Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Структура мобильного элемента Penelope у видов дрозофил группы "virilis"

ВАК РФ 03.00.03, Молекулярная биология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Лёзин, Георгий Тимофеевич

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 12 КЛАССИФИКАЦИЯ И ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА

МОБИЛЬНЫХ ЭЛЕМЕНТОВ 12 1.1. СТРУКТУРЫ И МЕХАНИЗМЫ ТРАНСПОЗИЦИИ

МОБИЛЬНЫХ ЭЛЕМЕНТОВ

1.1.1. МОБИЛЬНЫЕ ЭЛЕМЕНТЫ КЛАССА I

1.1.1.1. ДКП-СОДЕРЖАЩИЕ РЕТРОТРАНСПОЗОНЫ, РЕТРОВИРУСОПОДОБНЫЕ МОБИЛЬНЫЕ ЭЛЕМЕНТЫ 14 МЭ Ту1 15 Структура МЭ Ту 1 15 Вирусоподобные частицы 17 Механизм транспозиции 18 Синтез полноразмерной кДНКовой копии 18 Хромосомная интеграция кДНК

1.1.1.2. ДКП-НЕСОДЕРЖАЩИЕ РЕТРОТРАНСПОЗОНЫ, НЕВИРУСНЫЕ МОБИЛЬНЫЕ ЭЛЕМЕНТЫ 21 Структура ретропозона R2Bm 22 Механизм транспозиции

1.1.2. МОБИЛЬНЫЕ ЭЛЕМЕНТЫ КЛАССА II

1.1.2.1. МОБИЛЬНЫЕ ЭЛЕМЕНТЫ, СОДЕРЖАЩИЕ КОРОТКИЕ ИНВЕРТИРОВАННЫЕ ПОВТОРЫ 26 Структура Р элемента 26 Механизм транспозиции

1.1.2.2. МОБИЛЬНЫЕ ЭЛЕМЕНТЫ FB, СОДЕРЖАЩИЕ ДЛИННЫЕ ИНВЕРТИРОВАННЫЕ ПОВТОРЫ 31 Структура МЭ FB

Механизм транспозиции FB-NOF

1.1.2.3. МОБИЛЬНЫЕ ЭЛЕМЕНТЫ MITE

Структура МЭ Angel

Механизм транспозиции

1.2 БИОЛОГИЧЕСКАЯ ЗНАЧИМОСТЬ МОБИЛЬНЫХ ЭЛЕМЕНТОВ

1.2.1. ГИБРИДНЫЙ ДИСГЕНЕЗ У ДРОЗОФИЛ

1.2.1.1. ГИБРИДНЫЙ ДИСГЕНЕЗ У D. melanogaster 38 Р-М система гибридного дисгенеза 38 I-R система гибридного дисгенеза 39 Н-Е система гибридного дисгенеза

1.2.1.2. ГИБРИДНЫЙ ДИСГЕНЕЗ У D. virilis

1.2.2. ВЛИЯНИЕ МОБИЛЬНЫХ ЭЛЕМЕНТОВ НА

СТРУКТУРУ И ЭКСПРЕССИЮ ГЕНОМА-ХОЗЯИНА

1.3. ЭВОЛЮЦИЯ ВИДОВ ДРОЗОФИЛ ГРУППЫ "virilis"

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. МАТЕРИАЛЫ

2.1.1. Линии и виды Drosophila sp., использованные в работе

2.1.2. Штаммы Escherihia coli, использованные в работе

2.1.3. Клоны геномной ДНК дрозофилы и клонотека кДНК

2.1.4. Векторы для конструирования рекомбинантных плазмид

2.1.5. Праймеры для полимеразной цепной реакции и реакции достраивания праймера

2.2. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.2.1. МЕТОДЫ РАБОТЫ С ДРОЗОФИЛАМИ 52 2.2.1.1. Условия содержания дрозофил

2.2.2. МЕТОДЫ РАБОТЫ С МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИМИ ОБЪЕКТАМИ

2.2.3. МЕТОДЫ МОЛЕКУЛЯРНОЙ БИОЛОГИИ 53 2.2.3.1. Электрофоретический анализ ДНК

2.2.3.2. Расщепление ДНК эндонулеазами рестрикции

2.2.3.3. Выделение фрагментов ДНК

2.2.3.4. Субклонирование фрагментов ДНК в плазмидные векторы

2.2.3.5. Трансформация Escherichia coli плазмидной ДНК

2.2.3.6. Быстрый лизис бактерий для определения размера вставки

2.2.3.7. Выделение плазмидной ДНК

2.2.3.8. Конструирование геномных клонотек

2.2.3.9. Скрининг геномных клонотек дрозофил

2.2.3.10. Включение радиоактивной метки в ДНК

2.2.3.11. Гибридизация ДНК-ДНК

2.2.3.12. Радиоавтография

2.2.3.13. Отбор рекомбинантных фаговых клонов

2.2.3.14. Выделение ДНК бактериофага X

2.2.3.15. Построение рестрикционных карт рекомбинантных клонов

2.2.3.16. Выделение геномной ДНК дрозофил

2.2.3.17. Гибридизация in situ с ДНК политенных хромосом дрозофил

2.2.3.18. Выделение poly(A)+ мРНК дрозофилы

2.2.3.19. Секвенирование ДНК по Сэнгеру

2.2.3.20. Полимеразная цепная реакция

2.2.3.21. Реакция достраивания праймера 62 2.2.4. КОМПЬЮТЕРНЫЙ АНАЛИЗ НУКЛЕОТИДНЫХ

И АМИНОКИСЛОТНЫХ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНОСТЕЙ

2.2.4.1. Сравнение последовательностей

2.2.4.2. Филогенетический анализ

2.2.4.3. Оценка точности методов предсказания вторичной структуры белка

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. КЛАССИФИКАЦИЯ МОБИЛЬНОГО ЭЛЕМЕНТА Penelope

3.2. ГОМОЛОГИ ПРОДУКТОВ КОНЦЕПТУАЛЬНОЙ ТРАНСЛЯЦИИ НЕРЕВЕРТАЗНЫХ ДОМЕНОВ Penelope

D. virilis СРЕДИ БЕЖОВ С ИЗВЕСТНОЙ ФУНКЦИЕЙ

3.3. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ПЕРВИЧНОЙ СТРУКТУРЫ ДНК Penelope

D. virilis, D. texana, D. montana и D. lummei

3.3.1. ОБОСНОВАНИЕ ВЫБОРА ВИДОВ ДЛЯ ПРОВЕДЕНИЯ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.3.2. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ПЕРВИЧНОЙ СТРУКТУРЫ ДНК

Penelope D. virilis, D. texana, D. montana и D. lummei

3.4. КАРТИРОВАНИЕ САЙТА ИНИЦИАЦИИ ТРАНСКРИПЦИИ

Penelope У D. virilis

3.5. СПЕЦИФИЧНОСТЬ ВСТРАИВАНИЯ Penelope В ГЕНОМЫ ИССЛЕДУЕМЫХ ВИДОВ ДРОЗОФИЛ ГРУППЫ "virilis"

3.6. ТОПОЛОГИЯ ДЕРЕВЬЕВ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНОСТЕЙ ОРС Penelope ИССЛЕДУЕМЫХ ВИДОВ ДРОЗОФИЛ ГРУППЫ "virilis"

Введение Диссертация по биологии, на тему "Структура мобильного элемента Penelope у видов дрозофил группы "virilis""

Вариации размера генома, измеряемого количеством ДНК на гаплоидный геном (так называемая «величина С», или «С-value») у эукариот могут достигать 5 порядков. Парадокс величины С, заключающийся в отсутствии корреляции между количеством ДНК как носителя генетической информации и количеством самой информации, или сложностью организма, является одной из проблем современной биологии (Petrov et al., 2000). Среди имеющихся избыточных последовательностей различают тандемно повторяющиеся и диспергированные последовательности. В состав последней группы входят, так называемые, мобильные элементы (МЭ) (Charlesworth et al., 1994). Мобильные (транспозирующие) элементы, или просто транспозоны представляют собой сегменты ДНК, способные изменять свою локализацию как в пределах генома одного вида, так и перемещаться между геномами разных видов (Хесин, 1984; Haren et al., 1999).

Возможно, самый ранний факт, свидетельствующий о существовании МЭ, стал известен в 30-х годах XX века, когда были получены несколько нестабильных мутаций D. melanogaster (Demerec, 1937). В 1983 году В. McClintock была удостоена Нобелевской премии за исследование мозаичности у кукурузы, выполненное в 40-50-х годах XX века, когда она показала, что некоторые генетические элементы кукурузы - «контролирующие элементы» -могут менять свою локализацию в геноме (McClintock, 1951).

Первые эукариотические МЭ были клонированы из генома D. melanogaster. Эта задача решалась в двух лабораториях: Г.П. Георгиева в Советском Союзе и D.S. Hogness в США в ходе изоляции фрагментов геномной ДНК, соответствующих сильно экспрессирующимся генам. Неожиданно оказалось, что все полученные последовательности являются множественными и с разной локализацией на политенных хромосомах. Такое свойство существенно отличало их от всех известных в то время эукариотических генов. В лаборатории Г.П. Георгиева они получили название mdg (mobile dispersed genes), а в лаборатории D.S. Hogness, - copia-подобные элементы, - по названию наиболее подробно изученного в то время эукариотического МЭ - copia (Arkhipova et al., 1995).

В течение 70-80-х годов МЭ были обнаружены у многих эукариотических организмов, включая грибы и растения, и окончательно утвердилось представление об универсальности распространения МЭ.

В настоящее время уже немалый интерес представляют факты отсутствия МЭ в геномах тех или иных видов. Предпринятый в лаборатории М. Meselson целенаправленный поиск свободных от МЭ организмов на основании ранее высказанной гипотезы о том, что бесполое размножение предотвращает распространение МЭ (Hickey, 1982), закончился тем, что было показано отсутствие представителей только некоторых, но не всех групп МЭ (Arkhipova et al., 2000). При выполнении аналогичной работы в нашей лаборатории мы исходили из предположения о том, что наличие гаплоидных самцов у некоторых видов насекомых (например, муравьев) должно привести к элиминации МЭ, поскольку мутации, вызываемые перемещениями МЭ, как правило, детальны. В результате экспериментальной проверки этого предположения нам тоже удалось показать лишь разную представленность различных групп МЭ у таких организмов, но не полное отсутствие всех групп МЭ (Евгеньев и др., 1998).

В разной степени распространены не только группы МЭ, но и также семейства, составляющие эти группы. Например, в группе МЭ SINE, насчитывающей около 30 семейств, имеются таксоноспецифические семейства МЭ, такие как CAN, встречающиеся исключительно среди видов плотоядных животных (Vassetzky, Kramerov, 2002). С другой стороны, экспериментально показано, что те или иные семейства МЭ SINE содержатся в геномах 30 видов, принадлежащих к различным типам животных (позвоночные, иглокожие, членистоногие, круглые черви) и даже царству растений и, скорее всего, встречаются у всех многоклеточных (Borodulina, Kramerov, 1999). Интересно заметить, что среди исследованных видов, имеющих МЭ SINE, оказались и виды с гаплоидными самцами (муравьи и жуки-короеды). Тем не менее, в результате компьютерного анализа последовательностей завершенных проектов полного секвенирования геномов такой прецедент был найден. Было показано отсутствие последовательностей представителей всех известных в настоящее время групп МЭ у эндосимбионта Buchnera sp. (Shigenobu et al., 2000).

Как правило, уровень транспозиции МЭ относительно низок и составляет приблизительно Ю-6 транспозиций на геном за поколение (Ананьев и др., 1979; Георгиев и др., 1981). Однако для дрозофил отмечены случаи, когда транспозиции МЭ и связанные с ними мутации и хромосомные аберрации носят взрывной характер. Например, у D. melanogaster описано явление гибридного дисгенеза (ГД), при котором происходит активизация и амплификация одного определенного семейства МЭ (Kidwell, Kidwell, 1976). У D. virilis ГД также обнаружен (Lozovskaya et al., 1990), но при этом активизируются не одно, а по крайней мере, пять неродственных семейств МЭ (Petrov et al., 1995; Evgen'ev et al., 1997). Тем не менее, в ходе дальнейших исследований было установлено, что так же, как и в случае ГД у D. melanogaster, при ГД у D. virilis только одно семейство, названное Penelope, отвечает за развитие ГД, сопровождаемого одновременной мобилизацией нескольких семейств МЭ (Evgen'ev et al., 1997; Vieira et al., 1998). Поэтому установление структуры МЭ Penelope (в дальнейшем - МЭП) является необходимым этапом для изучения механизмов транспозиции целой группы МЭ при ГД у D. virilis. При выполнении такого рода работы неожиданно выяснилось, что среди первых полученных копий этого МЭ нет даже двух одинаковой структуры (Evgen'ev et al., 1997).

Как показывают данные литературы, можно установить структуру высоковариабельного в одном виде МЭ при помощи изучения его структуры в другом виде (Lankenau, 1990). С этой целью мы предварительно установили, что МЭП присутствует в геномах практически всех близкородственных видов дрозофил группы "virilis" (в дальнейшем - ВДГВ). Таким образом, у нас появилась возможность, изучив спектр изменений в структуре МЭП, найти искомую структуру МЭП в одном из ВДГВ или дедуцировать ее путем сравнения структур МЭП разных ВДГВ.

В связи с этим, целью данной работы было изучение структурных изменений мобильного элемента Penelope, возникших в ходе эволюции группы близкородственных видов дрозофил группы "virilis".

Для достижения поставленной цели были сформулированы следующие задачи:

1. Определить первичную структуру ДНК МЭП следующих ВДГВ: D. virilis, D. texana, D. montana и D. lummei.

2. Картировать сайт инициации транскрипции МЭП у D. virilis.

3. Провести поиск белков с известной функцией, гомологичных продуктам концептуальной трансляции неревертазных доменов МЭП D. virilis.

4. Изучить специфичность встраивания МЭП в геномы исследуемых ВДГВ.

5. Построить эволюционное древо для исследованных видов на основании последовательностей МЭП и сравнить его с древом ВДГВ, основанным на данных морфологии, цитогенетики и биохимии (Throckmorton, 1982).

Научная новизна В данной работе впервые показано, что виды D. texana и D. montana имеют МЭП простейшей из известных структуры. Впервые обнаружено семейство дивергированных копий МЭП у D. virilis. Предсказано, что МЭП кодирует эндонуклеазу нового (для МЭ) типа.

Практическое значение работы Существование родственных Penelope МЭ у многих видов животных говорит о перспективности использования МЭП для создания первого (на основе ретроэлемента) вектора для трансформации широкого круга хозяев. Явление стерильности потомства, наблюдаемое при ГД, может найти применение в борьбе с насекомыми-вредителями.

Заключение Диссертация по теме "Молекулярная биология", Лёзин, Георгий Тимофеевич

ВЫВОДЫ

1. Определенная нами простейшая структура мобильного элемента Penelope, обнаруженная у видов D. montana и D. texana, состоит из открытой рамки считывания, ограниченной короткими прямыми повторами.

2. Точка инициации транскрипции мобильного элемента Penelope D. virilis находится на расстоянии 168 п.о. от 5' короткого прямого повтора в направлении, противоположном направлению транскрипции.

3. Теоретически показано, что мобильный элемент Penelope кодирует нуклеазу нового для мобильных элементов типа, гомологичную интрон-кодируемым эндонуклеазам.

4. Сравнением последовательностей геномной ДНК районов внедрения мобильного элемента Penelope показана неспецифичность интеграции этого мобильного элемента на нуклеотидном уровне.

5. Анализ последовательностей ДНК в «горячей точке» интеграции мобильного элемента Penelope района 49 F политенных хромосом D. virilis и D. lummei выявил, что встраивание нескольких копий мобильного элемента Penelope происходит в пределах участка ДНК длиной в 700 п.о.

6. Показанное несовпадение филогении мобильного элемента Penelope исследованных видов дрозофил группы "virilis" с принятой филогенией этих видов поддерживает представление о неоднократных инвазиях мобильного элемента Penelope в популяции видов дрозофил группы "virilis".

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Гипотетические механизмы возникновения многообразия структур высокогомологичного подсемейства Penelope в популяциях D. virilis

Результаты выполненый работы позволяют предположить, что структуры инвазивной и минимальной копии МЭП совпадают. В таком случае, в заключении работы желательно рассмотреть возможные способы возникновения многообразия структур высокогомологичного подсемейства МЭП в популяциях D. virilis из исходной, минимальной копии МЭП.

В самом деле, структура инвазивной копии должна удовлетворять, как минимум, следующим требованиям:

1. Она должна быть способной к саморазмножению, т.е. быть автономной.

2. Поскольку свойство инвазивности накладывает определенные ограничения на возможную структуру копии, обладающую этим свойством, она должна быть маловариабельной, а вероятно, даже константной и общей для многих семейств копий МЭП различных видов.

Всем этим требованиям отвечает структура минимальной копии МЭП, обнаруженная у видов D. texana и D. montana, которая эквивалентна структуре, родственных МЭП мобильных элементов рыб (Volff et al., 2001).

Ранее предложенный нами механизм возникновения структурного разноообразия МЭП (Lyozin et al., 2001) основан на описанном у Dictyostelium discoideum явлении внедрения новых копии МЭ DIRS-1 в предсуществующие копии этого же МЭ (Cappello et al., 1984) с возможным участием процесса эктопической рекомбинации между копиями МЭП. Однако, сравнивая структуры МЭ семейства DIRS-1 со структурами высокогомологичного подсемейства МЭП (рб, pi, р17, sn25.4), возможно, возникшими при помощи одного и того же механизма («внедрения МЭ в самого себя»), можно обнаружить ряд существенных отличий между ними:

1. элементы DIRS-1 не образуют ДСИ ДНК-мишени, в то время как pi и р17 имеют ДСИ;

2. все изученные копии DIRS-1 содержат новый элемент в центральной части предсуществовавшего, в то время как генезис структур МЭП требует вставки нового элемента на границе предсуществующего элемента по типу «голова к хвосту» или «хвост к хвосту»;

3. все изученные копии DIRS-1 содержат только один элемент внутри другого, в то время как возникновение копий МЭП структуры pi или sn25.4 по механизму вставки «самого в себя» требует внедрения двух новых копий на границе с предсуществующей копией (Рис. 28);

4. окончательное формирование известных нам копий высокогомологичного подсемейства МЭП требует во всех случаях протяженных делеций полученного ди(три)мера минимальной копии МЭП (Рис. 28), в то время как для DIRS-1 возникновение делеций не характерно; была обнаружена только одна предсуществующая копия этого элемента, содержащая делецию размером приблизительно в 300 п.о.;

5. DIRS-1 внедряется в предсуществующие копии, степень гомологии которых в некоторых случаях составляет всего лишь 80% с новой встроившейся копией. Поскольку уровень гомологии между повторами копий МЭП высокогомологичного подсемейства Penelope практически равен 100%, объяснить их возникновение по механизму, характерному для МЭ DIRS-1, едва ли возможно.

Как ранее было отмечено (Evgen'ev et al., 1997), с учетом распределения ДСИ на последовательности клона pi трудно представить возникновение этого клона по механизму «внедрения МЭ в самого себя», т.к. в этом случае ДСИ с делеция о

3> с

J>|>.

Т>

Рис. 28. Последоватетельность событий, необходимых для возникновения копии МЭП клона pi из 3-х минимальных копий МЭП по механизму «внедрения МЭ в самого себя». Примечания:

15 •тт.иштт.шшаттшштяМ |> - МИНИМЭЛЬНаЯ КОПИЯ МЭП.

О - последовательность КПП; i i - последовательность последних 613 нт, образующих прямой повтор клона рб. должна возникать внутри клона pi, чего в действительности не наблюдается. Таким образом, существование только ДСИ, фланкирующих всю сложную структуру МЭП клона pi, предполагает, что МЭП такой структуры образовалась до, либо во время ее внедрения в ДНК-мишень, а не в результате нескольких последовательных внедрений, каждое из которых должно привести к возникновению ДСИ. Один из таких механизмов, удовлетворяющих этому требованию, изложен ниже.

Гипотеза контрфактного синтеза кДНК Penelope

Предлагаемая нами новая гипотеза возникновения структурного разнообразия допускает, что в некоторых случаях вместо правильного (фактического) синтеза кДНК МЭП, происходящего у большинства ВДГВ, часто происходит «неправильный», - контрфактный синтез кДНК, вызванный сменой матрицы РНК во время синтеза кДНК.

При всей сложности и неповторимости структур высокогомологичного подсемейства копий МЭП, все их последовательности состоят из последовательностей минимальной копии МЭП, поэтому для объяснения возникновения всех копий этого подсемейства, достаточно объяснить возникновение длинных прямых и инвертированных повторов, не входящих в структуру минимальной копии, но входящих в структуры большинства копий МЭП высокогомологичного подсемейства. а) Образование прямых повторов. Наиболее простым клоном, содержащим прямые повторы, является клон рб. Для объяснения его происхождения из минимальной копии МЭП необходим перенос последних 613 п.о. с её 3'-конца на 5'-конец. Такого рода перенос не может осуществляться по механизму переноса (-) цепи кДНК ДКП-содержащих МЭ, т.к. у этих МЭ он происходит в противоположном направлении - с 5'-конца на 3'-конец матрицы РНК (см. Обзор литературы, Синтез полноразмерной кДНКовой копии, стр. 18). Даже если допустить, что этот перенос возможен, то для синтеза кДНК оставшейся 3'-части МЭП снова потребуется З'-ОН, предположительно возникающий за счет разрывов ДНК хромосомы. Синтез кДНК МЭП от двух разрывов хромосомной ДНК должен привести к трудно разрешаемым топологическим структурам ДНК. Осуществление требуемого переноса также маловероятно и по механизму переноса (+) цепи кДНК ДКП-содержащих МЭ, т.к. для этого требуется активность РНКазы Н и полипуриновый тракт, выполняющий роль РНК-ого праймера для синтеза (+) цепи кДНК, в непосредственной близости от переносимой области ДНК. Обоим этим условиям, как было сказано ранее (см. Результаты и обсуждение, Классификация мобильного элемента Penelope, стр. 67), последовательность МЭП не удовлетворяет. Кроме этого, синтез второй цепи кДНК у ДКП-несодержащих ретроэлементов in vitro не удается обнаружить и, по-видимому, он осуществляется за счет внутриклеточных ферментов (Eickbush et al., 2000). В итоге можно утверждать, что использование одной молекулы РНК минимальной копии МЭП для генерирования прямых повторов теоретически представляется маловероятным. С другой стороны, известно, что частицы ретровирусов и некоторых ретроэлементов содержат по две молекулы геномной РНК (Рис. 3), в ходе обратной транскрипции которых происходит частый переход от одной матрицы к другой (Рис. 4). Привлечение этого факта позволяет объяснить образование прямых концевых повторов у МЭП (Рис. 29). Следует заметить, что предлагаемая гипотеза не требует 2-х субъединичного строения ОТП, хотя имеющийся у нее мотив лейциновой молнии, который, как известно, связан с олигомеризацией субъединиц белка (Lee et al., 1996), позволяет это предположить. К тому же, олигомерные ОТ обнаружены как у ретровирусов (Veronese et al., 1986), так и у ретроэлементов, в частности, у R2Bm (см. Обзор литературы, Механизм транспозиции, стр. 23). б) Образование инвертированных повторов. Особенностью последовательностей инвертированных повторов МЭП является их происхождение из 3'-концевых последовательностей минимальной копии МЭП. ДНК такой структуры образуется в результате хорошо известного на практике синтеза «схлопнувшейся» ДНК, осуществляемого как ДНКзависимыми, так и РЖ-зависимыми ДНК-полимеразами (Маниатис и др., 1984). Можно предположить, что от 5'-конца синтезируемой молекулы кДНК МЭП начинается копирование ранее синтезированного 3'-конца к ДНК МЭП либо на этой же матрице (р17), либо на другой матрице кДНК (X real, sn25.4.), в зависимости от того, имеют ли эти матрицы необходимые для образования искомых клонов последовательности.

Возможно, что постулируемый здесь частый «неправильный» синтез кДНК МЭП, как нам известно, не встречающийся у других ретроэлементов, связан с особенностями структуры ее ОТ, которая образует совершенно отдельную ветвь эволюции этого фермента и, возможно, имеет место только в клетках некоторых видов дрозофил (например, у D. virilis, но не у D. texana и D. montana). Действительно, наиболее родственная к ОТП ревертаза ретронов вообще не способна к синтезу своей полноразмерной кДНК, а синтезирует только короткие одноцепочечные молекулы, так называемой, ms-ДНК длиной от 48 до 163 нуклеотидов. При этом так же, как и при гипотетическом механизме возникновения инвертированных повторов, используется одна и та же молекула РНК в качестве матрицы и затравки. Для затравки синтеза ms-ДНК ОТ ретронов использует всего только один нуклеотид, к тому же, не являющийся комплементарным нуклеотиду, стоящему перед первым новосинтезированным нуклеотидом (положение -"1") (Inouye et al., 1999).

Очевидно, что частый контрфактный синтез кДНК МЭП должен приводить к возникновению копий этого элемента, не способных к самовоспроизводству. Потеря МЭП способности к самовоспроизводству понижает устойчивость этого компонента в составе генома D. virilis. Последующая относительно быстрая элиминация копий МЭП, потерявших способность к самовоспроизводству, вновь создает условия для новой инвазии МЭП в популяции D. virilis.

СТ1 Б1

СТ1

Б1

Б2

ДТ / кт отп

ДТ

5'ПП Б1

ЗОН /6

ОРС З'ПП (Б2) (Б2) 5'ИП (Б1) 0РС

З'ИП (Б2) рб р17

Рис. 29. Гипотеза контрфактного синтеза кДНК МЭП, объясняющего происхождение копий высокогомологичного подсемейства МЭП D. virilis из минимальной копии МЭП. 1. В результате транскрипции, контролируемой внутренними промоторами Б1 и Б2 (последовательности КПП) от соответствующих им стартов транскрипции СТ1 и СТ2 образуются длинный (ДТ) и короткий (КТ) транскрипты. 2. В ходе обратной транскрипции ДТ от 3 '-ОН конца одноцепочечного разрыва хромосомы, возникшего под действием эндонуклеазы МЭП, синтезируется кДНК МЭП, изображенная в виде прямой пунктирной линии. За. При достижении последовательности КПП ОТП производит смену матрицы с Б1 ДТ на Б2 КТ, возможно, связанной с другой её субъединицей, что в итоге приводит к образованию длинных прямых повторов - 1Ш, как в случае с МЭП клона рб. В скобках заключены факультативные для результирующей структуры МЭП последовательности КПП. 36. Смена матрицы может произойти с ДТ на кДНК с образованием петлевидных структур и восстановлением антипараллельности цепей НК. Начавшееся самокопирование, в итоге приводит к образованию инвертированых последовательностей МЭП, как в случае с МЭП клона pi 7.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Лёзин, Георгий Тимофеевич, Москва

1. Георгиев Г.П., Ильин Ю.В., Рысков А.П., Крамеров Д.А. Мобильные диспергированные генетические элементы эукариот и их возможное отношение к канцерогенезу // Генетика. 1981. - Т. 17, N 2. - С. 222 -232.

2. Лёзин Г.Т., Мнджоян Е.С., Великодворская В.В., Зеленцова Е.С., Евгеньев М.Б. Генетическая структура мобильных элементов семейства «Пенелопа» у близко родственных видов дрозофилы // Изв. Росс. Акад. Наук. 1999. - Т. 1999, N 1. - С. 12 - 15.

3. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование. М.: Мир, 1984.-479 с.

4. Хесин Р.Б. Непостоянство генома // М.: Наука, 1984. 412с.

5. Agrawal A., Eastman Q.M., Schatz D.G. Transposition mediated by RAG1 and RAG2 and its implications for the evolution of the immune system // Nature. 1998. - V. 394, N 6695. - P. 744 - 751.

6. Altschul S.F., Madden T.L., Schaffer A.A., Zhang J., Zhang Z., Miller W., Lipman D.J. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs // Nucleic Acids Res. 1997. - V.25, N 17. - P. 3389 - 3402.

7. Aravind L., Walker D.R., Koonin E.V. Conserved domains in DNA repair proteins and evolution of repair systems // Nucleic Acids Res. 1999. - V. 27, N5,- P. 1223-1242.

8. Arkhipova I., Meselson M. Transposable elements in sexual and ancient asexual taxa // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. - V. 97, N 26. - P. 14473 - 14477.

9. Arkhipova I.R., Lyubomirskaya N.V., Ilyin Y.V. Drosophila Retrotransposons. Austin, Texas: R. G. Landes Company, 1995. - 134 p.

10. Ashburner M. Drosophila: A Laboratory Manual. New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989. - 434 p.

11. Bateman A., Birney E., Durbin R., Eddy S.R., Howe K.L., Sonnhammer E.L. The Pfam Protein Families Database // Nucleic Acids Res. 2000. - V. 28, N l.-P. 263-266.

12. Beall E.L., Admon A., Rio D.C. A Drosophila protein homologous to the human p70 Ku autoimmune antigen interacts with the P transposable element inverted repeats // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. - V. 91, N 26. - P. 12681-12685.

13. Beall E.L., Rio D.C. Drosophila P element transposase is a novel site-specific endonuclease // Genes Dev. 1997. - V. 11, N 16. - P. 2137 - 2215.

14. Beall E.L., Rio D.C. Transposase makes critical contacts with, and is stimulated by, single-stranded DNA at the P element termini in vitro // The EMBO Journal. 1998. - V. 17, N 7. - P. 2122-2136.

15. Benson D.A., Karsch-Mizrachi I., Lipman D.J., Ostell J., Rapp B.A., Wheeler D.L. GenBank // Nucleic Acids Res. 2000. - V. 28, N 1. - P. 15 -18.

16. Berg J.M., Shi Y. The galvanization of biology: a growing appreciation for the roles of zinc // Science. 1996. - V. 271, N 5252. - P. 1081 - 1085.

17. Bingham P.M., Zachar Z. Retrotransposons and the FB transposon from Drosophila melanogaster II Mobile DNA / Berg, Howe, American Society for Microbiology. Washington, D.C., 1989. - P. 485 - 502.

18. Birnboim H.C., Doly J.N. A rapid alkaline extraction method for screening recombinant plasmid DNA // Nucleic Acids Res. 1979. - V.7, N 6. - P. 1513 - 1523.

19. Blackman R.K., Koehler M.D., Grimalia R., Gelbart W.M. Identification of a filly-functional hobo transposable element and its use for germ-line transformation of Drosophila И The EMBO Journal. 1987. - V. 8, N 1. - P. 211-218.

20. Boeke J.D., Eichinger D., Castrillon D., Fink G.R. The Saccharomyces cerevisiae genome contains functional and nonfunctional copies of transposon Tyl // Mol. Cell. Biol. 1988. - V. 8, N 4. - P. 1432 - 1442.

21. Boeke J.D., Garfinkel D.J., Styles C.A., Fink G.R. Ту elements transpose through an RNA intermediate // Cell. 1985. - V. 40, N 3. - P. 491 - 500.

22. Boeke J.D., Corces V.G. Transcription and reverse transcription of retrotransposons // Annu Rev Microbiol. 1989. - V. 43. - P. 403 - 434.

23. Borodulina O.R., Kramerov D.A. Wide distribution of short interspersed elements among eukaryotic genomes // FEBS Lett. 1999. - V. 457, N 3. - P. 409-413.

24. Borodulina O.R., Kramerov D.A. Short interspersed elements (SINEs) from insectivores. Two classes of mammalian SINEs distinguished by A-rich tail structure // Mamm. Genome. 2001. - V. 12, N 10. - P. 779 - 786.

25. Bouhidel K., Terzian C., Pinon H. The full-length transcript of the I factor, a LINE element of Drosophila melanogaster, is a potential bicistronic RNA messenger // Nucleic Acids Res. 1994. - V. 22, N 12. - P. 2370 - 2374.

26. Brenner S.E., Chothia C., Hubbard T.J. Assessing sequence comparison methods with reliable structurally identified distant evolutionary relationships // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. - V. 95, N 11. - P. 6073 - 6078.

27. Bucheton A., Paro R., Sang H.M., Pelisson A., Finnegan D.J. The molecular basis of I R hybrid dysgenesis in Drosophila melanogaster. Indentiflcation, cloning and properties of the I factor // Cell. 1984. - V. 38, N 1. - P. 153 -163.

28. Bullock W.O., Fernandez J.M., Short J.M. XLl-Blue: A high efficiency plasmid transforming recA Escherichia coli strain with beta-galactosidase selection // BioTechniques. 1987. - V. 5. - P. 376.

29. Bureau Т.Е., Wessler S.R. Tourist: A large family of small inverted repeat elements frequently associated with maize genes // Plant Cell. 1992. - V. 4, N10.-P. 1283-1294.

30. Bureau Т.Е., Wessler S.R. Mobile inverted-repeat elements of the Tourist family are associated with the genes of many cereal grasses // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994a. - V. 91, N 4. - P. 1411 - 1415.

31. Bureau Т.Е., Wessler S.R. Stowaway: a new family of inverted repeat elements associated with the genes of both monocotyledonous and dicotyledonous plants // Plant Cell. 19946. - V. 6, N 6. - P. 907 - 916.

32. Burke W.D., Malik H.S., Jones J.P., Eickbush Т.Н. The domain structure and retrotransposition mechanism of R2 elements are conserved throughout arthropods // Mol. Biol. Evol. 1999. - V. 16, N 4. - P. 502 - 511.

33. Caceres M., Ranz J.M., Barbadilla A., Long M., Ruiz A. Generation of a widespread Drosophila inversion by a transposable element // Science. -1999. V. 285, N 5426. - P. 415 - 418.

34. Calvi B.R., Hong T.J., Findley S.D., Gelbart W.M. Evidence for a common evolutionary origin of inverted repeat transposons in Drosophila and plants: hobo, Activator, and Tam3 // Cell. 1991. - V. 66, N 3. - P. 465 - 471.

35. Cameron J.R., Loh E.Y., Davis R.W. Evidence for transposition of dispersed repetitive DNA families in yeast // Cell. 1979. - V. 16, N 4. - P. 739 -751.

36. Cappello J., Cohen S.M., Lodish H.F. Dictyostelium transposable element DIRS-1 preferentially inserts into DIRS-1 sequences // Mol. Cell. Biol. -1984. V. 4, N 10. - P. 2207 - 2213.

37. Capy P., Langin Т., Bigot Y., Brunet F., Daboussi M.J., Periquet G., David J.R., Hartl D.L. Horizontal transmission versus ancient origin: mariner in the witness box // Genetica. 1994. - V. 93, N 1-3. - P. 161 - 170.

38. Charlesworth В., Sniegowski P., Stephan W. The evolutionary dynamics of repetitive DNA in eukaiyotes // Nature. 1994. - V. 371, N 6494. - P.215 -220.

39. Chomczynski P., Sacchi N. Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction // Anal. Biochem. -1987.-V. 162, N 1. P. 156-159.

40. Chung C.T., Niemela S.L., Miller R.H. One-step preparation of competent Escherichia coli: transformation and storage of bacterial cells in the same solution // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. - V. 86, N 7. - P. 2172 - 2175.

41. Clare J.J., Belcourt M., Farabaugh P.J. Efficient translational frameshifting occurs within a conserved sequence of the overlap between the two genes of a yeast Tyl transposon // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. - V. 85, N 18. -P. 6816-6820.

42. Company M., Errede B. Transcriptional analysis of Tyl deletion and inversion derivatives at CYC7 // Mol. Cell. Biol. 1986. - V. 6, N 10. - P. 3299-3311.

43. Cristofari G., Ficheux D., Darlix J.L. The GAG-like protein of the yeast Tyl retrotransposon contains a nucleic acid chaperone domain analogous to retroviral nucleocapsid proteins // J. Biol. Chem. 2000. - V. 275, N 25. - P. 19210- 19217.

44. Daniels S.B., Peterson K.R., Strausbaugh L.D., Kidwell M.G., Chovnick A. Evidence for horizontal transmission of the P transposable element between Drosophila species // Genetics. 1990. - V. 124, N 2. - P. 339-355.

45. Danilevskaya O.N., Arkhipova I.R., Traverse K.L., Pardue M.L. Promoting in tandem: the promoter for telomere transposon HeT-A and implications for the evolution of retroviral LTRs // Cell. 1997. - V. 88, N 5. - P. 647 - 655.

46. Demerec M. Frequency of spontaneous mutations in certain stocks of Drosophila melanogaster // Genetics. 1937. - V. 22. - P. 469 - 478.

47. Dower W.J., Miller J.F., Ragsdale C.W. High efficiency transformation of E. coli by high voltage electroporation. // Nucleic Acids Res. 1988. - V. 16, N 13.-P. 6127-6145.

48. Downs J.A., Jackson S.P. Involvement of DNA End-Binding Protein Ku in Ту Element Retrotransposition // Mol. Cell. Biol. 1999. - V. 19, N 9. - P. 6260 - 6268.

49. Dubois E., Jacobs E., Jauniaux J.C. Expression of the ROAM mutations in Saccharomyces cerevisiae: involvement of trans-acting regulatory elements and relation with the Tyl transcription // The EMBO Journal. 1982. - V. 1, N9.-P. 1133 - 1139.

50. Eddy S.R., Gold L. Artificial mobile DNA element constructed from the EcoRI endonuclease gene // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. - V. 89, N 5. -P. 1544- 1547.

51. Eickbush D.G., Lathe W.C. 3rd, Francino M.P., Eickbush Т.Н. R1 and R2 retrotransposable elements of Drosophila evolve at rates similar to those of nuclear genes // Genetics. 1995. - V. 139, N 2. - P. 685 - 695.

52. Eickbush D.G., Luan D.D., Eickbush Т.Н. Integration of Bombyx mori R2 sequences into the 28S ribosomal RNA genes of Drosophila melanogaster II Mol. Cell. Biol. 2000. - V. 20, N 1. - P. 213 - 223.

53. Elder R.T., Loh E.Y., Davis R.W. RNA from the yeast transposable element Tyl has both ends in the direct repeats, a structure similar to retrovirus RNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1983. - V. 80, N 9. - P. 2432 - 2436.

54. Engelman A., Mizuuchi K., Craigie R. HIV-l DNA integration: mechanism of viral DNA cleavage and DNA strand transfer // Cell. 1991. - V. 67, N 6. -P. 1211-1221.

55. Engels W.R., Preston C.R. Hybrid dysgenesis in Drosophila melanogaster. the biology of female and maile sterility // Genetics. 1979. - V. 92, N 1. - P.161.174.

56. Engels W.R., Preston C.R. Formation of chromosome rearrangements by P factors in Drosophila II Genetics. 1984. - V. 107, N 4. - P. 657 - 678.

57. Evgen'ev M.B., Corces V.G., Lankenau D.H. Ulysses transposable element of Drosophila shows high structural similarities to functional domains of retroviruses // J. Mol. Biol. 1992. - V. 225, N 3. - P. 917 - 924.

58. Evgen'ev M., Zelentsova H., Mnjoian L., Poluectova H., Kidwell M.G. Invasion of Drosophila virilis by the Penelope transposable element // Chromosoma. 20006. - V. 109, N 5. - P. 350 - 357.

59. Fawcett D.H., Lister C.K., Kellett E., Finnegan D.J. Transposable elements controlling I-R hybrid dysgenesis in D. melanogaster are similar to mammalian LINEs // Cell. 1986. - V. 47, N 6. - P. 1007 - 1015.

60. Felsenstein J. Inferring phylogenies from protein sequences by parsimony, distance, and likelihood methods // Methods Enzymol. 1996. - V. 266. - P. 418-427.

61. Feschotte C., Mouches C. Evidence that a family of miniature inverted-repeat transposable elements (MITEs) from the Arabidopsis thaliana genome has arisen from a pogo-like DNA transposon // Mol. Biol. Evol. 2000. - V. 17, N5.-P. 730-737.

62. FlyBase. The FlyBase database of the Drosophila genome projects and community literature // Nucleic Acids Res. 1999. - V. 27, N 1. - P. 85 - 88.

63. Gall J.G., Atherton D.D. Satellite DNA sequences in Drosophila virilis II J. Molec. Biol. 1974. - V. 85, N 4. - P. 633 - 664.

64. Golubovsky M.D., Ivanov Yu.N., Green M.M. Genetic instability in Drosophila melanogaster: putative multiple insertion mutants at the singed bristle locus // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. - V. 74, N 7. - P. 2973 -2975.

65. Gorlich D., Kutay U.A. Transport between the cell nucleus and the cytoplasm // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 1999. - V. 15. - P. 607 - 660.

66. Green M.M. Genetic instability in Drosophila melanogaster : De novo induction of putative insertion mutations // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. -1977. V. 74, N 8. - P. 3490 - 3493.

67. Gubenko I.S., Evgen'ev M.B. Cytological and linkage maps of Drosophila virilis chromosomes 11 Genetica. 1984. - V. 65, N 1. - P. 127 - 139.

68. Harden N., Ashburner M. Characterization of the FB-NOF transposable element of Drosophila melanogaster I I Genetics. 1990. - V. 126, N 2. - P. 387-400.

69. Haren L., Ton-Hoang В., Chandler M. Integrating DNA: transposases and retroviral integrases // Annu. Rev. Microbiol. 1999. - V. 53. - P. 245 - 281.

70. Hartl D.L. Transposable element mariner in Drosophila species // Mobile DNA / Berg, Howe, American Society for Microbiology. Washington, D.C., 1989.-P. 531 -536.

71. Hauber J., Nelbock-Hochstetter P., Feldmann H. Nucleotide sequence and characteristics of а Ту element from yeast // Nucleic Acids Res. 1985. - V. 13,N8.-P. 2745-2758.

72. Hickey D.A. Selfish DNA: a sexually-transmitted nuclear parasite 7/ Genetics. 1982. - V. 101, N 3-4. - P. 519 - 531.

73. Hikosaka A., Yokouchi E., Kawahara A. Extensive amplification and transposition of a novel repetitive element, Xstir, together with its termenal inverted repeat in the evolution of Xenopus II J. Mol. Evol. 2000. - V. 51. -N6.-P. 554-564.

74. Hinton C.W. Nucleocytoplasmic relations in a mutator-suppressor system of Drosophila ananassae II Genetics. 1981. - V. 98, N 1. - P. 77-90.

75. Ho Y.T., Weber S.M., Lim J.K. Interacting hobo transposon in an inbred strain and interaction regulation in hybrids of Drosophila melanogaster II Genetics. 1993. - V. 134, N 3. - P. 895 - 908.

76. Inouye S., Hsu M.Y., Eagle S., Inouye M. Reverse transcriptase associated with the biosynthesis of the branched RNA-linked msDNA in Myxococcus xanthus II Cell. 1989. - V. 56, N 4. - P. 709 - 717.

77. Inouye S., Hsu M.-Y., Xu A., Inouye M. Highly Specific Recognition of Primer RNA Structures for 2'-OH Priming Reaction by Bacterial Reverse Transcriptases // J. Biol. Chemistry. 1999. - V. 274, N 44, P. 31236-31244.

78. Ising G., Ramel C. The behavior of a transposable element in Drosophila melanogaster II The Genetics and Biology of Drosophila. New York, 1976. -V. IB.-P. 947-954.

79. Izsvak Z., Ivies Z., Shimoda N., Mohn D., Okamoto H., Hackett P.B. Short inverted-repeat transposable elements in teleost fish and implications for a mechanism of their amplification // J. Mol. Evol. 1999. - V. 48, N 1. - P. 13 -21.

80. Kadonaga J.T., Carner K.R., Masiarz F.R., Tjian R. Isolation of cDNA encoding transcription factor Spl and functional analysis of the DNA binding domain // Cell. 1987. - V. 51, N 6. - P. 1079 - 1090.

81. Kapitonov V.V., Jurka J. Rolling-circle transposons in eukaryotes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. - V. 98, N 15. - P. 8714 - 8709.

82. Karess R.E., Rubin G.M. Analysis of P transposable element functions in Drosophila II Cell. 1984. - V. 38, N 1. - P. 135 - 146.

83. Karplus K., Barrett C., Hughey R. Hidden Markov models for detecting remote protein homologies // Bioinformatics. 1998. - V. 14, N 10. - P. 846 - 856.

84. Kaufman P.D., Doll R.F., Rio D.C. Drosophila P element transposase recognizes internal P element DNA sequences // Cell. 1989. - V. 59, N2.-P. 359-371.

85. Kaufman P.D., Rio D.C. P element transposition in vitro proceeds by a cut-and-paste mechanism and uses GTP as a cofactor // Cell. 1992. - V. 69, N 1. -P. 27-39.

86. Keeney J.B., Chapman K.B., Lauermann V., Voytas D.F., Astrom S.U., von Pawel-Rammingen U., Bystrom A., Boeke J.D. Multiple molecular determinants for retrotransposition in a primer tRNA // Mol. Cell. Biol. -1995.-V. 15, N 1. -P. 217-226.

87. Kenna M.A., Brachmann C.B., Devine S.E., Boeke J.D. Invading the yeast nucleus: a nuclear localization signal at the С terminus of Tyl integrase is required for transposition in vivo II Mol. Cell. Biol. 1998. - V. 18, N 2. - P. 1115-1124.

88. Kidwell M.G., Kidwell J.F. Selection for male recombination in Drosophila melanogaster II Genetics. 1976. - V. 84, N 2. - P. 333 - 351.

89. Kidwell M.G., Kidwell J.F., Sved J.A. Hybrid dysgenesis in Drosophila melanogaster. A syndrome of aberrant traits including mutation, sterility, and male recombination // Genetics. 1977. - V. 86, N 4. - P. 813 - 833.

90. Kidwell M.G., Lisch D. Transposable elements as sources of variation in animals and plants // Proc Natl Acad Sci USA. 1997. - V. 94, N 15. - P. 7704-7711.

91. Kidwell M.G., Lisch D.R. Transposable elements and host genome evolution // Trends in Ecology and Evolution. 2000. - V. 15, N 3. - P. 95 - 99.

92. Kloeckener-Gruissem В., Freeling M. Transposon-induced promoter scrambling: a mechanism for the evolution of new alleles // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. - V. 92, N 6. - P. 1836 - 1840.

93. Kramerov D., Vassetzky N., Serdobova I. The evolutionary position of dormice (Gliridae) in Rodentia determined by a novel short retroposon // Mol. Biol. Evol. 1999. - V. 16, N 5. - P. 715 - 717.

94. Kramerov D.A., Vassetzky N.S. Structure and origin of a novel dimeric retroposon Bl-diD // J. Mol. Evol. 2001. - V. 52, N 2. - P. 137 - 143.

95. Lambert M.E., McDonald J.F., Weinstein I.B. Eukaryotic transposable elements as mutagenic agents. Cold Spring Harbor Press, Cold Spring Harbor, NY.- 1988.

96. Lankenau D. Molecular structure and evolution of a transposable family in Drosophila / W. Henning (ed.). Universitas-Druckerei Burlage, Munster. -1990.

97. Lankenau S., Corces V.G., Lankenau D.H. The Drosophila micropia retrotransposon encodes a testis-specific antisense RNA complementary to reverse transcriptase // Mol. Cell. Biol. 1994. - V. 14, N 3. - P. 1764 -1775.

98. Laski F.A., Rio D.C., Rubin G.M. Tissue specificity of Drosophila P element transposition is regulated at the level of mRNA splicing //Cell. -1986. V. 44, N1.-P. 7-19.

99. Lauermann V., Boeke J.D. Plus-strand strong-stop DNA transfer in yeast Ту retrotransposons // The EMBO Journal. 1997. - V. 16, N 21. - P. 6603 -6612.

100. Lee C.C., Mul Y.M., Rio D.C. The Drosophila P-element KP repressor protein dimerizes and interacts with multiple sites on P-element DNA // Mol. Cell. Biol. 1996. - V. 16, N 10. - P. 5616 - 5622.

101. Lee C.C., Beall E.L., Rio D.C. DNA binding by the KP repressor protein inhibits P-element transposase activity in vitro II The EMBO Journal. 1998. -V. 17, N 14. -P. 4166-4174.

102. Levis R.W., Ganesan R., Houtchens K., Tolar L.A., Sheen F.M. Transposons in place of telomeric repeats at a Drosophila telomere // Cell. -1993. V. 75, N 6. - P. 1083 - 1093.

103. Lewin B. Genes V. Oxford New York Tokio: Oxford University Press and Cell Press, 1994. - 1272 p.

104. Lim J.K. In situ hybridization with biotinylated DNA // Drosophila Inf. Serv.- 1993.-V. 72.-P. 73 -77.

105. Lozovskaya E.R., Evgen'ev M.B New mutants, obtained by means of hybrid dysgenesis in Drosophila virilis II Dros. Inf. Serv. 1991. - V. 70. - P. 277 - 279.

106. Lozovskaya E.R., Scheinker V.S., Evgen'ev M.B. A hybrid dysgenesis syndrome in Drosophila virilis И Genetics. 1990. - V. 126, N 3. - P. 619 -623.

107. Luan D.D., Korman M.H., Jakubczak J.L., Eickbush Т.Н. Reverse transcription of R2Bm RNA is primed by a nick at the chromosomal target site: a mechanism for non-LTR retrotransposition // Cell. 1993. - V. 72, N 4.-P. 595 -605.

108. Lyttle T.W., Haymer D.S. The role of the transposable element hobo in the origin of endemic inversions in wild populations of Drosophila melanogaster II Genetica. 1992. - V. 86, N 1-3. - P. 113 - 126.

109. Malik H.S., Eickbush Т.Н. The RTE class of non-LTR retrotransposons is widely distributed in animals and is the origin of many SINEs // Mol. Biol. Evol.- 1998.-V. 15, N9.-P. 1123- 1134.

110. Malik H.S., Burke W.D., Eickbush Т.Н. The age and evolution of non-LTR retrotransposable elements // Mol. Biol. Evol. 1999. - V. 16, N 6. - P. 793 -805.

111. Matzke M.A., Matzke A.J. Epigenetic silencing of plant transgenes as a consequence of diverse cellular defense responses // Cell. Mol. Life Sci. -1998.-V. 54, N1.-P. 94- 103.

112. McClintock B. Chromosome organisation and genetic expression // Cold. Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 1951. - V. 16. - P. 13 - 47.

113. Merkulov G.V., Lawler J.F. Jr, Eby Y., Boeke J.D. Tyl proteolytic cleavage sites are required for transposition: all sites are not created equal // J. Virol. -2001. V. 75, N 2. - P. 638 - 644.

114. Miller W.J., Nagel A., Bachmann J., Bachmann L. Evolutionary dynamics of the SGM transposon family in the Drosophila obscura species group // Mol. Biol. Evol. 2000. - V. 17, N 11. - P. 1597 - 1609.

115. Misra S., Rio D.C. Cytotype control of Drosophila P element transposition: the 66 kd protein is a repressor of transposase activity // Cell. 1990. - V. 62, N2.-P. 269-284.

116. Mizrokhi L.J., Georgieva S.G., Ilyin Y.V. jockey, a mobile Drosophila element similar to mammalian LINEs, is transcribed from the internal promoter by RNA polymerase IIII Cell. 1988. - V. 54, N 5. - P. 685 - 691.

117. Moore S.P., Garfinkel D.J. Expression and partial purification of enzymatically active recombinant Tyl integrase in Saccharomyces cerevisiae II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. - V. 91, N 5. - P. 1843 - 1847.

118. Moore S.P., Garfinkel D.J. Correct Integration of Model Substrates by Tyl Integrase // J. Virol. 2000. - V. 74, N 24. - P. 11522-11530.

119. Moore J.K., Haber J.E. Capture of retrotransposon DNA at the sites of chromosomal double-strand breaks // Nature. 1996. - V. 383, N 6601. - P. 644 - 646.

120. Moore S.P., Powers M., Garfinkel D.J. Substrate specificity of Tyl integrase // J. Virol. 1995. - V. 69, N 8. - P. 4683 - 4692.

121. Moore S.P., Rinckel L.A., Garfinkel D.J. A Tyl integrase nuclear localization signal required for retrotransposition // Mol. Cell. Biol. 1998. -V. 18, N 2. - P. 1105-1114.

122. Morgan G.T. Identification in the human genome of mobile elements spread by DNA-mediated transposition // J. Mol. Biol. 1995. - V. 254, N 1. - P. 1 -5.

123. Mul Y.M., Rio D.C. Reprogramming the purine nucleotide cofactor requirement of Drosophila P element transposase in vivo II The EMBO Journal. 1997. - V. 16, N 14. - P. 4441 - 4447.

124. Mules E., Uzun O., Gabriel A. Replication Errors during In Vivo Tyl Transposition Are Linked to Heterogeneous RNase H Cleavage Sites // Mol. Cell. Biol. 1998. - V. 18, N 2. - P. 1094 - 1104.

125. Mullins M.C., Rio D.C., Rubin G.M. Cis-acting DNA sequence requirements for P-element transposition // Genes Dev. 1989. - V. 3, N 5. -P. 729-738.

126. Nassif N., Penney J., Pal S., Engels W.R., Gloor G.B. Efficient copying of nonhomologous sequences from ectopic sites via P-element-induced gap repair // Mol. Cell. Biol. 1994. - V. 14, N 3. - P. 1613 - 1625.

127. Nurminsky D.I., Moriyama E.N., Lozovskaya E.R., Hartl D.L. Molecular phylogeny and genome evolution in the Drosophila virilis species group: duplications of the alcohol dehydrogenase gene // Mol. Biol. Evol. 1996. -V. 13, N1.-P. 132-149.

128. Ogura K., Takechi S., Nakayama Т., Yamamoto M.T. Molecular structure of the transposable element ninja in Drosophila simulans II Genes Genet. Syst. 1996. - V. 71, N 1. - P. 1 - 8.

129. O'Hare K., Rubin G.M. Structures of P transposable elements and their sites of insertion and excision in the Drosophila melanogaster genome // Cell. -1983.-V. 34,N1.-P. 25-35.

130. Okada N., Hamada M., Ogiwara I., Ohshima K. SINEs and LINEs share common 3' sequences: a review // Gene. 1997. - V. 205, N 1-3. - P. 229 -243.

131. Paquin В., O'Kelly C.J., Lang B.F. Intron-encoded open reading frame of the GIY-YIG subclass in a plastid gene // Curr. Genet. 1995. - V. 28, N 1. -P. 97 - 99.

132. Patterson J.T., Stone W.S. Evolution in the genus Drosophila. New York: MacMillan, 1952. - 610 p.

133. Pearson W.R., Lipman D.J. Improved tools for biological sequence comparison // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. - V. 85, N 8. - P. 2444 -2448.

134. Petrov D.A., Schutzman J.L., Hartl D.L., Lozovskaya E.R. Diverse transposable elements are mobilized in hybrid dysgenesis in Drosophila virilis II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. - V. 92, N 17. - P. 8050 - 8054.

135. Petrov D.A., Sangster T.A., Johnston J.S., Hartl D.L., Shaw K.L. Evidence for DNA loss as a determinant of genome size // Science. 2000. - V. 287, N 5455.-P. 1060- 1062.

136. Picard G., L'Heritier P.L. A maternaly inherited factor inducing sterility in Drosophila melanogaster И Drosophila Inf. Service. 1971. - V. 46. - P. 54.

137. Picard G. Non-Mendelian female sterility in Drosophila melanogaster. Hereditary transmission of the I factor // Genetics. 1976. - V. 83, N 1. - P. 107- 123.

138. Potter S.S. DNA sequence of a foldback transposable element in Drosophila II Nature. 1982. - V. 297, N 5863. - P. 201 - 204.

139. Rasmusson K.E., Raymond J.D., Simmons M.J. Repression of hybrid dysgenesis in Drosophila melanogaster by individual naturally occurring P elements // Genetics. 1993. - Y. 133, N 3. - P. 605 - 622.

140. Rio D.C., Laski F.A., Rubin G.M. Identification and immunochemical analysis of biologically active Drosophila P element transposase // Cell. -1986. V. 44, N 1. - P. 21 -32.

141. Roelants F., Potier S., Souciet J.L., de Montigny J. Delta sequence of Tyl transposon can initiate transcription of the distal part of the URA2 gene complex in Saccharomyces cerevisiae II FEMS Microbiol. Lett. 1997. - V. 148,N1.-P. 69-74.

142. Roth J.F. The yeast Ту virus-like particles // Yeast. 2000. - V. 16, N 9. -P. 785 - 795.

143. Saguez C., Lecellier G., Koll F. Intronic GIY-YIG endonuclease gene in the mitochondrial genome of Podospora curvicolla: evidence for mobility // Nucleic Acids Res. 2000. - V. 28, N 6. - P. 1299 - 1306.

144. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular cloning: a laboratory manual 2nd ed // Plainview, NY: Cold Spring Harbor laboratory Press. -1989.

145. Sandmeyer S.B., Hansen L.J., Chalker D.L. Integration specificity of retrotransposons and retroviruses // Annu. Rev. Genet. 1990. - V. 24. - P. 491-518.

146. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. - V. 74, N 12. -P. 5463 -5467.

147. Scheinker V.S., Lozovskaya E.R., Bishop J.G., Corces V.G., Evgen'ev M.B. A long terminal repeat-containing retrotransposon is mobilized during hybrid dysgenesis in Drosophila virilis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. -V. 87, N24.-P. 9615-9619.

148. Schuler G.D., Altschul S.F., Lipman D.J. A workbench for multiple alignment construction and analysis // Proteins. -1991.-V. 9, N3.-P. 180 — 190.

149. Selker E.U., Cambareri E.B., Jensen B.C., Haack K.R. Rearrangement of duplicated DNA in specialized cells of Neurospora II Cell. 1987. - V. 51, N 5.-P. 741 -752.

150. Serdobova I.M., Kramerov D.A. Short retroposons of the B2 superfamily: evolution and application for the study of rodent phylogeny // J. Mol. Evol. 1998.-V. 46, N2.-P. 202-214.

151. Sharon G., Burkett T.J., Garfinkel D.J. Efficient homologous recombination of Tyl element cDNA when integration is blocked // Mol. Cell. Biol. 1994. -V. 14, N10.-P. 6540-6551.

152. Shigenobu S., Watanabe H., Hattori M., Sakaki Y., Ishikawa H. Genome sequence of the endocellular bacterial symbiont of aphids Buchnera sp.APS. II Nature. 2000. - V. 407, N 6800. - P. 81 - 86.

153. Short J.M., Fernandes J.M., Sorge J.A., Huse W.D. A, ZAP: A bacteriophage X expression vector with in vivo excision properties // Nucleic Acids Res. -1988. V. 16, N 15. - P. 7583 - 7600.

154. Skowronski J., Singer M.F. Expression of a cytoplasmic LINE-1 transcript is regulated in a human teratocarcinoma cell line // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1985. - V. 82, N 18. - P. 6050 - 6054.

155. Smit A.F., Riggs A.D. Tiggers and DNA transposon fossils in the human genome // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. - V. 93, N 4. - P. 1443 - 1448.

156. Smith T.F., Waterman M.S. Identification of common molecular subsequences//J. Mol. Biol. 1981. - V. 147,N 1.-P. 195-197.

157. Spicer G.S. Molecular evolution and phylogeny of the Drosophila virilis species group as inferred by two-dimensional electrophoresis // J. Mol. Evol. 1991. - V. 33, N 4. - P. 379 - 394.

158. Stone W.S., Guest W.C., Wilson F.D. The evolutionary implications of the cytological polymorphism and phylogeny of the virilis group of Drosophila II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1960. - V. 46, N 2. - P. 350 - 361.

159. Streck R.D., MacGaffey J.E., Beckendorf S.K. The structure of hobo transposable elements and their insertion sites I I The EMBO Journal. 1986. -V. 5, N13.-P. 3615-3623.

160. Surzycki S.A., Belknap W.R. Repetitive-DNA elements are similarly distributed on Caenorhabditis elegans autosomes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2000. V. 97, Iss. 1,P. 245-249.

161. Sved J.A. Hybrid dysgenesis in Drosophila melanogaster. A possible explanation in terms of spatial organization of chromosome // Aust. J. Biol. Sci. 1976. - V. 29, N 4. - P. 375 - 388.

162. Taketo A. DNA transfection of Escherichia coli by electroporation // Biochim. Biophys. Acta. 1988. ~ V. 949, N3. -P.318 -324.

163. Tatusova T.A., Madden T. L. Blast 2 sequences-a new tool for comparing protein and nucleotide sequences // FEMS Microbiol. Lett. 1999. V. 174, N 2.-P. 247-250.

164. Temin H.M. Reverse transcriptases. Retrons in bacteria // Nature. 1989. -V. 339,N6222.-P. 254-255.

165. Templeton N.S., Potter S.S. Complete foldback transposable elements encode a novel protein found in Drosophila melanogaster И The EMBO Journal. 1989. - V. 8, N 6. - P. 1887 - 1894.

166. Teng S.C., Kim В., Gabriel A. Retrotransposon reverse-transcriptase-mediated repair of chromosomal breaks // Nature. 1996. - V. 383, N 6601. -P. 641 -644.

167. Throckmorton L.H. The virilis species group // The genetics and biology of Drosophila / Ashburner M., Novitsky E. (eds).- London Academic Press, 1982. V. 3B. - P. 227 - 297.

168. Truett M.A., Jones R.S., Potter S.S. Unusual structure of the FB family of transposable elements in Drosophila II Cell. 1981. - V. 24, N 3. - P. 753 -763.

169. Tsuno K., Yamaguchi O. Chromosomal rearrangement In(2)TY and linkage maps of the second chromosome of Drosophila virilis II Jpn. J. Genet. 1991. -V. 66,N1.-P. 49-58.

170. Tu Z. Three novel families of miniature inverted-repeat transposable elements are associated with gene of the yellow fever mosquito, Aedes aegypti II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. - V. 94, N 14. - P. 7475 - 7480.

171. Unsal K., Morgan G.T. A novel group of families of short interspersed repetitive elements (SINEs) in Xenopus: Evidence of a specific target site for DNA-mediated transposition of inverted-repeat SINEs I I J. Mol. Biol. 1995. -V. 248, N4.-P. 812-823.

172. Usdin K., Chevret P., Catzeflis F.M., Verona R., Urano A.V.F. LI (LINE-1) retrotransposable elements provide a "fossil" record of the phylogenetic history of murid rodents // Mol. Biol. Evol. 1995. - V. 12. - P. 73-82.

173. Vassetzky N.S., Kramerov D.A. CAN-a pan-carnivore SINE family // Mamm. Genome. 2002. - V. 13, N 1. - P. 50 - 57.

174. Vashakidze R., Zelentsova H., Korochkin L., Evgen'ev M. Expression of dispersed 36 bp sequences in Drosophila virilis //Chromosoma. 1989. - V. 97,N5.-P. 374-380.

175. Veronese di Marzo F., Copeland T.D., DeVico A.L., Rahman R., Oroszlan S., Gallo R.C., Sarngadharan M.G. Characterization of highly immunogenic p66/p51 as the reverse transcriptase of HTLV-III/LAV // Science. 1986. -V. 231,N4743.-P. 1289-1291.

176. Vieira J., Vieira C.P., Hartl D.L., Lozovskaya E.R. Factors contributing to the hybrid dysgenesis syndrome in Drosophila virilis II Genet. Res. 1998. -V. 71, N2.-P. 109-117.

177. Vogelstein В., Gillespie D. Preparative and analytical purification of DNA from agarose // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. - V. 76, N 2. - P. 615 -619.

178. Volff J.N., Hornung U., Schartl M. Fish retroposons related to the Penelope element of Drosophila virilis define a new group of retrotransposable elements // Mol. Genet. Genomics. 2001. - V. 265, N 4. - P. 711 - 720.

179. Weiner A.M., Deininger P.L., Efstratiadis A. Nonviral retroposons: genes, pseudogenes, and transposable elements generated by the reverse flow of genetic information // Annu. Rev. Biochem. 1986. - V. 55. - P. 631 - 661.

180. Wessler S.R. Plant Transposable Elements. A Hard Act to Follow // Plant. Physiol.-2001.-Y. 125, N1.-P. 149-151.

181. Wilder J.A., Hollocher H. Mobile Elements and the Genesis of Microsatellites in Dipterans // Mol. Biol. Evol. 2001. - V. 18, N 3. - P. 384 -392.

182. Wilhelm M., Boutabout M., Heyman Т., Wilhelm F.-X. Reverse transcription of the yeast Tyl retrotransposon: the mode of first strand transfer is either intermolecular or intramolecular // J. Mol. Biol. 1999a. - V. 288, N 4.-P. 505 - 510.

183. Windsor A., Waddell C. FARE, a New Family of Foldback Transposons in Arabidopsis // Genetics. 2000. - V. 156, N 4. - P. 1983 - 1995.

184. Winston F., Durbin K.J., Fink G.R. The SPT3 gene is required for normal transcription of Ту elements in S. cerevisiae II Cell. 1984. - V. 39, N 3, Pt 2. -P. 675-682.

185. Woodruff R.C., Boztolozzi J. Spontaneous recombination in mails of Drosophila similans II Heredity. 1976. - V. 37. - P. 295 - 198.

186. Xiong Y., Burke W.D., Eickbush Т.Н. Pao, a highly divergent retrotransposable element from Bombyx mori containing long terminal repeats with tandem copies of the putative R region // Nucleic Acids Res. 1993. -V. 21,N9.-P. 2117-2123.

187. Yang Z., Boffelli D., Boonmark N., Schwartz K., Lawn R. Apolipoprotein(a) gene enhancer resides within a LINE element // J. Biol. Chem. 1998. - V. 273, N 2. - P. 891 - 897.

188. Yang J., Harmit S.M., Eickbush Т.Н. Identification of the endonuclease domain encoded by R2 and other site-specific, non-long terminal repeatretrotransposable elements // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. - V. 96,N14.-P. 7847-7852.

189. Yanisch-Perron C., Vieira J., Messing J. Improved M13 phage cloning vectors and host strains: Nucleotide sequences of the M13mpl8 and pUC19 vectors // Gene. 1985. - V. 33, N 1. - P. 103 - 119.

190. Yeadon P.J., Catcheside D.E. Guest: A 98 bp inverted repeat transposable element in Neurospora crassa I I Mol. Gen. Genet. 1995. - V. 247, N 1. - P. 105-109.

191. Yoder J.A., Walsh C.P., Bestor Т.Н. Cytosine methylation and the ecology of intragenomic parasites // Trends Genet. 1997. - V. 13, N 8. - P. 335 -340.130

192. Zelentsova E.S., Kraev A.S., Evgen'ev M.B. Dispersed repeats in Drosophila virilis: elements mobilized by interspecific hybridization // Chromosoma. 1986. - V. 93, N 6. - P. 469 - 476.

193. Zelentsova E.S., Vashakidze R.P., Kraev A.S., Evgen'ev M.B. Repetitive sequences dispersed through the genome in Drosophila species of the virilis group // Mol. Biol. 1986. - V. 20. - P. 577 - 583.