Микроорганизмы глубинных хранилищ жидких радиоактивных отходов и взаимодействие их с радионуклидами

Лукьянова, Евгения Александровна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Микроорганизмы глубинных хранилищ жидких радиоактивных отходов и взаимодействие их с радионуклидами
ВАК РФ 03.00.07, Микробиология

Автореферат диссертации по теме "Микроорганизмы глубинных хранилищ жидких радиоактивных отходов и взаимодействие их с радионуклидами"

На правах рукописи

□0344Т390

ЛУКЬЯНОВА ЕВГЕНИЯ АЛЕКСАНДРОВНА

Микроорганизмы глубинных хранилищ жидких радиоактивных отходов и взаимодействие их с радионуклидами

Специальность 03.00.07 - микробиология

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

0 2 0КТ 2008

Москва - 2008

003447390

Работа выполнена в Учреждении Российской академии наук Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН и в Учреждении Российской академии наук Институт физической химии и электрохимии им. А.Н. Фрумкина РАН.

Научные руководители: Доктор биологических наук Т.Н. Назина

Кандидат химических наук Е.В. Захарова

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук Н.В. Пименов

доктор химических наук А.П. Новиков

Ведущая организация:

МГУ имени М.В. Ломоносова, Факультет почвоведения, г. Москва.

Защита диссертации состоится "13" октября 2008 г. в часов на заседании Диссертационного совета Д.002.224.01 при Институте микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН по адресу: 117312, Москва, проспект 60-летия Октября, д. 7, корп. 2.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН.

Автореферат диссертации разослан 11 сентября 2008 г.

Ученый секретарь Диссертационного совета,

кандидат биологических наук

Т.В. Хижняк

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Развитие атомной промышленности тесно связано с решением проблемы утилизации радиоактивных отходов (РАО). На начальных этапах радиоактивные отходы удаляли в пресные и морские водоемы, в подземные горизонты (Лаверов и соавт., 1991, 2000). Впоследствии в США, Канаде и европейских странах, производящих радионуклиды, была принята концепция многобарьерного варианта захоронения радиоактивных отходов, которые сначала цементируют или остекловывают, затем в контейнерах помещают в хранилище, размещенное в геологической формации.

В России одним из методов захоронения радиоактивных отходов среднего и низкого уровня активности является их нагнетание в жидком виде в глубинные водоносные геологические формации - пласты-коллекторы (Рыбальченко и соавт., 1994; Адушкин и соавт., 1999).

По данным многолетних наблюдений за эксплуатацией глубинных хранилищ жидких РАО установлено, что за счёт процессов сорбции на песчано-глинистых породах основное количество радионуклидов переходит в твёрдую фазу и локализуется на незначительном расстоянии от нагнетательных скважин (Захарова и соавт., 2003). В результате уровень активности в межпоровом пространстве пород по мере удаления от нагнетательной скважины (100-150 м) снижается до значений ниже регламентированных для радиоактивных отходов (НРБ, 1999).

Несмотря на большое количество данных, накопленных по миграции радионуклидов в глубинных хранилищах жидких РАО, сведения о влиянии микроорганизмов на формы нахождения и подвижность радионуклидов в этой экосистеме ограничены (Francis et al., 1998; Francis, 1998).

Известно, что взаимодействие микроорганизмов с радионуклидами может происходить по разным механизмам: биосорбция (адсорбция на клеточной поверхности), биоаккумуляция (проникновение и накопление внутри клетки), биотрансформация (изменение степени окисления радионуклида за счёт биохимических процессов) и др. (Lovley, Anderson, 2000; Lloyd, Macaskie, 2000; Gadd, 2000; Nealson, Saffarini, 1994).

Имеется обширная литература о составе микроорганизмов на поверхности контейнеров с отвержденными РАО и в окружающих породах, исследованы процессы образования биопленок и биогенной коррозии материалов, из которых сделаны контейнеры (West et al., 1982; Pedersen et al., 1996; Stroes-Gascoyne, West, 1997; Pedersen, 1996; McKinley et al., 1997; Humphreys et al., 1997). Результаты этих микробиологических исследований невозможно однозначно экстраполировать на глубинные

хранилища жидких РАО (Ыагта й а1., 2004; Косарева и соавт., 2007). Основными компонентами средне- и низкоактивных отходов являются нитрат- и сульфат-ионы, ацетат и детергенты; радионуклиды представлены главным образом продуктами деления: |41' 144Се, 908г, 137Сз, 95гг, 95ЫЬ, |03, 10611и и 3Н (Рыбальченко и соавт., 1994). Долгоживущие альфа-излучающие нуклиды могут содержаться в следовых количествах. В связи с вышесказанным, необходимо исследование глубинных хранилищ РАО как среды обитания микроорганизмов, изучение основных групп микроорганизмов, которые по теоретическим предположениям могут участвовать в преобразовании химических и радиоактивных компонентов отходов (денитрифицирующие, сульфат- и железоредуцирующие и другие).

Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы является изучение распространения, биоразнообразия и геохимической деятельности микроорганизмов в глубинном хранилище жидких радиоактивных отходов и выяснение роли микроорганизмов в преобразовании радионуклидов (урана и трансурановых элементов).

Для достижения цели было необходимо решить следующие задачи.

1. Исследовать экологические условия в глубинных горизонтах, используемых для захоронения жидких радиоактивных отходов, определить численность микроорганизмов основных физиологических групп и оценить скорости биогенных процессов в зоне дисперсии отходов и вне этой зоны.

2. Выяснить биоразнообразие микробного сообщества глубинных горизонтов методом ГХ-МС анализа жирных кислот суммарной биомассы сообщества и молекулярно-биологическим методом анализа генов 168 рРНК.

3. Выделить чистые культуры аэробных органотрофных и анаэробных сульфат- и железо-редуцирующих бактерий из глубинных горизонтов. Определить таксономическое положение и исследовать физиолого-биохимические свойства чистых культур.

4. Оценить способность выделенных микроорганизмов участвовать в восстановлении нитрат-ионов и трансформации и концентрировании урана и трансурановых элементов.

Научная новизна работы. Впервые микробное сообщество глубинного хранилища жидких радиоактивных отходов исследовано с использованием микробиологических, молекулярно-биологических и радиоизотопных методов. На примере глубинных хранилищ РАО ФГУП «Сибирский Химический Комбинат» показано, что плотность микробной популяции и скорости процессов денитрификации и сульфатредукции в пластовых водах были низки и возрастали в зоне дисперсии отходов.

Методом анализа генов 16S рРНК пластовой воды показано, что в глубинных горизонтах доминировали Alpha-, Beta-, Gamma- и Delta-proteobacteria, выявлены также представители порядков Nitrospirales, Actinobacteriales, Verrucomicrobiales, Planctomycetes, Dehalococcoidetes и некультивируемых групп домена Bacteria. Археи включали метаногенов семейства Methanomicrobiaceae и Methanobacteriaceae и некультивируемые кренархеоты. Эти результаты подтверждены микробиологическими методами, позволившими выявить грамотрицательных протеобактерий и грамположительных актинобактерий в пластовой воде, содержащей компоненты низкоактивных отходов (НАО).

Из глубинных горизонтов выделено более 50 штаммов разных физиологических групп, относящихся к известным видам родов Kocuria, Microbacterium, Pseudomonas, Pantoea, Acinetobacter, Enterobacter, Klebsiella, Stenotrophomonas, Sphingomonas, Acidivorax, Shewamlla и Desulfosporosinus. Два штамма, имеющие 98% сходства генов 16S рРНК с таковыми вида Cellulomoms flavigena, вероятно, относятся к новому виду.

В составе пластовой микрофлоры обнаружены микроорганизмы, способные участвовать в преобразовании химических и радиоактивных компонентов отходов. Денитрифицирующие бактерии восстанавливали нитрат-ионы до N2. Бактерии рода Shewamlla и сульфатредуцирующие бактерии восстанавливали 233U(VI) и 237Np(V) в присутствии разных органических субстратов, что свидетельствует о возможном участии их в осаждении и концентрировании радионуклидов в глубинном хранилище. Обнаружены бактерии Klebsiella oxytoca, способные окислять сульфид железа за счет восстановления нитрат- до нитрит-иона, и таким образом способствовать растворению труднорастворимых соединений металлов и их дальнейшей миграции.

Аэробные бактерии сорбировали (аккумулировали) актиниды и другие трансурановые элементы, входящие в состав отходов - 238Pu, 237Np, 233U, 241Ат и 90Sr, и не сорбировали 137Cs и "Тс. Максимум сорбции 237Np наблюдается при рН 7-9; а 238Ри, 241Аш и 233U при рН 3-5. Показано, что в сорбции урана клетками грамотрицательных бактерий P. jluorescens и Р. grimontii участвуют органические фосфаты. Выявлен конкурентный характер биосорбдаи 238Pu, 241Ат и 237Np из карбонатных растворов, близких по составу пластовой воде, что в целом позволяет считать незначительным вклад биосорбции в концентрирование радионуклидов в глубинном хранилище жидких радиоактивных отходов.

радиоактивных и химических компонентов отходов в подземных горизонтах. Выделены штаммы, избирательно сорбирующие 241Аш, 237Np, 238Pu и 233U из разбавленных растворов. Показана перспективность поиска микроорганизмов для разработки биотехнологий сорбционной очистки жидких отходов от радионуклидов в поверхностных хранилищах.

Снижение концентрации нитрат-ионов путем активации жизнедеятельности денитрифицирующих бактерий в глубинном горизонте будет способствовать повышению радиоэкологической безопасности глубинных хранилищ жидких радиоактивных отходов и предотвращению миграции радионуклидов.

Исследования выполняли в 2004-2007 гг. при финансовой поддержке РФФИ (гранты №№ 05-04-49556,05-03-32129 и 06-03-33193).

Апробация работы. Результаты работы были представлены на пятой Российской конференции по радиохимии "Радиохимия-2006" (Дубна, 2006); четвертом Международном конгрессе "Биотехнология: состояние и перспективы развития" (Москва, 2007); четвертой молодежной научно-практической конференции "Ядерно-промышленный комплекс Урала: Проблемы и перспективы" (Озерск, 2007) и на Всероссийской межведомственной научно-технической конференции "Подземное захоронение жидких радиоактивных отходов: прошлое настоящее будущее" (Северск, 2007).

Личный вклад соискателя состоял в проведении экологических, микробиологических и радиохимических исследований и обработке экспериментальных данных. Радиохимические анализы выполняли в лаборатории экологических проблем обращения с радиоактивными и токсичными отходами ИФХЭ РАН (зав. лаб., к.х.н. Е.В. Захарова), микробиологические исследования - в лаборатории нефтяной микробиологии ИНМИ РАН (зав. лаб., д.б.н., профессор С.С. Беляев). Электронно-микроскопические исследования проводили совместно с H.A. Кострикиной (ИНМИ РАН), молекулярно-биологические - с А.Б. Полтараусом (ИМБ РАН), Н.К. Павловой, Е.М. Михайловой и Т.П. Туровой (ИНМИ РАН). Автор приносит благодарность соавторам Л.И. Константиновой, И.М. Прошину, B.C. Ивойлову, Г.А. Осипову и И.Г. Тананаеву, а также всем коллегам и друзьям за содействие и поддержку.

Публикации. Материалы диссертации представлены в 6 печатных работах, включая 3 статьи и 3 тезисах конференций.

Объём и структура диссертации. Материалы диссертации изложены настраницах машинописного текста, включая 37 рисунков и 23 таблицы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы и

экспериментальной части, содержащей разделы "Объекты и методы исследования", "Результаты исследований и их обсуждение", "Заключение", "Выводы" и "Список литературы", включающий отечественных ио&Ларубежных наименований.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ 1. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ Характеристика объектов исследования. В работе исследовали микроорганизмы пластовых жидкостей из наблюдательных скважин участков захоронения среднеактивных (технологических) и низкоактивных (нетехнологических) отходов глубинного хранилища жидких радиоактивных отходов ФГУП СХК (г. Северск, Томской обл.). На СХК отходы захоранивают в песчано-глинистые пласты-коллекторы, расположенные на глубинах 349-386 м (II горизонт) и 270-320 м (III горизонт). Оба горизонта имеют температуру 10-12°С, содержат пластовые воды с минерализацией 0.3-0.4 г/л. Естественное движение вод имеет южное и юго-западное направление и характеризуется скоростями 3-5 м/год. Анализировали также декантаты из поверхностных хранилищ низкоактивных отходов СХК.

Кроме того, исследовали микроорганизмы в 31 пробе подземных вод из наблюдательных скважин, расположенных на периферии ореолов загрязнения в районе промышленных водоемов (озеро Карачай и Старое Болото) ФГУП ПО «Маяк».

Состав сред и условия культивирования микроорганизмов. Численность микроорганизмов основных физиологических групп определяли путем посева пластовой воды в жидкие среды для пресноводных микроорганизмов методом десятикратных разведений в двух повторностях. Аэробные органотрофные бактерии выделяли на плотной среде (Plate count agar, Difco), содержащей (г/л): бакто-триптон (5.0), дрожжевой экстракт (2.5), глюкозу (1.0) и агар-агар (15), рН 7.0; численность определяли посевом пластовой воды в жидкую среду того же состава (GTE) (без агара), культивировали в пенициллиновых флаконах с воздушной газовой фазой.

Среды для анаэробных бактерий готовили, используя анаэробную технику Хангейта (Hungate, 1969). Минеральную основу готовили и стерилизовали отдельно. Дополнительные компоненты вносили в виде стерильных растворов в охлажденную среду. В качестве газовой фазы использовали очищенный от кислорода аргон или смесь Н2+С02 для литоавтотрофных метаногенов. Все среды инокулировали пластовой водой, используя шприцы. Бродильные бактерии определяли в среде с пептоном

(4 г/л) и глюкозой (10 г/л), измеряя образование Н2 в конечных разведениях, и микроскопически (Postgate, 1965). Сульфатредуцирующие бактерии анализировали по образованию H2S в конечных разведениях в среде Видделя (Widdel, 1980) с лактатом натрия (4 г/л), восстановленной 200 мг Na2S-9H20. Денитрифицирующие бактерии учитывали по появлению N2 в среде (Adkins et al., 1992) с нитратом натрия (0 85 г/л), дополненной ацетатом натрия (2 г/л) или Н2. Метаногенов учитывали по появлению СН4 в среде (Zeikus et al., 1975) с ацетатом (2.2 г/л) или Н2+С02, дополненной микроэлементами (Wolin et al., 1963), дрожжевым экстрактом (0.5 г/л) и Na2S-9H20 (0.5 г/л). Железоредуцирующие бактерии учитывали в среде (Lovley, Phillips, 1992) с цитратом железа (III), дополненной ацетатом или Н2. Посевы инкубировали при температуре 18-20°С и обследовали в световом микроскопе Olympus с фазово-контрастным устройством.

Аналитические методы. Прирост биомассы в жидкой среде оценивали по величине оптической плотности на спектрофотометре Ultrospec 2100 pro (Amersham Biosciences) при длине волны 600 нм. Содержание белка в микробной биомассе определяли колориметрическим методом Лоури (Lowry et al., 1951). Метан, водород, азот и летучие жирные кислоты определяли газохроматографическими методами, приведенными ранее (Nazina et al., 2004). Сероводород определяли колориметрическим методом Пахмайра с N,N-flHMemn-/?-фенилендиамином в модификации (Trilper, Schlegel, 1964).

Методы оценки скоростей анаэробных микробных процессов. Скорости сульфатредукции и метаногенеза в пластовых водах определяли радиоизотопными методами, используя Na235S0.(, 14CH3-COONa, NaHuC03 (Иванов, 1966; Беляев, Иванов, 1975; Лауринавичус, Беляев, 1978).

Состав микробного сообщества подземных вод определяли методом газовой хроматографии - масс-спектрометрии (ГХ-МС) микробных липидных маркеров, выделенных из биомассы пластовой воды, как описано ранее (Осипов, 1993; Nazina et al., 2004) и методом анализа генов 16S рРНК. Тотальную ДНК из пластовой воды выделяли, используя набор «DiatomtmDNAprep» (ИБХ РАН, Москва). Плазмидную ДНК выделяли методом щелочного лизиса (Sambrook et al., 1989). Гены 16S рРНК амплифицировали с использованием универсальных, архейных и бактериальных праймеров: A8F, A109f, A517R, A800f, А1041 г, B8-27f, U519r, U1492r (Edwards et al., 1989; Gropkopf et al., 1998; Колганова и соавт, 2002). Выделение и очистку ПЦР-продуктов проводили с помощью набора для экстракции ДНК из геля (V-gene DNA Gel Extraction Kit; China). Фрагменты гена 16S рРНК архей и бактерий клонировали в плазмидный вектор pGEM-T (Promega) в соответствии с рекомендациями фирмы

изготовителя. Трансформацию ДНК в клетки Е. coli проводили на электропораторе фирмы "Bio-Rad". Для скрининга клонов использовали ПЦР с универсальными плазмидными праймерами. Секвенирование ДНК проводили на автоматическом секвенаторе «ABI 3100 Avant Genetic Analysen), используя набор для секвенирования (Dyenamic Terminator Cycle Sequencing Ready Reaction kit, Amersham). Полученные фрагменты генов 16S pPHK сравнивали с последовательностями, приведенными в базе данных GenBank, используя программы BioEdit (http://iwbrown.mbio.ncsu.edu/BioEdit/bioedit.html). Blast

(http://wvw.ncbi.nlm.nih.gov/blast) и CLUSTALW v 1.75. Филогенетические деревья создавали с помощью программ TREECON W (Van de Peer, De Wächter, 1994) и PHYLIP (Felsenstein, 1989).

Метод определения сорбции радионуклидов микробной биомассой. Биомассу бактерий наращивали в жидкой питательной среде GTE, собирали центрифугированием и получали суспензию в физрастворе (OD6oo 1.0). В работе использовали растворы (M): M О"10 90Sr; МО"9 I37Cs; 6-Ю"10 238Pu(IV); МО"9 24IAm(III); МО"7 233U(VI) и 1.02-10"6 237Np(V), которые нейтрализовали до величины pH 5-6 0.2 N растворами HCl и NaOH. В физраствор, содержащий радионуклид известной концентрации, вносили аликвоту суспензии бактерий. Эксперименты выполняли в тефлоновых пробирках при комнатной температуре и постоянном перемешивании на шейкере при 150 об/мин в течение двух часов. Биомассу отделяли центрифугированием (8000 об/мин, 15 мин). Активность радионуклидов (кроме 137Cs) в растворе определяли методом жидкостной сцинтилляционной спектрометрии (сцинтиллятор OptiFase "HiSafe" 3, Fin.) на спектрометре СКС-07П-Б11 (Россия). 137Cs определяли на полупроводниковом гамма спектрометре с коаксиальным детектором из сверхчистого германия (Gc-2520, Canberra). Сорбцию радионуклидов биомассой бактерий выражали в процентах по отношению к исходной концентрации радионуклида в растворе.

Метод оптической флуоресценции. Флуоресценцию микробных клеток с ураном измеряли на флуориметре Fluorolog-3 (Instruments S.A., Inc., США). Спектры обрабатывали, используя программы Grams-386 (Galactic Industries Corp.) и Peak Fit (AISN Software Inc.).

Метод жидкостной экстракции. Степень окисления актинидов, сорбированных клетками, определяли методом жидкостной экстракции 1-(2-теноил)-3,3,3-трифторацетоном (Morgenstern, Choppin, 2002).

Электронно-микроскопические исследования. Биомассу фиксировали 1% раствором осмиевой кислоты, затем заключали в агар, обезвоживали спиртом возрастающей крепости и заключали в эпон 812

(Ryter, Kellenberger, 1958). Срезы изготавливали на ультрамикротоме LKB-4800 А и исследовали в электронном микроскопе JEM 100С.

2. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ 2.1. Химическая и микробиологическая характеристика растворов, направляемых на подземное захоронение, и пластовой

воды из глубинных горизонтов хранилища жидких РАО СХК

Начиная с 2002 г., нами было исследовано 44 пробы жидкостей отобранных из наблюдательных скважин, расположенных на участках захоронения средне- и низкоактивных отходов, и из поверхностных хранилищ. Исходно подземные горизонты представляли собой низкотемпературное пресноводное олиготрофное местообитание. В пробах природных подземных вод содержатся щелочные и щелочноземельные элементы, в небольших концентрациях присутствует железо (0.4-5.8 мг/л). Основным анионом является бикарбонат, ниже концентрации сульфатов и нитратов, рН около 7.0 (табл. 1).

Полигон подземного захоронения жидких РАО включает комплекс поверхностных сооружений и глубинные хранилища. Жидкие низкоактивные отходы (НАО) формируются путем смешения пресных низкоактивных отходов из водохранилища и растворов из пульпохранилища, характеризующихся высокой минерализацией (до 35 т/я), повышенным содержанием нитратов (до 20.3 г/л) и сульфатов (0.58 г/л). В низкоактивных слабощелочных отходах, направляемых на захоронение, основными катионами являются натрий, аммоний и щелочноземельные металлы, а основными анионами - нитрат-, бикарбонат-, сульфат и хлорид-ионы; отходы содержат радионуклиды. Среднеактивные отходы радиохимического производства поступают непосредственно в глубинное хранилище. Диапазоны концентраций компонентов в исследованных пробах приведены в таблице 1.

Поступление низкоактивных отходов во II и III подземные горизонты и среднеактивных отходов во II горизонт хранилища привело к возрастанию общей минерализации пластовой воды, повышению содержания нитратов, сульфатов, кальция и магния, увеличению рН пластовой воды от 6.6 до 8.6, Eh - от -59 до 186.5 мВ. По данным лаборатории СХК, с отходами в пласт поступает органическое вещество, содержание которого варьируется (величина ХПК - от 12.4 до 150.2 мг/л, величина БПК - от 1.25 до 126.6 мг/л). Отходы содержат нефтепродукты

Таблица 1. Химический состав нагнетаемых отходов и жидкостей из глубинных хранилищ низкоактивных и среднеактивных отходов___

Проба Горизонт Солесодер-жание, мг/л рН Содержание, мг/л

Ыа++К+ МНд+ Са2+ Мб2'" Ре0б да3- нсо3- БСХ,2"

Природные подземные воды III 200-322 6.7-7.2 31-37 0.6-0.9 28-39 12-14 2.1-3.9 0.2-2.2 232-250 7.5-77

Низкоактивные отходы и декантаты поверхностных хранилищ 2900-35000 8.1-8.6 210-2500 79012000 21-50 20-6 1.1-3.0 159520300 290-600 104-580

Хранилище низкоактивных отходов II 260-3473 6.7-8.2 32-99 0.5-18 25-247 11-110 0.3-13 1.02150 170-299 21-307

III 387-2758 6.6-8.1 37-418 0.1-2.27 41-366 30-214 0.8-23 0.32157 239-561 31-392

Хранилище среднеактивных отходов II 505-7056 6.8-8.6 26-840 0.8-8.4 39-957 26-540 0.1-81 907284 208-518 19-195

Радионуклиды: 141,144Се, 908г, '"Сб, ">ъЪх, ЫЬ,103' ,0611и и 3Н. Суммарная активность нагнетаемых низкоактивных отходов составляла <10"5 КиУл, среднеактивных - от 10"5 до 1 Ки/л.

(неполяркые и малополярные соединения, растворимые в гексане, то есть углеводороды) и синтетические поверхностно-активные вещества. На удалении более 100 м от нагнетательных скважин продукты распада и альфа-излучающие нуклиды фиксировались в количествах существенно ниже уровня вмешательства. Летучие кислоты в подземных водах обнаруживались в низких концентрациях (<4 мг уксусной кислоты в 1 л).

В нагнетаемых отходах и пластовых водах нами была определена численность микроорганизмов основных физиологических групп -аэробных органотрофных бактерий (Аэроб.), анаэробных бактерий с бродильным типом метаболизма (Брод.), автотрофных (Дн Н2) и гетеротрофных (Дн ац) денитрифицирующих бактерий, железо- и сульфат-редуцирующих (СРБ) и метаногенов, растущих в среде с Н2+С02 (Мет Н2), или ацетатом (Мет ац). Из рисунка 1 видно, что в жидкостях из поверхностных хранилищ доминировали аэробные микроорганизмы, численность которых в водохранилище достигала 109 кл/мл. С отходами в

Рис. 1. Численность микроорганизмов в жидкостях из наземных хранилищ (водохранилище и пульпохранилище), в природных пластовых водах (скв. Р-23) и водах участков захоронения низкоактивных (II и III горизонты) и среднеактивных (II горизонт) отходов

пласты поступали аэробные и анаэробные органотрофы (103"4 кл/мл), денитрифицирующие (102 кл/мл), сульфатвосстанавливающие (до 105 кл/мл) и метанобразующие (102 кл/мл) микроорганизмы.

В природных пластовых водах (скв. Р-23) численность микроорганизмов не превышала 102-103 кл/мл. В водах II и III горизонтов участка захоронения НАО численность микроорганизмов была в среднем на порядок выше, чем в исходных пластовых водах. В пластовой воде обнаружены аэробные органотрофные бактерии (до 104 кл/мл), а также бактерии с бродильным типом метаболизма (102-105 кл/мл), денитрифицирующие (10-104 кл/мл) и сульфатредуцирующие (0-10 кл/мл) бактерии и метаногены (0-102 кл/мл). Железоредуцирующие бактерии выявлены в 50% исследованных проб.

Воды участка захоронения среднеактивных отходов (скважины С-64, С-49, С-37 и С-50) характеризовались более высоким уровнем численности микроорганизмов, достигающим 108 кл/мл. Сульфатредуцирующие бактерии были выявлены лишь в 20% обследованных проб (10->10 кл/мл), вероятно, высокие концентрации нитратов (достигающие 7284.0 мг/л) в зоне дисперсии отходов подавляли их рост и активность.

Полученные результаты свидетельствуют о присутствии в природных пластовых водах малочисленной, но метаболически разнообразной аэробной и анаэробной микрофлоры. С отходами в пласты поступали нитрат- и сульфат-ионы, органическое вещество и микроорганизмы, стимулируя рост микробного сообщества подземных горизонтов.

2.2. Скорости анаэробных процессов в пластах-коллекторах и влияние возможных макрокомпонентов отходов (ацетат, сульфат и нитрат) на микробные процессы

Радиоизотопными методами был выявлен низкий уровень сульфатредукции и метаногенеза. в большинстве проб пластовых вод СХК. Скорость метаногенеза из ацетата была на грани чувствительности метода. Скорость литоавтотрофного метаногенеза в четырёх пробах (скважины П-7, А-6, А-47 и С-37) была в интервале 0.16-0.55 мкг СН4 л'1 сут"1, в остальных пробах не превышала 0.049 мкг СН4 л'1 сут"1. В зоне дисперсии отходов (скважины А-4, А-44, А-47 и А-6) скорость сульфатредукции была в интервале от 0.1 до 0.7 мкг Б2" л"1 сут"1, в остальных пробах вод она была не более 0.05 мкг Б2" л'1 сут"1. Скорости сульфатредукции и метаногенеза в глубинных горизонтах полигона СХК были сравнимы с таковыми в глубинных горизонтах Горно-химического комбината (г. Железногорск, Красноярский край) (Кагша е! а1., 2004).

Внесение возможных макрокомпонентов отходов (ацетат, нитрат, сульфат), а также молекулярного водорода в герметично закрытые пробы пластовой воды стимулировало активность подземного микробного сообщества (рис. 2).

Внесение Н2 стимулировало сульфатредукцию и метаногенез. Особое внимание к группе сульфатредуцирующих бактерий обусловлено тем, что образуемый ими сероводород химически взаимодействует с ионами различных металлов, приводя к осаждению сульфидов. Кроме того, ряд штаммов способен получать энергию за счет восстановления радионуклидов, что может способствовать снижению миграции радионуклидов. Внесение Н2 или ацетата в сочетании с сульфатом стимулировало сульфатредукцию. Экзогенные доноры и акцепторы электронов оказывали воздействие на скорости анаэробных процессов не во всех пробах, вероятно из-за низкой численности и активности сульфатредуцирующих и метанобразующих микроорганизмов.

А-6 /У44 Л46 Проба

1 ■ Вез стимуляцш "аН2+3042-

□ Ацетат а Ацетат+3042-

Рис. 2. Влияние Н2, ацетата и сульфатов на скорость сульфатредукции в пробах пластовых вод глубинного хранилища НАО

Внесение Н2 в пробы пластовых вод, содержащих нитрат-ионы, стимулировало образование молекулярного азота. Добавление Н2 или ацетата в сочетании с нитратом стимулировало образование Т<2 во всех исследованных пробах пластовой воды. Поступление нитрат- и сульфат-ионов с отходами может стимулировать активность денитрифицирующих и сульфатредуцирующих бактерий в подземных горизонтах. При наличии жизнеспособных бактерий и доступных акцепторов электронов скорости обоих процессов будут лимитироваться наличием доноров электронов (органическое вещество или Н2) и биогенов (фосфатов).

Нами дана предварительная оценка скорости денитрификации микроорганизмами пластовой воды газохроматографическим методом, которая варьировала от 0 до 0.1 мг N2An сут. Эти данные были использованы на ФГУП «СХК» при сопоставлении общего содержания нитратов, удаленных с отходами с начала эксплуатации полигона, с их современным содержанием в пласте. По результатам анализов проб из контрольных скважин были построены контуры распределения подземных вод с разной концентрацией нитратов. Расчеты показали, что к настоящему времени нитраты, удаленные в пласт-коллектор до 1983 г., уже полностью разложились. С учетом убыли нитратов за счет денитрификации и депонирования в глины баланс нитратов на 11-16% не совпадает с их содержанием в пласте в настоящее время. Полученные данные свидетельствуют о потенциальной возможности создания биогеохимических барьеров (путем активации деятельности денитрифицирующих микроорганизмов в глубинном горизонте) для удаления нитратов из отходов.

2.3. Состав микробного сообщества хранилища жидких радиоактивных отходов СХК по результатам хромато-масс-спектрометрического анализа жирных кислот суммарной биомассы пластовой воды и анализа генов 16S рРНК

Расчет состава микробного сообщества, выполненный на основе созданной Г.А. Осиповым (1993) базы данных профилей жирных кислот и маркеров микроорганизмов с учетом специфики исследуемых проб, позволил выявить 52 таксона или группы микроорганизмов.

В нагнетаемых отходах присутствовала разнообразная микрофлора, представленная грибами, простейшими, растительными клетками, неидентифицированными эукариотами и прокариотами. В пробах пластовой воды из скважин А-6, А-4 и А-47, расположенных в зоне дисперсии низкоактивных отходов, преобладали грамположительные актинобактерии родов Rhodococcus, Corynebacterium, Nocardia, Pseudonocardia и неизвестные организмы этой группы. Аналогичный состав сообщества был обнаружен в пробе из скважины С-15, не подверженной влиянию отходов. Спорообразующие микроорганизмы принадлежали к родам Bacillus и Clostridium. Грамотрицательные бактерии относились к родам Pseudomonas, Sphingomonas, Brevundimonas, Aeromonas, Methylococcus и др. Анаэробные микроорганизмы включали бактерий родов Desulfovibrio, Clostridium, Butyrivibrio, Bacteroides и др. В пластовой воде содержалось также маркерные соединения грибов и

растений.

Пластовую жидкость из двух скважин А-6 и Р-23 использовали для клонирования генов 16S рРНК. Тотальная ДНК, выделенная из воды, служила в качестве матрицы для ПЦР с универсальными, архейными и бактериальными праймерами. Филогенетический анализ библиотеки клонов архей позволил выявить последовательности 16S рДНК метаногенов семейства Methanobacteriaceae (виды Methanobacterium alcaliphilum и М. espanolae) и Methanomicrobiaceae и некультивируемых кренархеот, близких родам Sulfolobus и Thermofilum. Гены 16S рРНК бактериальных клонов относились имущественно к классу Proteobacteria и включали Alphaproteobacteria (роды Brevundimonas, Sphingomonas, Afipia), Betaproteobacteria (Ralstonia), Gammaproteobacteria (Acinetobacter) и Deltaproteobacteria (Desulfobacca, Syntrophus, Smithella, Algimarinum). Минорные таксономические подразделения включали представителей порядков Nirospirales (Thermodesulfovibrio), Verrucomicrobiales (Verrucomicrobium), Dehalococcoidetes и некультивируемые бактерии. В пластовой жидкости, содержащей компоненты НАО (скв. А-6), не были выявлены бактерии подразделения Firmicutes и актинобактерии, представленные в природной пластовой воде (скв. Р-23).

Полученные результаты дают представление о варьировании состава микроорганизмов в водах II горизонта СХК и могут служить фоновыми значениями для последующего микробиологического мониторинга хранилища.

2.4. Выделение аэробных и анаэробных микроорганизмов из глубинных хранилищ и определение их таксономического положения

Из проб пластовой воды с использованием соответствующих питательных сред были выделены 52 чистые культуры аэробных бактерий и 2 штамма сульфатредуцирующих бактерий. Все штаммы были идентифицированы методом определения фрагмента последовательности гена 16S рРНК размером 450-600 нуклеотидов или 1400 нуклеотидов (у 8 штаммов).

В результате сравнительного филогенетического анализа полученных последовательностей пять штаммов были отнесены к разным родам подразделения грамположительных бактерий с высоким содержанием ГЦ-пар в ДНК - Косипа erythromyxa (100% сходства генов 16S рРНК), Microbacterium oxydans (100% сходства), Microbacterium Jlavescens (99 % сходства), Microbacterium oral (98% сходства) и Microbacterium maritipicum (99% сходства).

Представители Gammaproteobacteria были наиболее многочисленными среди выделенных штаммов. 25 штаммов относились к разным видам рода Pseudomonas (99-100% сходства): P. fluorescens (10 штаммов), P. stutzeri (6 шт.), P. veronii (2 шт.), P. gessardii, P. grimontii, Р. marginalis, P. putida, P. reactans, P. rhodesiae и P. synxantha. По одному штамму принадлежали к видам Acinetobacter johnsonii (100% сходства), Enterobacter cowanii (99%), Klebsiella pneumoniae (99%) и Shewanella putrefaciens (100%). По два штамма относились к Klebsiella oxytoca (99%), Enterobacter hormaechei (99%), Pantoea agglomerans (99% и 100%) и Stenotrophomonas maltophilia (99%). Альфа-протеобактерии были филогенетически близки виду Sphingomonas panii (99%), бета-протеобактерии - виду Acidivorax delafieldii (99%).

Анаэробные микроорганизмы были представлены сульфатре дуцирующим бактериями родов Desulfosporosmus ort ends (100% сходства) и Desulfomicrobiwn (99% сходства).

Результаты молекулярно-биологической идентификации выделенных чистых культур коррелировали с результатами ГХ-МС анализа подземного микробного сообщества СХК (Назина и соавт., 2006), также обнаружившего бактерий родов Pseudomonas, Sphingomonas, Acinetobacter и различных актинобактерий.

Чистые культуры аэробных бактерий, выделенные из наблюдательных скважин ФГУП «ПО «Маяк», расположенных в зоне озера Карачай, были филогенетически близки (99% сходства генов 16S рРНК) известным видам Paenibacillus odorifer, Microbacterium flavescens, Pseudomonas reactans, Pseudomonas synxantha, Pseudomonas veronii и Stenotrophomonas rhizophila. Два штамма имели 97-98% сходства генов 16S рРНК с видами рода Cellulomonas, и вероятно, принадлежат к новому виду этого рода.

У выделенных микроорганизмов была исследована способность к восстановлению нитратов и концентрированию урана и трансурановых элементов. В среде с лактатом или ацетатом денитрификацию с образованием N2 осуществлял ряд бактерий рода Pseudomonas - Р. fluorescens, Р. gessardii, Р. marginalis, Р. putida, Р. reactans, Р. veronii, Р. synxantha, Р. stutzeri, Р. rhodesiae. Кроме того, выделен уникальный штамм Klebsiella oxytoca, способный расти в среде с сульфидом железа (II), восстанавливая нитраты до нитрита. Растворение сульфидов металлов в присутствии нитратов может приводить к миграции металлов (радионуклидов), и важно для оценки безопасности хранилищ РАО.

2.5. Биосорбция радионуклидов биомассой микроорганизмов, выделенных из подземных горизонтов

Одним из механизмов воздействия подземных микроорганизмов на радиоактивные компоненты отходов является биосорбция радионуклидов микробной биомассой. Биомасса 35 выделенных чистых культур аэробных бактерий была использована для оценки биосорбции 238Pu(IV), 237Np(V), 233U(VI), 241Am(III), 90Sr(II) и 137Cs(I). У 10 штаммов была исследована сорбция 99Tc(VII).

Показано, что уровень сорбции разных радионуклидов для каждого штамма существенно различался (рис. 3). В нейтральной среде максимум сорбции Pu составил 77%, Np - 92%, U - 76%, Am - 72%, Sr - 33%. 30 из 35 исследованных штаммов не сорбировали Cs. 10 проверенных штаммов не сорбировали технеций. Наибольшей сорбционной способностью обладали бактерии рода Pseudomonas.

Исследована зависимость биосорбции Pu, Am, U и Np штаммами Pseudomonas fluorescens C-64-1, Pseudomonas grimontii C-61-1, Shewanella putrefaciens A-4-3 и Kocuria erythromyxa A44-3 от количества биомассы и величины pH, и определены эффективные десорбирующие растворы. Показано, что уровень сорбции радионуклидов этими штаммами возрастал с увеличением концентрации живой и термически обработанной биомассы, но эта зависимость имела нелинейный характер. В целом термически обработанная биомасса бактерий обладала более низкой сорбционной способностью, чем живая. В экспериментах с постоянными концентрациями биомассы бактерий и радионуклидов максимум сорбции Np наблюдали в слабо-щелочной среде при pH 7-9; тогда как максимум сорбции Pu, Am и U наблюдали в слабо-кислой среде при pH 3-5 (рис. 4). В целом характер зависимостей сорбции радионуклидов от pH практически для всех штаммов был сходный.

Отмечена общая тенденция увеличения биосорбции радионуклидов U, Pu и Am клетками P. fluor escens C-64-1, P. grimontii C-61-1 и К. erythromyxa A44-3 с увеличением их концентрации в растворе.

Исследована конкурентная биосорбция Pu, Am и Np из смешанных растворов в присутствии основных компонентов пластовой воды - NaCl или NaHCOj. Показано, что в карбонатных растворах, содержащих 3 радионуклида, сорбция радионуклидов всеми исследованными штаммами была существенно ниже, чем сорбция из растворов отдельных радионуклидов.

Рис. 3. Сорбция радионуклидов 90Sr(II), 238Pu(IV) и241 Am(III) (А) и 233U(VI)

и 237Np(V) (Б) аэробными бактериями из глубинных горизонтов 1 - К. erythromyxa, 2 - М. oxydans, 3 - М. flavescens, 4 - М. oral, 5 - М. maritipicum, 6 - P. agglomerans, 7 - P. fluoresces, 8 - P. gessardii, 9 - Р. grimontii, 10 - P. reactans, 11 - P. rhodesiae, 12 - P. synxantha, 13 - Р. stutzeri, 14 - P. veronii, 15 - A. detafieldii, 16 - A. johnsonii, 17 - Е. cowanii, 18 -К. pneumoniae, 19-5. putrefaciens, 20-5. maltophilia, 2\~S. panii

Рис. 4. Сорбция радионуклидов биомассой бактерии Р. Аиогеясет С64-1 при различных значениях рН раствора

рН

Таким образом, в исходных пластовых водах хранилища, содержащих бикарбонат в качестве основного аниона и низкую плотность микробной популяции, биосорбция радионуклидов вряд ли будет значительной. Радионуклиды связываются в основном глинистыми минералами вмещающих пород [Захарова и соавт., 2001]. В зоне поступления отходов, содержащих радионуклиды и органическое вещество, численность микроорганизмов возрастает, что может способствовать биосорбции металлов. Полученные результаты свидетельствуют о перспективности поиска микроорганизмов для сорбции радионуклидов в поверхностных хранилищах РАО.

Характеристика II и сорбированных клетками Р. Аиоге^сет С-64-1, Р. grimontii С-61-1, Л1, ршге/аает А-4-3 и К. егуИгготуха А44-3.

Методом жидкостной экстракции показано, что нептуний и уран, сорбированные штаммами С-64-1, С-61-1 и А-4-3, и уран, сорбированный штаммом А44-3, не меняли своей валентности.

С помощью метода оптической флуоресценции, который позволяет определить ближайшее лигандное окружение сорбированного уранил-иона и(У1)022+, были исследованы суспензии клеток Р. Ааогеьсет С-64-1, Р. grimontii С-61-1 и К. егуМготуха А44-3. Спектр флуоресценции уранила в суспензиях бактерий Р. Аиогеъсепв С-64-1 и Р. grimontii С-61-1 был аналогичен спектру комплекса уранила с глицерол-1-фосфатом, что указывает на то, что органические фосфаты участвуют в сорбции урана, клетками грамотрицательных бактерий.

2.6. Электронно-микроскопические исследования локализации Ат, и и на клетках Р. Аиогеьсет С-64-1 ,Р. %птопШ С-61-1 и Косит егуИгготуха А44-3

С помощью электронной микроскопии показано, что штамм Р. Аиогезсет С-64-1 накапливал и и Ат внутри клетки, а Кр - в периплазматическом пространстве клеток - между наружной липопротеидной мембраной и клеточной стенкой (рис. 5а). Клетки Р. grimontii С-61-1 накапливали и, Ат и Ыр внутри клетки (рис. 56). Локализацию и, сорбированного клетками К. егуМготуха А44-3, определить не удалось. Вероятно, радионуклид был диффузно рассеян и не образовывал выраженных скоплений. Совокупность полученных результатов - определение локализации радионуклидов в клетке, их валентного состояния, выявление участия макромолекулярных фосфатов в биосорбции радионуклидов грамотрицательными бактериями, описание процесса биосорбции разных радионуклидов изотермами Ленгмюра или Френдлиха (данные не представлены), - свидетельствует о том, что один и тот же штамм сорбирует разные радионуклиды по разным механизмам.

а л . "... >.- - - ■

А • ; Б в. ■ Г

г • _

. ■ ■ ■ '

Шл

¡ИШ

■

Б ' ■ В < 'Г; 1

s-i

. * *

«в

Рис. 5. Субмикроскопическая организация клеток P. fluorescens С-64-1 (а) и P. grimontii С-61-1 (б) без радионуклида (А), в присутствии U (Б), Am (В) и Np (Г). Размер линейки соответствует 1 мкм.

2.7. Восстановление и(У1) и ^(У) накопительными культурами сульфатредуцирующих бактерий и штаммом £ рШге/аЫет А-4-3

Восстановление радионуклидов микроорганизмами из глубинных горизонтов исследовали, используя чистые и накопительные культуры сульфатредуцирующих бактерий и бактерии рода БЬемапеИа.

Биомассу сульфатредуцирующих бактерий наращивали в жидкой среде без железа, восстановителем служил аскорбат натрия, донорами и акцепторами электронов - натриевые соли молочной и фумаровой кислот соответственно. Биомассу отделяли центрифугированием, затем получали суспензию в карбонатном растворе, которую дополняли следующими соединениями: 1) уранил ацетатом (0.5 молей/л); 2) уранил ацетатом в сочетании с лактатом натрия (3.5 г/л); 3) уранил ацетатом в сочетании лактатом и сульфатом натрия (I г/л). Суспензии бактерий инкубировали при температуре 18-20°С и измеряли содержание окисленного урана в растворе во времени.

В контрольных экспериментах суспензии микроорганизмов, убитых стерилизацией, уран не восстанавливали. Накопительные культуры сульфатредуцирующих бактерий восстанавливали и(У1) в присутствии лактата натрия. Небольшое удаление окисленного урана из раствора, наблюдали также в среде с одним уранил ацетатом (без лактата натрия), вероятно, за счет бактерий, способных расти на ацетате, восстанавливая

Время, час

( —♦—А-6+лак —•—А-б+лак+3042-

—А-6 —X—А-6М

тритон

□ и(У1)

|Мр(У)

Рис. 6. Восстановление ЩУ1) накопительной культурой сульфатредуцирующих бактерий А-6 (А) и восстановление ЩУ1) и Нр(У) штаммом 5. рШге/ааею А-4-3 в присутствии разных органических

субстратов (Б)

уран (VI) (рис. 6). Тот факт, что за восстановление урана в культурах отвечали сульфатредуцирующие бактерии, доказывается опытом, в котором в среду наряду с уранил ацетатом и лактатом натрия вносили сульфат натрия. Убыль окисленного урана из раствора в этом варианте была существенно больше, вероятно, за счет связывания части урана образующимся сероводородом.

Из глубинных хранилищ нами была выделена чистая культура Shewanella putrefaciens А-4-3. Известно, что бактерии рода Shewanella способны восстанавливать Fe(III), Mn(IV), нитраты, нитриты, фумарат, тиосульфат, сульфит, U(VI), Np(V) и Tc(VII). Выделенный штамм S putrefaciens А-4-3 восстанавливал U(VI) и Np(V) в присутствии разных органических субстратов (рис. 66).

Полученные результаты свидетельствуют о возможности биогенного осаждения и концентрирования радионуклидов в глубинном хранилище жидких РАО.

3. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Проведенные исследования численности, активности и биоразнообразия микроорганизмов глубинного хранилища жидких радиоактивных отходов Сибирского химического комбината с использованием микробиологических, молекулярно-биологических и радиоизотопных методов позволили выявить метаболически разнообразное и геохимически активное микробное сообщество.

Впервые непосредственно из глубинного хранилища радиоактивных отходов получена обширная коллекция микроорганизмов разных физиологических групп. Из подземных горизонтов выделены представители родов Kocuria, Microbacterium, Pseudomonas, Pantoea, Acinetobacter, Enterobacter, Klebsiella, Stenotrophomonas, Sphingomonas, Acidivorax, Shewanella и Desulfosporosinus.

Исследована способность выделенных бактерий к восстановлению нитратов и концентрированию урана и трансурановых элементов. Обнаружен ряд штаммов рода Pseudomonas (Pseudomonas fluorescens, P. gessardii, P. marginalis, P. putida, P. reactans, P. rhodesiae, P. synxantha, P. stutzeri, P. veronii.), способных в гетеротрофных условиях осуществлять денитрификацию с образованием N2. Выделен уникальный штамм Klebsiella oxytoca, способный расти в среде с сульфидом железа, восстанавливая нитраты до нитрита. Растворение восстановленных металлов в присутствии нитратов важно для оценки миграции радионуклидов и безопасности хранилищ РАО.

На примере 40 штаммов, выделенных из подземных горизонтов, определен уровень сорбции радионуклидов. Наибольшей сорбционной способностью обладали бактерии рода Pseudomonas. Определены оптимальные условия сорбции Am, Np, Pu и U для штаммов рода Pseudomonas, Shewanella putrefaciens А-4-3 и Kocuria erythromyxa А44-3. Исследована локализация и физико-химические формы радионуклидов, сорбированных клетками Р. fluorescens, Р. grimontii и К. erythromyxa. Установлено, что в процессе сорбции урана клетками грамотрицательных бактерий участвуют органические фосфаты.

В природных пластовых водах хранилища, содержащих бикарбонат в качестве основного аниона и низкую плотность микробной популяции, биосорбция радионуклидов вряд ли будет значительной. Обнаружение штаммов, эффективно сорбирующих радионуклиды из разбавленных растворов, свидетельствуют о перспективности поиска микроорганизмов, способных сорбировать радионуклиды в поверхностных хранилищах РАО.

Из глубинного хранилища РАО выделены бактерии Shewanella putrefaciens А-4-3 и накопительные культуры сульфатвосстанавливающих бактерий, способные восстанавливать Np(V) и U(VI).

В условиях изменения состава подземных вод при поступлении отходов важно контролировать состав и активность подземного микробного сообщества в динамике. Наличие жизнеспособных микроорганизмов, обладающих разными метаболическими свойствами, свидетельствует о необходимости включения микробиологических исследований в систему мониторинга глубинного хранилища РАО; особенно важны исследования микроорганизмов образующих газы (денитрифицирующих бактерий) и сульфат- и металл-редуцирующих бактерий, способных участвовать в осаждении тяжелых металлов и радионуклидов.

ВЫВОДЫ

1. Впервые микробное сообщество глубинного хранилища жидких радиоактивных отходов исследовано с использованием микробиологических, молекулярно-биологических и радиоизотопных методов. Установлено, что в пластовых водах глубинных горизонтов обитает разнообразное микробное сообщество, включающее аэробные органотрофные бактерии, анаэробные бактерии с бродильным типом метаболизма, денитрифицирующие, железо- и сульфатредуцирующие и метанобразующие микроорганизмы. Плотность микробной популяции и скорости процессов сульфатредукции и метаногенеза в большинстве проб пластовых вод низки и возрастают в зоне дисперсии отходов.

2. Показано, что бактерии глубинных горизонтов относятся к классам Alpha-, Beta-, Gamma- и Delta-proteobacteria, Actinobacteria, к порядкам Nirospirales, Verrucomicrobiales, Dehalococcoidetes и некультивируемым группам. Археи близки метаногенам семейства Methanomicrobiaceae и Methanobacteriaceae и некультивируемым кренархеотам. В пластовой воде, содержащей компоненты низкоактивных отходов, доминировали грамотрицательные протеобактерии, тогда как в исходной пластовой воде преобладали грамположительные актинобактерии.

3. Из глубинного хранилища жидких радиоактивных отходов выделено в чистую культуру более 50 штаммов, относящихся к родам Kocuria, Microbacterium, Pseudomonas, Pantoea, Acinetobacter, Enterobacter, Klebsiella, Stenotrophomonas, Sphingomonas, Acidivorax, Shewanella и Desidfosporosinus.

Большинство выделенных аэробных бактерий способны сорбировать (аккумулировать) актиниды и другие трансурановые элементы, входящие в состав отходов [238Pu(IV), 237Np(V), 233U(VI), 241Am(III) и 90Sr(II)], и не сорбируют 137Cs и 99Тс. В сорбции урана клетками грамотрицательных бактерий Р. ßuorescens и P. grimontii участвуют органические фосфаты.

4. Показано, что биосорбция 238Pu(IV), 241Am(III), 233U(VI) и 237Np(V) штаммами P. fluorescens, P grimontii, S. putrefaciens и К. erythromyxa зависит от pH среды. Максимум сорбции Np наблюдается при pH 7-9; тогда как максимум сорбции Pu, Am и U - при pH 3-5. Выявлена конкурентная сорбция Pu, Am и Np из смешанных карбонатных растворов. Вклад биосорбции в концентрирование металлов в хранилище радиоактивных отходов представляется незначительным.

5. Бактерии рода Shewanella и сульфатредуцирующие бактерии, выделенные из подземных горизонтов, восстанавливали U(VI) и Np(V) в присутствии разных органических субстратов, что свидетельствует о возможности биогенного осаждения и концентрирования радионуклидов в глубинном хранилище жидких РАО.

6. В подземных горизонтах обнаружены денитрифицирующие бактерии, а также микроорганизмы, способные окислять металлы за счет восстановления нитратов. Создание биогеохимического барьера для нитрат-ионов путем активации жизнедеятельности денитрифицирующих бактерий в глубинном горизонте будет способствовать снижению концентрации нитрат-ионов и миграции радионуклидов и повышению радиоэкологической безопасности глубинных хранилищ.

Список работ, опубликованных по теме диссертации Экспериментальные статьи

1. Назина Т.Н., Лукьянова Е.А., Захарова Е.В., Ивойлов B.C., Полтараус А.Б., Калмыков С.Н., Беляев С.С., Зубков A.A. Распространение и активность микроорганизмов в глубинном хранилище жидких радиоактивных отходов Сибирского химического комбината. // Микробиология. 2006. Т. 75. № 6. С. 836-848.

2. Лукьянова Е.А., Захарова Е.В., Константинова Л.И., Назина Т.Н. Сорбция радионуклидов микроорганизмами из глубинного хранилища жидких низкоактивных отходов. //Радиохимия. 2008. Т. 50. Вып. 1. С. 75-80.

3. Назина Т.Н., Лукьянова Е.А., Тананаев И.Г., Ровный С.И. Биосорбция радионуклидов микроорганизмами, существующими в подземных водах в районе расположения ФГУП "ПО «Маяк»". // Вопросы радиационной безопасности. 2008. № 1. С. 29-36.

4. Назина Т.Н., Лукьянова Е.А., Захарова Е.В., Зубков A.A. Микробиологические процессы в подземных горизонтах хранилища жидких низкоактивных отходов Сибирского химического комбината. // Сборник докладов Всероссийской межведомственной научно-технической конференции «Подземное захоронение жидких радиоактивных отходов: прошлое настоящее будущее». (10-13 октября 2007 г. г. Северск). 2008. Принята в печать.

Тезисы

5. Лукьянова Е.А., Назина Т.Н., Захарова Е.В., Калмыков С.Н., Зубков A.A. Биосорбция радионуклидов микроорганизмами из глубинного хранилища жидких радиоактивных отходов. // Пятая Российская конференция по радиохимии. Радиохимия-2006. Тезисы докладов. Дубна, 23-27 октября 2006 г. - Озерск: ФГУП «ПО «Маяк», 2006. С. 228.

6. Лукьянова Е.А. Участие микроорганизмов в преобразовании радионуклидов в глубинных подземных формациях, подверженных техногенному воздействию. // Материалы четвертого Московского международного конгресса "Биотехнология: состояние и перспективы развития" (Москва, 12-16 марта, 2007 г.). М.: ЗАО «Экспо-биохим-технологии», РХТУ им. Д.И. Менделеева, 2007. ч. 2. С. 342.

7. Лукьянова Е.А., Захарова Е.В., Назина Т.Н., Константинова Л.И. Взаимодействие 238Pu(IV), 241Аш(Ш), 233U(VI) и 237Np(V) с клетками Pseudomonas ßuorescens С-64-1 и Pseudomonas grimontii С-61-1. // Четвертая молодежная научно-практическая конференция «Ядерно-промышленный комплекс Урала: Проблемы и перспективы» (18-20 апреля 2007 г. г. Озерск). Озерск: РИЦ ВРБ ФГУП "ПО "Маяк". Тезисы докладов. С. 139-140.

Подписано в печать 05.09.2008 г

Печать трафаретная

Заказ №691 Тираж. 120 экз.

Типография «11-й ФОРМАТ» ИНН 7726330900 115230, Москва, Варшавское ш, 36 (499) 788-78-56 www.autoreferat.ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Лукьянова, Евгения Александровна

1. ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Цель и задачи исследования

Научная новизна работы

Научно-практическая значимость работы

Апробация работы

Публикации

Объём и структура диссертации

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1. Распространение микроорганизмов в подземных местообитаниях, загрязненных радионуклидами

2.1.1. Источники радиоактивного загрязнения биосферы

2.1.2. Микроорганизмы подземных местообитаний, загрязненных радионуклидами

2.2. Взаимодействие микроорганизмов с радионуклидами

2.2.1. Биоаккумуляция

2.2.2. Биосорбция

2.2.3. Биотрансформация

2.3. Жидкие радиоактивные отходы (РАО) и способы обращения с ними

2.4. Теоретически возможные микробиологические процессы в глубинных хранилищах жидких радиоактивных отходов

Введение Диссертация по биологии, на тему "Микроорганизмы глубинных хранилищ жидких радиоактивных отходов и взаимодействие их с радионуклидами"

Актуальность проблемы. Развитие атомной промышленности тесно связано с решением проблемы утилизации радиоактивных отходов (РАО). На начальных этапах жидкие радиоактивные отходы удаляли в пресные и морские водоемы, в подземные горизонты (Рыбальченко и соавт., 1994). Впоследствии в США, Канаде и европейских странах, производящих радионуклиды, была принята концепция многобарьерного варианта захоронения радиоактивных отходов, которые сначала цементируют или остекловывают, затем в контейнерах помещают в хранилище, расположенное в геологической формации.

В России одним из методов окончательного удаления радиоактивных отходов среднего и низкого уровня активности является их нагнетание в глубинные водоносные геологические формации - пласты-коллекторы (Рыбальченко и соавт., 1994; Адушкин и соавт., 1999). В настоящее время в глубокозалегающие пласты-коллекторы в России удалено около 46 млн. м3, отходов с активностью ~109 Ки, что привело к образованию подземных хранилищ (Лаверов и соавт., 1991, 1997, 2000; Рыбальченко и соавт., 1994 Камнев, Рыбальченко, 2001). Отходы содержат практически весь спектр техногенных радионуклидов, в микроконцентрациях присутствуют актиниды, сохраняющие потенциальную экологическую опасность в течение сотен и тысяч лет.

По данным многолетних наблюдений за эксплуатацией глубинных хранилищ установлено, что границы распространения радионуклидов значительно отстают от фронта движения нерадиоактивных компонентов отходов (нитрата натрия), а также трития. Показано, что при температуре и пластовом давлении, соответствующих существующим в хранилищах жидких РАО, за счет процессов сорбции и формирования минеральных новообразований, основное количество радионуклидов переходит в твердую фазу и локализуется на незначительном расстоянии от нагнетательных скважин (Захарова и соавт., 2001, 2003, 2007). В результате уровень активности в межпоровом пространстве пород по мере удаления от нагнетательной скважины (100—150 м) снижается до значений ниже регламентированных для радиоактивных отходов (НРБ, 1999).

Не перешедшие в твердую фазу долгоживущие радионуклиды (уран, трансурановые элементы) в незначительных количествах мигрируют с фильтратами отходов, заполняющими поровое пространство пород. Для обоснования безопасности существования хранилищ РАО необходимо прогнозирование миграции радионуклидов, прежде всего долгоживущих изотопов, что, требует достоверной информации о формах нахождения радионуклидов и закономерностях их распространения в глубинных геологических формациях. В настоящее время имеются модели миграции радионуклидов в глубинных хранилищах жидких РАО, учитывающие различные параметры: гидрогеологические характеристики, гранулометрический и минералогический составы пород, температурные поля, пластовое давление, pH и Eh характеристики и т.д. Однако, до настоящего времени при моделировании распространения долгоживущих радионуклидов в пластах-коллекторах не оценивалась роль микроорганизмов.

Несмотря на большое количество данных, накопленных по миграции радионуклидов в глубинных хранилищах РАО, сведения о влиянии микроорганизмов на формы нахождения и подвижность радионуклидов в этой экосистеме ограничены (Francis et al., 1994; Francis, 1998; Gadd, 1996; Gillow et al., 2000).

Имеется обширная литература о составе микроорганизмов на поверхности контейнеров с отвержденными РАО и в окружающих породах; исследованы процессы образования биопленок и биогенной коррозии металлов, из которых сделаны контейнеры (West et al., 1985; Pedersen et al., 1996; Stroes-Gascoyne, West, 1997; Pedersen, 1996; McKinley et al., 1997; Humphreys et al., 1997). Результаты этих микробиологических исследований невозможно однозначно экстраполировать на глубинные хранилища жидких РАО. В каждом конкретном случае необходимо изучение глубинных горизонтов как среды обитания микроорганизмов, состава микробного сообщества, влияния отходов на микробные процессы и роли микроорганизмов в преобразовании и миграции отходов.

Известно, что подземные системы населены микроорганизмами. Возможными субстратами для микроорганизмов в глубинных хранилищах РАО могут служить органическое вещество, нитраты и сульфаты, поступающие с отходами, окисленные формы радионуклидов и других металлов (Fe3+), бикарбонат, исходно присутствующий в этой системе, а также молекулярный водород, который может образовываться в радиоактивных растворах за счет радиолиза воды. Микробные популяции могут влиять на функционирование хранилищ РАО в результате их воздействия на геохимические параметры подземного местообитания (Nazina et al., 2004; Косарева и соавт., 2006, 2007а, б). Это воздействие многообразно и включает: 1) влияние микроорганизмов на состав и миграцию радионуклидов [биосорбция, био аккумуляция и диссимиляционное восстановление металлов и металлоидов, например, UVI, SeVI, CrVI, Hg", Tcvn, Vv, Aum, Ag1 и др.] (Lovley et al., 1991; Nealson, Saffarini, 1994; Pedersen, 1996; Lloyd et al., 2000; Gadd, White, 2000; Lovley, Anderson, 2000); 2) ускорение миграции радионуклидов при их транспорте совместно с микроорганизмами или замедление миграции при концентрировании в биопленках (Pedersen et al., 1996; Francis et al., 1998); 3) биогенное газообразование (No, CH4, H2S, CO2), обусловленные жизнедеятельностью денитрифицирующих, сульфатредуцирующих и метанобразующих микроорганизмов (Nazina et al., 2004; Косарева и соавт., 2007а, б); 4) формирование доминирующих типов радионуклидов и минеральных фаз, в том числе новых минеральных образований; 5) продуцирование комплексообразующих агентов (Neu, 2000; Neu et al., 2005); б) изменение величин pH и Eh и другие процессы.

Однако влияние микроорганизмов на состав и миграцию отходов в глубинных хранилищах жидких РАО мало изучено (Francis et al., 1994; Francis, 1998; Gadd, 1996; Gillow et al., 2000). В связи с вышесказанным, проведение фундаментальных исследований воздействия техногенных отходов на биоразнообразие и геохимическую деятельность микроорганизмов в глубинных горизонтах, используемых для захоронения жидких РАО, и выяснение роли микроорганизмов в миграции и концентрировании урана и трансурановых элементов представляется актуальной и важной задачей. Эти исследования необходимы также с практической точки зрения для создания микробных технологий, направленных на снижение токсичности радиоактивных отходов.

Для объяснения, количественного описания, прогпоза и управления микробными процессами в подземных горизонтах глубинных хранилищ жидких РАО необходимы комплексные междисциплинарные физико-химические, радиохимические и микробиологические исследования.

Для достижения цели было необходимо решить следующие задачи.

Методом анализа генов 16S рРИК пластовой воды показано, что в глубинных горизонтах доминировали Alpha-, Beta-, Gamma- и Delta-proteobacteria, выявлены также представители порядков Nitrospirales, Actinobacteriales, Verrucomicrobiales, Planctomycetes, Dehalococcoidetes и некультивируемых групп домена Bacteria. Археи включали метаногенов семейства Methanomicrobiaceae и Methanobacteriaceae и некультивируемые кренархеоты. Эти результаты подтверждены микробиологическими методами, позволившими выявить грамотрицательных протеобактерий и грамположительных актинобактерий в пластовой воде, содержащей компоненты низкоактивных отходов (НАО).

Из глубинных горизонтов выделено более 50 штаммов разных физиологических у групп, относящихся к известным видам родов Kocuria, Microbacterium, Pseudomonas, Pantoea, Acinetobacter, Enterobacter, Klebsiella, Stenotrophomonas, Sphingomonas, Acidivorax, Shewanella и Desulfosporosinus. Два штамма, имеющие 98% сходства генов 16S рРНК с таковыми вида Cellulomonas flavigena, вероятно, относятся к новому виду.

Shewanella и сульфатредуцирующие бактерии восстанавливали U(VI) и Np(V) в присутствии разных органических субстратов, что свидетельствует о возможном участии их в осаждении и концентрировании радионуклидов в глубинном хранилище. Обнаружены бактерии Klebsiella oxytoca, способные окислять сульфид железа за счет восстановления нитрат- до нитрит-иона, и таким образом способствовать растворению труднорастворимых соединений металлов и их дальнейшей миграции.

Аэробные бактерии сорбировали (аккумулировали) актиниды и другие

ЗЯ 937 233 241 90 трансурановые элементы, входящие в состав отходов - ~ Pu, " Np, U, Am и Sr, и не сорбировали I37Cs и 99Тс. Максимум сорбции 237Np наблюдается при pH 7-9; а 238Pu,74iAm и U при pH 3-5. Показано, что в сорбции урана клетками грамотрицательных бактерий Р. ßuorescens и Р. grimontii участвуют органические фосфаты. Выявлен конкурентный характер биосорбции Pu, Am и Np из карбонатных растворов, близких по составу пластовой воде, что в целом позволяет считать незначительным вклад биосорбции в концентрирование радионуклидов в глубинном хранилище жидких радиоактивных отходов.

Научно-практическая значимость работы. Результаты изучения микробных процессов в глубинных хранилищах жидких радиоактивных отходов могут быть использованы при составлении прогнозов миграции радиоактивных и химических компонентов отходов в подземных горизонтах. Выделены штаммы, избирательно

241 ^37 238 233 сорбирующие Am, ** Np, Pu и U из разбавленных растворов. Показана перспективность поиска микроорганизмов для разработки биотехнологий сорбционной очистки жидких отходов от радионуклидов в поверхностных хранилищах.

Исследования выполняли в 2004-2007 гг. при финансовой поддержке РФФИ (гранты №№ 05-04-49556, 05-03-32129 и 06-03-33193).

Личный вклад соискателя состоял в проведении экологических, микробиологических и радиохимических исследований и обработке экспериментальных данных. Радиохимические анализы выполняли в лаборатории экологических проблем обращения с радиоактивными и токсичными отходами ИФХЭ РАН (зав. лаб., к.х.н. Е.В. Захарова), микробиологические исследования - в лаборатории нефтяной микробиологии ИНМИ РАН (зав. лаб., д.б.н., профессор С.С. Беляев). Электронно-микроскопические исследования проводили совместно с H.A. Кострикиной (ИНМИ РАН), молекулярно-биологические — с А.Б. Полтараусом (ИМБ РАН), Н.К. Павловой, Е.М. Михайловой и Т.П.

Туровой (ИНМИ РАН). Автор приносит благодарность соавторам Л.И. Константиновой, И.М. Прошину, B.C. Ивойлову, Г.А. Осипову и И.Г. Тананаеву, а также всем коллегам и друзьям за содействие и поддержку.

Объём и структура диссертации. Материалы диссертации изложены на 178 страницах машинописного текста, включая 37 рисунков и 23 таблицы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы и экспериментальной части, содержащей разделы "Объекты и методы исследования", "Результаты исследований и их обсуждение", "Заключение", "Выводы" и "Список литературы", включающий 34 отечественных и 220 зарубежных наименований.

Заключение Диссертация по теме "Микробиология", Лукьянова, Евгения Александровна

6. выводы

4. Показано, что биосорбция 238Pu(IV),241 Am(III), 233U(VI) и 237Np(V) штаммами P. ßuorescens, P. grimontii, S. putrefaciens и К. eiythromyxa зависит от pH среды. Максимум сорбции Np наблюдается при pH 7-9; тогда как максимум сорбции Pu, Am и U - при pH 35. Выявлена конкурентная сорбция Pu, Am и Np из смешанных карбонатных растворов. Вклад биосорбции в концентрирование металлов в хранилище радиоактивных отходов представляется незначительным.

5. Бактерии рода 5Ъем/апеНа и сульфатредуцирующие бактерии, выделенные из подземных горизонтов, восстанавливали 1ДУ1) и Ир(У) в присутствии разных органических субстратов, что свидетельствует о возможности биогенного осаждения и концентрирования радионуклидов в глубинном хранилище жидких РАО.

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Более 40 лет в России жидкие радиоактивные отходы среднего и низкого уровня активности захоранивают в подземные водоносные горизонты. Для прогнозирования безопасности существования глубинных хранилищ жидких РАО необходимо иметь достоверную информацию не только о формах нахождения радионуклидов и закономерностях их распространения при перемещении загрязнённого фильтрата по пласту-коллектору, но и сведения о трофической и функциональной структуре микробного сообщества подземных горизонтов, влиянии микроорганизмов на формы нахождения и подвижность радионуклидов в этой экосистеме.

В ходе настоящей работы на примере глубинных хранилищ Сибирского химического комбината исследован состав и активность подземного микробного сообщества с использованием микробиологических, молекулярно-биологических и радиоизотопных методов.

Показано, что пластовые воды, отобранные из наблюдательных скважин II и III горизонтов СХК, содержат метаболически разнообразное и геохимически активное микробное сообщество. В водах обнаружены микроорганизмы разных физиологических групп - аэробные органотрофы, анаэробные бактерии с бродильным типом метаболизма, денитрифицирующие, железоредуцирующие, сульфатредуцирующие и метанобразующие микроорганизмы. Плотность микробной популяции в большинстве проб воды была низка и не превышала 104 клеток в 1 мл. Скорости процессов сульфатредукции и метаногснсза также были низки и возрастали в зоне дисперсии отходов.

Проведенный анализ состава микроорганизмов подземного горизонта без выделения чистых культур - на основе маркерных жирных кислот и альдегидов суммарной биомассы - позволил в целом охарактеризовать микробное сообщество. Уровни численности микроорганизмов в водах из скважин А-4, А-б и А-47, определенные на основе ГХ-МС анализа и методом посева на питательные среды, были сопоставимы.

Изучение состава микробного сообщества молекулярно-биологическим методом анализа генов 16S рРНК, полученных на основе ДНК пластовой воды, выявил большее разнообразие микроорганизмов, обитающих в глубинном хранилище РАО, по сравнению с ГХ-МС методом. Последний метод позволяет обнаруживать микроорганизмы, численность которых в анализируемой пробе превышает 104 кл, и таким образом дает представление о доминирующих группах микроорганизмов. Этот метод не позволил выявить метанобразующие микроорганизмы, которые присутствовали в ряде проб, но их численность была очень низка. Отметим, что ГХ-МС методом выявлено количественное преобладание в биомассе пластовой воды маркерных жирных кислот и альдегидов грамположительных актинобактерий, тогда как молекулярно-биологическим методом выявлено доминирование различных протеобактерий в составе библиотеки клонов, полученных из пластовой воды, а грамположительные представители класса актинобактерий были представлены небольшим числом клонов и обнаруживались в пробе, обобранной вне зоны дисперсии отходов (скв. Р-23).

Основными компонентами средне- и низкоактивных отходов являются нитрат- и сульфат-ионы, ацетат и детергенты; радионуклиды представлены главным образом продуктами деления: ,41' 144Се, 90Sr, 137Cs, 95Zr, 95Nb, шз- ,06Ru и 3H (Рыбальченко и соавт., 1994). Долгоживущие альфа-излучающие нуклиды (238Pu(IV), 237Np(V), 233U(VI) и 241Аш(Ш)) могут также присутствовать в следовых количествах. Известно, что радионуклиды за счет сорбции на породах мигрируют с более низкой скоростью по сравнению с другими компонентами отходов (нитраты, сульфаты, ацетат). Было необходимо выяснить влияние отходов на микробные процессы в глубинных горизонтах и обратное воздействие микроорганизмов на химические и радиоактивные компоненты отходов.

Впервые из глубинных хранилищ жидких РАО получена обширная коллекция микроорганизмов разных физиологических групп. Выделены представители родов Kocuria, Microbacterium, Pseudomonas, Pantoea, Acinetobacter, Enterobacter, Klebsiella, Stenotrophomonas, Spkingomonas, Acidivorax, Shewanella и Dcsulfosporosinus.

Исследована способность выделенных бактерий к восстановлению нитратов и концентрированию урана и трансурановых элементов. Обнаружен ряд штаммов рода Pseudomonas (Pseudomonas fluorescens, P. gessardii, P. marginalis, P. putida, P. reactans, P. rhodesiae, P. synxanlha, P. stutzeri, P. veronii.), способных в гетеротрофных условиях осуществлять денитрификацию с образованием No. Выделен уникальный штамм Klebsiella oxytoca, способный расти в среде с сульфидом железа, окисляя Fe2+ до Fe3+, одновременно восстанавливая нитраты до нитрита. Растворение восстановленных металлов в присутствии нитратов важно для оценки миграции радионуклидов и безопасности хранилищ РАО.

На примере 40 штаммов, выделенных из подземных горизонтов, определен уровень сорбции радионуклидов. Наибольшей сорбциоиной способностью обладали бактерии рода Pseudomonas.

В ходе лабораторных экспериментов определены оптимальные условия сорбции Аш, Ыр, Ри и и для штаммов Р. Аиогевсет С-64-1, Р. ^¡топШ С-61-1, 5". рШге/ааепя А-4-3 и К. егуМготуха А44-3. Для большинства штаммов оптимальное значение рН для сорбции Ри, и, и Ат составляло 3-5, а для Ыр - 7-9. В целом термически обработанная биомасса бактерий обладала более низкой сорбционной способностью, чем живая. Для Аш, Ир, Ри и и подобраны эффективные десорбирующие растворы. Ыр, Аш и Ри почти полностью десорбировались органическими комплексообразователями, такими как оксалат натрия, цитрат натрия и ЭДТА, тогда как и извлекался с биомассы только раствором ИагСОз.

Исследована локализация, механизмы взаимодействия и физико-химические формы радионуклидов, сорбированных клетками Р. АиогвБсепз С-64-1, Р. ^птопШ С-61-1 и К. егу(Иготуха А44-3. С помощью электронной микроскопии было показано, что II и Аш концентрировались внутри клеток Р. Аиогевсет С-64-1, аЫр - в периплазматическом пространстве. Штамм Р. %г1тоЫи С-61-1 накапливали и, Аш и 1Чр внутри клетки. Локализацию и, сорбировавшегося на клетках Косипа егу(Иготуха А44-3, с помощью электронного микроскопа определить пе удалось. Вероятно, радионуклид был диффузно рассеян и не образовывал выраженных скоплений.

Методом оптической флуоресценции показано, что в процессе сорбции урана клетками грамотрицательных бактерий Р. Аиогеясет С-64-1, Р. ¿гчтопШ С-61-1 участвуют органические фосфаты.

Для того, чтобы понять механизмы сорбции Аш, Ыр, Ри и и для штаммов Р. /Ъиоге$сеп$ С-64-1 и Р. '¿гипопШ С-61-1 были проведены эксперименты по получению изотерм сорбции. Сорбция Ат и Ри клетками Р. /¡иогезсепБ С-64-1 и Р. %НтопШ С-61-1 лучше описывалась изотермой Ленгмюра, тогда как сорбция и и Ыр изотермой Френдлиха. Это показывает, что в пределах одного штамма разные радионуклиды сорбируются по разным механизмам.

Исследована конкурентная биосорбция Ри, Ат и Ир бактериями из смешанных растворов, имитирующих пластовые условия (в присутствии основных компонентов пластовой воды - ИаС1 или ИаНСОз). Показано, что в карбонатных растворах, содержащих три радионуклида, сорбция радионуклидов всеми исследованными штаммами была существенно ниже, чем сорбция из растворов отдельных радионуклидов.

Таким образом, в природных пластовых водах хранилища, содержащих бикарбонат в качестве основного аниона и низкую плотность микробной популяции, биосорбция радионуклидов вряд ли будет значительной. Радионуклиды связываются в основном глинистыми минералами вмещающих пород (Захарова и соавт., 2001). В зоне поступления отходов, содержащих радионуклиды и органическое вещество, численность микроорганизмов возрастает, достигая 107 кл/мл, что может способствовать биосорбции металлов. Обнаружение штаммов, эффективно сорбирующих радионуклиды из разбавленных растворов, свидетельствуют о перспективности поиска микроорганизмов, способных сорбировать радионуклиды в поверхностных хранилищах РАО.

Участие микроорганизмов в преобразовании радиоактивных компонентов является важным аспектом захоронения жидких РАО. Известен ряд микроорганизмов, способных восстанавливать металлы в диссимиляционных процессах, получая при этом энергию (Lovley, Anderson, 2000; Lloyd, Renshaw, 2005; Gadd, 1996; Nealson, Saffarini, 1994). Использование микроорганизмами Fe(III), Mn(IV), U(VI) в качестве акцепторов электронов может влиять на их миграцию в водных экосистемах и подземных водах. Диссимиляционное восстановление U(VI), Se(VI), Cr(VI), Hg(II), Tc(VII), V(V) является потенциальным механизмом концентрирования и удаления этих металлов из загрязненных экосистем или промышленных отходов. Хотя имеются чистые культуры микроорганизмов, служащие моделями для восстановления каждого из этих металлов, мало сведений о микроорганизмах, осуществляющих эти процессы в природе.

В глубинных хранилищах жидких РАО нами обнаружены бактерии рода Shewanella и сульфатвосстанавливающие бактерии, способные восстанавливать уран (VI) и нептуний (V). Показана способность чистой культуры S. putrefaciens А-4-3 восстанавливать Np(V) и U(VI) в средах с разными органическими субстратами (ацетатом, лактатом, триптоном). Накопительные культуры СВБ были способны восстанавливать U(VI) в средах с лактатом и ацетатом. Эти результаты свидетельствуют о возможности биогенного осаждения и концентрирования радионуклидов в глубинном хранилище жидких РАО.

Совокупность результатов изучения микробного сообщества глубинного хранилища жидких РАО позволяет составить следующую схему преобразования компонентов отходов с участием микроорганизмов (схема).

В подземных горизонтах зарегистрированы процессы сульфатредукции, денитрификации и метаногенеза. В большинстве проб пластовых вод они были низки и возрастали в зоне дисперсии отходов. Обнаружен ряд денитрифицирующих бактерий, восстанавливающих нитраты до молекулярного азота.

Выделенные из хранилища штаммы были способны осуществлять биосорбцию и биоаккумуляцию радионуклидов, а также прямое и непрямое (за счет образующегося сероводорода) восстановление радионуклидов.

Бактерии рода Shewanella и сульфатредуцирующие бактерий восстанавливали U(VI) и Np(V) -в присутствии разных органических субстратов. Вероятно, именно эти микроорганизмы ответственны осаждение и концентрирование радионуклидов в зоне нагнетания отходов.

Важным с точки зрения безопасности захоронения радиоактивных отходов является обнаружение в подземных водах микроорганизмов, способных окислять сульфиды металлов за счет восстановления нитратов, таких как Klebsiella oxytoca. Эта бактерия растворяла сульфиды железа в среде с нитратом в отсутствие органических субстратов. Пока не известно, может ли эта бактерия окислять восстановленные радионуклиды. Если такая возможность будет обнаружена, то поступление нитратов в пласт будет приводить к растворению труднорастворимых соединений металлов, их дальнейшей миграции и расширению зоны загрязнения радионуклидами. Это свидетельствуют о необходимости очистки радиоактивных отходов от нитратов на поверхности земли, что будет способствовать большей безопасности захоронения РАО и предотвращению миграции радионуклидов.

Результаты изучения микроорганизмов глубинных хранилищ жидких РАО дают представление о влиянии техногенного воздействия на микробные процессы в подземных горизонтах и необходимы для составления прогнозов миграции токсических и радиоактивных компонентов отходов и оценки безопасности глубинных хранилищ жидких РАО. В условиях изменения состава подземных вод при поступлении отходов важно контролировать состав и активность подземного микробного сообщества в динамике. Наличие жизнеспособных микроорганизмов, обладающих разными метаболическими свойствами, свидетельствует о необходимости включения микробиологических исследований в систему мониторинга глубинного хранилища РАО; особенно важны исследования микроорганизмов образующих газы (денитрифицирующих бактерий) и сульфат- и металл-редуцирующих бактерий, способных участвовать в осаждении тяжелых металлов и радионуклидов.

РАО

NO2С орг орг

SO 2

Pseudomonas putida P. gessardii P. marginales P. fluorescens P. reactans P. rhodesiae P. synxantha P. stutzeri P, veronii

Радионуклиды

Methanol C opr

Desulfo vibrio Desulfo nicrobium Desulfa tpoi osinus orient is act er i urn a Icaliphilum Methanos lirillum sp

N, со,+н,о

CH,

Восстановление c opr

Desulfovibrio Shewanella p Cellulomonat ttrefaciens

MeS

N03J I K. oxytoca

Me Fe(II)—» Fe(IIl)

Me (нераств.)

U(V1) —*U(lV)(HepaCTB) Np(V) —>Np(IV)

Биосорбция/ биоаккумуляция

Acidivorax

Acinetobacter

Enterobacter

Klebsiella

Ко curia

Microbacterium

Pantoea

Pseudomonas

Shewaneüa

Sphingo толах

Stenotrophomonas

Схема преобразовании компонентов отходов микроорганизмами глубинных горизонтов хранилища жидких радиоактивных отходов

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Лукьянова, Евгения Александровна, Москва

1. Адушкин В.В., Сиднева С.Н., Стрелков A.C. Долговременные захоронения средне- и высокоактивных отходов ядерной энергетики в приповерхностных слоях грунта. // Вопросы радиационной безопасности. 1999. №3. С. 16-25.

2. Алиев P.A., Калмыков С.Н., Хрестенко Р.В., Тананаев И.Г. Определение 99Тс в загрязненных природных водах // Вопросы радиационной безопасности. 2007. Т. 3. С. 10-17.

3. Балашова В.В., Заварзин Г.А. Анаэробное восстановление окисного железа водородной бактерией. //Микробиология. 1979. Т. 48. С. 773-778.

4. Беляев С.С., Иванов М.В. Радиоизотопный метод определения интенсивности бактериального метанобразования // Микробиология. 1975. Т. 44. С. 166-168.

5. Иванов М.В. Применение изотопов для изучения активности процесса редукции сульфатов в озере Беловодь // Микробиология. 1966. Т. 25. № 1. С. 12.

6. Камнев E.H., Рыбальченко А.И. Глубинное захоронение жидких радиоактивных отходов предприятий атомной промышленности (современные требования к оценкам экологической безопасности). // Инженерная экология. 2001. № 1. С. 2-9.

7. Колгапова Т.В., Кузнецов Б.Б., Турова Т.П. Подбор и тестирование олигопуклеотидных праймеров для амплификации и секвенирования генов 16S рРНК. архей. //Микробиология. 2002. Т. 71. С. 283-285.

8. Косарева И.М., Савушкина М.К., Кабакчи С.А. и др. Оценка безопасности жидких радиоактивных отходов при долговременном нахождении в глубинных хранилищах. // Атомная энергия. 2006. Т. 100. Вып. 2. С. 86-92.

9. Косарева И.М., Сафонов A.B., Ершов Б.Г., Назина Т.Н. Вопросы оценки биогенного преобразования состава РАО, инкорпорированных в глубинный пласт-коллектор. // Вопросы радиационной безопасности. 20076. № 3. С. 50-57.

10. Кузнецов С.И., Иванов М.В., Ляликова H.H. Введение в геологическую микробиологию. М.: Изд. АН СССР. 1962. 240 с.

11. Лаверов Н.П., Канцель A.B., Омельяненко Б.И., Лисицип К.А., Пэк A.A., Сельцов Б.М., Филоненко Ю.Д. Основные задачи радиоэкологии в связи с захоронением радиоактивных отходов. // Атомная энергия. 1991. Т. 71. Вып. 6. С. 523-534.

12. Лаверов Н.П., Омельяиеико Б.И., Юдинцев C.B. Минералогия и геохимия консервирующих матриц высокоактивных отходов. // Геология рудных месторождений. 1997. Т. 39. № 3. С. 211-228.

13. Лаверов Н.П., Величкин В.И., Омельяненко Б.И., Петров В.А., Тарасов H.H. Новые подходы к подземному захоронению высокоактивных отходов в России. // Геоэкология. 2000. № 1. С. 3-12.

14. Лауринавичус К.С., Беляев С.С. Определение интенсивности микробиологического образования метана радиоактивным методом. // Микробиология. 1978. Т. 47. № б. С. 1115-1117.

15. Захарова Е.В., Каймин Е.П., Дарская E.H., Меняйло К.А. и др. Роль физико-химических процессов при долговременном хранении жидких радиоактивных отходов в глубинных пластах-коллекторах. // Радиохимия. 2001. Т. 43. № 4. С. 378-380.

16. Методы исследования нуклеиновых кислот. // М. Мир. Ред. Гроссман Л., Молдейв К. 1970. 280 с.

17. Новиков А.П., Калмыков С.Н., Ткачев В.В. Формы существования и миграция актиноидов в окружающей среде. // Ж. Рос. Хим. Общества им. Д.И. Менделеева, 2005. T. XLIX. № 2. С. 119-126.

18. Нормы радиационной безопасности. (НРБ-99). М. 1999. Минздрав России. 116 с.

19. Осипов Г.А. Способ определения родового (видового) состава ассоциации микроорганизмов. Патент РФ1 2086642, Класс C12N 1/00, 1/20, C12Q 1/04, Опубликовано 10.08.97, Бюллетень No.22. По заявке № 057595/13 от 24.12.93.

20. Перетрухин В.Ф., Хижняк Т.В., Ляликова H.H., Герман К.Э. Биосорбция технеция-99 и некоторых актинидов донными осадками, взятыми из оз. Белое Косино Московского региона. // Радиохимия. 1996. Т. 38. С. 471-475.

21. Розанова Е.П., Кузнецов С.И. Микрофлора нефтяных месторождений. // М.гНаука. 1974. 198 с.

22. Романенко В.И., Кузнецов С.И. Экология микроорганизмов пресных водоемов. Лабораторное руководство. Л.: Наука, Ленингр. Отделение. 1974. 194 с.

23. Рыбальченко А.И., Пименов М.К., Костин П.П., Балукова В.Д., Носухин A.B., Микерин Е.И., Егоров H.H., Каймин Е.П., Косарева И.М., Курочкип В.М. Глубинное захоронение жидких радиоактивных отходов. М.: ИздАТ, 1994. 256 с.

24. Слободкин А.И. Термофильные железовосстанавливающие прокариоты. Дисс. . докт. биол. наук. ИНМИ РАН: М. 2008. 336 с.

25. Стейниер Р., Эдельберг Э., Ингрэм Дж. Мир микробов. М.: Изд. Мир. 1979. Т. 1. С. 168-173.

26. Фридрихсберг Д.А. Курс коллоидной химии. Л.: Химия, 1974. 352 с.

27. Хижняк Т.В., Медведева-Ляликова H.H. Воздействие микроорганизмов на долгоживущие радионуклиды с переменной валентностью. Труды Ин-та микробиологии им. С.Н. Виноградского. М.: Наука. 2004. Вып. XII. С. 410-419.

28. Ховрычев М.П., Мареев И.Ю., Помыткин В.Ф. Изучение сорбирующей способности биомассы микроорганизмов по отношению к некоторым радионуклидам. // Микробиология. 1994. Т. 63. Вып. 1. С. 145-151.

29. Abdelouas A., Lutze W., Nuttal Н.Е. Oxidative dissolution of uraninite precipitated on Navajo sandstone. // J. Contam. Hydrol. 1999. V. 36. P. 353-375.

30. Abdelouas A., Lutze W., Gong W., Nuttall E.H., Strietelmeier B.A., Travis BJ. Biological reduction of uranium in groundwater and subsurface soil. // Sei. Total Environ. 2000. V. 250. P. 21-35.

31. Adkins J.P., Cornell L.A., Tanner R.S. Microbial composition of carbonate petroleum reservoir fluids. // Geomicrobiol. J. 1992. V. 10. P. 87-97.

32. Ahonen L., Ervanne H., Jaakkola T., Blomqvist R.Redox chemistry in uranium-rich groundwater of Palmottu uranium deposit, Finland. // Radiochim Acta. 1994. V. 66/67. P. 115.

33. An D.-S., Im W.-T., Yang H.-C., Kang M. S., Kim K. K., Jin L., Kim M. K., Lee S.-T. Cellulomonas terrae sp.nov. a cellulotic and xylanolytic bacterium isolated from soil. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 1705-1709.

34. Andres Y., MacCordick H.J., Hubert J.-C. Adsorption of several actinide (Th, U) and Lanthanide (la, Eu, Yb) ions by Mycobacterium smegmatis. II Appl. Microbiol. Biotechnol. 1993. V. 39. P. 413-417.

35. Appanna V.D., Gazso L.G., Huang J., Pierre M.St. A microbial model for cesium containment. //Microbios. 1996. V. 86. P. 121-126.

36. Avery S.A., Tobin J.M. Mechanism and strontium uptake by laboratory and brewing strains of Saccharomyces cerevisiae. II Appl. Environ. Microbiol. 1992. V. 58. P. 3883-3889.

37. Avery S.V., Codd G.A., Gadd G.M. Transport kinetics, cation inhibition and intracellular location of accumulated caesium in the green microalga Chlorella salina. II J. Gen. Microbiol. 1993. V. 139. P. 827-834.

38. Banaszak J.E., Rittmann B.E., Reed D.T. Subsurface interactions of actinide spccies and microorganisms: Implications for the bioremediation of actinide-organic mixtures. // J. Radioanalyt. Nucl. Chem. 1999. V. 241, P. 385-435.

39. Barton L.L., Choudhury K., Thomsom B.M., Steenhoudt IC., Groffman A.R. Bacterial reduction of soluble uranium: the first step of in situ immobilization of uranium. // Radioact. Waste Manag. Environ. Restor. 1996. V. 20. P. 141-151.

40. Beller H.R. Anaerobic, nitrate-dependent oxidation of U(IV) oxide minerals by the chemolithoautotrophic bacterium Thiobacillus denitrificans. II Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. P. 2170-2174.

41. Bcliaev A.S., Saffarini D.A. Shewanella putrefaciens mtrB encodes an outer membrane protein required for Fe(III) and Mn(IV) reduction. // J. Bacteriol. 1998. V. 180. No. 23. P. 6292-6297.

42. Beveridge T. J. Bacterial S-layers. // Curr. Opin. Struct. Biol. 1994. V. 4. P. 204-212.

43. Beveridge T.J., Koval S.F. Binding of metals to cell envelopes of Escherichia coli K-12. // Appl. Environ. Microbiol. 1981. V. 42. P. 325-335.

44. Beveridge T. J., Doyle R. J. Metal ions and bacteria. John Wiley & Sons, Inc., New York, N.Y. 1989.

45. Beveridge T.J., Murray R.G.E. Sites of metal deposition in the cell wall of Bacillus subtilis. J. Bacteriol. 1980. 141:876-887.

46. Binks P.R. Radioresistant bacteria: have they got industrial uses. // J. Chem. Tech. Biotechnol. 1996. V. 76. P. 319-322.

47. Blakeney M.D., Moulaei T., DiChristina T.J. Fe(III) reduction activity and cytochrome content of Shewanella putrefaciens grown on ten compounds as sole terminal electron acceptor. // Microbiol. Res. 2000. V. 155. P. 87-94.

48. Boswell C. D., Dick R. E., Eccles H., Macaskie L. E. Phosphate uptake and release by Acinetobacter johnsonii in continuous culture and coupling of phosphate release to heavy metal accumulation. // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2001. V. 26. P. 333-340.

49. Bouby M., Billard I., MacCordick J. Complexation of Th(IV) with siderophore pyoverdine A. // J. Alloys and Compounds. 1998. V. 271-273. P. 206-210.

50. Bossemeyer D., Schlosser A., Bakker E. Specific cesium transport via the Escherichia coli Kup (TrkD) K+ uptake system. //J. Bacteriol. 1989. V. 171. P. 2219-2221.

51. Boukhalfa H., Icopini G.A., Reilly S.D., Neu M.P. Pllutonium (IV) reduction by the metal-reducing bacteria Geobacter metallireducens GS15 and Shewanella oneidensis MR1. // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73. P. 5897-5903.

52. Brady D., Stoll A., Buncan J. Biosorption of heavy metal cations by non-viable yeast biomass // Envirin. Tecnol. 1994. V. 15. P. 429-439.

53. Brooks S.C., Fredrickson J.K., Carroll S.L., Kennedy D.W., Zachara J.M., Plymalc A.E., Kelly S.D., Kemner K.M., Fendorf S. Inhibition of bacterial U(VI) reduction by calcium. // Environ. Sci. Technol. 2003. V. 37. P. 1850-1858.

54. Brown J.M., Frazier R.P., Morey R.E., Steigerwalt A.G., Pellegrini G.J., Daneshvar M.I., Hollis D.G., McNeil M.M. Phenotypic and genetic characterization of clinical isolates of

55. CDC coryneform group A-3: proposal of a new species of Cellulomonas, Cillulomonas denverensis sp. nov. // J. Clinical. Microbol. Apr. 2005. P. 1732-1737.

56. Carrano C.J., Jordan M., Drechsel H., Schmid D.G., Winkelmann G. Heterobactins: a new class of siderophores from Rhodococcus erythropolis IGTS8 containing both hydroxamate and catecholate donor groups. // Biometals. 2001. V. 14. P. 119-125.

57. Chicote E., Garcia A.N., Moreno D.A., Sarro M.I., Lorenzo P.I., Montero F. Isolation and identification of bacteria from spent nuclear fuel pools. // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2005. V. 32. P. 155-162.

58. Choppin G.R. Actinide speciation in the environment // Radiochim. Acta. 2003. V. 91. P. 645-649.

59. Cleveland J. M., Mulhn A. H. Speciation of Plutonium and Americium in Ground Waters from the Radioactive Waste Management Complex, Idaho National Engineering Laboratory, 1993.

60. De Ley J., Cattoir H., Reynaerts A. The quantitative measurement of DNA hybridization from renaturation rates. // Eur. J. Biochem. 1970. V. 12. P. 133-142.

61. DiSpirito A.A., Talnagi J.W., Tuovinen O.H. Accumulation and cellular distribution of uranium in Thiobacillusferrooxidans. II Arch. Microbial. 1983. V. 135. P. 250-253.

62. Edwards U., Rogall T., Bloeker H., Ende M. D., Boeettge E. C. Isolation and direct complete nucleotide determination of entire genes, characterization of gene coding for 16S ribosomal RNA. // Nucl. Acids Res. 1989. V. 17. P. 7843-7853.

63. Elias D.A., Krumholz L.R., Wong D., Long P.E., Suflita J.M. Characterization of microbial activities and U reduction in a shallow aquifer contaminated by uranium mill tailings. // Microb Ecol. 2003 a. V. 46. P.83-91.

64. Elias D.A., Suflita J.M, Mclnerney M.J., Krumholz L.R. Periplasmic cytochrome c3 of Desulfovibrio vulgaris is directly involved in H2-mediated metal but not sulfate reduction. // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70. P. 413-420.

65. Ewing R.C. Plutonium and «minor» actinides: safe sequestration. // Earth and Planetary Science Letters. 2005. Vol. 229. P.165-181.

66. Felsenstein J. 1993. PHYLIP (phylogeny inference package), version 3.53c. Department of Genetics, University of Washington, Seattle, USA.

67. Finneran K., Housewright M., Lovley D. Multiple influences of nitrate on uranium solubility during bioremediation of uranium-contaminated subsurface sediments. // Environ. Microbiol. 2002. V. 4. P. 510-516.

68. Francis A. J. Microbial dissolution and stabilization of toxic metals and radionucfidcs in mixed wastes. //Experientia. 1990. V. 46. P. 840-851.

69. Francis A.J. Biotransformation of uranium and other actinides in radioactive wastes. // J. Alloys and Compounds. 1998. V. 271-273. P. 78-84.

70. Francis A.J., Dodge C.J. Lu F., Halada G.P., Clayton C.R. XPS and XANES studies of uranium reduction by Clostridium sp. // Environ. Sci. Technol. 1994. V. 28. P. 636-639.

71. Francis A.J., Dodge C.J. Ohnuki T. Microbial transformation of Plutonium. // J. Nucl. Rad. Sci. 2007. V. 8. p. 121-126.

72. Fredrickson J.K., Kostandarithes H.M. Li S.W., Plymale A.E., Daly M.J. Reduction of Fe(III), Cr(VI), U(Vf), and Tc(VII) by Deinococcus radiodurans Rl. // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 2006-11.

73. Fredrickson J.M., Zachara J.M., Kennedy D.W., Duff M.C., Gorby Y.A., Li S.W., Krupka K.M. Reduction of U(VI) in goethite (-FeOOH) suspensions by a dissimilatory metal-reducing bacterium. // Geochim. Cosmochim. Acta. 2000. V. 64. P. 3085-3098.

74. Gadd G.M. Influence of microorganisms on the environmental fate of radionuclides. // Endeavour. 1996. V. 20(4). P. 150-156.

75. Gadd G.M., White C. Heavy metal and radionuclide accumulation and toxicity in fungi and yeasts. // 1989, p. 277-327. In Lovley D.R. Environmental microbe-metal interaction. ASM Press American Society for Microbiology, Washington 2000.

76. Ganesh R., Robinson K.G., Reed G.D., Saylers G.S. Reduction of hexavalent uranium from organic complexes by sulfate- and iron-reducing bacteria. // Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. P. 4385-4391.

77. Ghiorse W.C, Wilson J.T. Microbial ecology of the terrestrial subsurface. // Adv. Appl. Microbiol. 1988. V.33. P. 107-173.

78. Giesy J.P. Jr., Paine D. Uptake of americium-241 by algae and bacteria. // Prog. Water Techno1. 1977. V. 9. P. 845-857.

79. Gillow J., Dunn M., Francis A., Lucero D., Papenguth H. The potential of subterranean microbes in facilitating actinide migration at the Grimsel Test Site and Waste Isolation Pilot Plant // Radiochim. Acta. 2000. V. 88. P. 769-774.

80. Glissman K., Chin K.J., Casper P., Conrad R. Methanogenic pathway and archaeal community structure in the sediment of eutrophic Lake Dagow: effect of temperature. // Microb. Ecol. 2004. V. 48(3). P.389-399.

81. Gorby Y.A., Lovley D.R. Enzymatic uranium precipitation. // Environ. Sci. Technol. 1992. V. 26. P. 205-207.

82. Gu B., Chen J. Enhanced microbial reduction of Cr(VI) and U(VI) by different natural organic matter fractions. // Geochim. Cosmochim. Acta 2003. V. 67, P. 3575-3582.

83. Haas J.R., Dichristina T.J., Wade R. Thermodynamics of U(VI) sorption onto Shewanella putrefaciens. II Chemical Geology. 2001. V. 180. P. 33-54.

84. Hakanen M., Lindberg G A. Technetium, Neptunium and Uranium in Simulated Anaerobic Groundwater Conditions, YJT-95-02, Voimayhti Oiden Ydinjatetoimikunta (Nuclear Waste Commission of Finnish Power Companies), Helsinki, 1995.

85. Higham D.P., Sadler P.J., Scawen M.D. Cadmium-resistant Pseudomonasputida synthesizes novel cadmium binding proteins. // Science. 1984. V. 225. P. 1043-1046.

86. Hu M.Z.-C., Reeves M. Biosorption of uranium by Pseudomonas aeruginosa strain CSU immobilized in a novel matrix. // Biotechnol. Prog. 1997. V. 13. P. 60-70.

87. Humphreys P., McGarry R., Hoffmann A., Binlcs P. DRINK: a biogeochemical source term model for low level radioactive waste disposal sites. // FEMS Microbiol. Rev. 1997. V. 20. N. 3/4. P. 557-572.

88. Hungate, R.E. A roll tube method for the cultivation of strict anaerobes. In: Methods in Microbiology (Norris J.L. and Ribbons D.W., Eds.), Academic Press, New York. 1969. V. 3b. P. 117-132.

89. Icopini G.A., Boukhalfa H., Neu M.R. Biological reduction of Np(V) and Np(V) citrate by metal-reducing bacteria. II Environ. Sci. Technol. 2007. V. 41(8). P. 2764-2769.

90. Istok J.D., Senko J.M. Krumholz L.R., Watson D„. Bogle M.A., et al. In situ bioreduction of technetium and uranium in a nitrate-contaminated aquifer. // Environ. Sci. Technol. 2004. V. 38. P. 468-75.

91. Jeon B.H., Kelly S.D., Kemner K.M., Barnett M.O., Burgos W.D., et al. Microbial reduction of U(VI) at the solid-water interface. // Environ. Sci. Technol. 2004. V. 38. P. 5649-55.

92. Jones B.E., Grant W.D., Duckworth A.W., Schumann P., Weiss N., Stackebrandt E. Cellulomonas bogoriensis sp. nov., an alkaliphilic cellulomonad. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 1711-1714.

93. Kalinowski B.E., Oskarsson A., Yngve Albinsson Y., Arlinger J., Odegaard-Jensen A., Andlid T., Pedersen K. Microbial leaching of uranium and other trace elements from shale mine tailings at Ranstad. // Geoderma. 2004. V. 122. P. 177-194.

94. Kapoor A., Viraraghavan T. Fungal bisorption — an alternative treatment option for heavy metal bearing wastewater a review // Bioresource Technol. 1995. V. 53. P. 185-206.

95. Kashefi IC„ Lovley D.R. Reduction of Fe(III), Mn(IV), and toxic metals at 100°C by Pyrobaculum islandicum. II Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 1050-1056.

96. Kersting A. B., Efurd D. W., Finnegan D. L., Rokop D. J., Smith D. K., Thompson J. L. Migration of plutonium in ground water at the Nevada test site.// Nature. 1999. V. 396. No. 6714. P. 56-59.

97. Knoop R., Panak P.J., Wray L.A., Renninger N., Keasling J.D., Nitsche H. 2001. Investigation of interactions of U(VI) with bacteria by laser spectroscopic methods. 8th Int.

98. Conf. on Chemistry and Migration behavior of Actinides and Fission Products in the Geosphere. Migration '01, 16-21 September, Bregenz, Austria. 111.

99. Koch A.L. Most probable numbers. In: Methods for General and Molecular Bacteriology (Gerhardt, P., Murray, R.G.E., Wood, W.A. and Krieg, N.R., Eds.), pp. 257-260. American Society for Microbiology, Washington, DC. 1994.

100. Koban A., Bernhard G. Complexation of uranium(VI) with glycerol 1-phosphate. // Polyhedron. 2004. V. 23(10). P. 1793-1797.

101. Landa E.R., Gray J.R. US Geological Survey research on the environmental fateof uranium mining and milling wastes. // Environ. Geol. 1995. V. 26 P. 19-31.

102. Lane D. J. 16S/23S rRNA sequencing. // In: Nucleic Acid Techniques in Bacterial Systematics. Ed. Stackebrandt E., Goodfellow. M. New York: John Wiley& Sons. 1991. P. 115-175.

103. Langmuir D. Uranium solution-mineral equilibria at low temperatures with applications to sedimentary ore deposits. // Geochim. Cosmochim. Acta. 1978. V. 42. P. 547-569.

104. Ledin M., Pedersen K., Allard B. Effects of pH and ionic strength on the adsorption of Cs, Sr, Eu, Zn, Cd and Hg by Pseudomonas putida. II Water, Air, and Soil Pollution. 1997. V. 93. P. 367-381.

105. Li P.-F., Mao Z.-Y., Rao X.-J., Wang X.-M., Min M.-Z., Qiu L.-W., Liu Z.-L. Biosorption of uranium by lake-harvested biomass from a cyanobacterium bloom. // Bioresource Technol. 2004. V. 94. P. 193-195.

106. Liu N., Luo S., Yang Y., Zhang T., Jin J., Liao J. Biosorption of americium-241 by Saccharomyces cerevisiae. II J. Radioanalytical and Nuclear Chemistry. 2002 a. V. 252. No. 1. P. 187-191.

107. Liu N., Yang Y., Luo S., Zhang T., Jin J., Liao J., Hua X. Biosorption of 24'Am by Rhizopus arrihizus: preliminary investigation and evaluation. // Appl. Rad. and Isotopes. 2002 6. V. 57. P. 139-143.

108. Lieser K.H., Gleitsmann B., Steikopff S. Th. Colloid formation and sorption of radionuclides in natural system. // Radiochim. Acta. 1986. V. 40. P. 39-47.

109. Lieser K.H., Hill R. Hydrolysis and colloidal formation of Thorium in water and consequences of or its migration behaviour-comparison with Uranium. // Radiochim. Acta, 1992. V. 56. P. 37-45.

110. Lloyd J.R Microbial reduction of metals and radionuclides. // FEMS Microbiol. Rev. 2003. V. 27. P. 411-425.

111. Lloyd J.R., Yong P., Macaskie L.E. Biological reduction and removal of Np(V) by two microorganisms. // Environ. Sci. Technol. 2000. V. 34. P. 1297-1301.

112. Lloyd J.R., Renshaw J.C. Bioremediation of radioactive waste: radionuclide-microbe interactions in laboratory and field-scale studies. // Curr. Opin. Biotechnol. 2005. V. 16. P. 254-260.

113. Lloyd J.R., Renshaw J.C., May I., Livens F.R., Burke I.T., Mortimerc R.J.G., Morris K. Biotransformation of radioactive waste: microbial reduction of actinides and fission products. //J. Nucl. Rad. Sci. 2005. V. 6(!). P. 17-20.

114. Lovley D.R. Dissimilatory metal reduction. // Annu. Rev. Microbiol. 1993. V. 47. P. 263290.

115. Lovley D.R., Anderson R.T. Influence of dissimilatory metal reduction on fate of organic and metal contaminants in the subsurface. // Hydrogeol. J. 2000. V. 8. P. 77-88.

116. Lovley D.R., Phillips E.J.P. Reduction of uranium by Desulfovibrio desulfuricans. II Appl. Environ. Microbiol. 1992. V. 58. P. 850-56.

117. Lovley D.R., Phillips E.J.P. Bioremediation of uranium contamination with enzymatic uranium reduction. // Environ. Sci. Technol. 1992. V. 26. P. 2228-2234.

118. Lovley D.R. Phillips E.J.P., Gorby Y.A., Landa E.R. Microbial reduction of uranium. // Nature. 1991. V. 350. P. 413-16.

119. Lovley D.R., Roden E.E., Phillips E.J., Woodward J.C. Enzymatic iron and uranium reduction by sulfate-reducing bacteria. // Mar. Geol. 1993a. V. 113. P. 41-53.

120. Lovley D.R., Widman P.K., Woodward J.C., Phillips E.J.P. Reduction of Uranium by Cytochrome C3 of Desulfovibrio vulgaris, II Appl. Environ. Microbiol. Nov. 1993b. P. 35723576.

121. Lovley D.R. Bioremediation of organic and metal contaminants with dissimilatory metal reduction. // J. Ind. Microbiol. 1995. V. 14. P. 85-93.

122. Lowry O.H., Rosenbough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. V. 193. P. 265-275.

123. Lyalikova-Medvedeva N.N., Khijniak T.V. Biosorption of long-lived radionuclides. In: Biohydrometallurgy and Environments toward the mining of the 21th century. Eds. R. Amils and A. Ballester. Elsevier. 1999. Part B. P. 327-334.

124. Luo S., Liu N., Yang Y., Zhang T., Jin J., Liao J. Biosorption of americium-241 by Candida sp. // Radiochim. Acta. 2003. V. 91. P. 315-318.

125. Macaskie L.E. The application of biotechnology to the treatment of wastes produced from nuclear fuel cycle: biodégradation and bioaccumulation as a means of treating radionuclide-containing streams. // Crit. Rev. Biotechnol. 1991. V. 11. P. 44-112.

126. Macaskie L.E., Dean A.C.R. Strontium accumulation by immobilized cells of a Citrobacter sp. // Biotechnol. Lett. 1985. V. 7. P. 627-630.

127. Macaskie L.E., Empson R.M., Cheetham A.K., Grey C.P., and Skarnulis A.J. Uranium bioaccumulation by a Citrobacter sp. as a result of enzymically-mediated growth of polycrystalline HU02P04. // Science. 1992. V. 257. P. 782-784.

128. Macaskie L.E., Jeong B.C., Tolley M.R. Enzymically-accelerated biomineralization of heavy metals application to the removal of americium and plutonium from aqueous flows. // FEMS Microbiol. Rev. 1994. V. 14. P. 351-368.

129. Magot M., Ollivier B., Patel B.K.C. Microbiology of petroleum reservoirs // Ant. van Leeuwenhoek J. Microbiol. Serol. 2000. V. 77. P. 103-116.

130. Mahara Y. Kudo A. Probability of production of mobile plutonium in environments of soil and sediment. Radiochim. Acta. 1998. V. 82. P. 399-404.

131. Marmur J. A procedure for the isolation DNA from microorganisms // J. Molecular Biology. 1961. V. 3. P. 208-218.

132. Marques A.M., Roca X., Simon-Pujol M.D., Fuste M.C., Francisco C. Uranium accumulation by Pseudomonas sp. EPS-5028. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1991. V. 35. P. 406-410.

133. Marty R. C., Bennett D., Thullen P., "Mechanism of Plutonium Transport in a Shallow Acquifer in Mortandad Canyon, Los Alamos National Laboratory, New Mexico. // Environ. Sci. Technol. 1997. V. 31. P. 2020-2027.

134. McCarthy J. F., Zachara J. M. Subsurface Transport of Contaminants. // Environ. Sci. Technol. 1989. V. 23. P. 496-502.

135. McHale A. McHale S. Microbial biosorption of metals: potential in the treatment of metal pollution. // Biotechnol. Adv. 1994. V. 12. P. 647-652.

136. McKinley I.G., Hagenlocher I., Alexander W.R., Schwyn B. Microbiology in nuclear waste disposal: interfaces and reaction fronts. // FEMS Microbiol. Rev. 1997. V. 20. N. Va. P. 545-556.

137. McLean J. Bevcridge T.J. Chromate reduction by a pscudomonad isolated from a site contaminated with chromated copper arsenate. // Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P. 1076-1084.

138. Merila P., Galand P.E., Fritze H., Tuittila E.S., Kukko-Oja K., Laine J., Yrjala K. Methanogen communities along a primary succession transect of mire ecosystems. // FEMS Microbiol Ecol. 2006. V. 55(2). P. 221-229.

139. Merroun M.L., Raff J., Rossberg A., Hennig C., Reich T., and Selenska-Pobell S. Complexation of Uranium by Cells and S-Layer Sheets of Bacillus sphaericus JG-A12. // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. No. 9. P. 5532-5543.

140. Morgenstern A., Choppin G.R. Kinetics of the oxidation of Pu(IV) by manganese dioxide. // Radiochim. Acta. 2002. V. 90. P. 69-74.

141. Morse J.W., Choppin G.R. The chemistry of Transuranic Elements in Natural Waters. // Reviews in Aquatic Sciences. 1991. Vol. 4(1), Pp. 1-22.

142. NAB1R. 2003. Bioremediation of metals and radionuclides. What is it and how it works. Rep. LBNL-42595.

143. Nagaoka T. Microbially Mediated Removal of Np(V) by Desulfovibrio desulfuricans Implication of Microbial Immobilization at the Radioactive Waste Repository. // J. Nucl. Radiochem. Sci. 2005. V. 6. P. 85-86.

144. Nagasaki Sh., Tanaka S., Suzuki A. Colloid Formation and Sorption of Americium in the Water/Bentonite System. // Radiochim. Acta. 1994. V. 66/67. P. 207-212.

145. Nakajima A., Horikoshi T., Sakaguchi T. Studies on the accumulation of heavy metal elements in biological systems. XVII. Selective accumulation of heavy metal ions by Chlorella regularis. II J. Appl. Microbiol. Biotechnol. 1981. V. 12/ P. 76-83.

146. Nakajima A., Horikoshi T., Sakaguchi T. Recovery of uranium by immobilized microorganisms. // J. Appl. Microbiol. Biotechnol. 1982. V. 16. P. 88-91.

147. Nakajima A., Sakaguchi T. Selective accumulation of heavy metals by microorganisms. //J. Appl. Microbiol. Biotechnol. 1986. V. 24. P. 59-64.

148. Nealson K.H., Saffarini D. Iron and manganese in anaerobic respiration: Environmental significance, physiology, and regulation // Annu. Rev. Microbiol. 1994. 48. 311-343.

149. Neck V., Kim J.I., Seidel B.S., Marquardt C.M., Dardenne K., Jensen M.P., Hauser W.A. Spectroscopic Study of the Hydrolysis, Colloid formation and solubility of Np(IV). // Radiochim. Acta. 2001. V. 89. P.436-446.

150. Neu M.P. Siderophore-mediated chemistry and microbial uptake of plutonium. // Los Alamos Sei. 2000. No. 26 P. 416-417.

151. Neu M.P., Icopini G.A., Boukhalfa H.// Plutonium speciation affected by environmental bacteria. // Radiochim. Acta. 2005. V. 93. P. 705-714.

152. Nevin K.P., Finneran K.T., Lovley D.R. Microorganisms Associated with Uranium Bioremediation in a High-Salinity Subsurface Sediment. // Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69. P. 3672-3675.

153. Okorov L.A., Lichko L.P., Kodomtseva V.M., Kholodenko V.P., Titovsky V.T., Kulaev I.S. Energy-depended transport of manganese into yeast cells and distribution of accumulated ions. // Eur. J. Biochem. 1977. V. 75. P. 373-377.

154. Osipov G.A., Tourova E.S. Studying species composition of microbial communities with the use of gas chromatography-mass spectrometry: microbial community of kaolin. // FEMS Microbiol. Revs. 1997. V. 20. P. 437-446.

155. Panak P., Hard B.C., Pietzsch K., Kutschke S., Roske K., Selenska-Pobell S., Bernhard G., Nitsche H. Bacteria from uranium mining waste pile: interactions with U(VI). // J. Alloys Comp. 1998. V. 271-273. P. 262-266.

156. Payne R.B., Gentry D.M., Rapp-Giles B.J., Casalot L., Wall J.D. Uranium reduction by Desulfovibrio desulfuricans strain G20 and a cytochrome c3 mutant. // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. P. 3129-32.

157. Pedersen K. Investigation of subterranean bacteria in deep crystalline bedrock and their importance for the disposal of nuclear waste. // Can. J. Microbiol. 1996. V. 42. P. 382-391.

158. Pedersen K. Microbial life in deep granite rock. // FEMS Microbiol. Rev. 1997. V. 20. N. P. 399-414.

159. Pedersen K. Microorganisms and Their Influence on Radionuclide Migration in Igneous Rock. //Environ. J. Nucl. Radiochem. Sci. 2005. V. 6. No.l. P. 11-15.

160. Pedersen K., Arlinger J., Ekendahl S., Hallbeck L. 16S rRNA diversity of attached and unattached bacteria in boreholes along the access tunnel to the Aspo hard rock laboratory, Sweden. //FEMS Microbiol. Ecol. 1996. V. 19. P. 249-262.

161. Penrose W.R., Polzer W.L., Essington E.H., Nelson D.M., Orlandini K.A. Mobility of plutonium and americium through a shallow aquifer in a aemiarid region. // Env. Sci. Tech. 1990. V. 24. P. 228-234.

162. Phillips E.J.P., Landa E. R., Lovley D.R. Remediation of uranium contaminated soils with bicarbonate extraction and microbial U(VI) reduction. // J. Ind. Microbiol. 1995. V. 14. P. 203-207.

163. Pietzsch K., Hard B.C. Babel W.A. Desulfovibrio sp. capable of growing by reducing U(VI). // J. Basic Microbiol. 1999. V. 39. P. 365-372.

164. Pietzsch K., Babel W. A sullate-reducing bacterium that can detoxify U(VI) and obtain energy via nitrate reduction. // J. Basic Microbiol. 2003. V. 43. P. 348-361.

165. Pfennig N., Lippert K.D. Uber das vitamin B12 Bedurfnis phototropher Schweferelbakterien. //Arch. Microbiol. 1966. V. 55. P. 245-256.

166. Pons M.P., Fuste M.C. Uranium uptake by immobilized cell of Pseudomonas strain EPS 5028. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1993. V. 39. P. 661-665.

167. Postgate J.R. Enrichment and isolation of sulphate-reducing bacteria. // Zbl. Bacteriol. Parasitenkunde, Infectionskrankh. und Hyg. 1965. Abt. l.Sup. 1. P. 190-197.

168. Postgate J.R. 1984. The sulfate-reducing bacteria 2nd ed. Cambridge Univ. Press. Cambridge.

169. Renshaw J.C., Lloyd J.R., Francis R.L. Microbial interaction with actinides and long-lived fission products. // C.R. Chimie 2007. V. 10. P. 1067-1077.

170. Rusin P.A., Brainard J.R., Strietelmeier B.A., Tait C.D., Ekberg S.A., Palmer P.D., Newton T.W., Clark D.L. Solubilization of plutonium hydrous oxide by iron reducing bacteria. // Environ. Sci. Technol. 1994. V. 28. P. 1686-1690.

171. Ryter A., Kellenberger E. Etude au microscope electronique de plasmas contenant de l'acide desoxyribonucleique. //Z. Naturforsch. 1958. V. 13b. P. 597-605.

172. Sani R.K., Peyton B.M., Smith W.A., Apel W.A., Petersen J.N. Dissimilatory reduction of Cr(VI), Fe(III), and U(VI) by Cellulomonas isolates. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. V. 60. P. 192-99.

173. Sani R.K., Peyton B.M. Dohnalkova A., Amonette J.E. Reoxidation of reduced uranium with iron(III) (hydr)oxides under sulfate-reducing conditions. // Environ. Sci. Technol. 2005. V. 39. P. 2059-2066.

174. Sani R.K., Peyton B.M., Smith W.A., Apel W.A., Petersen J.N. Dissimilatory reduction of Cr(VI). Fe(III), and U(VI) by Cellulomonas isolates. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. V. 60. P. 192-199.

175. Sasaki T., Kubota T., Mito S., Kauri T., Kudo A. Radionuclide sorption to mixture of anaerobic bacteria in the repository environment. // J. Nuclear Sci. Technol 2002. P. 954-957.

176. Selenska-Pobell S. 2002. Diversity and activity of bacteria in uranium waste piles, p. 225-253. In: M. Keith-Roach and F. Livens eds. Interactions of microorganisms with radionuclides. Oxford, UK, Elsevier Sciences.

177. Senko J.M., Istok J.D., Suflita J.M., Krumholz L.R. ln-situ evidence for uranium immobilization and remobilization. // Environ. Sci. Technol. 2002. V. 36. P. 1491-1496.

178. Senko J.M., Mohamed Y., Dewers T.A., Krumholz L.R. Role for Fe(III) minerals in nitrate-dependent microbial U(IV) oxidation. // Environ. Sci. Technol. 2005a. V. 39. P. 2529-2536.

179. Senko J.M. Suflita J.M., Krumholz L.R. Geochemical controls on microbial nitrate-dependent U(IV) oxidation. // Geomicrobiol. J. 2005b. V. 22. P. 371-378.

180. Senko J.M., Dewers T.A., Krumholz L.R. Effect of Oxidation Rate and Fe(II) State on Microbial Nitrate-Dependent Fe(III) Mineral Formation. // Appl. Environ. Microbiol. 2005c. V. 71(11). P. 7172-7177.

181. Shelobolina E.S., O'Neill K., Finneran K.T., Hayes L.A., Lovley D.R. Potential for in situ bioremediation of a low-pH, high-nitrate uranium-contaminated groundwater. // Soil Sediment Contamination. 2003. V. 12. P. 865-884.

182. Shumate S.E., Strandberg G.W. Accumulation of metals by microbial cells. In: Comprehensive biotechnology. V. 4. P. 235-247. Pergamon Press, New York, 1985.

183. Simmons P., Tobin J., Singleton I. Consideration on the use of commercially available yeast biomass for the treatment of metal-containing effluents. // J. Ind. Microbiol. 1995. V. 14. P. 240-246.

184. Simonoff M., Claire Sergeant C., Poulain S., Pravikoff M.S. Microorganisms and migration of radionuclides in environment. C. R. Chimie .2007. www.sciencedirect.com.

185. Songkasiri W., Reed D.T., Ritlmann B.E. Biosorption of neptunium(V) by Pseudomonas fluorescein. II Radiochim. Acta. 2002. V. 90 P. 785.

186. Spear J.R., Figueroa L.A., Honeyman B.D. Modeling Reduction of uranium U(VI) under variable sulfate concentrations by sulfate-reducing bacteria. // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 3711-3721.

187. Strandberg G.W., Shumate S.E. II, Parrott J.R. Jr. Microbial cells as biosorbents for heavy metals: accumulation of uranium by Saccharomyces cerevisiae and Pseudomonas aeruginosa. //Appl. Environ. Microbiol. 1981. V. 41. P. 237-245.

188. Strandberg G., Arnold W.D. Jr. Microbial accumulation of neptunium. // J. Ind. Microbiol. 1988. V. 3. P. 329-331.

189. Stroes-Gascoyne S., West J.M. Microbial studies in the Canadian nuclear fuel waste management program. // FEMS Microbiol. Revs. 1997. V. 20. N. 3/4. P. 573-590.

190. Suzuki Y., Kelly S.D., Kemner K.M., Banfield J.F. Microbial Populations Stimulated for Hexavalent Uranium Reduction in Uranium Mine Sediment. // Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69, No. 3 .p. 1337-1346.

191. Suzuki Y, Kelly SD, Kemner KM, Banfield JF. Enzymatic U(VI) reduction by Desulfosporosinus species. //Radiochim. Acta. 2004. V. 92. P. 11-16.

192. Suzuki Y., Kelly S., Kemmer K., Banfield J. Direct microbial reduction and subsequent preservation of uranium in natural near-surface sediment. // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. P. 1790-1797.

193. Takai K., Inoue A., Horikoshi K. Thermaerobacter marianensis gen. nov., sp. nov., an aerobic extremely thermophilic marine bacterium from the 11,000 m deep Mariana Trench. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. V. 49(2). P. 619-628.

194. Tengerdy R.P., Johnson J.E., PIollo J., Toth J. Denitrification and removal of heavy metals from waste water by immobilized microorganisms. // Appl. Biochem. Biotechnol. 1981. V. 6. P. 3-13.

195. Tebo B.M., Obraztsova A.Y. Sulfate-reducing bacterium grows with Cr(VI), U(V1), Mn(IV), and Fe(III) as electron acceptors. //FEMS Microbiol. Lett. 1998. V. 162. P. 193-98.

196. Turner J.S., Robinson N.J. Cyanobacterial metallothioneins: Biochemistry and molecular genetics. //J. Ind. Microbiol. 1995. V. 14. P. 119-125.

197. Tucker M.D., Barton L.L., Thompson B.M. Removal of U and Mo from water by immobilized Desulfovibrio desulfuricans in column reactors. // Biotechnol. Bioeng. 1998. V. 60(1). P. 90-96.

198. Tomioka N., Uchiyama H., Yagi O. Cesium accumulation and growth characteristics of Rhodococcus erythropolis Cs98 and Rhodococcus sp. strain CS402. Appl. Environ. Microbiol. 1994. V. 60. P. 2227-2231.

199. Towner K.J. The genus Acinetobacter. In The Prokaryotes. Edited by Balows, A., Truper, H.G., Dworkin, M., Harder, W. and Schleifer, K.-Z. Springer-Verlag, New-York. 1992. pp. 3137-3143.

200. Trueper H.G., Schlegel H.G. Sulfur metabolism in Thiorhodaceae. I. Quantitative measurements on growing cells of Chromatium okenii II J. Microbiol. Serol. 1964. V. 30, P. 321-323.

201. Truex M.J., Peyton B.M., Valentine N.B., Gorby Y.A. Kinetics of U(VI) reduction by a dissimilatory Fc(IlI)-rcducing bactcrium under nongrowth conditions. // Biotechnol. Bioeng. 1997. V. 55. P. 490-96.

202. Tsezos M., Georgousis Z., Remoudaki E. Mechanism of aluminum interference on uranium biosorption by Rhizopus arrhizus. H Biotechnol. Bioeng. 1997. V. 55 (1). P. 16-27.

203. Uhrie J.L., Drever J.I., Colberg P.J.S., Nesbitt C.C. In situ immobilization of heavy metals associated with uranium leach mines by bacterial sulfate reduction. // Hydrometallurgy. 1996. V. 43. P. 231-239.

204. Valentine N.B., Bolton H., Kingsley M.T., Drake G.R., Balkwill D.L., Plymale A.E. Biosorption of cadmium, cobalt, nickel, and strontium by a Bacillus simplex strain isolated from the vadose zone. // J. Ind. Microbiol. 1996. V. 16. P. 189-196.

205. Van de Peer Y., De Wachter R. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment. // Comput Applic Biosci. 1994. V. 10. P. 569-570.

206. Volesky B., Holan Z.R. Biosorption of heavy metals. // Biotechnol. Prog. 1995. V. 11. P. 235-250.

207. Volesky B., May-Phillips H. Biosorption of heavy metals by Saccharomyces cerevisiae II Appl. Environ. Microbiol. 1995. V. 42. P. 797-806.

208. Wall J.D. Krumholz L.R. Uranium Reduction. // Annu. Rev. Microbiol. 2006. V. 60. P. 149-166.

209. Walsh D.A., Papke R.T., Doolittle W.F. Archaeal diversity along a soil salinity gradient prone to disturbance. // Environ Microbiol. 2005. V. 7(10). P. 1655-1666.

210. Watson J.S., Scott C.D., Faison B.D. Adsorption of Sr by soil microorganisms. // Appl. Biochem. Biotechnol. 1989a. V. 21. P. 201-209.

211. Watson J.S., Scott C.D., Faison B.D. Adsorption of Sr by immobilized microorganisms. // Appl. Biochem. Biotechnol. 1989b. V. 20/21. P. 699.

212. Weisburg W.G., Barns S.M., Pelletier D.A., Lane D.J. 16S ribosomal DNA amplification for phylogenetic study. II J. Bacteriol. 1991. V. 173. P. 697-703.

213. West J.M., Christofi N., McKinley I.G. An overview of recent microbiological research relevant to the geological disposal of nuclear waste. // Rad. Waste Management Nuclear Fuel Cycle. 1985a. V. 6. N. 1. P. 79-95.

214. West J.M., McKinley I.G., Grogan H.A., Arme S.C. Laboratory and modelling studies of microbial activity in the near field of HLW repository. // Material Research Society Symp. Proc. 1985b. V. 50. P.533-538.

215. West J.M., McKineley I.G. // Radioactive waste disposal, geomicrobiology of. // Encyclopaedia of Environmental Microbiology 2000.

216. White C., Sayer J.A., Gadd G.M. Microbial solubilization and immobilization of toxic metals: key biogeochemical processes for treatment of contamination. // FEMS Microbiology Reviews. 1997. V. 20. P. 503-516.

217. Wilkins M.J., Livens F.R., Vaughan D.J., Lloyd J.R. The impact of Fe(III)-reducing bacteria on uranium mobility. // Biogeochem. 2006. V. 78. P. 125-150.

218. Widdel F. 1980. Anaerober abbau von fettsäuren und benzoesäure durch neu isolierte arten sulfat-reduzierender bakterien. Thesis. Göttingen, P. 29-150.

219. Widdel F., Bäk F. Gram-negative mesophilic sulfate-reducing bacteria. In The Prokaryotes. Edited by Balows, A., Truper, H.G., Dworkin, M., Harder, W. and Schleifer, K.-Z. Springer-Verlag, New-York. 1992. Chapter 183. P.3352-3337.

220. Wolin E.A., Wolin M.J., Wolfe R.S. Formation of methane by bacterial extracts. // J. Biol. Chem. 1963. V. 238. P. 2882-2886.

221. Woolfolk C.A., Whiteley H.R. Reduction of inorganic compounds with molecular hydrogen by Micrococcus laciilyticus. I. Stoichiometry with compounds of arsenic, selenium, tellurium, transition and other elements.// J. Bacteriol. 1962. V. 84. P. 647-58.

222. Wu Q., Sanford R.A., Loffler F.E. Uranium(VI) Reduction by Anaeromyxobacter dehalogenans strain 2CP-C. // Appl. Environ. Microbiol. 2006. V. 72. P. 3608-3614.

223. Yates M.V., Brierley J.A., Brierley C.L., Follin S. Effect of Microorganisms on In Situ Uranium Mining. // Appl. Environ. Microbiol. 1983. P. 779-784.

224. Yoshida T., Ozaki T., Ohnuki T., and Francis A.J. Adsorption of Th(IV) and Pu(IV) on the Surface of Pseudomonas fluorescens and Bacillus sublilis in the presence of desferoxamine siderophore. // J. Nucl. Radiochem. Sei. 2005. V. 6. N.l. P. 77-80.

225. Zeikus J.G., Weimer P.J., Nelson D.R., Daniels L. Bacterial methanogenesis: acetate as a methane precursor in pure culture // Arch. Microbiol. 1975. V. 104. P. 129-134.

Информация о работе

Лукьянова, Евгения Александровна
кандидата биологических наук
Москва, 2008
ВАК 03.00.07

Диссертация

Микроорганизмы глубинных хранилищ жидких радиоактивных отходов и взаимодействие их с радионуклидами - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы