С усиливала этот процесс.

ОБСУЖДЕНИЕ

Клетки в суспензионной культуре находятся в условиях, отличных от таковых в интактном организме, и подвергаются in vitro различным химическим и физическим воздействиям. Эти воздействия и условия часто превышают пределы нормы реакции исходного генотипа (Кунах, 1999), что не может не оказывать влияния на их физиологическое состояние. Этим может объясняться тот факт, что эффективной для закаливания клеток суспензионной культуры оказалась температура более высокая (8 °С) по сравнению с той, которая обычно используется для закаливания проростков озимой пшеницы (4 °С) (рис. 1,2).

Известно, что в основе низкотемпературного закаливания лежит адаптация растений, сопровождающаяся возникновением специфических структурных и функциональных перестроек (Генкель и Кушниренко, 1966). Наиболее чувствительными к действию пониженных температур являются липидные компоненты мембран, которые в первую очередь претерпевают изменения при низкотемпературной адаптации (Трунова, 2007; Yu et al., 2009). При этом липиды, содержащие а-линоленовую кислоту, играют решающую роль в развитии криоадаптацин растений (Верещагин, 2007). Другим важным компонентом низкотемпературной адаптации является синтез специализированных белков, в частности дегидринов (Heidarvand and Maali-Arairi, 2010). Адаптационные перестройки метаболизма клеток в условиях пониженных температур не могут не затрагивать дыхание и соотношение основного, цитохромного, и альтернативного, цианид-резистентного пути (Fiorani et al., 2005; Aken et al., 2009). Низкие закаливающие температуры вызывают активацию альтернативного пути дыхания, связанного с функционированием альтернативной оксидазы (Stewart et al., 1990; Vanlerberghe and Mcintosh, 1992; Ito et al., 1997; GonzalezMeier et al., 1999; Ribas-Carbo et al., 2000; Grabelnych et al., 2004; Mizuno et al., 2008), которая может играть важную роль в ангиоксидантной защите клетки в данных условиях (Sugie et al., 2006; Szal et al., 2009; Грабельных и др., 2011).

Температура 8 °С способствовала повышению устойчивости клеток суспензионной культуры озимой пшеницы к последующему действию отрицательной температуры и формированию механизмов низкотемпературной адаптации. Это было обусловлено, в том числе, увеличением содержания ненасыщенных жирных кислот и дегидринов, повышением вклада альтернативного пути в дыхание и снижением содержания АФК в клетках.

В настоящей работе показано, что кратковременная обработка суспензионной культуры озимой пшеницы отрицательной температурой (-8 "С, 6

ч) вызывала процесс постепенной гибели клеток как в контрольной, так и в предварительно обработанной при 4 °С культуре клеток (рис. 1 в), который сопровождался конденсацией протопласта (рис. 5) - структурно-морфологическими изменениями, характерными для активного типа гибели (Wang et al, 1996; Vacca et al., 2004; Reape and McCabe, 2008).

Увеличение содержания АФК в клетке считается одним из первых сигналов, активирующих ПКГ как у растений, так и у животных (Tiwari et al., 2002; Vacca et al., 2004; Gao et al., 2008; Wang et al., 2010; Wu et al., 2011), и в данной работе наличие подобных изменений после действия отрицательной температуры служило свидетельством в пользу активного характера наблюдаемого процесса гибели. При этом генерация АФК была тесно связана с изменениями AvFm на внутренней митохондриальной мембране (рис. 3 в-е; 4 в-е). Известно, что изменения не только уровня АФК, но и AT,.,, могут являться одними из первых сигналов, приводящих к ПКГ (Simeonova, 2004; Reape and McCabe, 2010). Это согласуется с результатами, полученными при выполнении данной работы на культурах клеток как озимой пшеницы, так и сахарного тростника. Однако, если в культуре клеток озимой пшеницы повышение при действии отрицательной температуры было обусловлено увеличением скорости митохондриального дыхания (рис. 6, 8), то в культуре клеток сахарного тростника гиперполяризация внутренней митохондриальной мембраны (рис. 4 д,е), вероятно, была обусловлена гликолитическим производством АТФ, что является особенностью клеток устойчивых к аноксии растений (Vartapetian and Jackson, 1997).

Совокупность сигналов, приводящих к активации ПКГ в растительных клетках, может отличаться от вышеописанной. Несмотря на то, что увеличение содержания АФК и величины АЧ'га служит одним из свидетельств активного процесса гибели, к настоящему моменту имеется ряд работ, указывающих на то, что связь между данными показателями и развитием Г1КГ - менее однозначна (Petit et al., 1996; Hoeberichts and Woltering, 2003; Mohalingam and Fedoroff, 2003). Показано, что клеточная гибель не всегда связана с окислительным «взрывом» (Yu et al., 1998; Dorey et al., 1999; Jabs et al., 1999) и снижением A4Fra (Petit et al., 1996). Вероятно, этим объясняется развитие гибели при совместной обработке культуры клеток озимой пшеницы температурой 4 °С и отрицательной температурой: на фоне пониженного содержания АФК, ДхРт после обработки культуры клеток температурой 4 °С был выше контрольного уровня, а во время холодового шока начинал снижаться (рис. 7, 8).

Митохондрии, являясь «энергетическими станциями» клетки, кроме того, играют важную роль в процессах реализации и регуляции ПКГ. Многие гибель-стимулирующие факторы локализованы именно в митохондриях: цитохром с, APAF-1, AIF, прокаспаза-3, ионы Са2+ и АФК (Petit et al., 1996; Jones, 2000; Bras et al., 2005). Выход цитохрома с из митохондрий в цитоплазму запускает реализацию внутреннего пути ПКГ у животных, который приводит к активации инициаторной каспазы-9, а через нее - и всего каспазного каскада (Guimarâes and Linden; 2004; Liu and Baliga, 2005). У растений выход цитохрома с также происходит при развитии ПКГ, вызванной различными стимулами (Balk et al.,

1999; Тшап е1 а!., 2002; Уноктеп с1 а1., 2002), однако не является обязательной стадией реализации программы гибели (Уао « а1., 2004; Уасса е1 а1., 2006). Нами показано, что действие отрицательной температуры на клетки контрольной и предварительно обработанной температурой 4 °С суспензиошюй культуры озимой пшеницы, приводило к высвобождению цитохрома с из митохондрий в цитоплазму (рис. 9 а), что указывает на участие данных органелл в процессе гибели клеток, вызванной действием низких температур. Кроме того, гибель клеток озимой пшеницы, вызываемая действием отрицательной температуры, сопровождалась деградацией ДНК (рис. 9 б), что в совокупности с другими физиолого-биохимическими изменениями свидетельствует о характере гибели клеток по типу ПКГ, осуществляющейся при участии митохондрии.

Как было выше показано, длительная обработка суспензионной культуры клеток озимой пшеницы низкой положительной температурой 8 °С сопровождалась формированием механизмов низкотемпературной адаптации (холодовое закаливание) и предотвращала гибель клеток, вызываемую действием отрицательной температуры. Признаки ПКГ. наблюдавшиеся при развитии клеточной гибели после действия отрицательной температуры, отсутствовали в клетках культуры, предварительно закаленной при 8 °С. Подобный эффект закаливающих температур наблюдался и при действии мягкого теплового стресса, обеспечивающего развитие индуцированной термотолерантности в клетках растений. Так, предварительная обработка клеток арабидопсиса температурой 37 °С (2 ч) предотвращала развитие ПКГ, вызываемой действием летальной температуры 50 °С (10 мин) (ЯМуапоу й а1., 2007).

Сравнительный анализ процесса гибели клеток при действии пониженных температур в суспензионных культурах озимой пшеницы и сахарного тростника, различающихся по скорости роста и степени устойчивости к низкой температуре, позволил выявить отличия в реализации данного процесса. Гибель клеток в культуре сахарного тростника происходила быстрее (в течение 18 ч, рис. 4 а), чем в культуре озимой пшеницы (в течение 10 суток, рис. 1 в). Возможно, это связано с более высокой скоростью роста культуры клеток сахарного тростника и меньшей ее устойчивостью к низкой температуре. Тем не менее, в культурах клеток изученных растений реализация процесса гибели осуществлялась заметно медленнее, чем у животных, у которых она может протекать за несколько минут (11еаре е1 а1., 2008). Стоит отметить, что период, в течение которого следует производить наблюдения при изучении развития ПКГ у растений, до сих пор не определен. Некоторые авторы предлагают ограничиться 6-ти часовым периодом (Ыеаре й а1., 2008). В то же время структурно-морфологические изменения, соответствующие ПКГ, наблюдались многими исследователями при изучении воздействия пониженных температур на клетки растений и за пределами этих временных рамок, и гибель клеток, вызванная швкими температурами, продолжалась от нескольких суток до 3-4 недель (Кислюк, 1964; ЬЫка\уа, 1996; Коика1оу£ с( а!., 1997;\Уи е1 а1., 1997; №п§ й а1., 2002). Такой характер развития клеточной гибели, вызванной пониженными температурами, возможно, связан с особенностями действующего стрессового фактора - низкой температуры.

выводы

1. Низкая положительная температура 8 °С (7 суток воздействия) является эффективной для закаливания клеток суспензионной культуры озимой пшеницы. На это указывает увеличение содержания ненасыщенных жирных кислот, накопление дегидринов, активация альтернативного цианид-резистентного пути дыхания, снижение содержания АФК и устойчивость клеток культуры к последующей обработке отрицательной температурой.

2. Отрицательная температура минус 8 °С индуцирует процесс гибели клеток в суспензионных культурах озимой пшеницы (6 ч воздействия) и сахарного тростника (2 ч воздействия), сопровождающийся увеличением содержания АФК в клетках и повышением электрохимического потенциала на внутренней митохоядриальной мембране.

3. Скорость развития гибели клеток в суспензионных культурах озимой пшеницы и сахарного тростника, вызванная отрицательной температурой, различается. Процесс гибели быстрее протекает у сахарного тростника, имеющего более высокую скорость роста и меньшую устойчивость к низкой температуре.

4. Отрицательная температура вызывает активацию процесса гибели клеток с признаками ПКГ (конденсация протопласта, выход цитохрома с из митохондрий в цитоплазму и деградация ДНК) в суспензионной культуре озимой пшеницы, реализация которого, возможно, осуществляется при участии митохондрий. Предварительное закаливание суспензионной культуры озимой пшеницы при температуре 8 °С предотвращает гибель клеток с признаками ПКГ, вызываемую действием отрицательной температуры.

5. Анализ полученных результатов и данных, имеющихся в литературе, позволяет заключить, что процесс гибели клеток с признаками ПКГ у растений при действии пониженных температур реализуется медленнее, чем при действии других стрессовых факторов, и может происходить на протяжении нескольких суток.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

1. Регуляция активности альтернативной оксидазы и разобщающих белков в проростках озимой пшеницы низкой положительной и отрицательной температурами / О.И. Грабельных, Т.П. Побежимова, Н.С. Павловская, H.A. Королева, Т.Е. Путилина, И.В. Любушкина, В.К. Войников // Устойчивость организмов к неблагоприятным факторам внешней среды: материалы Всерос. науч. конф. - Иркутск: Изд-во РИО НЦ PBX ВСНЦ СО РАМН, 2009. - С.96-99.

2. Апоптозоподобная клеточная гибель в суспензионной культуре озимой пшеницы в условиях холодового стресса / И.В. Любушкина, О.И. Грабельных, Т.П. Побежимова, Н.С. Павловская, H.A. Королева, A.B. Степанов, В.К. Войников // Устойчивость организмов к неблагоприятным факторам внешней среды: материалы Всерос. науч. конф. - Иркутск: Изд-во РИО НЦ PBX ВСНЦ СО РАМН, 2009. - С. 279-283.

3. Холодовая обработка как стимул для активации программируемой клеточной гибели в суспензионной культуре озимой пшеницы / И.В.

Любушкина, О.И. Грабельных, Т.П. Побежимова, Н.С. Павловская, H.A. Королева, A.B. Степанов, A.B. Федяева, O.A. Боровик // Биология: от молекулы до биосферы: материалы междунар. конф. молодых ученых. - Харьков, 2009. - С. 215-216.

4. Низкая положительная температура усиливает гибель клеток и конденсацию протопласта в суспензионной культуре озимой пшеницы / A.B. Федяева, О.И. Грабельных, Т.П. Побежимова, И.В. Любушкина, Н.С. Павловская, H.A. Королева, A.B. Степанов, O.A. Боровик // Биология: от молекулы до биосферы: материалы междунар. конф. молодых ученых. - Харьков, 2009. - С. 227-228.

5. Низкая положительная температура как фактор для формирования механизмов адаптации и активации программируемой клеточной гибели в суспензионной культуре клеток озимой пшеницы / И.В. Любушкина, О.И. Грабельных, Т.П. Побежимова, Н.С. Павловская, H.A. Королева, A.B. Степанов,

B.К. Войников // Растение и стресс: Всероссийский симпозиум. - М.: Изд-во Московской Федерации профсоюзов, 2010. - С.224-225.

6. Развитие программируемой клеточной гибели в суспензионной культуре клеток озимой пшеницы Triticum aestivum (L.) при действии низкой положительной и отрицательной температур / И.В. Любушкина, О.И. Грабельных, Т.П. Побежимова, Н.С. Павловская, И.В. Федосеева, A.B. Степанов, A.C. Федяева, H.A. Королева, В.К. Войников. // Известия Иркутского государственного университета. Серия «Биология. Экология». - 2010. - Т.З. - №8. -

C.10-18.

7. Возможность активации программируемой клеточной гибели низкой положительной и отрицательной температурами в суспензионной культуре клеток озимой пшеницы / И.В. Любушкина, О.И. Грабельных, Т.П. Побежимова, Н.С. Павловская, A.B. Степанов, H.A. Королева, В.К. Войников // Физиология растений - фундаментальная основа экологии и инновационных биотехнологий: материалы докладов VII Съезда Общества физиологов России (в 2-х частях). - Нижний Новгород: Изд-во Нижегородского государственного ун-та им. Н.И. Лобачевского, 2011. -4.2. - С.438-439.

8. Антиоксидантная функция альтернативной оксидазы в митохондриях озимой пшеницы при холодовом закаливании / О.И. Грабельных, Т.П. Побежимова, Н.С. Павловская, H.A. Королева, O.A. Боровик, И.В. Любушкина, Войников В.К. // Биологические мембраны. - 2011. - Т.28. - №4. -С.274-283.

9. The programmed cell death in winter wheat suspension culture at low temperatures / I.V. Lyubushkina, O.I. Grabelnych, T.P. Pobezhimova, A.V. Stepanov, N.A. Koroleva, V.K. Voinikov. // Annual Wheat Newsletter. - 2011. - V.57. - P.265-268.

10. The antioxidant function of alternative oxidase and uncoupling proteins in winter wheat mitochondria under cold hardening / O.I. Grabelnych, T.P. Pobezhimova, N.A. Koroleva, N.S. Pavlovskaya, I.V. Lyubushkina, V.K. Voinikov. // Annual Wheat Newsletter. - 2011. - V.57. - P.268-271.

Подписано в печать 16.11.2011. Бумага офисная белая. Печать RISO. Тираж 100 экз. Заказ №202400.

Отпечатано в ООО «Оперативная типография Вектор» 664025, г.Иркутск, ул. Степана Разина д.6, офис 106, т.: (3952)33-63-26, 25-80-09 e-mail: dc@siline.ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Любушкина, Ирина Викторовна

ОГЛАВЛЕНИЕ.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Программируемая клеточная гибель: особенности реализации процесса у растений и его физиологическая роль.

1.1.1. История изучения процесса клеточной гибели.

1.1.2. Возможные пути реализации клеточной гибели: апоптоз, автофагия и некроз.

1.1.3. ПКГ у растений и животных. Сходства и различия.

1.1.3.1. Структурно-морфологические (цитологические) изменения клеток при ПКГ

1.1.3.2. Молекулярно-биологические и биохимические особенности ПКГ у растений и животных.

1.1.3.2.1. Сигнальные молекулы, участвующие в активации ПКГ.

1.1.3.2.2. Ферменты, осуществляющие реализацию программы ПКГ.

1.1.3.2.3. Пути реализации ПКГ в животной и растительной клетках.

1.1.3.2.4. Регуляция процесса ПКГ у животных и растений.

1.2. Влияние низких температур на физиолого-биохимические процессы у растений.

1.2.1. Повреждения растительных клеток, вызванные понижением температуры внешней среды.

1.2.2. Механизмы защиты от повреждений, вызванных низкими температурами.

1.2.2.1. Изменения состава и свойств клеточных мембран при снижении температуры.

1.2.2.2. Изменение белкового синтеза под действием низких температур: синтез стрессовых белков.

1.2.2.3. Накопление низкомолекулярных криопротекторов.

1.2.2.4. Дыхательный метаболизм при низких температурах.

1.2.3. Низкие температуры как возможные факторы активации и развития ПКГ.

1.3. Выводы из обзора литературы.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Объект исследования.

2.2. Температурная обработка.

2.3. Микроскопические методы (световая и флюоресцентная микроскопия).

2.3.1. Определение выживаемости клеток.

3.3.2. Определение содержания АФК в клетках.

2.3.3. Определение электрохимического потенциала на внутренней митохондриальной мембране.

2.4. Изучение прироста биомассы.

2.5. Определение дыхательной активности.

2.6. Выделение белка.

2.6.1. Выделение суммарного белка.

2.6.2. Получение цитоплазматической и митохондриальной белковых фракций.

2.7. Проведение электрофореза в ПААГе с ДДС-Ыа.

2.8. Окраска и обесцвечивание гелей.

2.9. Вестерн-блоттинг.

2.10. Анализ жирнокислотного состава общих липидов: экстракция и метилирование жирных кислот.

2.11. Выделение ДНК.

2.12. Статистическая обработка данных.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ.

3.1. Изучение влияния низких положительных температур на формирование механизмов низкотемпературной адаптации в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы.

3.1.1. Влияние предварительной обработки никими положительными температурами на устойчивость проростков и клеток суспензионной культуры озимой пшеницы к последующему действию отрицательной температуры.

3.1.2. Изучение формирования механизмов низкотемпературной адаптации в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы при действии низких положительных температур.

3.1.2.1. Изменение жирнокислотного состава клеток суспензионной культуры озимой пшеницы, подвергнутых длительному воздействию низких положительных температур.

3.1.2.2. Влияние низких положительных температур на синтез дегидринов в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы.

3.1.2.3. Изучение интенсивности дыхания и вклада альтернативного цианидрезистентного пути у клеток суспензионной культуры озимой пшеницы в условиях низкотемпературной обработки.

3.1.2.4. Изменение содержания АФК в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы в контрольных условиях и после воздействия низких положительных температур.

3.2. Влияние отрицательных температур на показатели жизнеспособности клеток суспензионных культур озимой пшеницы и сахарного тростника.

3.2.1. Выбор отрицательной температуры для активации процесса гибели в суспензионной культуре клеток сахарного тростника.

3.2.2. Изменение скорости прироста биомассы суспензионных культур растений под влиянием отрицательной температуры.

3.2.2.1. Влияние отрицательной температуры на прирост биомассы суспензионной культуры озимой пшеницы.

3.2.2.2. Влияние отрицательной температуры на прирост биомассы суспензионной культуры клеток сахарного тростника.

3.2.3. Влияние отрицательной температуры на динамику гибели и процесс конденсации протопласта клеток в суспензионных культурах растений.

3.2.3.1. Изучение влияния отрицательной температуры на гибель клеток и конденсацию протопласта в контрольной и предварительно обработанных при низких положительных температурах культурах клеток озимой пшеницы.

3.2.3.2. Влияние отрицательной температуры на динамику гибели клеток суспензионной культуры сахарного тростника.

3.2.4. Влияние отрицательной температуры на интенсивность дыхания и вклад альтернативного цианидрезистентного пути у клеток суспензионных культур растений.

3.2.4.1. Изменения интенсивности дыхания и вклада альтернативного цианидрезистентного пути у клеток контрольной и закаленных суспензионных культур озимой пшеницы, вызываемые, действием отрицательной температуры.

3.3.4.2. Влияние отрицательной температуры на интенсивность дыхания и вклад альтернативного цианидрезистентного пути у клеток суспензионной культуры сахарного тростника.

3.2.5. Изменения содержания АФК в клетках суспензионных культур растений, вызываемые действием отрицательной температуры.

3.2.5.1. Влияние отрицательной температуры на уровень АФК в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы.

3.2.5.2. Влияние отрицательной температуры на уровень АФК в клетках суспензионной культуры сахарного тростника.

3.2.6. Изменение электрохимического потенциала на внутренней митохондриальной мембране в клетках суспензионных культур растений под действием отрицательной температуры.

3.2.6.1. Влияние отрицательной температуры на изменение электрохимического потенциала на внутренней митохондриальной мембране в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы.

3.2.6.1. Изменение электрохимического потенциала на внутренней митохондриальной мембране в клетках суспензионной культуры сахарного тростника под воздействием отрицательной температуры.

3.2.7. Изучение выхода цитохрома с из митохондрий в цитоплазму и деградации ДНК в клетках суспензионной культуры озимой пшеницы под действием отрицательной температуры.

4. ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. Формирование механизмов низкотемпературной адаптации в суспензионной культуре клеток озимой пшеницы.

4.2. Отрицательная температура вызывает гибель клеток с признаками ПКГ в суспензионных культурах озимой пшеницы и сахарного тростника.

4.3. Особенности развития ПКГ у растений при действии низких температур.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Активация программируемой клеточной гибели в суспензионных культурах клеток растений в условиях пониженных температур"

Программируемая клеточная гибель (ПКГ) является одним из важнейших процессов, необходимых для нормальной жизнедеятельности любого живого организма. Наиболее интенсивно и всесторонне ПКГ изучается у животных, однако в последние годы возрос интерес к особенностям данного процесса у растений.

ПКГ представляет собой последовательность событий, которые приводят к контролируемой и организованной деструкции клетки (Reape et al., 2008). У растений ПКГ является ключевым процессом для реализации программы развития, начиная от эмбриогенеза, дифференцировки клеток и тканей и заканчивая старением организма. Кроме того, этот процесс также вовлечен в ответные реакции растения на абиотические и биотические стрессовые воздействия (Ванюшин, 2001; Jones, 2001). Известно, что ПКГ у растений может сопровождаться такими структурно-морфологическими и биохимическими изменениями как конденсация хроматина с последующим распадом ядра и межнуклеосомной фрагментацией ядерной ДНК, уплотнение и вакуолизация цитоплазмы, уменьшение клетки в объеме и отставание протопласта от клеточной стенки, переход фосфатидилсерина из внутреннего монослоя цитоплазматической мембраны в наружный, выход цитохрома с из митохондрий в цитоплазму, активация эндонуклеаз и каспазо-подобных белков, образование АФК, сохранение целостности цитоплазматической мембраны до поздних стадий процесса, а также зависимость процесса от уровня АТФ в клетке (Bras et al., 2005; Reape et al., 2008).

Запуск ПКГ в растениях зависит от физиологического состояния растения, а также может вызываться различными факторами внешней среды промежуточной интенсивности. Большое число работ посвящено изучению развития ПКГ в ответ на внедрение патогенов (Heath, 1997), в условиях окислительного стресса (Gao et al., 2008), засоления (Lin et al., 2005) и теплового шока (Reape et al., 2008). Имеющиеся в литературе данные по индукции и развитию ПКГ в растительных клетках при холодовом 6 воздействии немногочисленны (Коика1оуа е1 а1., 1997; е1 а1., 2002).

Однако в ряде работ, посвященных изучению структурно-морфологических и функциональных изменений, происходящих в растительных клетках в условиях низкотемпературного стресса, имеются косвенные доказательства развития ПКГ: сокращение клетки в объеме и конденсация протопласта (Салчева и Самыгин, 1963; Александров и Шухтина, 1964; Кислюк, 1964), конденсация ядра (Агаев, 1964; Уип е1 а1., 1996) и деградация хлоропластов (Александров и Савченко, 1950; Агаев, 1964; Кислюк, 1964; ЬЫкауа, 1996; Уип е1 а1., 1996; \Уи е1 а1., 1997). Но в данных работах отсутствует изучение биохимических маркеров активного типа гибели, что не позволяет с полной уверенностью отнести наблюдавшийся процесс гибели к ПКГ. В то же время, пониженные температуры являются важными факторами среды, ограничивающими распространение растений, поэтому изучение возможности индукции ПКГ в данных условиях имеет большое значение как для выявления механизмов активации данного процесса и поиска путей управления им, так и для определения способов повышения устойчивости хозяйственно-ценных культур к действию неблагоприятных низких температур.

В связи с этим целью настоящей работы явилось изучение развития клеточной гибели в суспензионных культурах клеток растений под действием отрицательной температуры и влияния предварительного низкотемпературного закаливания на этот процесс.

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

2) выявить механизмы, обеспечивающие повышение устойчивости клеток суспензионной культуры озимой пшеницы к действию отрицательной температуры (изменение жирнокислотного состава, дыхательной активности, 7 вклада цианидрезистентного пути в дыхание, содержания дегидринов и уровня АФК);

Заключение Диссертация по теме "Физиология и биохимия растений", Любушкина, Ирина Викторовна

выводы

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Любушкина, Ирина Викторовна, Иркутск

1. Александров В.Г. О состоянии зеленых пластид коры деревьев в зимний период (к проблеме индивидуальности пластид и омоложения растительной клетки) / В.Г. Александров, М.И. Савченко // Труды Ботанического института АН СССР. 1950. - Т.7. - С. 5-81.

2. Александрушкина H.H. Эндонуклеазы и их участие в апоптозе растений / H.H. Александрушкина, Б.Ф. Ванюшин // Физиология растений. -2009. Т.56. - С.323-339.

3. Аллагулова Ч.Р. Дегидрины растений: их структура и предполагаемые функции / Ч.Р. Аллагулова, Ф.Р. Гималов, Ф.М. Шакирова,

4. B.А. Вахитов // Биохимия. 2004. - Т.68. - С. 1157-1165.

5. Асахина Е. Процессы замерзания и повреждения растительных клеток / Е. Асахина // Холодостойкость растений / пер. с англ. Г.Н. Зверевой, М.М. Тюриной. Под ред. и предисл. Г.А. Самыгина. М.: Колос, 1983.1. C.23-36.

6. Боровский Г.Б. Ассоциация дегидринов с митохондриями озимой пшеницы при низкотемпературной адаптации / Г.Б. Боровский, И.В. Ступникова, А.И. Антипина, О.С. Анучина, В.К. Войников // Физиология растений. 2005. - Т.52. - С.194-198.

7. Ванюшин Б.Ф. Апоптоз у растений / Б.Ф. Ванюшин // Успехи биологической химии. -2001. -Т.41. С.3-38.

8. Верещагин А.Г. Липиды в жизни растений / А.Г. Верещагин. -М.: Наука, 2007.-78 с.

9. Войников В.К. Белок холодового шока 310 кД разобщает окислительное фосфорилирование в растительных митохондриях / В.К. Войников, О.И. Грабельных, A.B. Колесниченко, Т.П. Побежимова // Физиология растений. 2001. - Т.48. - С.89-94.

10. Волькенштейн М.В. Биофизика: Учеб. пособие / М.В. Волькенштейн. СПб.: Лань, 2008. - 608 с.

11. Генкель П.А. Холодостойкость растений и термические способы ее повышения / П.А. Генкель, С.В. Кушниренко. М.: Наука, 1966. - 223 с.

12. Герасименко Н.И. Сезонные изменения в содержании липидов, жирных кислот и пигментов бурой водоросли Costaria costata / Н.И. Герасименко, Н.Г. Бусарова, О.П. Моисеенко // Физиология растений. 2010. - Т.57. - С.217-223.

13. Гланц С. Медико-биологическая статистика / С. Гланц. М.: Практика, 1998.-459 с.

14. Гулевский А.К. Антифризные белки. Сообщение I. Классификация и механизм действия / А.К. Гулевский, Л.И. Релина // Проблемы криобиологии. 2009. - Т. 19. - С. 18-23.

15. Дорофеев Н.В. Озимая пшеницы в Иркутской области / Н.В. Дорофеев, A.A. Пешкова, В.К. Войников. Иркутск: Арт-Пресс, 2003. - 175 с.

16. Дроздов С.Н. Эколого-физиологические аспекты устойчивости растений к заморозкам / С.Н. Дроздов, З.Ф. Сычева, Н.П. Будыкина, В.К. Курец. Л.: Наука, 1977. - 228 с.

17. Зауралов O.A. Последействие пониженных температур на дыхание теплолюбивых растений / O.A. Зауралов, A.C. Лукаткин // Физиология растений. 1997. - Т.44. - С.736-741.

18. Иошида С. Распад фосфолипидов при замерзании растительных клеток // Холодостойкость растений / пер. с англ. Г.Н. Зверевой, М.М. Тюриной. Под ред. и предисл. Г.А. Самыгина. М.: Колос, 1983. - С.97-111.

19. Кейтс М. Техника липидологии. Выделение, анализ и идентификация липидов / М. Кейтс. М.: Мир, 1975. - 233 с.

20. Климов C.B. Повышенное отношение фотосинтез/дыхание при низких температурах важное условие холодового закаливания озимой пшеницы / C.B. Климов // Физиология растений. - 1998. - Т.45. - С.419-424.

21. Колесниченко A.B. Содержание стрессового белка 310 кДа в проростках озимой пшеницы при гипотермии и водном стрессе / A.B.Колесниченко, В.К. Войников, Г.Б. Боровский // Физиол. и биох. культ, растений. 1999. - Т.31. - С.145-149.

22. Колесниченко A.B. Белки низкотемпературного стресса / A.B. Колесниченко, В.К. Войников. Иркутск: Арт-Пресс, 2003. - 196 с.

23. Колотова Т.Ю. Влияние процесса транскрипции на образование двойных разрывов при высокомолекулярной фрагментации ДНК / Т.Ю. Колотова // Анналы Мечниковского Института. 2005. - Т.1. - С.75-83.

24. Комарова Э.Н. Изменение лектиновой активности клеточных стенок этиолированных проростков озимой пшеницы в процессе закаливания к морозу / Э.Н. Комарова, Э.И. Выскребенцева, Т.И. Трунова // Докл. РАН. -1993. Т.329. - С.680-682.

25. Комарова Э.Н. Изменение лектиновой активности некоторых субклеточных фракций меристемы узла кущения озимой пшеницы в первые сутки холодовой адаптации / Э.Н. Комарова, Э.И. Выскребенцева, Т.И. Трунова // Докл. РАН. 2000. - Т.373. - С.289-290.

26. Кунах В.А. Изменчивость растительного генома в процессе дифференцировки и каллусообразования in vitro / В.А. Кунах // Физиология растений. 1999. - Т.46. - С.919-930.

27. Курец В.К. Действие и последействие температуры на дыхание интактных растений / В.К. Курец, С.Н. Дроздов, Э.Г. Попов // Физиология растений. 2003. - Т.50. - С.349-353.

28. Куцый М.П. Участие протеаз в апоптозе / М.П. Куцый, Е.А. Кузнецова, А.И. Газиев // Биохимия. 1999. - Т.64. - С.149-163.

29. Левитт Дж. Повреждения и выживание после замораживания и связь с другими повреждающими воздействиями / Дж. Левит // Холодостойкость растений / отв. ред. Г.А. Самыгин. М.: Колос, 1983. -С. 10-22.

30. Лозина-Лозинский Л.К. Очерки по криобиологии / Л.К. Лозина-Лозинский. Ленингр.: Наука, 1972. - 288 с.

31. Лукаткин A.C. Холодовое повреждение теплолюбивых растений и окислительный стресс / A.C. Лукаткин. Саранск: Изд-во Мордовского университета, 2002. - 208 с.

32. Мирославов Е.А. Апоптозо-подобная деградация пыльцевых зерен у Scilla sibirica связана с отсутствием пониженных температур при их развитии / Е.А. Мирославов, Е.М. Бармичева // Физиология растений. 2009. - Т.56. - С.942-947.

33. Новицкая Г.В. Липидный состав листьев в связи с холодостойкостью растений томатов / Г.В. Новицкая, Т.А. Суворова, Т.И. Трунова // Физиология растений. 2000. - Т.47. - С.829-835.

34. Носов A.M. Культура клеток высших растений уникальная система, модель, инструмент / A.M. Носов // Физиология растений. - 1999. -Т.46. - С.837-844.

35. Павлова E.J1. Роль салициловой кислоты в регуляции стрессовых ответов в культуре клеток Arabidopsis thaliana: автореф. дис. канд. биол. наук: 03.01.05 / E.JI. Павлова. Иркутск, 2010. - 22 с.

36. Побежимова Т.П. Методы изучения митохондрий растений. Полярография и электрофорез / Т.П. Побежимова, A.B. Колесниченко, О.И. Грабельных. М.: ООО «КОЖ Промэкспобезопасность», 2004. - 98 с.

37. Полесская О.Г. Растительная клетка и активные формы кислорода: Учеб. пособие / О.Г. Полесская. М.: КДУ, 2007. - 140 с.

38. Рахматуллина Д.Ф. Влияние индуктора апоптоза дексаметазона- на энергетический обмен и ультраструктуру растительных клеток / Д.Ф. Рахматуллина, JI.4. Гордон, A.A. Пономарева, Т.И. Огородникова // Цитология. 2009. - Т.51. - С.539-545.

39. Салчева Г. Микроскопические наблюдения над замерзанием тканей озимой пшеницы / Г. Салчева, Г.А. Самыгин // Физиология растений.- 1963. Т.10. - С.65-72.

40. Семихатова O.A. Физиология дыхания растений: учеб. пособие / O.A. Семихатова, Т.В. Чиркова. СПб.: Изд-во С.-Петерб. ун-та, 2001. - 224 с.

41. Сердюк И. Методы в молекулярной биофизике: структура, функция, динамика: учеб. пособие: в 2 т. Т.1 / И. Сердюк, Н. Заккаи, Дж. Заккаи // М.: КДУ, 2009. 568 с.

42. Степанов A.B. Роль белков теплового шока в регуляции программированной клеточной гибели у растений и дрожжей: автореф. дис. канд. биол. наук: 03.00.12 / A.B. Степанов. Иркутск, 2009. - 22 с.

43. Сущик H.H. Влияние температуры на состав внутри- и внеклеточных жирных кислот зеленых водорослей и цианобактерий / H.H.

44. Сущик, Г.С. Калачева, Н.О. Жила, М.И. Гладышев, Т.Г. Волова // Физиология растений. 2003. - Т.50. - С.420-427.

45. Тимофеева O.A. Лектины как активные компоненты адаптивных реакций озимой пшеницы к неблагоприятным условиям среды: дис. . док. биол. наук 03.00.12 / O.A. Тимофеева. Уфа, 2009. - 287 с.

46. Трунова Т.И. Растение и низкотемпературный стресс / Т.И. Трунова. М.: Наука, 2007. - 54 с.

47. Трушанов A.A. Изготовление в лабораторных условиях закрытого полярографического электрода Кларка: Руководство по изучению биологического окисления полярографическим методом / Отв. ред. Г.М. Франк. М.: Наука, 1973. - С.73-79.

48. Туманов И.И. Закаливание северных древесных растений отрицательными температурами / И.И. Туманов, O.A. Красавцев // Физиология растений. 1959. - Т.6. - С.654-667.

49. Туманов И.И. Физиология закаливания и морозостойкости растений / И.И. Туманов. М.: Наука, 1979. - 350 с.

50. Финкелыитейн А. И. Физика белка / А. И. Финкельштейн, О. Б. Птицын // М.: КДУ, 2005. 456 с.

51. Ярилин A.A. Апоптоз. Природа феномена и его роль в целостном организме / A.A. Ярилин // Пат. физиология. 1998. - №2. - С.38-48.

52. Affenzeller M.J. Salt-stressed induced cell death in the unicellular green alga Micrasterias denticulata / M.J. Affenzeller, A. Darehshouri, A. Andosch, C. Lütz, U. Lütz-Meindl // J. Exp. Bot. 2009. - V.60. - P.939-954.

53. Aken O.V. Alternative oxidase: a target and regulator of stress responses / O.V. Aken, E. Giraud, R. Clifton, J. Whelan / Physiol. Plant. 2009. -V.137. -P.354-361.

54. Alano C.C. Poly(ADP-ribose)polymerase-1-mediated cell death in astrocytes requires NAD+ depletion and mitochondrial permeability transition / C.C. Alano, W. Ying, R.A. Swanson // J. Biol. Chem. 2004. - V.279. - P. 1889518902.

55. Alcázar R. Polyamines: molecules with regulatory functions in plant abiotic stress tolerance / R. Alcázar, T. Altabella, F. Marco, C. Bortolotti, M. Reymond, C. Koncz, P. Carrasco, A.F. Tiburcio // Planta. 2010. - V.231. -P.1237-1249.

56. Alcázar R. Integration of polyamines in the cold acclimation response / R.Alcázar, J.C. Cuevas, J. Planas, X. Zarza, C. Bortolotti, P. Carrasco, J. Salinas, A.F. Tiburcio, T. Altabella // Plant Sci. 2011. - V.180. - P.31-38.

57. Amor Y. Anoxia pretreatment protects soybean cells against H202-induced cell death: possible involvement of peroxidases and of alternative oxidase / Y. Amor, M. Chevion, A. Levine // FEBS Lett. 2000. - V.477. - P. 175-180.

58. Andronis E.A. Short-term salinity stress in tobacco plants leads to the onset of animal-like PCD hallmarks in planta in contrast to long-term stress / E.A. Andronis, K.A. Roubelakis-Angelakis 11 Planta. 2010. - V.231. - P.437-448.

59. Asparagaus S. Occurrence and characteristics of the mitochondrial permeability transition in plants / S. Asparagaus, A. Rawyler, R. Braendle // J. Biol. Chem. 2002. - V.277. - P. 1780-1787.

60. Atici O. Antifreeze proteins in higher plants / O. Atici, B. Nalbantoglu // Phytochemistry. 2003. - V.64. - P. 1187-1196.

61. Azeez A. Enchanced expression of serine proteases during floral senescence in Gladiolus / A. Azeez, A.P. Sane, D. Bhatnagar, P. Nath // Phytochem. 2007. - V.68. - P.1352-1357.

62. Baker C.J. An improved method for monitoring cell death in cell suspension and leaf disk assay using evans blue / C.J. Baker, N.M. Mock // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 1994. - V.39. - P.7-12.

63. Baliga B. Apaf-1/cytochrome c apoptosome: an essential initiator of caspase activation or just a sideshow? / B. Baliga, S. Kumar // Cell Death Differ. -2003. V.10. -P.16-18.

64. Balk J. Translocation of cytochrome c from the mitochondria to the cytosol occurs during heat-induced programmed cell death in cucumber plants / J. Balk, C.J. Leaver, P.F. McCabe //FEBS Lett. 1999. - V.463. - P. 151-154.

65. Balk J. The intermembrane space of plant mitochondria contains a DNase activity that may be involved in programmed cell death / J. Balk, S.K. Chew, C.J. Leaver, P.F. McCabe // Plant J. 2003. - V.34. - P.573-583.

66. Ball M.C. Space and time dependence of temperature and freezing in evergreen leaves / M.C. Ball, J. Wolfe, M. Canny, M. Hofmann, A.B. Nicotra, D. Hughes // Funct. Plant. 2002. - V.29. - P. 1259-1272.

67. Battelli R. Changes in ultrastructure, protease and caspase-like activities during flower senescence in Lilium longiflorum / R. Battelli, L. Lombardi, H.J. Rogers, P. Picciarelli, R. Lorenzi, N. Ceccarelli // Plant Sci. -2011. V. 180. - P.716-725.

68. Beck E.H. Specific and unspecific responses of plants to cold and drought stress / E.H. Beck, S. Fettig, C. Knake, K. Hartig, T. Bhattarai // J. Biosci. -2007.-V.32.-P.501-510.

69. Behal R.H. NAD+-dependent isocitrate dehydrogenase from Arabidopsis thaliana. Characterization of two closely related subunits / R.H. Behal, D.J. Oliver // Plant Mol. Biol. 1998. - V.36. - P.691-698.

70. Belenghi B. Caspase-like activity in the seedlings of Pisum sativum eliminates weaker shoots during early vegetative development by induction of cell death / B. Belenghi, M. Salomon, A. Levine // J. Exp. Bot. 2004. - V.55. -P.889-897.

71. Bligh E.G. A rapid method of total lipid extraction and purification /

72. E.G. Bligh, W.J. Dyer // Canad. J. Biochem. Physiol. 1959. - V.37. - P.911-919.

73. Bonneau L. What happened to plant caspases? / L. Bonneau, Y. Ge, G.E. Drury, P. Gallois // J. Exp. Bot. 2008. - V.59. - P.491-499.

74. Boren M. Developmental regulation of a VEIDase caspase-like proteolytic activity in barley caryopsis / M. Boren, A.S. Hoglund, P. Bozhkov, C. Jansson // J. Exp. Bot. 2006. - V.57. - P.3747-3753.

75. Boresky J. The plant energy-dissipating mitochondrial systems: depicting the genomic structure and the expression profiles of the gene families of uncoupling protein and alternative oxidase in monocots and dicots / J.Borecky,

76. F.T.S. Nogueira, K.A.P. de Oliveira, I.G. Maia, A.E. Vercesi, P. Arruda // J. Exp. Bot. 2006. - V.57. - P.849-864.

77. Bosch M. Temporal and spatial activation of caspase-like enzymes induced by self-incompartiblity in Papaver pollen / M. Bosch, V.E. Franklin-Tong // Proceedlings Nat. Acad. Sci. USA. 2007. - V. 102. - P.14463-14468.

78. Bras M. Programmed cell death via mitochondria: different modes of dying / M. Bras, B. Queenan, S.A. Susin // Biochem. 2005. - V.70. - P.231-239.

79. Brown P.H. Barley aleurone layers secrete a nuclease in response to gibberellic acid / P.H. Brown, T.D. Ho // Plant Physiol. 1986. - V.82. - P.801-806.

80. Bush D.S. Gibberellic acid stimulate Ca accumulation in barley aleurone endoplasmic reticulum: calcium transport and steady state levels /D.S. Bush, A.K. Biswas, R.L. Jones // Planta. 1989. - V. 178. - P.411-420.

81. Butt A.J. Dimerization and autoprocessing of the Nedd2 (caspase-2) precursor requires both the prodomain and the carboxyl-terminal regions / A.J. Butt, N.L. Harvey, G. Parasivam, S. Kumar // J. Biol. Chem. 1998. - V.273. -P.6763-6768.

82. Cacas J.-L. Devil inside: does plant programmed cell death involve the endomembrane system? / J.-L. Cacas // Plant Cell and Environ. 2010. - V.33 - P.1453-1473.

83. Chaikam V. Comparison of structure, function and regulation of plant cold shock domain proteins to bacterial and animal cold shock domain proteins / V. Chaikam, D.T. Karlson // BMB Reports. 2009. - V43. - P. 1-8.

84. Charron J.B.F. Identification, expression, and evolutionary analyses of plant lipocalins / J.B.F. Charron, F. Ouellet, M. Pelletier, J. Danyluk, C. Chauve, F. Sarhan // Plant Physiol. 2005. - V.139. - P.2017-2028.

85. Chautan M. Interdigital dell death can occur through a necrotic and caspase-independent pathway / M. Chautan, G. Chazal, F. Cecconi, P. Gruss, P. Golstein // Curr. Biol. 1999. - V.9. - P.967-970.

86. Chen J.M. Identification of the active site of legumain links it to caspases, clostripain and gingipains in a new clan of cysteine endopeptidases / J.M. Chen, N.D. Rawlings, R.A. Stevens, A.J. Barrett // FEBS Lett. 1998. - V.441. -P.361-365.

87. Christie W.W. Preparation of ester derivatives of fatty acids for chromatographic analysis / W.W. Christie // Advances in lipid methodology Two / Ed. Christie, W.W. Dundee. - Oily Press, 1993. - P.69-111.

88. Clarke P.G. Developmental cell death: morphological diversity and multiple mechanisms / P.G. Clarke // Anat. Embryol. 1990. - V. 181. - P. 195213.

89. Clarke P.G. Historic apoptosis / P.G. Clarke, S. Clarke // Nature. -1995.-V.378.-P.230.

90. Close T.J. A view of plant dehydrins using antibodies specific to the carboxy terminal peptide / T.J. Close, R.D. Fenton, F. Moonan // Plant Mol. Biol. -1993. V.23. - P.279-286.

91. Coffen W.S. Purification and characterization of serine proteases that exhibit caspase-like activity and are associated with programmed cell death in Avena sativa / W.S. Coffen, T.J. Wolpert // Plant Cell. 2004. - V.16. - P.857-873.

92. Cook D. A prominent role for the CBF cold response pathway in configuring the low-temperature metabolome of Arabidopsis / D. Cook, S. Fowler, O. Fiehn, M.F. Thomashow // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. - V.101. -P.15243-15248.

93. Curtis M.J. The oat mitochondrial permeability transition and its implication in victorin binding and induced cell death / M.J. Curtis, T.J. Wolpert // Plant J. 2002. - V.29. - P.295-312.

94. Danon A. UV-C radiation induces apoptotic like changes in Arabidopsos thaliana / A. Danon, P. Gallois // FEBS Lett. 1998. - V.437. -P.131-136.

95. Danon A. Plant programmed cell death: a common way to die / A. Danon, V. Delorme, N. Mailhac, P. Gallois // Plant Physiol. Biochem. 2000. -V.38. - P.647-655.

96. Diamond M. The mitochondrion and plant programmed cell death / M. Diamond, P.F. McCabe // Plant mitochondria / Ed. by D.C. Logan. Oxword: Blackwell Publishing, 2007. - P.308-334.

97. Dionne J. Amino acids and protein changes during cold acclimation of green-type annual bluegrass (Poa annua L.) ecotypes / J. Dionne, Y. Castonguay, P. Nadeau, Y. Desjardins / Crop Sci. 2001. - V.41. - P. 1862-1870.

98. Domínguez F. A gibberellin-induced nuclease is localized in the nucleus of wheat aleurone cells undergoing programmed cell death / F. Domínguez, J. Moreno, F.J. Cejudo // J. Biol. Chem. 2004. - V.279. - P. 1153011536.

99. Dong Y.H. Expression of a cDNA from apple encoding a homologue of DAD1, an inhibitor of programmed cell death / Y.H. Dong, X.C. Zhan, A. Kvarnheden, R.G. Atkinson, B.A. Morris, R.C. Gardner // J. Plant Physiol. 1998.- V.139. P. 165-174.

100. Donnini S. Oxidative stress responses and root lignification induced by Fe deficiency conditions in pear and quince genotypes / S. Donnini, M. Dell'orto, G. Zocchi // Tree Physiol. 2011. - V.31. - P. 102 -113.

101. Doukhanina E.V. Identification and functional characterization of the

102. BAG protein family in Arabidopsis thaliana / E.V. Doukhanina, S. Chen, E. van149der Zalm, A. Godzik, J. Reed, M.B. Dickman // J. Biol. Chem. 2006. - V.281. -P. 18793-18801.

103. Duval I. Thaxtomin A induces programmed cell death in Arabidopsis thaliana suspension-cultured cells / I.Duval, V. Brochu, M. Simard, C. Beaulieu, N. Beaudoin // Planta. 2005. - V.222. - P.820-831.

104. Elbaz M. Constitutive caspase-like machinery executes programmed cell death in plant cells / M. Elbaz, A. Avni, M. Weil // Cell Death Differ. 2002.- V.9. P.726-733.

105. Faris J.A. Cold chlorosis of sugar cane / J.A. Faris // Phytopath. -1926. V.16. -P.885-891.

106. Fath A. Programmed cell death in cereal aleurone / A. Fath, P. Bethke, J. Lonsdale, R. Meza-Romero, R. Jones // Plant Mol. Biol. 2000. - V.44. -P.255-266.

107. Fukuda H. Tracheary element differentiation / H. Fukuda // Plant Cell.- 1997.-V.9.-P.1147-1156.

108. Fukuda H. Programmed cell death of tracheary elements as a paradigm in plants / H. Fukuda // Plant Mol. Biol. 2000. - V.44. - P.245-253.

109. Galina A. Different properties of the mitochondrial and cytosolic hexokinases in maize roots / A. Galina, M. Reis, M.C. Albuquereque, A.G. Puyuo, L. de Meis//Biochem J. 1995. - V.l. - P. 105-112.

110. Gallois P. An Arabidopsis thaliana cDNA complementing a hamster apoptosis suppressor mutant / P. Gallois, T. Makishima, V. Hecht, B. Despres, M. Laudie, T. Nishimoto, R. Cooke // Plant J. 1997. - V.l 1. - P. 1325-1331.

111. Gao C. Sorting out the role of reactive oxygen species during plant programmed cell death induced by ultraviolet-C overexposure / C. Gao, L. Zhang, F. Wen, D. Xing // Plant Signaling & Behavior. 2008. - V.3. - P. 197-198.

112. Garrido C. Mechanisms of cytochrome c release from mitochondria / C. Garrido, L. Galluzzi, M. Brunet, P.E. Puig, C. Didelot, G. Kroemer // Cell Death Differ. 2006. - V.l3. - P. 1423-1433.

113. Guimaraes C.A. Programmed cell death. Apoptosis and alternative deathstyles / C.A. Guimaraes, R. Linden// Eur. J. Biochem. 2004. - V.271. -P.1638-1650.

114. Guy C. Molecular responses of plants to cold shock and cold acclimation / C. Guy // J. Mol. Microbiol. Biotechnol. 1999. - V.l. - P.231-242.

115. Hacker J. Inflorescences of alpine cushion plants freeze autonomously and may survive subzero temperatures by supercooling / J. Hacker, U. Ladinig, J. Wagner, G. Neuner // Plant Sci. 2011. - V.l80. - P. 149-156.

116. Hansen G. Evidence for Agrobacterium-induced apoptosis in maize cells / G. Hansen // Mol. Plant-Microb Inter. 2000. - V.l3. - P.649-657.

117. Hara M. Metal binding by Citrus dehydrin with histidine-rich domains / M. Hara, M. Fujinaga, T. Kuboi // J. Exp. Bot. 2005. - V.56. - P.2695-2703.

118. Hara M. The multifunctionality of dehydrins / M. Hara // Plant Sign. Behav. 2010. - V.5. - P.1-6.

119. Hatsugai N. A plant vacuolar protease, VPE, mediates virus-induced hypersensitive cell death / N. Hatsugai, M. Kuroyanagi, K. Yamada, T. Meshi, S. Tsuda, M. Kondo, M. Nishimura, I. Hara-Nishimura // Science. 2004. - V.305. -P.774-783.

120. He R. Metacaspase-8 modulates programmed cell death induced by UV and H202 in Arabidopsis / R. He, G.E. Drury, V.I. Rotary, A. Gordon, M. Wilier, F. Tabasum, E.J. Woltering, P. Gallois // J. Biol. Chem. 2007. - V.283. -P.774-783.

121. Heath M.C. Apoptosis, programmed cell death and the hypersensitive response / M.C. Heath // Eur. J Plant Pathol. 1997. - V.104. - P. 117-124.

122. Heidarvand L. What happens in plant molecular responses to cold stress? / L. Heidarvand, R. Maali-Amiri // Acta Physiol. Plant. 2010. - V.32. P.419-431.

123. Hewish D.R. Chromatin sub-structure. The digestion of chromatin DNA at regularly spaced sites by a nuclear deoxyribonuclease / D.R. Hewish and L.A. Burgoyne // Biochem. Biophys. Res. Comm. 1973. - V.52. - P.504-510.

124. Hoeberichts F.A. Changes in gene expression during programmed cell death in tomato cell suspensions / F.A. Hoeberichts, D. Orzaez, L.H.W. van der Plas, E.J. Woltering // Plant Mol. Biol. 2001. - V.45. - P.641-654.

125. Hoeberichts F.A. Cloning and analysis of a defender against apoptotic cell death (DAD1) homologue from tomato / F.A. Hoeberichts, E.J. Woltering // J. Plant Physiol. 2001. - V.158. - P.125-1258.

126. Hoeberichts F.A. Multiple mediators of plant programmed cell death: interplay of conserved cell death mechanisms and plant-specific regulators / F.A. Hoeberichts, E J. Woltering // BioEssays. 2002. - V.25. - P.47-57.

127. Hoffmann J.C. A new C-terminal cleavage product of procaspase-8, p30, defines an alternative pathway of procaspase-8 activation / J.C. Hoffmann, A. Pappa, P.H. Krammer, I.N. Lavrik // Mol. Cell. Biol. 2009. - V.29. - P.4431-4440.

128. Houot V. Hydrogene peroxide induces programmed cell death features in cultured tobacco BY-2 cells, in a dose-dependent manner / V. Houot, P. Etienne, A.-S. Petitot, S. Barbier, J.-P. Blein, L. Suty / J. Exp. Bot. 2001. - V.52. -P.1721-1730.

129. Hsieh M.-H. A class of soybean low molecular weight heat shock proteins: immunological study and quantitation / M.-H. Hsieh, J.-T. Chen, T.-L. Jinn, Y.-M. Chen, C.-Y. Lin // Plant Physiol. 1992. - V.99. - P. 1279-1284.

130. Huang W.P. Autophagy in yeast: a review of the molecular machinery / W.P. Huang, D.J. Klionsky // Cell Struc. Func. 2002. - V.27. - P.409-420.

131. Huettenbrenner S. The evolution of cell death programs as prerequisites of multicellularity / S. Huettenbrenner, S. Maier, C. Leisser, D. Polgar, S. Strasser, M. Grusch, G. Krupitza // Mutation Research. 2003. - V.543.- P.235-249.

132. Iba K. Acclimative response to temperature stress in higher plants: approaches of gene engineering to temperature tolerance / K. Iba // Annu. Rev. Plant Biol. 2002. - V.53. - P.225-245.

133. Iftime D. Stachyose in the cytosol does not influence freezing tolerance of transgenic Arabidopsis expressing stachyose synthase from adzuki bean / D. Iftime, M.A. Hannah, T. Peterbauer, A.G. Heyer // Plant Sci. 2011. — V.180. - P.24-30.

134. Ishikawa H.A. Ultrastructural features of chilling injury: injured cells and early events during chilling of suspension-cultured mung bean cells / H.A. Ishikawa // Amer. J. Bot. 1996. - V.83. - P.825-835.

135. Jabs T. Reactive oxygen intermediates as mediators of programmed cell death in plants and animals / T. Jabs // Biochem. Pharmacol. 1999. - V.57. -P.231-245.

136. Jones A. Does the plant mitochondrion integrate cellular stress and regulate programmed cell death? / A. Jones // Trends Plant Sci. 2000. - V.5. -P.225-230.

137. Jones A.M. Programmed cell death in development and defense / A.M. Jones // Plant Physiol. 2001. - V. 125. - P.94-97.

138. Karlson D. Conservation of the cold shock domain protein family in plants / D. Karlson, R. Imai // Plant Physiol. 2003. - V. 131. - P. 12-15.

139. Kaufmann S.H. Programmed cell death: alive and well in the new millennium / S.H. Kaufmann, M.O. Hengartner // Trends Cell Biol. 2001. -V.l 1. - P.526-534.

140. Kawai M. Evolutionally conserved plant homologue of the Bax inhibitor-1 (BI-1) gene capable of suppressing Bax-induced cell death in yeast / M. Kawai, L. Pan, J.C. Reed, H. Uchimiya // FEBS Lett. 1999. - V.464. - P. 143147.

141. Kawai-Yamada M. Dissection of Arabidopsis Bax inhibitor-1 suppressing Bax-, hydrogen peroxide-, and salicylic acid-induced cell death / M. Kawai-Yamada, Y. Ohori, H. Uchimiya // Plant Cell. 2004. - V.l6. - P.21-32.

142. Kawai-Yamada M. A novel Arabidopsis gene causes Bax-like lethality in Saccharomyces cerevisiae / M. Kawai-Yamada, Y. Saito, L. Jin // J. Biol. Chem. 2005. - V.280. - P. 39468-39473.

143. Kerr J.F. A histochemical study of hypertrophy and is chaemic injury of rat liver with special reference to changes in lysosomes / J.F.R. Kerr // J. Pathol. Bacteriol. 1965. - V.90. - P.419-435.

144. Kerr J.F. Apoptosis: a basic biological phenomenon with wideranging implications in tissue kinetics / J.F.R. Kerr, A.H. Wyllie, A.R. Currie // Br. J. Cancer. 1972. - V.6. - P.239-257.

145. Kim M. Mitochondria-associated hexokinases play a role in the control of programmed cell death in Nicotiana benthamiana / M. Kim, J.-H. Lim, C.S. Ahn, K. Park, G.T. Kim, W.T. Kim, H.-S. Pai // Plant Cell. 2006. - V.18. -P.2341-2355.

146. Kinoshita T. Homologues of a vacuolar processing enzyme that are expressed in deifferent organs in Arabidopsis thaliana / T. Kinoshita, M. Nishimura, I. Hara-Nishimura // Plant Mol. Biol. 1995. - V.29. - P.81-89.

147. Klotke J. Impact of soluble sugar concentrations on the acquisition of freezing tolerance in accessions of Arabidopsis thaliana with contrasting cold adaptation evidence for a role of raffinose in cold acclimation / J. Klotke, J.

148. Kopka, N. Gatzke, A.G. Heyer // Plant Cell Environ. 2004. - V.27. - P. 13951404.

149. Kocsy G. Genetic study of glutathione accumulation during cold hardening in wheat / G. Kocsy, G. Szalai, A. Vagujfalvi, L. Stehli, G. Orosz, G. Galiba // Planta. 2000. - V.210. - P.295-301.

150. Kosovâ K. The role of dehydrins in plant response to cold / K. Kosovâ, P. Vitâmvâs, I.T. Prâsil // Biologia Plantarum. 2007. - V.51. - P.601-617.

151. Kosovâ K. Role of dehydrines in plant stress response / K. Kosovâ, I.T. Prâsil, P. Vitâmvâs // Handbook of plant and crop stress / Ed. By M. Pessarakli. CRC Press, 2010. - P.239-285.

152. Kosovâ K. Expression of dehydrins in wheat and barley under different temperatures / K. Kosovâ, P. Vitâmvâs, I.T. Prâsil // Plant Sci. — 2011. — V.180. P.46-52.

153. Koukalovâ B. Chromatin fragmentation associated with apoptotic changes in tobacco cells exposed to cold stress / B. Koukalovâ, A. Kovarik, J. Fajkus, J. Siroky // FEBS Lett. 1997. - V.414. - P.289-292.

154. Kourthout H.A. The presence and cellular localization of caspase 3-like proteinases in plant cells / H.A. Korthout, G. Berecky,W. Bruin, B. van Duijn, M. Wang // FEBS Letters. 2000. - V.475. - P. 139-144.

155. Kovacs D. Chaperone activity of ERD10 and ERD14, two disordered stress-related plant proteins / D. Kovacs, E. Kalmar, Z. Torok, P. Tompa // Plant Physiol. 2008. - V.147. - P.381-390.

156. Kovâcs Z. Differential effects of cold acclimation and abscisic acid on free amino acid composition in wheat / Z. Kovâcs, L. Simon-Sarkadi, C. Sovany, K. Kirsch, G. Galiba, G. Kocsy // Plant Sci. 2010. - V.180. - P.61-68.

157. Kovtun Y. Functional analysis of oxidative stress-activated mitogen-activated protein kinase cascade in plants / Y. Kovtun, W.L. Chiu, G. Tena, J. Sheen // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. - V.97. - P.2940-2945.

158. Kratsch H.A. The ultrastructure of chilling stress / H.A. Kratsch, R.R. Wise // Plant Cell Environ. 2000. - V.23. - P.337-350.

159. Krishnamurthy K.V. The programme of cell death in plants and animals a comparison / K.V. Krishnamurthy, R. Krishnaraj, R. Chozhavendan, F.S. Christopher // Curr. Sci. - 2000. - V.79. - P.l 169-1181.

160. Kroemer G. The mitochondrial death / life regulator in apoptosis and necrosis / G. Kroemer, B. Dallaporta, M. Resche-Rigon // Annu. Rev. Physiol. -1998. V.60. - P.619-642.

161. Kuroyanagi M. VPE is essential for mycotoxyn-induced cell death in Arabidopsis thaliana / M. Kuroyanagi, K. Yamada, N. Hatsugay, M. Kondo, M. Nishimura, I. Hara-Nishimura // J. Biol. Chem. 2005. - V. 50. - P. 253-264.

162. Lacomme C. Bax-induced cell death in tobacco is similar to the hypersensitive response / C. Lacomme, S. Santa Cruz // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999.- V.96.-P.7956-7961.

163. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of head bacteriophage T4 / U.K. Laemmli // Nature. - 1970. - V.227. - P.680-685.

164. Levesque-Tremblay G. The chloroplastic lipocalin AtCHL prevents lipid peroxidation and protects Arabidopsis against oxidative stress / G. Levesque-Tremblay, M. Havaux, F.Ouellet // Plant J. 2009. - V.60. - P.691-702.

165. Li P. Cytochrome c and dATP-dependent formation of Apaf-l/caspase-9 complex initiate an apoptotic protease cascade / P. Li, D. Nijhawan, I. Budihardjo, S.M. Srinivasula, M. Ahmad, E.S. Alnemri, X. Wang // Cell. 1997. -V.91. - P.479-489.

166. Lin J. Salt stress-induced programmed cell death via Ca2+-mediated mitochondrial permeability transition in tobacco protoplasts / J. Lin, Y. Wang, G. Wang // Plant Growth Reg. 2005. - V.45. - P.243-250.

167. Liszkay A. Production of reactive oxygen intermediates (OJ, H2C>2, and OH) by maize roots and their role in wall loosening and elongation growth / A. Liszkay, E. van der Zalm, P. Schopfer // Plant Physiol. 2004. - V.136. -P.3114-3123.

168. Liu H. Endoplasmic reticulum stress-associated caspase 12 mediates cisplatin-induced LLC-PK1 cell apoptosis / H. Liu, R. Baliga // J. Am. Soc. Nephrol. 2005. - V.16. - P. 1985-1992.

169. Liu J.-H. Endoplasmic reticulum protein quality control and its relationship to environmental stress responses in plants / J.-H. Liu, S.H. Howell // Plant Cell. 2010. - V.22. - P.2930-2942.

170. Lockshin R.A. Programmed cell death. I. Cytology of degeneration in the intersegmental muscles of the pernyi silkmoth / R.A. Lockshin, C.M. Williams // J. Insect Phisiol. 1965. - V.l 1. - P. 123-133.

171. Logan D.C. Having a swell time mitochondrial morphology and plant cell death programmes / D.C. Logan // J. of Microscopy. - 2008. - V.231. -P.215-224.

172. Lopez-Otin C. Protease degradomics: a new challenge for proteomics / C. Lopez-Otin, C.M. Overall // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2002. - V.3. -P.509-519.

173. Lord C.E. Environmentally induced programmed cell death in leaf protoplasts of Aponogeton madagascariensis / C.E. Lord, A.H. Gunawardena // Planta. 2011. - V.233. - P.407-421.

174. Loreti E. A genome-wide analysis of the effects of sucrose on gene expression in Arabidopsis seedlings under anoxia / E. Loreti, A. Poggi, G. Novi, A. Alpi, P. Perata // Plant Physiol. 2005. - V.l37. - P. 1130-1138.

175. Lowry O.H. Protein measurement with folin phenol reagent / O.H. Lowry, N.J. Rosebrough, A.L. Farr, R.J. Randall // J. Biol. Chem. 1951. - V.193. - P.265-275.

176. Lyons J.M. Relationship between the physical nature of mitochondrial membranes and chilling sensitivity in plant / J.M. Lyons, T.A. Wheaton, H.K. Pratt // Plant Physiology. 1964. - V.39. - P.262-268.

177. Ma W. Nitric oxide modulates cadmium influx during cadmium-induced programmed cell death in tobacco BY-2 cells / W. Ma, W. Xu, H. Xu, Y. Chen, Z. He, M. Ma // Planta. 2010. - V.232. - P.325-335.

178. Ma Y. The mammalian endoplasmic reticulum as a sensor for cellular stress / Y. Ma, L.M. Hendershot // Cell Stress Chaperones. 2002. - V.7. - P.222-229.

179. Mach J. Loss of an exosome complex component potentiates R gene-independent cell death in barley / J. Mach // Plant Cell. 2009. - V.21. - P.2986.

180. Mahalingam R. Stress response, cell death and signalling: the many faces of reactive oxygen species / R. Mahalingam, N. Fedoroff // Physiol. Plant. -2003. V.l 19. - P.56-68.

181. Majno G. Apoptosis, oncosis and necrosis. An overview of cell death / G. Majno, I. Joris // Am. J. Pathol. 1995. - V.l46. - P.3-15.

182. Martin D.A. Membrane oligomerization and cleavage activates the caspase-8 (FLICE/MACH-1) death signal / D.A. Martin, R.M. Siegel, L. Zheng, M.J. Lenardo // J. Biol. Chem. 1998. - V.273. - P.4345-4349.

183. Maxwell D.P. The alternative oxidase lowers mitochondrial reactive oxygen production in plant cells / D.P. Maxwell, Y. Wang, L. Mcintosh // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. - V.96. - P.8271-8276.

184. McCabe P.F. A programmed cell death pathway activated in carrot cells cultured at low cell density / P.F. McCabe, A. Levine, P.J. Meijer, N.A. Tapon, R.I. Pennell // Plant J. 1997. - V. 12. - P.267-280.

185. Mea M.D. Programmed cell death: similarities and differences in animals and plants. A flower paradigm / M.D. Mea, D. Serafini-Fracassini , S.D. Duca // AminoAcids. 2007. - V.33 - P.395-404.

186. Miller L.J. Apoptosis / L.J. Miller, J. Marx // Science. 1998. -V.281. - P.1301.

187. Mitsuhara I. Animal cell-death suppressors Bcl-XL and Ced-9 inhibit cell death in tobacco plants / I. Mitsuhara, K.A. Malik, M. Miura, Y. Ohashi // Curr. Biol. 1999. - V.9. - P.775-778.

188. Mittler R. Characterization of nuclease activities and DNA fragmentation induced upon hypersensitive response cell death and mechanical stress / R. Mittler, E. Lam // Plant Mol. Biol. 1997. - V.34. - P.209-221.

189. Mittler R. Pathogen-induced programmed cell death in tobacco / R. Mittler, L. Simon, E. Lam//J. Cell Sci. 1997. - V.l 10. - P.1333-1344.

190. Mizuno M. Catalase and alternative oxidase cooperatively regulate programmed cell death induced by 3-glucan elicitor in potato suspension cultures / M. Mizuno, Y. Tada, K. Uchii, S. Kawakami, S. Mayama // Planta. 2005. -V.220. - P.849-853.

191. Mizuno N. Mitochondrial alternative pathway is associated with development of freezing tolerance in common wheat / N. Mizuno, A. Sugie, F. Kobayashil, S. Takumi // J. Plant Physiol. 2008. - V.165. - P.462-467.

192. Moriguchi T. Molecular cloning of a homologue of dad-1 gene in citrus: distinctive expression during fruit development / T. Moriguchi, A. Komatsu, M. Kita, K. Akimitsu, T. Endo-Inagaki, M. Omura // Biochim. Biophys. Acta. -2000. V.1490. - P.198-202.

193. Morizane Y. X-linked inhibitor of apoptosis functions as ubiquitin ligase toward mature caspase-9 and cytosolic Smac/DIABLO / Y. Morizane, R. Honda, K. Fukami, H. Yasuda // J. Biochem. 2005. - V.l37. - P. 125-132.

194. Moller I.M. A new dawn for plant mitochondrial NAD(P)H dehydrogenases / I.M. Meller // Trends Plant Sci. 2002. - V.7. - P.235-237.

195. Mubarakshina M.M. Production and diffusion of chloroplastic H202 and its implication to signalling / M.M. Mubarakshina, B.N. Ivanov, I. A. Nay do v, W. Hillier, M.R. Badger, A. Krieger-Liszkay // J. Exp. Bot. 2010. - V.61. -P.3577-3587.

196. Murashige T. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures / T. Murashige, F. Scoog // Physiol, plantarum. 1962. V.15. - P.473-497.

197. Murakami Y. Trienoic fatty acids and plant tolerance of high temperature / Y. Murakami, M. Tsuyama, Y. Kobayashi, H. Kodama, K. Iba // Science. 2000. - V.287. - P.476-479.

198. Miintz K. Leguimains and their function in plants / K. Muntz, A.D. Shutov // Trends. Plant Sci. 2002. - V.7. - P.340-344.

199. Nagl W. Ultrastructural and developmental aspects of autolysis in embrio suspensors / W. Nagl // Ber. Dtsch. Bot. Ges. 1976. - V.89. - P.301-311.

200. Nakaminami K. Arabidopsis cold shock domain proteins: relationships to floral and silique development / K. Nakaminami, K. Hill, S.E. Perry, N. Sentoku, J.A. Long, D.T. Karlson // J. Exp. Bot. 2009. - V.60. -P. 1047-1062.

201. Ni T. The ubiquitin ligase ability of IAPs regulates apoptosis / T. Ni, W. Li, F. Zou // IUBMB Life. 2005. - V.57. - P.779-785.

202. Oh H. Comparative study of the time dependency of cell death assays / H. Oh, R. Livingston, K.Smith, L. Abrishamian-Garcia // MURJ. 2004. - V.l 1. - P.53-62.

203. Ohlrogge J. Lipid biosynthesis / J. Ohlrogge, J. Browse // Plant Cell. -1995. V.7. - P.957-970.

204. Orzaez D. The plant homologue of the defender against apoptotic death gene is down-regulated during senescence of flower petals / D. Orzaez, A. Granell // FEBS Lett. 1997. - V.404. - P.275-278.

205. Pagter M. Deacclimation kinetics and carbohydrate changes in stem tissues of Hydrangea in response to an experimental warm spell / M. Pagter, J.-F. Hausman, R. Arora // Plant Sci. 2011. - V.180. - P.140-148.

206. Parish R.W. Death of a tapetum: a programme of developmental altruism / R.W. Parish, S.F. Li // Plant Sci. 2010. - V. 178. - P. 73-89.

207. Park S.J. Cold shock domain proteins affect seed germination and growth of Arabidopsis thaliana under abiotic stress conditions / S.J. Park, K.J. Kwak, T.R. Oh, Y.O. Kim, H. Kang // Plant Cell Physiol. 2009. - V.50. - P.869-878.

208. Paschen W. Disturbance of endoplasmic reticulum functions: a key mechanism underlying cell damage? / W. Paschen, J. Doutheil // Acta Neurochir. Suppl.- 1999.-V.73.-P.1-5.

209. Paschen W. Endoplasmic reticulum dysfunction a common denominator for cell injury in acute and degenerative diseases of the brain? / W. Paschen, A. Frandsen // J. Neurochem. - 2001. - V.79. - P.719-725.

210. Pennell R.I. Programmed cell death in plants / R.I. Pennell, C. Lamb // Plant Cell. 1997. - V.9. - P.l 157-1168.

211. Petit P.X. Mitochondria and programmed cell death: back to the future / P.X. Petit, S.-A. Susin, N. Zamzami, B. Mignotte, G. Kroemer // FEBS Lett. -1996.-V.396.-P.7-13.

212. Petrussa E. Mitochondrial bioenergetics linked to the manifestation of programmed cell death during somatic embryogenesis of Abies alba / E.Petrussa, A. Bertolini, V. Casolo, J. Krajñáková, F. Macri, A. Vianello // Planta. 2009. -V.231. - P.93-107.

213. Purvis A.C. Does the alternative pathway ameliorate chilling injury in sensitive plant tissues? / A.C. Purvis, R.L. Shewfelt // Physiol. Plant. 1993. -V88. - P.712-718.

214. Quirino B.F. Molecular aspects of leaf senescence / B.F. Quirino, Y.S. Noh, E. Himelblau, R.M. Amasino // Trends Plant Sci. 2000. - V.5. - P.278-282.

215. Rao R.V. Coupling endoplasmic reticulum stress to the cell death program / R.V. Rao, H.M. Ellerby, D.E. Bredesen // Cell Death Differ. 2004. -V.ll. -P.372-380.

216. Reape T.J. Apoptotic-like programmed cell death in plants // T.J. Reape, P.F. McCabe // New Phytol. 2008. - V.180. - P. 13-26.

217. Reape T.J. Programmed cell death in plants: distinguishing between different modes / T.J. Reape, E.M. Molony, P.F. McCabe // J. Exp. Bot. 2008. -V.59. - P.435-444.

218. Reape T.J. Apoptotic-like regulation of programmed cell death in plants / T.J. Reape, P.F. McCabe // Apoptosis. 2010. - V. 15. - P.249-256.

219. Reinbothe C. Plant oxylipins: role of jasmonic acid during programmed cell death, defence and leaf senescence / C. Reinbothe, A. Springer, I. Samol, S. Reinbothe // FEBS J. 2009. - V.276. - P.4666-4681.

220. Rogers H.J. Cell death and organ development in plants / H.J. Rogers // Curr. Top. Dev. Biol. 2005. - V.71. - P.225-261.

221. Rorat T. Plant dehydrins tissue location, structure and function / T. Rorat // Cell Mol. Biol. Lett. - 2006. - V.l 1. - P.536-556.

222. Rotari V.I. Death by proteases in plants: whodunit / V.I. Rotari, R. He, P. Gallois //Physiol. Plantarum. -2005. V. 123. -P.376-385.

223. Rubinstein B. Regulation of cell death in flower petals / B. Rubinstein // Plant Mol. Biol. 2000. - V.44. - P.303-318.

224. Ruiz J.M. Proline metabolism and NAD kinase activity in greenbean plants subjected to cold-shock / J.M. Ruiz, E. Sánchez, P.C. García, L.R. López-Lefebre, R.M. Rivero, L. Romero // Phytochem. 2002. - V.59. - P.473-478.

225. Sameijima V. Trashing the genome: the role of nuclease during apoptosis / V. Sameijima, W.C. Earnshaw // Nat. Rew. Mol. Cell Biol. 2005. -V.6. - P.677-688.

226. Sarkar D. Clonal response to cold tolerance in creeping bentgrass and role of proline-associated pentose phosphate pathway / D. Sarkar, P.C. Bhowmik, Y.-I. Kwon, K. Shetty // Biores. Tech. 2009. - V. 100. - P.5332-5339.

227. Sasaki H. Sucrose synthase and sucrose phosphate synthase, but not acid invertase, are regulated by cold acclimation and deacclimation in cabbage seedlings / H. Sasaki, K. Ichimura, S. Imada, S. Yamaki // J. Plant Physiol. 2001. - V.158. - P.847-852.

228. Saunders J.W. Death in embryonic systems / Saunders J.W. // Science.- 1966. V.154. - P.604-612.

229. Scheer J.M. A common allosteric site and mechanism in caspases // J.M. Scheer, M.J. Romanowski, J.A. Wells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006.- V.103. P.7595-7600.

230. Scherz-Shouval R. Reactive oxygen species are essential for autophagy and specifically regulate the activity of Atg4 / R. Scherz-Shouval, E. Shvets, E. Fass, H. Shorer, L. Gil, Z. Elazar // The EMBO J. 2007. - V.26. -P. 1749-1760.

231. Schipper J.L. A bifunctional allosteric site in the dimer interface of procaspase-3 / J.L. Schipper, S.H. MacKenzie, A. Sharma, A.C. Clark // Bio. Chem. 2011. - V.159. - P.100-109.

232. Scott I. Mitochondria and cell death pathways in plants: actions speak louder than words /1. Scott, D.C. Logan // Plant Signaling & Behavior. 2008. -V.3. - P.475-477.

233. Senatore A. Ricinosomes predict programmed cell death leading to anther dehiscence in tomato / A. Senatore, C.P. Trobacher, J.S. Greenwood // Plant Physiol. 2009. - V. 149. - P.775-790.

234. Serrano M. A chemical screen for suppressors of the avrRpml-RPMl-dependent hypersensitive cell death response in Arabidopsis thaliana / M. Serrano, D.A. Hubert, J.L. Dangl, P. Schulze-Lefert, E. Kombrink // Planta. 2010. -V.231. - V. 1013-1023.

235. Shanklin J. Desaturation and related modification of fatty acids / J. Shanklin, E.B. Cahoon // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1998. -V.49.-P.611-641.

236. Shi Y. The octadecanoid signaling pathway participates in the chilling-induced transcription of co-3 fatty acid desaturases in Arabidopsis / Y. Shi, L. An, X. Li, C. Huang, G. Chen / Plant Physiol. Biochem. 2011. - V.49. -P.208-215.

237. Shibuya K. InPSR26, a putative membrane protein, regulates programmed cell death during petal senescence in Japanese morning glory / K. Shibuya, T. Yamada, T. Suzuki, K. Shimizu, K. Ichimura // Plant Physiol. 2009.- V.149. P.816-824.

238. Siedow J.N. The mitochondrial cyanide-resistant oxidase: structural conservation amid regulatory diversity / J.N. Siedow, A.L. Umbach // Biochem. Biophys. Acta. 2000. - V. 1459. - P.432-439.

239. Srinivasula S.M. Autoactivation of procaspase-9 by Apaf-1-mediated oligomerization / S.M. Srinivasula, M. Ahmad, T. Fernandes-Alnemri, E.S. Alnemri // Mol. Cell. 1998. - V.l. - P.949-957.

240. Svenning M.M. Frost tolerance and biochemical changes during hardening and dehardening in contrasting white clover populations / M.M. Svenning, K. Rtfsnes, O. Junttila//Physiol. Plant. 1997. - V. 101. - P.31-37.

241. Sugimoto A. Dad-1, an endogenous programmed cell death suppressor in Caernorhabditis elegans and vertebrates / A. Sugimoto, R.R. Hozak, T. Nakashima, T. Nishimoto, J.H. Rothman // EMBO J. 1995. - V. 14. - P.4434-4441.

242. Sun S. Requirement for store-operated calcium entry in sodium butyrate-induced apoptosis in human colon cancer cells / S. Sun, W. Li, H. Zhang, L. Zha, Y. Xue, X. Wu, F. Zou // Biosci. Rep. 2011. -http://www.ncbi.nlm.nih.gOv/pubmed/21699495.

243. Sun Y.-L. Cytocrome c release and caspase activation during menadion-induced apoptosis in plants / Y.-L. Sun, Y. Zhao, X. Hong, Z.-H. Zhai // FEBS Lett. 1999. -V.462. - P.317-321.

244. Suzuki N. Reactive oxygen species and temperature stresses: a delicate balance between signaling and destruction / N. Suzuki, R. Mittler // Physiol. Plant. 2006. - V. 126. - P.45-51.

245. Tabaei-Aghdaei S.R. Sugars regulate cold-induced gene expression and freezing-tolerance in barley cell cultures / S.R. Tabaei-Aghdaei, R.S. Pearce, P. Harrison//J. Exp. Bot. 2003. - V.54. - P. 1565-1575.

246. Takayama S. Cloning and functional analysis of BAG-1: a novel Bcl-2-binding protein with anti-cell death activity / S. Takayama, T. Sato, S. Krajewski, K. Kochel, S. Irie, J.A. Millan, J.C. Reed // Cell. 1995. - V.80. -P.279-284.

247. Tata J.R. Requirement for RNA and protein synthesis for induced regression of the tadpole tail in organ culture / J.R. Tata // Dev. Biol. 1966. -V.13. - P.77-94.

248. Thomas H. Defining senescence and death / H. Thomas, H.J. Ougham, C. Wagstaff, A.D. Stead // J. Exp. Bot. 2003. - V.54. - P. 1127-1132.

249. Thompson A.R. Autophagic recycling: lessons from yeast help define the process in plants / A.R. Thompson, R.D. Vierstra // Curr. Opinion in Plant Biol. -2005. V.8 -P.165-173.

250. Tian R.-H. Involvement of poly(ADP-ribose)polymerase and activation of caspase-like protease in heat shock-induced apoptosis in tobacco suspension cells / R.-H. Tian, G.-Y. Zhang, C.-H. Yan, Y.-R. Dai // FEBS Lett. -2000.-V.474.-P.11-15.

251. Turner S. Tracheary element differentiation / S. Turner, P. Gallois, D. Brown // Annu. Rev. Plant Biol. 2007. - V.58. - P.407-433.

252. Uemura M. Responses of the plasma membrane to low temperatures / M. Uemura, Y. Tominaga, C. Nakagawara, S. Shigematsu, A. Minami, Y. Kawamura // Physiol. Plant. 2006. - V.126. - P.81-89.

253. Uoshida S. Phospholipid changes associated with the cold hardiness of cortical cells from poplar stem / S. Uoshida, A. Sakai // Plant Cell Physiol. 1973. -V.14.-P.353.

254. Vacca R.A. Production of reactive oxygen species, alteration ofcytosolic ascorbate peroxidase, and impairment of mitochondrial metabolism areearly events in heat shock-induced programmed cell death in tobacco Bright169

255. Yellow 2 cells / R.A. Vacca, M.C. de Pinto, D. Valenti, S. Passarella, E.Marra, L. De Gara // Plant Physiol. 2004. - V.134. - P. 1100-1112.

256. Van der Biezen E.A. The NB-ARC domain: a novel signalling motif shared by plant resistance gene products and regulators of cell death in animals / E.A. Van der Biezen, J.D. Jones // Curr. Biol. 1998. - V.8. - P.226-227.

257. Van Doom W.G. Many ways to exit? Cell death categories in plants / W.G. van Doom, E.J. Woltering // Trends in Plant Science. 2005. - V.10. -P.117-122.

258. Van Doom W.G. Classes of programmed cell death in plants, compared to those in animals / W.G. van Doom // J. Exp. Bot. 2011. -http://www.ncbi.nlm.nih.gOv/pubmed/21778180.

259. Vanlerberghe G.C. Alternative oxidase: from gene to function / G.C. Vanlerberghe, L. Mcintosh // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant. Mol. Biol. 1997. -V.48. - P.703-734.

260. Vanlerberghe G.C. Is the maintenance of homeostatic mitochondrial signaling during stress a physiological role for alternative oxidase? / G.C. Vanlerberghe, M. Cvetkovska, J. Wang // Physiol. Plant. 2009. - V.137. - P.392-406.

261. Vartapetian B. Plant adaptations to anaerobic stress / B. Vartapetian and M. Jackson // Annals of Botany (Supplement A). 1997. - V.79. - P.3-20.

262. Vaux D.L. Apoptosis timeline / D.L. Vaux // Cell Death Differ. -2002. V.9. - P.349-354.

263. Veneault-Fourrey C. Autophagic fungal cell death is necessary for infection by the rice blast fungus / C. Veneault-Fourrey, M. Barooah, M. Egan, G. Wakley, N.J. Talbot // Science. 2006. - V.312. - P.580-583.

264. Vercammen D. Are metacaspases caspases? / D. Vercammen, W. Declercq, P. Vandenabeele, F.V. Breusegem // J. C. B. 2007. - V.179. - P.375-380.

265. Vereshchagin A.G. On the role of cell membrane lipids in cold hardening of winter wheat leaves and crowns / A.G. Vereshchagin, T.I. Trunova, I.S. Shayakhmetova, V.D. Tsydendambaev // Plant Physiol. Biochem. 1990. -V.28. - P.623-630.

266. Vianello A. Plant mitochondrial pathway leading to programmed cell death / A. Vianello, M. Zancani, C. Peresson, E. Petrussa, V. Casolo, J. Krajn akova, S. Patui, E. Braidot, F. Macri // Physiol. Plant. 2007. - V.129. - P.242-252.

267. Virolainen E. Ca -induced high amplitude swelling and cytochrome c release from wheat (Triticum aestivum L.) mitochondria under anoxic stress / E. Virolainen, O. Blokhina, K. Fagerstedt // Ann. Bot. 2002. - V.90. - P.509-516.

268. Vranova E. Signal transduction during oxidative stress / E. Vranova, D. Inze, F. van Breusegem // J. Exp. Bot. 2002. - V.53. - P.1227-1236.

269. Wagner A.M. A role for active oxygen species as second messengers in the induction of alternative oxidase gene expression in Petunia hybrida cells / A.M. Wagner // FEBS Lett. 1995. - V.368. - P.339-342.

270. Wang C.Y. Temperature preconditioning affects glutatione content and glutatione reductase activity in chilled zucchini squash / C.Y. Wang // J. Plant Physiol. 1995. - V.145. - P.148-152.

271. Wang M. Apoptosis in barley aleurone during germination and its inhibition by abscisic acid / M. Wang, B.J. Oppedijk, X. Lu, B.V. Duijn, R.A. Schilperoort // Plant Mol. Biol. 1996. - V.32. - P. 1125-1134.

272. Wang P. Hydrogen peroxide-mediated activation of MAP Kinase 6 modulates nitric oxide biosynthesis and signal transduction in Arabidopsis / P. Wang, Y. Du, Y. Li, D. Ren, C.-P. Songa // Plant Cell. 2010. - V.22. - P.2981-2998.

273. Watanabe N. Two Arabidopsis metacaspases AtMCPlb and AtMCPb are arginine/lysine-specific cystein proteases and activate apoptosis-like cell death in yeast / N. Watanabe, E. Lam // J. Biol. Chem. 2005. - V.280. - P. 14691 -14699.

274. Weir I.E. Oxidative stress is generated via the mitochondrial respiratory chain during plant cell apoptosis / I.E. Weir, N.-A. Pham, D.W. Hedley // Cytometry. 2003. - V.54A. - P. 109-117.

275. White E. Life, death and the pursuit of apoptosis / E. White // Genes Dev. 1996,- V.10.-P.1-15.

276. Williams B. Plant programmed cell death: can't live with it; can't live without it / B. Williams, M. Dickman // Mol. Plant Pathol. 2008. -V.9. - P.531-544.

277. Williamson R. Properties of rapidly labelled deoxyribonucleic acid fragments isolated from the cytoplasm of primary cultures of embryonic mouse liver cells / R. Williamson // J. Mol. Biol. 1970. - V.51. - P. 157-168.

278. Wilson P.W. Ice nucleation in nature: supercooling point (Sep) measurements and the role of heterogeneous nucleation / P.W. Wilson, A.F. Heneghan, A.D.J. Haymet // Cryobiology. 2003. - V.46. - P.88-98.

279. Winbush A. Steroid-triggered, cell-autonomous death of a Drosophila motoneuron during metamorphosis / A. Winbush, J.C. Weeks // Neural. Dev. -2011. V.6. - P.1-14.

280. Woo H.R. The RAVI transcription factor positively regulates leaf senescence in Arabidopsis / H.R. Woo, J.H. Kim, J. Kim, J. Kim, U. Lee, I.-J. Song, J.-H. Kim, H.-Y. Lee, H.G. Nam, P.O. Lim // J. Exp. Bot. 2010. - V.61. -P.3947-3957.

281. Wu J. Low-temperature damage and subsequent recovery of fabl mutant Arabidopsis exposed to 2 °C / J. Wu, J. Lightner, N. Warwick, J. Browse // Plant Physiol. 1997. - V.l 13. - P.347-356.

282. Wu M. Haem oxygenase delays programmed cell death in wheat aleurone layers by modulation of hydrogen peroxide metabolism / M. Wu, J. Huang, S. Xu, T. Ling, Y. Xie, W. Shen // J. Exp. B. 2011. - V.62. - P.235-248.

283. Wyllie A.H. Glucocorticoid-induced thymocite apoptosis is associated with endogenous endonuclease activation / A.H. Wyllie // Nature. 1980. - V.284. - P.555-556.

284. Wyllie A.H. Cell death: the significance of apoptosis / A.H. Wyllie, J.F. Kerr, A.R. Currie // Int. Rev. Cytol. 1980. - V.68. - P.251-306.

285. Xiao S. Overexpression of Arabidopsis acyl-CoA binding protein

286. ACBP3 promotes starvation-induced and age-dependent leaf senescence / S. Xiao,173

287. W. Gao, Q.-F. Chen, S.-W. Chan, S.-X. Zheng, J. Ma, M. Wang, R. Welti, M.-L. Chyea // Plant Cell. 2010. - V.22. - P.1463-1482.

288. Xin Z.G. Cold comfort farm: the acclimation of plants to freezing temperatures / Z.G. Xin, J. Browse // Plant Cell Environ. 2000. - V.23. - P.893-902.

289. Yamori W. Freezing tolerance in alpine plants as assessed by the FDA-staining method / W. Yamori, H. Kogami,T. Masuzawa // Polar Biosci. -2005. V.18. - P.73-81.

290. Yang X. Autoproteolytic activation of procaspases by oligomerization / X. Yang, H.Y. Chang, D. Baltimore // Mol. Cell. 1998. - V.l. -P.319-325.

291. Yang Y.L. The IAP family: endogenous caspase inhibitors with multiple biological activities / Y.L. Yang, X.M. Li // Cell Res. 2000. - V.10. -P.169-177.

292. Yano R. Starch-related a-glucan/water dikinase is involved in the cold-induced development of freezing tolerance in Arabidopsis / R. Yano, M. Nakamura, T. Yoneyama, I. Nishida // Plant Physiol. 2005. - V.138. - P.837-846.

293. Yao N. The mitochondrion an organelle commonly involved in programmed cell death in Arabidopsis thaliana / N. Yao, B.J. Eisfelder, J. Marvin, J.T. Greenberg // Plant J. - 2004. - V.40. - P.596-610.

294. Young T.E. Programmed cell death during endosperm development / T.E. Young, D.R. Gallie // Plant Mol. Biol. 2000. - V.44 - P.283-301.

295. Yu C. Overexpression of endoplasmic reticulum omega-3 fatty acid desaturase gene improves chilling tolerance in tomato / C. Yu, H.-S. Wang, S. Yang, X.-F. Tang, M. Duan, Q.-W. Meng // Plant Physiol. Biochem. 2009. -V.47.-P.1102-1112.

296. Yu I.C. Gene-for-gene disease resistance without the hypersensitive response in Arabidopsis dndl mutant / I.C. Yu, J. Parker, A.F. Bent // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. - V.95. - P.7819-7824.

297. Yu J.W. Mechanism of procaspase-8 activation by c-FLIPL / J.W. Yu, P.D. Jeffrey, Y. Shi // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009. - V.106. - P.8169-8174.

298. Yun J.G. Acute morphological changes of palisade cells of Saintpaulia leaves induced by a rapid temperature drop / J.G. Yun, T. Hayashi, S. Yazawa, T. Katoh, Y. Yasuda // J. Plant Research. 1996. - V.109. - P.339-342.

299. Zhang S. Resistance gene N-mediated de novo synthesis and activation of a tobacco mitogen-activated protein kinase by tobacco mosaic virus infection / S. Zhang, D.F. Klessig // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1998. - V.95. -P.7433-7438.

300. Zhang C. Ice recrystallization inhibition proteins of perennial ryegrass enhance freezing tolerance / C. Zhang, S.-Z. Fei, R. Arora, D.J. Hannapel // Planta. 2010. - V.232. - P.155-164.

301. Zhang L.-L. Comparative studies on tolerance of Medicago truncatula and Medicago falcata to freezing / L.-L. Zhang, M.-G. Zhao, Q.-Y. Tian, W.-H. Zhang // Planta. 2011. - V.234. - P.445-457.

302. Zhang S. Sex-related differences in morphological, physiological, and ultrastructural responses of Populus cathayana to chilling / S. Zhang, H. Jiang, S. Peng, H. Korpelainen, C. Li // J. Exp. Bot. 2011. - V.62. - P.675-686.

303. Zhao M.G. Nitric reductase-dependent nitric oxide production is involved in cold acclimation and freezing tolerance in Arabidopsis / M.G. Zhao, L.nChen, L.-L. Zhang, W.H. Zhang // Plant Physiol. 2009. - V. 151. - P.755-767.

304. Zou H. An APAF-1-cytochrome c multimeric complex is a functional apoptosome that activates procaspase-9 / H. Zou, Y. Li, X. Liu, X. Wang // J. Biol. Chem. 1999. - V.274. - P.l 1549-11556.

Информация о работе

Любушкина, Ирина Викторовна
кандидата биологических наук
Иркутск, 2011
ВАК 03.01.05

Диссертация

Активация программируемой клеточной гибели в суспензионных культурах клеток растений в условиях пониженных температур - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы