Бесплатный автореферат и диссертация по сельскому хозяйству на тему
Биологические и технологические особенности вегетативных способов размножения в системе производства здорового посадочного материала
ВАК РФ 06.01.07, Плодоводство, виноградарство
Автореферат диссертации по теме "Биологические и технологические особенности вегетативных способов размножения в системе производства здорового посадочного материала"
На правах рукописи Г
ДЕМЕНКО Василий Иванович
БИОЛОГИЧЕСКИЕ И ТЕХНОЛОГИЧЕСКИЕ ОСОБЕННОСТИ ВЕГЕТАТИВНЫХ СПОСОБОВ РАЗМНОЖЕНИЯ В СИСТЕМЕ ПРОИЗВОДСТВА ЗДОРОВОГО ПОСАДОЧНОГО МАТЕРИАЛА
Специальность 06.01.07. - плодоводство, виноградарство
Автореферат на соискание ученой степени доктора сельскохозяйственных наук
Москва 2006
Диссертационная работа выполнена на кафедре плодоводства Российского государственного аграрного университета -МСХА имени К. А. Тимирязева
Официальные оппоненты:
- Трунов Юрий Викторович — доктор сельскохозяйственных наук, профессор
- Романенко Николай Демьянович — доктор биологических наук, профессор
- Стрелец Виктор Дмитриевич - доктор сельскохозяйственных наук, профессор
Ведущая организация:
ГНУ Всероссийский научно-исследовательский институт генетики и селекции плодовых растений им. И.В. Мичурина -
Защита диссертации состоится 2006 г. в '-Г00 час.
на заседании диссертационного совета Д 220.043.01 при РГАУ - МСХА имени К.А. Тимирязева.
Адрес: 127550, Москва, Тимирязевская ул., 49. Ученый совет РГАУ -МСХА имени К.А. Тимирязева.
С диссертацией можно ознакомиться в Центральной научной библиотеке РГАУ МСХА им. К.А.Тимирязева
Ученый секретарь диссертационного совета
Аладина О.Н.
Актуальность темы
Успехи современного садоводства. в мире. стеши возможны в результате решения основных проблем — создание сорта, подвоя, производства саженцев и механизации трудоемких процессов. Государственный реестр в нашей стране ежегодно пополняется новыми сортами, некоторые из них превосходят зарубежные аналоги по основным показателям. До последнего времени Россия входила в число мировых лидеров по площадям, занимаемых садовыми растениями, хотя и наблюдается тенденция их уменьшения. Однако Россия значительно отстает по урожайности даже от среднего мирового уровня. Ситуация складывается таким образом, что отечественный производитель практически вытеснен с российского рынка плодов и ягод, т.е. мы можем потерять садоводство, как отрасль растениеводства. Для того чтобы использовать весь научный потенциал России в области садоводства необходимо реанимировать в первую очередь отрасль питомниководства. В России есть все возможности создать современную, самостоятельную отрасль питомниководства, основанную на кооперации всех форм собственности и органического сочетания интересов вузов, науки, производства. Современное садоводство промышленного типа характеризуется интенсивными насаждениями быстрой ротацией, а также концентрацией генетически однородных сортов. Все это способствует быстрому распространению заболеваний при наличии очагов инфекции. Очевидно, что для решения данной проблемы необходимо усовершенствовать систему. производства здорового посадочного материала с учетом достижений в области биологии, физиологии, фитопатологии и плодоводства. Мировой опыт, а также существующие разработки в стране . позволяют утверждать о возможности закладывать плодоносящие насаждения элитным посадочным материалом (Swartz H.J..1981). Однако для этого необходимо увеличить выпуск маточных растений высших категорий качества, с сохранением генетической константности сорта, что потребует других подходов в размножении растений in vitro и в защищенном грунте.
Цель и задачи исследований Целью настоящего исследования является разработка системы производства здорового посадочного материала на основе использования потенциальных возможностей вегетативных способов размножения. Поставленная цель достигается решением следующих задач. 1.Определить наиболее важные проблемы в технологии микроклонального размножения и разработать способы их решения:
- усовершенствовать методику подбора солевого состава питательных сред, обеспечивающих стабильную регенерацию меристематических верхушек,
сокращающих вероятность развития физиологических расстройств и каллуса;
- определить эффективность новых для микроклонального размножения регуляторов роста и физических факторов на основных этапах размножения in vitro;
- разработать методику адаптации корневой и надземной систем растений к нестерильным условиям на этапе укоренения побегов in vitro;
- выяснить влияние абиотичесих факторов на продолжительность кратковременного и длительного хранения растений in vitro;
- определить влияние состава питательной среды и физических факторов на способность различных эксплантов к каллусогенезу и адвентивному органогенезу, как начальному этапу в технологии размножения растений «искусственными семенами»;
- изучить последействие выращивания растений in vitro на их способность к вегетативному размножению.
2. Усовершенствовать технологию размножения здорового посадочного материала земляники в защищенном грунте с использованием регуляторов роста, мульчирования и контейнерной культуры.
3. Разработать технологию размножения исходных здоровых растений плодовых культур на примере яблони с использованием клоновых подвоев.
4.Дать организационно-экономическую оценку возможности увеличить производство элитного посадочного материала на' основе рационального сочетания способов вегетативного размножения растений.
Научная новизна исследований состоит в разработке концепции сокращения этапов производства здорового посадочного материала за счет повышения коэффициента размножения маточных растений высших категорий качества с использованием существующих способов вегетативного размножения. Впервые проведены исследования по микроклональному размножению большого числа видов растений и показано отсутствие корреляции, между жизненными формами основного ряда и способностью к размножению in vivo и in vitro.
Разработана методика подбора солевого состава питательных сред на этапе введения меристематических верхушек в культуру, основанная на математическом планировании эксперимента по определению оптимального состава макро, микро элементов, кальция, хелата железа.
Впервые испытаны новые для выращивания растений in vitro регуляторы роста и поверхностно активные вещества (культар, пике, ССС, мивал, крезацин, нуклеопептиды, гумат натрия, КЭП, твин-20,40, амбиол), установлены оптимальные их концентрации и сочетания - на основных этапах микроклонального размножения.
Разработан способ посадки меристематических верхушек растений, нивелирующий отрицательное действие фенолов и установлено положительное влияние электростатического поля на рост эксплантов различных культур.
Показано, что одной из причин плохой приживаемости растений в нестерильных условиях является развитие стекловидности в результате интенсивного синтеза этилена растительными тканями in vitro.
Впервые разработана композиционная среда, обеспечивающая укоренение яблони после 4-го пассажа и структурная среда для укоренения побегов земляники, позволяющая сократить содержание агара в среде в 2-3 раза. Впервые выявлены условия и установлены регуляторы роста, обеспечивающие адаптацию корневой системы и листьев к нестерильным условиям на этапе укоренения in vitro, показана эффективность проточной культуры в данном процессе.
Впервые разработаны условия регенерации растений из соматических тканей отечественных сортов груши, земляники и показана эффективность использования переходной зоны побег-корень, а также синергизм дейстивия 6БАП и мочевины.
Впервые показана необходимость " предворительной индукции корнеобразования побегов земляники перед хранением in vitro и использования в питательной среде культара.
Усовершенствованы технологии размножения ссэлиты земляники в защищенном грунте с использованием регуляторов роста, контейнерной культуры, двойного мульчирования, подтопляемой стеллажной теплицы.
Впервые разработана технология получения ссэлиты яблони на клоновых подвоях, снижающая их потребность в 8 раз.
Практическая значимость работы Разработанные способы размножения, подтвержденные патентами и авторскими свидетельствами, позволяют создать в стране 4-5 центра по производству ссэлиты и сэлиты, за счет увеличения приживаемости меристематичемских верхушек, укоренения, приживаемости растений в нестерильных условиях и более эффективного размножения в защищенном грунте.
Основные положения, выносимые на защиту. 1.Методы решения основных проблем микроклонального размножения: -математическое планирование определения солевого состава питательных сред;
-новые регуляторы для микроклонального размножения садовых растений; -влияние физических факторов на экспланты до введения в культуру и в процессе выращивания in vitro;
- определение причин гибели растений in vivo и способы повышения их устойчивости к стрессам;
- последействие выращивание растений in vitro на их способность к вегетативному размножению.
2.Биологически обоснованные сроки применения регуляторов роста, способы выращивания маточных растений и пикированных розеток земляники при производстве посадочного материала высших категорий качества.
3.Технология производства маточных растений яблони высших категорий качества на клоновых подвоях.
Апробация работы Результаты работы доложены на научно- практической конференции молодых сотрудников и аспирантов (г.Москва 1976, НИЗИСНП), на научно-практической конференции стран- участников СЭВ (г.Пловдив, 1988), экспонировалась на выставке научно-технического творчества молодежи (г.Москва 1976, диплом лауреата), на ВДНХ СССР отмечена золотой медалью, на научных конференциях (МСХА 1995,1996,1997,2000,2001,2002,2004,2005), на Всесоюзной научной конференции по с/х биотехнологии( Целиноград, 1991), на отчетной конференции ФИБХ ( г.Пущино, 1997);3а период 1973-1990 гг. было выращено свыше 10 тыс. растений земляники методом in vitro и более 1 млн. рассады земляники категории сэлита для закладки маточных насаждений в питомниках Московской области: ОПХ НИЗИСНП, с-з Ленина, с-з Ильинское Усово, с-з им. Тимирязева, с-з Память Ильича, с-з Ленина Мордовской АССР, с-з Лысковский Горьковской области, опытной станции г. Горький, Камчатская опытная станция. По теме диссертации опубликовано 55 печатных работ, получено 16 авторских свидетельств и патентов, подготовлено 5 кандидатов наук.
Структура и объем работы Диссертация изложена на 32Q страницах машинописного текста, состоит из введения, обзора литературы, экспериментальной части, выводов, предложений производству, приложений. Содержит 132 таблицы, список использованной литературы включает 586 работ, в том числе 470 на иностранных языках.
Условия, объекты и методика проведения исследований Микроклональное размножение.
Исследования проводили в 1975-2004 годах в НИЗИСНП и лаборатории плодоводства МСХА имени К.А.Тимирязева. Экспланты выращивали в светокомнате, оснащенной люминесцентными лампами типа ЛДЦ-40. Длину светового дня (16 ч/день) регулировали с помощью реле времени 2-РВМ, температуру поддерживали в пределах +23-25°С, используя кондиционеры БК-1500. •
В качестве эксплантов использовали меристематические верхушки апикальных и боковых почек в стадии активного роста, органического и вынужденного покоя, пыльники земляники, яблони, лещины, цветоложе земляники, листовые диски растений полученных in vitro.
Экспланты брали с растений открытого грунта и с выращиваемых в теплице, подвергнутых суховоздушной термотерапии (+38'С), а также с побегов, заготовленных в фазу вынужденного покоя и подвергнутых «выгонке» в условиях светокомнаты либо в холодильнике (0+2°С). ■.
Стерилизацию, эксплантов проводили по общепринятой методике. Для повышения эффективности стерилизующих веществ в раствор добавляли детергент 0,05%, либо несколько капель поверхностно активного вещества Твин-20.
В специальных опытах изучали эффективность «Белизны», 1% раствора азотнокислого серебра и 5% раствора сернокислой меди. Почки черенков стимулировали к росту, помещая их в раствор Кнопа, растущие верхушки стерилизовали по выше приведенной методике. После последней стерилизации экспланты оставляли в стерильной воде на 30-40. мин. Для того чтобы, отбраковать инфицированные культуры "на первом этапе применяли «провокационную» питательную среду, которая содержала раствор Кнопа либо среду, содержащую 'Л макросолей Мурасига и Скуга, рахарозу и 500-1000 мг/л гидролизата казеина. Величина первичного экспланта варьировала в диапазоне 250-500 мкм.
Поскольку мы не располагали в начале исследований методикой подбора оптимального состава питательных сред для развития эксплантов in vitro, то испытывали среды, отличающиеся количественным и качественным составом: Хеллера, Мурасига и Скуга, Мюллена, Ениге, Ли де Фоссарда. В дальнейшей работе применяли метод математического планирования для определения оптимального состава питательной среды. Метод включал в себя испытание сред отличающихся по содержанию неорганического комплекса: Мурасига и Скуга, Мак Коуна, Кнопа. После оценки развития эксплантов определяли количественный состав среды. Для чего макроэлементы, кальций, микроэлементы, хелат железа, лучшей среды испытывали как 1:1/2:1/3 в различных сочетаниях. В специальных опытах испытывали модифицированную среду Мурасига и Скуга с концентрацией макросолей 1/2:1/3:1/4,2/3,3/4 от полной концентрации, либо в среде Мурасига и Скуга изменяли только содержание общего азота. Кроме содержания общего азота изучали влияние соотношения аммиачного и нитратного азота 1:0, 0:1, 2:1, 1:2, 3:1, 1:3.
В специальных опытах использовали витамин Е, глицин. Основным источником углеводов в опытах была сахароза в концентрации 10-40 г/л. В специальных опытах испытывали другие углеводы.
Рост и развитие первичного экспланта изучали на твердых и жидких средах.
В качестве гельобразующего вещества применяли агар (бакто, дивко) в концентрации 2-6 г/л, гельрайт в концентрации 2-2,5 г/л и гельобразующую жидкость {(Аоа (ОН)}4п-2а
G целью уменьшения концентрации агара испытывали структурную среду, содержащую агар и перлит. Изучение процесса корнеобразования проводили на разработанной нами композиционной среде.
В зависимости от целей опытов на разных этапах культивирования в питательные среды вводили регуляторы роста в следующих концентрациях : 6 - бензиламинопурин (0,01-5 мг/л); индолилуксусная кислота ИУК — 0,01-5 мг/л; индолилмасляная кислота ИМК - 0,01-2 мг/л; нафтилуксусная кислота НУК - 0,01-2 мг/л; тизурон - 0,5-3 мг/л; гиббереллин - 0,01-1 мг/л; нуклеопептиды (МГУ) - 0,5 мг/л; хлорхолинхлорид (ССС)- 0,1-1 мг/л; пике -0,1-1 мг/л; культар 0,01-2 мг/л; азотнокислое серебро - 0,1-5 мг/л; гумат натрия
- 0,5-10 мг/л; крезацин — 0,2-2 мг/л; мивал 0,2-2 мг/л; метионин - 100 мг/л, КЭП
- 0,5-5 мг/л; твин 40 - 0,5-5 мг/л.
Регуляторы роста применяли отдельно или в различных сочетаниях.
Для изучения потенциальных возможностей адвентивного органогенеза груши, яблони, земляники, актинидии использовали листья с укорененных растений in vitro, черешки листа, условную корневую шейку, пыльники земляники и яблони брали из бутонов диаметром " 2-5 мм. Часть бутонов подвергали температурному воздействию (0-5°С).
Экспланты выращивали в пробирках емкостью 20мл с 10-15 мл питательной среды, в колбах и банках для детского питания емкостью 100-250 мл, содержащих 35-50 мл среды. Сосуды закрывали фольгой, Parofilm, термоусадочной. пленкой 25 цкм, целлофаном, газоразделительными мембранами. Для специальных опытов применяли двойное покрытие. В опытах по укоренению изучали влияние полного, локального этиолирования пролиферирующих культур или побегов посаженных на среду для укоренения. Хранение эксплантов на разных этапах микрокл'онального размножения осуществляли в бытовом холодильнике при температуре +2+4°С. Пересадки на свежие питательные среды проводили в зависимости от целей опыта и вида растений через 3-5 недель.
Опыты по влиянию электростатического поля на рост и развитие эксплантов различных культур проводили на кафедре физиологии растений МСХА им. К.А.Тимирязева. Электростатическое поле создавали генератором высокого
напряжения В-524. Установка создана при участии инженеров лаборатории кафедры физиологии растений МСХА. В опытах изучали электростатическое поле Е=+10,+20,+40 квт/м
Адаптацию растений, полученных in vitro, проводили в культивационных сооружениях (теплицах, пленочных тоннелях), в атмосфере искусственного тумана или под влажным тентом, в проточной культуре. В качестве субстрата использовали смесь торфа с песком в соотношении 2:1, перлит, смесь торфа с перлитом.
Часть адаптированных растений высаживали в открытый грунт для изучения последействия выращивания in vitro.
Учеты наблюдения. В процессе исследования на первом этапе культивирования определяли биометрические показания роста и развития эксплантов: увеличение размера экспланта, рост зачаточных листьев, количество листьев, рост растяжением побега, рост каллуса и органогенез. Фиксировали причины гибели первичного экспланта: инфицированность, некроз верхушек, стекловидность, зарастание каллусом, гибель в результате токсичности выделяемых фенолов. На этапе пролиферации боковых побегов учитывал'и количество образовавшихся побегов, их длину, количество стекловидных культур, образование каллуса.
На этапе укоренения регистрировали начало корнеобразования, общее число корней, их длину, количество корней второго порядка, количество растений тронувшихся в рост in vitro.
На этапе адаптации отмечали количество прижившихся растений в нестерильных условиях, причины гибели (грибная инфекция, потеря тургора, гибель корневой системы); начало роста надземной системы, наличие отклонений от сорта.
В опытах по хранению регистрировали продолжительность сохранности растительного материала, начало разрушения хлорофилла, приживаемость растений в нестерильных условиях.
В опытах по регенерации растений из соматических тканей учитывали пассаж, на котором получена регенерация, процент регенерации и количество побегов на один регенерирующий эксплант. Объекты исследований представлены в описаниях опытов.
Опыты выполняли в 3-4-х кратной повторности. В повторности по 10 пробирок, по 5 банок. В банки высаживали по 3 конгломерата или по 5 побегов на укоренение. .
Интенсивность выделения этилена эксплантами груши in vitro определяли методом газожидкостной хроматографии. Для этого отбирали нормальные побеги и побеги с признаками стекловидности, которые сажали на питательную
среду в сосуды объемами 25 мл, закрывали герметично и инкубировали 7 дней в условиях светокомнаты. Затем шприцем отбирали 1-5 мл газа, который анализировали на газовом хроматографе марки ЛКМ-8МД (модель 5) с пламенно-ионизационным детектором на колонке СагЬорасЬ С. В качестве газа-носителя использовали азот, 30 мл/мин. Концентрацию этилена определяли с помощью калибровочного графика, построенного по чистому этилену.
Размножение ССэлиты земляники в защищенном грунте.
Опыты проводили в течение 1973-2004 гг. на участке размножения оздоровленного посадочного материала плодовых и ягодных культур. НИЗИСНП и в рассадной подтопляемой теплице МСХА г. Москвы.
Растения высаживали в защищенный грунт, оборудованный системой искусственного тумана в апреле или августе на смесь торфа и песка (2:1).
Маточные растения земляники опрыскивали гиббереллином в фазы выдвижения цветоносов, цветения, начала усообразования, начала образования розеток одно, двух, трех, четырех кратно при всех возможных комбинациях (16 вариантов), гиббереллин применяли в концентрации 60 мг/л. Обработку растений проводили с помощью ранцевого опрыскивателя в утренние часы до полного смачивания листовой поверхности. Контрольные растения опрыскивали водой.
Влияние физиологически активных веществ на рост и развитие земляники, выход рассады изучали в вариантах совместного применения гиббереллина с ТУР, этрелом, 6 БАП. Этрел применяли в дозе 500 мг/л, ТУР в концентрации 1 %, 6 БАП в дозе 5 0 мг/л.
В опытах по выращиванию маточных растений земляники с мульчированием почвы в теплице светонепроницаемой пленкой изучали влияние плотности посадки маточных растений, кратность отделения розеток, обработки растений регуляторами роста, двойное мульчирование на выход рассады земляники. Повторность опытов 3-4 кратная, в повторности по 5 растений.
Для изучения особенностей размножения земляники в контейнерной культуре, маточные растения высаживали в полиэтиленовые контейнеры объемом 5л в субстрат, состоящий из торфа и песка в соотношении 3:1 по обему. Однократная доза удобрений в действующем веществе составляла (г/растение): N - 3,75; Р205 - 3,91; К20 - 6,43.
Подкормки проводили водным раствором удобрений. Первую подкормку -через 5-7 дней после приживаемости, в дальнейшем с 2-х-недельным интервалом между подкормками.
Контейнеры размещали с плотностью 10 шт/м2. Повторность опытов пятикратная. Опыты проводили совместно с аспиранткой Солнцевой И.И.
Для изучения продуктивности маточных растений земляники, полученных in vitro, при выращивании в подтопляемой рассадной теплице их высаживали в апреле месяце в полиэтиленовые ящики, заполненные сфагновым торфом. Плотность посадки 16 растений на м2. Питательный раствор подавали автоматически раз через 1-3 дня в зависимости от погодных условий.
В опытах с земляникой определяли динамику образования листьев, боковых побегов (рожков), плетей, розеток, массу надземной и корневой систем, количество листьев на розетках, число укоренившихся розеток, характер ветвления плетей, общий выход рассады, пригодной для посадки, пригодной для пикировки.
В качестве объектов исследований, использовали районированные и новые сорта земляники: Фестивальная, Заря, Зенга-Зенгана, Редгонтлит, Надежда, Талка, Фейерверк и др.
Размножение ССэлиты яблони на клоповых подвоях в защищенном грунте.
Размножение клоновых подвоев, их окулировку и выращивание саженцев проводили на одном участке в защищенном грунте одновременно. В качестве защищенного грунта использовали пленочные" необогреваемые теплицы 4,5 х 24 м на участке размножения оздоровленных растений НИЗИСНП. Для опытов были выбраны подвои отечественной и зарубежной селекции: М27, ММ 106, А-2, Б-9, 54-118, 57-480, 54-83. Подвои высаживали в борозды горизонтально, однострочно по схеме 60 х 50 см, либо двухстрочно по схеме 60 х 50 х 10 см. Окулировку подвоев проводили глазками сортов Мельба, Антоновка, Коричное новое, Коричное полосатое, Маяк. Окулировали боковые побеги подвоев толщиной 5 мм и более в конце июля, начале августа. Окулировали в Т-образный зарез, если толщина обводка меньше 5 мм — вприклад. Повторность опытов 3-5 кратная. По мере роста боковых побегов их окучивали субстратом торф: песок (3:1).
В опытах изучали пробудимость почек и побегообразовательную способность подвоев, количество прижившихся глазков при осенней и весенней ревизии. На саженцах учитывали диаметр штамба, высоту саженцев, ветвление, выход стандартных отводков и саженцев с 1 м2. Опыты выполнялись совместно с аспирантом Шхануковым Ю.Ж.
Учеты и наблюдения в опытах проводились согласно методическим рекомендациям, разработанным во ВНИИС им. И.В.Мичурина (1973). Статистическую обработку экспериментальных данных проводили по методике Б.А.Доспехова (1985).
Выношу благодарность аспирантам Афониной О.К.,Михальчик Л.С.,Солнцевой И.И.,Шханукову Ю.Ж.,ЛебедевуВ.Г.,Крючковой В.А., Позднякову
И.А..докторам с/х наук Трушечкину В.Г., Высоцкому В.А. за помощь и советы при выполнении данной работы.
РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ Проблемы основных этапов размножения растений in vitro
Введению эксплантов в культуру предшествуют два события, его отделение от материнского растения, что вызывает несколько реакций на поранение (выделение фенолов, синтез этилена, окисление, образование некротической прослойки) и посадка на питательную среду, что приводит к новым коррелятивным связям на уровне тканей и органов, изменению в гормональном балансе и энергетике. Оба эти события, в совокупности с составом питательной среды, могут обеспечить развитие аналогичное in vivo. В этом случае происходит удлинение междоузлий экспланта, развитие листьев. Либо отличное от развития на интактном растении, что будет сопровождаться формированием каллуса и адвентивных побегов. Чтобы получить желаемый рост на этапе введения в культуру, т.е. удлинение экспланта, необходимо стимулировать к росту растяжением субапикальную меристему. Количество эксплантов, пригодных для дальнейшего размножения в наших опытах, зависело от состава питательной среды, способа воздействия на маточное растение и экспланты, и не зависело от жизненной формы маточного растения. Не установлена корреляция между способностью к размножению in vitro и in vivo(тaбл.l)
Таблица 1
Реакция эксплантов различных видов растений на введение в культуру (среда М.С.;6ВАП 0,5, ИМК 0,5-0,01 мг/л, 1975-2003)_
Жизненная форма Вид Способность к микроклональному размножению
% живых эксплантов после % эксплантов
1-го пассажа 2-го пассаж а стеклов идных с каллусом
Дерево Яблоня 0-67 30 " -
Груша 60 40 10 -
Черешня 33 0 100 90
Вишня SO 56 - -
Вишня 70 19 •• 11 10
розоцветная
Магнолия 27 9 20 50
кобус
Тюльпанное 63 50 . 100 0
дерево
Робиния 10 0 100 0 0
Грецкий орех 0 0 100
Лещина 75 0 100
Тополь 100 0 - 100
серебристый
Кедр 90 0
Клен Фламинго 75 60 -■ 50
Клен японский 60 0
Миндаль 90 0
махровый
Ива козья 0 0
Кустарник Крыжовник 0-45 0 55
Камелия 0
Жимолость 90 0
Облепиха 0 100
Ирга канадская 0
Лох 0
серебристый
Шиповник 75 0 -
Рододендрон 60 30
Можжевельник 70 0
казацкий
Вейгела 100 100
Форзиция 60 30
Пион 40 10
древовидный
Лианы Бугенвилла 30 0
Лимонник 0
Киви 98 75
Травы Земляника 40-50 95 5 25
Флокс 90 60 " 10 0
Причины гибели эксплантов на этапе введения в культуру были связаны с отсутствием роста (лимонник, можжевельник), с интенсивным выделением в среду фенолов (яблоня, ива козья, ирга канадская, вейгела, клематис), с развитием каллуса и стекловидности (черешня, тополь серебритый, миндаль махровый, крыжовник ), инфицированностью на поздних пассажах (актинидия китайская). Характер развития эксплантов зависел от места положения его на маточном растении, времени введения в культуру, возраста маточного растения и состава питательной среды. Регенерационная способность эксплантов крыжовника уменьшалась по мере удаления от верхушки побега (табл.2).
Таблица 2
Влияние положения почки на побеге крыжовника на ее регенерационную
№ почки от % регенерации Кол-во листьев, Длина, мм
вершины побега шт
Верхушечная 45 а 2,8 6,8
Вторая 65 б 3,9 7,1
Третья 47 а 3,3 6,4
Четвертая 30 а 6,3 6,6
Пятая 20 а 3,0 6,5
НСР05 2,4
Аналогичная реакция отмечена для голубики. У яблони лучшую регенерацию наблюдали у почек, взятых с середины побега (РгеП 1.1983. Мескгоэ 8.1987). Не целесообразно вводить в культуру экспланты яблони типа спур в фазу органического покоя и активного роста. В первом случае состояние покоя сохранялось 5 месяцев, а во втором- экспланты выделяли много фенолов, либо зарастали каллусом. Наиболее высокую регенерационную способность и быстрое начало пролиферации показали экспланты, взятые с растений, выращиваемых в теплице. Экспланты с молодых растений груши (окулянты) образовали в 2 раза больше листьев в первом пассаже, по сравнению с эксплантами взрослых растений (15 лет). Опыты, проведенные со многими видами растений, отмечают важность подбора состава питатетльной среды. Для успешного размножения состав солей должен быть подобран таким образом, чтобы дать максимум междоузлий на эксплант. Регуляторы роста добавляют в среду, чтобы получить желаемый тип роста. Солевой состав и тип питательной среды оказали существенное влияние на рост и развитие меристематических верхушек различных видов растений. Большой процент их гибели (30%)
отмечен на средах Хеллера и Мюллена в опытах с земляникой. Математическая обработка трехфакторного опыта позволяет предворительно выделить среды Мурасига и Скуга, Енига, и Фоссарда, которые существенно увеличили рост эксплантов(табл.З).
Таблица 3
Влияние солевого состава и формы среды на рост меристематических верхушек земляники__
Форма Среда (В) Сорт (С)
среды (А) Фестивальна я Зенга-Зенгана Редгонтлит Заря
длина, см кал лус, % длина, см кал лус, % длина, см кал лус, % длина, см Кал лус, %
Т Хеллера 0,6 0 0,7 0 0,7 0 0,6 0
в М.С. 1,2 0 1,2 10 1,0 0 0,9 10
Е Мюллена 0,7 100 1,0 "40 1,2 50 0,9 60
Р Енига 1,1 50 1Д 60 1,5 80 0,7 30
д А Я Фоссарда 0,9 0 0,8 0 1,5 0 1,2 0
Ж хеллера 0,7 0 1,0 0 0,9 0 0,7 0
И М.С. 1,0 50 0,8 0 0,9 0 1,0 10
д Мюллена 0,7 0 0,8 100 1Д 100 0,7 100
к Енига 0,9 30 1,1 100 1,2 80 0,8 100
А Я Фоссарда 1,2 0 0,9 0 1,2 0 1,2 0
НСР(А) 05-0,05,НСР(В)05-0,07,НСР(С)05-0,06
Солевой состав среды Мурасига и Скуга лучше подходит для сорта Фестивальная и Заря, Енига для Зенга-Зенгана, Редгонтлит, Фоссарда для Заря, Редгонтлит, Фестивальная. Среды Мюллена и Енига стимулировали развитие каллуса на твердых средах, а остальные на жидких. Экспланты на жидких средах уже на первом пассаже проявляли признаки стекловидности, что связывают с увеличением скорости превращения АСС в этилен (Casper Т. 1985).Солевой состав питательной среды зависит не только от вида растения, но и времени введения экспланта в культуру (табл.4).
Таблица 4
Влияние времени введения и состава питательной среды на приживаемость
Среда, 6БАП 0,5, ИМК 0,01 мг/л Апрель Июнь
Садко Розовый Садко Розовый
вер. бок. вер. бок. вер. бок. вер. бок.
М.С. 100 63 100 100 44 33 33 0
М.С.Ы 6.7 мМ 100 100 100 100 66 68
Мак Коуна 90 50 100 100 60 20 86,6 100
Андерсона 0 0 62,5 100 60 66 30
В начале вегетации экспланты крыжовника лучше развиваются на более, а в середине вегетации на менее концентрированных средах, особенно на среде М.С. с уменьшенным содержанием азота. Приживаемость и рост меристематических верхушек боковых почек увеличивались, если у них удаляли максимальное число покровных листьев. Неоднозначная реакция различных видов растений на количественный и качественный состав среды вынуждает изменить существующую методику подбора солевого состава. Основная идея опыта заключалась в том, что на первом этапе испытывались среды, отличающиеся количественным и качественным составом (М.С., Кнопа, Мак Коуна). После анализа роста верхушек груши (сорт Лада) и вишни (сорт Апухтинская) на этих средах, лучшая среда детализировалась по солевому составу. Меристематические верхушки груши лучше развивались на среде М.С., а вишни на среде Кнопа, Солевой состав питательной среды представлен макро, микро элементами, кальцием, хелатом железа. В данных опытах они использовались как 1,1/2,1/3 при всех возможных комбинациях (81 вариант). В опытах с грушей ни одна из комбинаций существенно не ослабила рост экспланта, пять существенно его усилили. Наиболее приемлемой средой для груши следует признать среды №38 и №47 , в которых макро элементы, хелат железа сокращены на половину, а кальций на половину, или на две трети. В начале выращивания они в большей мере стимулировали рост растяжением, а к окончанию первого пассажа существенно увеличивают количество листьев и длину экспланта. Сложная реакция эксплантов на солевой состав отмечен в опытах с вишней.. Половина сред существенно изменила интенсивность образования листьев и рост растяжением эксплантов." Из них 36 сред влияло положительно и 16 отрицательно. Существенное увеличение количества листьев и длины эксплантов отмечено в 18 средах (табл.5).
Таблица 5
Влияние различных комбинаций солевого состава сред на рост и развитие
№ среды Состав среды Кол-во Длина
макроэ лемент ы Са микроэл ементы хелат железа" листье в, шт эксплан та, мм
Кнопа 1 1 1 1 8,4 12,7
5 1 1 1/2 1/2 " 10,3 19,0
10 1 1/2 1 1 13,0 15,3
11 1 1/2 1 1/2 12,0 16,0
12 1 1/2 1 1/3 10,0 21,3
14 1 1/2 1/2 1/2 ' 11,3 15,7
19 1 1/3 1 1 15,0 22,7
24 1 1/3 1/2 1/3 11,0 16
26 1 1/3 1/3 1/2 10,0 14,3
32 1/2 1 1/2 1/2 12,0 15,3
33 1/2 1 1/2 1/3 10,0 16,7
35 1/2 1 1/3 1/2 10,7 14,7
40 1/2 1/2 1/2 1 14,3 15,7
49 1/2 1/3 1/2 1 21,0 14,3
54 1/2 1/3 1/3 1/3 13,0 15,0
62 1/3 1 1/3 1/2 13,0 15,3
65 1/3 1/2 1 1/2 10,3 14,7
72 1/3 ' 1/2 1/3 1/3 11,0 14,0
НСР05 1,3 1,2
Если принять во внимание, что дальнейшая пролиферация побегов зависит от количества листьев, развившихся на первом пассаже, то для вишни лучшей средой следует признать среду №49. Положительное влияние модифицированной среды на рост эксплантов груши проявилось на этапе пролиферации увеличением количества листьев и побегов у сортов Лада и Чижовская.
Уменьшая содержание макроэлементов, мы в первую очередь уменьшаем содержание азота. В этой связи изучали влияние уменьшение только азота в среде М.С. при введении в культуру эксплантов земляники (табл.6).
Таблица 6
Влияние содержания азота и кальция в среде Мурасига и Скуга на приживаемость эксплантов земляники, 1988.__
Регуляторы роста 6БАП 0,3, ИМК 0,1 мг/л Кол-во меритематических прижившихся верхушек, %
Редгонтлит Зенга-Зенгана
М.С.контроль 66 а 83 а
1/2Са 440 мг/л 1006 1006
1/3 40 в 50 в
1/4 80 6 90 6
1/6 75 а стекловидность 77 а
1/8 80 б стекловидность 80а, меристемы красного цаета
'/з Са 880 мг/л 80 б стекловидность 80а меристемы красного цвета
1/3 80 б 80а
стекловидность стекловидность
1/4 80 б 806-
стекловидность.. стекловидность'
1/6 20 в 40в-
стекловидность стекловидность
1/8 10 в 1006
стекловидность стекловидность
'Л всех макроэлементов 80 6 77 аб
1/3 100 6 88 а
1/4 100 6 85а
1/6 40в 64 в
Значительное сокращение содержания азота и. увеличение кальция способствовали развитию стекловидности. Рост и развитие растений зависит не тшько от доступности общего азота, но и от соотношения аммонийной и нитратной формы. При наличии в среде М.С. только N114(5,10,20 мМ) приживаемость эксплантов земляники сорта Редгонтлит была максимальной, однако больше половины из них были с признаками стекловидности. Если азот был представлен только N03(5,10,20 мМ), то приживаемость была минимальной. При равном соотношении №М:КОЗ приживаемость увеличивалась с увеличением содержания общего азота. Если в среде привалировал N114 (2:1,3:1), то приживаемость уменьшалась с увеличением общего азота. Приживаемость и рост растяжением эксплантов зависит не только
от солевого состава , но и от регуляторов роста. В основном используют цитокинины и ауксины. Часто трудно подобрать оптимальное их соотношение вследствии разнокачественности эксплантов. Существенное влияние на гормональный состав среды оказывает вид растения. Магнолия кобус и тюльпанное дерево относятся к одному ботаническому семейству Magnoliaceae. Однако их реакция на гормональный состав была различна. Жизнеспособность эксплантов магнолии кобус повышалась с увеличением концентрации цитокининов (6БАП,ТДЗ) и уменьшалась в опытах тюльпанновым деревом. Эксплантам тюльпанного дерева было свойственно развитие стекловидности при полном отсутствии развития каллуса. Каллус магнолии на среде с 6БАП (1мг/л) и НУК (0,01 мг/л) был способен к органогенезу. Относительная легкость введения в культуру эксплантов земляники и образование боковых побегов уже на первом пассаже требует более тщательного подхода к регуляторам роста. Даже небольшие концентрации регуляторов роста (6БАП0,06, ИУК 1,ГКЗ 0,1 мг/л) способствуют развитию боковых побегов на первом пассаже. На средах без регуляторов роста отмечали массовую гибель(70%) эксплантов через месяц после начала культивирования. Поэтому необходим поиск других регуляторов роста, особенно для культур способных yjfce на первом пассаже развивать адвентивные побеги. Для этой цели испытывали сочетания гиббереллина с ретардантами, ингибирующих либо синтез гиббереллина, либо его действие. Из всех испытанных комбинаций максимальный рост и приживаемость эксплантов земляники отмечен в вариантах ГКЗ 1мг/л+ ССС 0,1 мг/л, ГКЗ 0,5мг/л+ культар 0,1 мг/л, ГКЗ 0,1 мг/л+ пике 0,5мг/л. Длина побегов без учета длины листьев увеличилась в 3-4 раза, по сравнению с контролем. Культар и пике в сочетании с гиббереллином способствовали более стабильной приживаемости меристематических верхушек. С увеличением концентрации ССС и пике при минимальном содержании ГКЗ происходит уменьшение роста растяжением. В варианте с культаром наблюдается обратная картина. Опыты, проведенные с различными регуляторами роста (аналогами гормонов и веществами опосредовано влияющими на экспланты), позволяют сделать вывод, что основная роль в морфогенетических реакциях эксплантов принадлежит эндогенным гормонам. Особенно наглядно это показано в опытах с гуматом натрия. Оптимальная его концентрация для роста меристематических верхушек земляники находится в диапозоне 0,1-1 мг/л. Существенных различий в приживаемости с контролем не отмечено. Однако интенсивность роста эксплантов увеличилась в 2-2,5 раза. Отличительная особенность реакции меристематических верхушек земляники на гумат натрия — развитие трехлопастных листьев и образование корней уже на первом пассаже. При отделении меристематических верхушек они подвергаются стрессу. Существуют
регуляторыв роста, которые могут ослабить травматический шок. К ним относятся кремний органическое соединение мивал и крезацин. Отдельно примененный мивал (0,2-0,5 мг/л) уменьшал приживаемость эксплантов земляники, а в сочетании с 6БАП (0,3 мг/л) увеличивал на 30-35 %. Хорошо развитиые растения земляники получены при совместном использовании ИМК и крезацина, мивала с крезацином. В первом случае преобладал рост корневой системы, а во втором надземной с одновременным увеличением количества корней.
Изучение действия отдельных аминокислот in vitro в основном связано с органогенезом, Однако в силу своей физиологической активности в отдельных случаях они могут рассматриваться как регуляторы роста. Применение нуклеопептидов, содержащих остатки а -у глутаминовой кислоты; а-Р-урацил-N-a- аланин; а- фенилаланин вызывали различные морфогенетические реакции у эксплантов земляники сорта Редгонтлит и Зенит. При использовании только нуклеопептидов развивался единичный побег длиной 1,3-5,1 см. В сочетании с ИМК нуклеопептиды увеличивали количество листьев и уменьшали в сочетании с 6БАП.
Среди огромного количества различных видов растений, которые были испытаны в мире, на способность расти in vitro, особое место занимают орехоплодные. Они трудно поддаются культивированию. Большое ,число опытов, проведенных нами, были связаны с изучением действия регуляторов роста в питательной среде ДКВ. Испытывали 6БАП, ТДЗ, кинетин, ГКЗ, ССС, пике, культар, глицин, ИМК, ИУК, НУК, в концентрации от 0,01 до 2,5 мг/л при. самых различных комбинациях. В качестве эксплантов использовали верхушки с взрослых растений после сильной обрезки, боковые почки, пыльники. Экспланты вводили в культуру весной, летом, зимой. Они погибали через несколько дней после посадки с признаками стекловидности. Только сочетание пике с амбиолом обеспечивало необходимые условия для роста первичного экспланта, Через 5 недель они достигали длины 1,5-2,5 см. Пересадка на среду с 6БАП приводила к их гибели. Опыты, проведенные с гибридами спуров яблони, подтверждают данные Давида (Dawid W.1989) о том, что состав питательной среды не может быть предсказан на основании знания происхождения сорта и реакции родительской формы на ту или иную питательную среду. Регенерационная способность эксплантов различных номеров гибридов спуровых форм яблони одной и той же гибридной семьи существенно отличалась на всех этапах размножения (табл7).
Таблица 7
Регенерационная способность гибридов яблони спурового типа in vitro, 19861987
Номер гибридной семьи Кол-во гибридов, способных регенерировать in "vitro, % Регенерационная спосбность
266, 8 гибридов семьи 35 введение в культуру гибридов семьи затруднено
267, 6 гибридов семьи 60,9 экспланты гибридов семьи вводятся в культуру легко
268, 4 гибрида семьи 25,9 слабая регенерационная способность
269, 1 гибрид семьи 100 высокая регенерационная способность
273, 3 гибрида семьи 66,6 средняя способность к регенерации
275, 1 гибрид семьи 100 слабая регенерационная способность
Для растений с недостаточной регенерационной способностью необходимы другие факторы воздействия на экспланты до и после введения в культуру. Непродолжительтное хранение верхушек груши (7 дней) при температуре 0+2 °С существенно увеличило приживаемость и количество листьев. Предворительная дефолиация побегов- длину эксплантов после посадки на питательную среду. Практически 100% регенерация была отмечена в опытах с эксплантами крыжовника сорта Русский, взятых с растений после суховоздушной термотерапии. В процессе микроклонального размножения уже на этапе введения в культуру могут возникнуть предпосылки для отклонения от сорта. Избежать их возможно, если на первом этапе удается получить единичный побег на средах, содержащих небольшие концетрации регуляторов роста. Часто это трудно достижимо. В связи с этим изучали влияние электростатического поля (Е=+10,20,40 квт/м) на морфогенетические реакции эксплантов in vitro. Оптимальная напряженность 40 'квт/м. Однако действие электростатического поля было неоднозначным и зависело от вида растения (табл.8).
Таблица 8
Влияние электростатического поля на рост и развитие меристематических верхушек плодовых и ягодных культур (среда М.С.,6БАП 0,2, ИМК 0,05 мг/л, экспланты боковые почки, 1990-1991)_
Культура Кол-во Кол- во Высота Кол-во
живых на начавших экспланта, листьев, шт
10 день, % рост, % мм
конт 40 кон 40 кон ., 40квт кон 40
роль квт/м тро ль квт/м тро ль /м тро ль квт/м
Подвой 62-396 95 100 25 30 9,4 10,3 3,7 3,7
Крыжовник 0 58 90 1,7. 5,4 2,2 4,4
Русский
Груша Лада 90 100 60 90 9,3 17,3 2,2 4,4
Смородина 45 55 55 70 7,7 9,3 - -
Голландская
красная
Облепиха 61 83 0 0
Чуйская
Черешня Фатеж 86 100 86 100 10,2. 11,4 6,1 5,8,
Стимулирующее влияние электростатического поля на рост меристематических верхушек отмечено для всех испытанных культур, за исключением облепихи и яблони. С целью определения механизма действия электростатического поля изучали совместное его влияние с регуляторами роста (табл.9).
Таблица 9
Влияние электростатического поля на рост меристематических верхушек (земляника, сорт Редгонтлит, груша, сорт Лада, экспланты меристематический
Регуляторы роста, мг/л Земляника Груша
живые меристемы, % кол-во листьев, шт длина, мм живые меристемы, %
конт. опыт конт. опыт копт. опыт конт. опыт
0,2 6БАП 64 100 2,5 6,0 4 6 41,6 92,3
0,2 культар 100 100 3,0 6,0 2 7 0 40
Бф>Рт Рф>Бт
Электростатическое поле существенно увеличило рост верхушек земляники и устранило ингибирующее влияние культара. Оно защищало экспланты от
экстримальных уровней физических и химических факторов, изменяло характер морфогенеза. Меристематические верхушки крыжовника оставались живы при температуре + 38 °С, а экспланты земляники на питательной среде, содержащей 5мг/л 6БАП. Цветоложе земляники в условиях электростатического поля развилось в массу побегов, а в контроле в ягоду. Экспланты ряда видов выделяют много фенолов. Продукты окисления часто являются причиной их гибели. Отрицательное влияние выделения фенолов эксплантами яблони уменьшалось при использовании в питательной среде витамина Е, для клематисов глицина. Нами был разработан способ посадки эксплантов на питательную среду, отличающийся от общепринятого Экспланты яблони сорта Мельба помещали верхушкой в питательную среду, а пробирки ставили таким образом, чтобы не нарушить полярность (табл.10).
Таблица 10
Влияние способа посадки эксплантов яблони на регенерационную способность
Способ Кол-во Длина, Кол-во Кол-во
посадки начавших рост, мм лИстьев, шт пассажей, шт
верхушек %
Контроль 22 3,3 1.5 2
20 4,4 2
Опыт 97 М 2,5 • I
87 9,3 1
Рф>Бт Рф>Бт
Отсутствие контакта основания экспланта со средой, увеличение площади поглощения компонентов среды были причиной более интенсивного роста и повышения приживаемости. Негативные последствия отделения эксплантов от маточного растения можно уменьшить уже на этапе стерилизации. Максимальное увеличение длины экспланта земляники (9,5мм, в контролеЗД мм) получено в варианте стерилизации СиБ04 совместно с АцИОЗ. Этап введения в культуру считается успешным, если он завершается получением большого числа единичных побегов длиной 0,5-1,5 см с большим количеством листьев. Только при таком развитии можно расчитывать на достаточный коэффициент размножения. Степень пролиферации и качество боковых побегов зависит от солевого и гормонального состава, условий выращивания, количества пассажей, пердворительного воздействия на- эксплант. Обработка низкими положительными температурами эксплантов земляники существенно увеличило количество боковых побегов и существенно уменьшило у актинидии китайской во втором пассаже. Пролиферация боковых побегов земляники
зависела от солевого состава среды. На среде Мюллена отмечена массовая гибель пересаженных эксплантов. Среда Енига стимулировала рост в длину центрального побега, среда Фоссарда способствовала' развитию конгломерата без ярко выраженного лидера, и в отличии от среды М.С., не стимулировала развитие каллуса. Способность к развитию боковых побегов эксплантами земляники зависело от концентрации в среде азота (табл.11).
Таблица! 1
Влияние концентрации общего азота и соотношения >Щ4:№)3 на рост и развитие конгломератов земляники ( среда М.С.,6БАП 0,3, ИМК 0,2, ГКЗ 0,1,
Содержание Кол-во листьев, шт Кол- Характер развития
общего азота во конгломерата
и боков ••
соотношение ых
N114: N03, побег
мМ ов, шт
МН„:№)з 1:0 очень слабое,
5 0 0 стекловидность,
10 0 0 красного цвета
20 0 0
КИ^Оз 0:1 превалирует развитие
5 39 2,4 листьев, боковые
10 20 5 побеги малого размера
20 13 0
>Ш4:Кт03 1:1 листья красного цвета, с
5 5 0 увеличением дозы азота
10 3 4 рост побегов
20 8 20 увеличивается
МН,:Ж)з 2:1 листья красного цвета,
5 0 0 новые не образуются
10 4 1
20 6 0
ЫН4:КОэЗ:1 окончания листьев
5 10 1 красного цвета, с
10 16 1 увеличением дозы азота
20 23 2 рост улучшается
МН4:ЫО, 1:2 с увеличением дозы азота длина боковых побегов равна длине центрального побега
5 17 7
10 9 13
20 35 38
МН^ЖЗз 1:3 сильное развитие центрального побега.
5 23 2
10 29 . 0
20 17 3
Таким образом второй этап микроклоиального размножения земляники следует проводить на модифицированной среде М.С. с общей концентрацией азота 20мМ при соотношении N1-14:ЫОЗ 1:2. Только на этой среде отсутствовали признаки стекловидности. С увеличением концентрации 6БАП (0,2-2,5 мг/л) увеличивается коэффициент размножения. Однако значительная часть боковых побегов имела адвентивное происхождение. Побегообразовательная способность земляники была больше в 2 раза при небольшой концентрации 6 БАП (0,3мг/л), если в среде первого пассажа применяли нуклеопептиды. Изменения содержания общего азота в питательной среде М.С. влияло на пролиферацию боковых побегов розы (табл. 12).
Таблица 12
Влияние солевого состава среды на рост и развитие боковых побегов у розы
Среда/Сорт Эдельвейс Мерседес Тревелюнде
Кол-во побегов,шт Длина, см
1 Са " 9,6 2,6 9 2,6
2 Са 12,0 3,6 9 3,2
N 6.7мМ+1 Са 10,3 3,0 5,3 2,7
N 6.7мМ+2 Са 8 9 2,6
Ы10.3мМ+1 Са 12 8,6 9,3 4,1
N 10.3мМ+2 Са 12 11 9,3 3,2
N 13.7мМ+1 Са . 15 7,3 и 3,5
№3,7мМ+2Са 8,6 14,3 3,5
НСР 05 2,6 1,5 1,1 1,3
Она была максимальной при содержании общего азота 10,3-13,7 мМ и соотношения N114:1\ЮЗ 1:2. На стандартной среде М.С. развивались толстые и короткие побеги с признаками стекловидности. Начало пролиферации боковых побегов и способность к длительному размножению спуровых форм яблони зависело от гибридной семьи (табл.13).
Таблица 13
Интенсивность развития боковых побегов различными спуровыми формами
Номер Кол-во боковых побегов, шт
пассажа/Гибридна 267/2 267/3 267/2 268 273 269 275
я сем. 9 0 6
1 4,0 1 4 1 .. 1 3 1
2 9,8 6,0 15,4 4,0 3,0 21,3 3,0
3 5,2 11,4 11,2 3,5 4,0 7,6 6,0
4 5,5 18,1 11,0 4,9 2,2 7,7 6,0
5 4,7 24,1 14,0 6,1 .2,3 8,8 5,3
6 11,4 16,3 8,6 9,8 3,0 11,6 8,6
7 13,0 16,3 7,8 5,4 6,5 14,5 8,7
8 12,5 23,23 9,7 3,2 5,8 10,9 8,4
9 12,6 15,1 9,8 9,6 7,4 7,7 7,4
10 6,3 11,4 8,8 5,3 5,6 11,5 7,2
11 4,7 7,8 9,6 7,1
12 6,9 9,2
13 6,6 6,9
14 5,9 ■
15 - - - - - - -
среднее 8,6 15,8 9,5 6,0 5,4 10,1 6,4
НСР05 2,3 3,7 3,8 . 1,5 -1,3 1,6 1,3
Спуровые формы (267,269), отличающиеся хорошей регенерацией на первом пассаже, достигали максимального коэффициента размножегния к 2-5 пассажу, плохо вводимые в культуру (277) - к 7 пассажу. Спуровая форма 269 продуцировала боковые побеги 14 пассажей, остальные 10-13, после чего наступала гибель культур, Если после 9-10 пассажа пролиферирующие культуры подвергали воздействию низкими положительными температурами (+2+4° С) в течение 4-5 недель и уменьшали концентрацию 6БАП до 0,01-0,1 мг/л (один пассаж), то число продуктивных пассажей увеличивалось.
Известно, что укоренение боковых побегов in vitro зависит от культуры, сорта, состава питательной среды, но особенно от числа пассажей и длины боковых побегов. У спуровых форм с большим коэффициентом размножения (269) доля больших побегов существенно уменьшалась на 10м пассаже, у слабо пролиферирующих (273) оставалась стабильной на протяжении всего периода культивирования. Количество длинных побегов увеличивалось у груши в условиях электростатического поля. Особенно много небольших побегов развивается при размножении земляники. Разделение их травмирует до 30 %,
либо они теряют тургор в условиях ламинар-бокса. Посадка конгломератов земляники перед укоренением на среду, содержащую 1 мг/л ГКЗ и 0, 1мг/л ССС стимулирует рост растяжением боковых побегов, они достигают длины 1-1,5 см. Если конгломерат земляники перед укоренением помещали на среду, содержащую 0,5-1 мг/л культар, то боковые побеги разделялись при нажатии на них иглой. Оба способа облегчают разделение конгломератов на этапе укоренения. На этапе пролиферации побегов может возникнуть физиологическое расстройство - стекловидность (заполнение межклеточного пространства жидкостью). У одних растений (черешня, облепиха, лещина) в наших опытах стекловидность проявляется уже на первых пассажах, у других (робиния, подвой ПЗ) явление редкое. Коэффициент размножения стекловидных растений груши и подвоя 62-396 был меньше, они выделяли в 6 раз больше этилена, по сравнению с нормальными культурами. Большинство авторов ставили перед собой задачу получать максимальный коэффициент размножения на каждом пассаже. Это было оправдано, когда в качестве сосудов использовали пробирки. В настоящее время используют колбы и банки объемом 200-250 мл, а поэтому эффективность размножения определяется количеством боковых побегов, развившихся ó сосуде. В наших опытах общий выход боковых побегов земляники сорта Редгонтлит был равен, если в сосуде объемом 250 мл выращивали два конгломерата на среде, содержащей 1 мг/л 6БАП и четыре конгломерата на среде, содержащей 0,3 мг/л 6БАП. Однако качество побегов во втором случае было лучше, а конгломерат находился меньше времени за пределами культуралыюго сосуда. Способность боковых побегов к укоренению и адаптация полученных растений к нестерильным условиям, во многом определяют эффективность микроклонального размножения. Этап укоренения наиболее трудозатратен, требует больших объемов питательной среды, более интенсивного освещения. Только побеги земляники были способны к укоренению на первом пассаже, робинии и вейгелы на втором. Укореняемость различных растений зависела от солевого и гормонального состава среды. Корневая система земляники на среде Фоссарда отличалась интенсивным ростом, была окрашена и имела боковые корни. Стимулирующее влияние ИМК и ИУК в большей мере проявлялось на твердых средах, НУК на жидкой. Регуляторы роста ауксиновой природы стимулировали развитие каллуса. Длительное нахождение побегов на агаризованной среде с ауксином отрицательно сказывается на развитии корневой системы, что является причиной гибели растений в нестерильных условиях. Попытки упростить методику укоренения боковых побегов, полученных in vitro in vivo, не дали положительных результатов. Индукторы корнеобразования in vitro должны стимулировать быстрое развитие корневой и засухоустойчивость
надземной систем. Такими свойствами обладают культар, крезацин, мивал. Культар в концентрации 0,3-0,5 мг/л способствовал 100 % укоренению земляники и сирени, стимулировал развитию корней второго порядка, а в некоторых случаях третьего порядка. Культар единственное физиологически активное вещество, которое вызывало развитие корней непосредственно из меристематической верхушки (200-250 мкм). При этом корневая система была окрашена в зеленый цвет. Применение мивала, крезацина, КЭП, в качестве индуктора ризогенеза существенно повлияло на укоренение и развитие корневой системы земляники (табл. 14).
Таблица 14
Влияние регуляторов роста на укоренение земляники in vitro (среда Я М.С.,
Регуляторы роста мг/л Укорене ние, % Кол-во корней, шт Длина корней, мм Каллус, %
Контроль 75 5,4 8,5 0
ИМК 0,2 55 4,9 4,3" 53
Культар 0,2 100 8,2 15 0
КЭП 0,5 100 8,02 17,5 0
КЭП 2 100 3,9 11,3 0
КЭП5 65 6,8 7,3- 0
Мивал 0,5 90 7,9 16,3 0
Мивал 2 100 9,65 16,3 0
Мивал 5 90 6,4 11,3 0
Крезацин 0,5 100 6,4 12,5 0
Крезацин 2 95 4,9 6 ' 0
КЭП 2+ИМК 0,2 100 5,1 7,5 10
Мивал 2+ ИМК 0,2 0 0 0 0
Крезацин 2+ИМК 0,2 0 0 0 0
Культар 0,2+ИМК 0,2 10 - 20,5 50
КЭП 2+Культар 0,2 15 Очень слабое развитие
Мивал 2+ Культар 0,2 0 0 0 0
Крезацин 2+Культар 0,2 55 3,8 14,3 0
Крезациг 5 100 4,1 15,Г 0
НСР05
2,6
4,7
Укоренение ингибировалось полностью или значительно, если концентрация мивала и крезацина превышали 2 мг/л в сочетании с ИМК и культаром. При малых концентрациях крезацина и мивала (0,2 мг/л) наблюдается синергизм действия с ИМК. Стимулирующее влияние крезацина иа укоренение и развитие корней проявлялось в более узком диапазоне концентраций (0,1-0,2 мг/л), а мивала при содержании 0,1-0,5 мг/л. Стимулирующее влияние кремний-органических соединений на корнеобразование отмечено в опытах с актинидией китайской. В отличие от земляники максимальное развитие корней получено в варианте совместного применения ИМК с мивалом, а совместное применение мивала с крезацином ингибировало укоренение. Использование гумата натрия (1мг/л) сокращало время начала корнеобразования и ускоряло получение растений, пригодных к пересадке в нестерильные условия.
Достаточное укоренение боковых побегов большинства видов растений возможно только после длительного пассирования, что связывают с ювенилизацией. Не исключено положительное влияние этиоляции. Однако такая взаимосвязь создает определенные биологические и организационные проблемы. Частично их можно решить, используя хранение пролиферирующих культур при низких положительных температурах (табл.15).
Таблица 15
Влияние условий освещения на укоренение боковых побегов яблони in vitro
Способ воздействия светом, регуляторы роста, мг/л Укоренение ,% Кол-во корней, шт.
Пролиферирующне культуры 1 месяц +4° С, укоренение: на свету, ИМК 0,5 90. 3,4
Культар 0,5 10 0,5
Мивал 1 30 1,3
15 дней в темноте ИМК 0,5 40 4,4
Культар 0,5 6 0,8
Мивал 1 26 1,4
Пролиферирующне культуры 7 дней + 24° С темнота: укоренение на свету, ИМК 0,5 76 4,7
Культар 0,5 0 0
Мивал 1 16 0,8
укоренение 15 дней темнота ИМК 0,5 16 2,7
Культар 0,5 0 0
Мивал 1 20 1,5
Пролиферирующие культуры на свету, 60 4,5
укоренение: на свету ИМК 0,5
Культар 0,5 70 4,5
Мивал 1 80 5,2
в темноте 15 дней ИМК 0,5 50 4,7
Культар 0,5 30 4,7
Мивал 1 16 1,4
НСР05 ■ 15,4 1,1
Отсутствие света при хранении и укоренении стимулирует корнеобразование только в присутствии ИМК и ингибирует в вариантах с мивалом и культаром. Аналогичные результаты получены в опытах с земляникой. Длительное нахождение черенков в условии темноты ингибирует укоренение. В связи с этим нами была разработана композиционная среда, которая значительно улучшала укоренение яблони in vitro за счет эффекта локальной этиоляции. Она представлена агаризованной средой для укоренения, на которую размещали слой среды 2-3 мм, состоящей из воды, агара и активированного угля (табл. 16).
Таблица 16
Влияние типа среды на укоренение побегов подвоя 62-396 in vitro 1987.
Показатели Стандартная среда Композицио нная среда
Укореняемость (%) побегов после 4-го пассажа, подвой 62-396, ИМК 2 мг/л 0 83
Укореняемость (%)побегов, спур.форм. 269, ИМК 2 мг/л, пассаж 5-ый 7-ой 0 96
40 93
спур. форм. 267, 6БАП 2мг/л, пассаж 6-ой. 6БАП 6 мг/л -6-ой. 0 " 0 83 67
Кол-во корней (шт), ИМК 2 мг/л спур.форм.269, пассаж 5-ый подвой 62-396, пассаж 10-ый 0 13 49 39
Кол-во корней 2-го порядка, спур. форм. 269, ИМК 2мг/л 0,34 0,55
Площадь листьев (см2), после 6-го пассажа, спур.форм. 267 7,8 14,6
Кол-во листьев длиной> 1.5 см., после 6-го пассажа, спур. форм.267 2,9 8,6
Композиционная среда способствовала укоренению побегов после 4го пассажа, увеличению общего количества корней в 2 раза, стимулировала ризогенез на средах, содержащих 6БАП. На основании полученных данных укоренение яблони можно начинать после 4-5 пассажа. Боковые побеги длиной 1,5-2,5 см необходимо использовать для укоренения, длиной больше 2,5 см для дальнейшего размножения, небольшие побеги пересаживать на среду, содержащую ОД мг/л 6БАП. Рост и развитие корней in vitro зависит от аэрации питательной среды, которая в свою очередь зависит от концентрации агара. Уменьшение содержания агара стимулирует укоренение и развитие корней второго порядка, но способствует развитию стекловидности. Использование вместо агара перлита, песка, торфа для укоренения земляники in vitro ингибировало укоренение. Объединение агара с перлитом способствовало получению хорошо развитой корневой системы земляники, которая обеспечивала приживаемость растений в нестерильных условиях, и сокращало в 2-3 раза концентрацию агара (табл.17).
Таблица 17
Влияние соотношения среда: перлит на укоренение и приживаемость растений земляники в нестерильных условиях (среда Уг М.С., ИМК 0,1 мг/л, 1989).
Соотношение Кол-во Кол-во прижившихся в не ~
по объему среда укоренившихся, стерильных условиях, %
: перлит,агар %
2мг/л Фестивальная Зенга-Зенгана Фестивальная
контороль 80а 34 39
0,3:3 85 а
0,5:1 ■ 100 6
1,0:1,0 100 6 67 64
1,0:2,0 100 6
0:1 70 а
Рф>Бт Рф>Рт-
Агар наиболее дорогой компонент питательной среды. В связи с этим ведется поиск его заменителей. В своих опытах изучали влияние гельрайта и гельобразующей жидкости. Гельрайт (0,5-2,5 г/л) стимулировал развитие стекловидности при укоренении подвоя 62-396. Стекловидность растений уменьшалась, если его применяли вместе с агаром (2,5г/л). При использовании 30 % раствора гельобразующей жидкости и содержании ее 20-66 % по объему твердость среды была аналогична контролю (агар 7 г/л) и не влияла отрицательно на укоренение земляники.
Жизнеспособность растений в нестерильных условиях во многом определяется их способностью к росту in vitro и in vivo. Часто на этапе укоренения
отмечается гибель верхушек растений, особенно в опытах с грушей. В связи с этим изучали влияние электростатического поля на укоренение и рост груши. При оптимальном соотношении крезацина и ИМК электростатическое поле не влияло на укоренение груши, но существенно увеличило длину надземной системы и сохранность верхушек. Даже неукорененные побеги продолжали расти. Их длина увеличилась на 5-20 мм. Эффективным приемом повышения укоренения побегов яблони является травмирование основания. Такой способ увеличил в 4 раза количество корней по сравнению с контролем. Действие различных веществ определяется их способностью проникать в клетку. Ослабить некоторые барьеры их проникновения могут поверхностно-активные вещества. В своих опытах изучали влияние ПАВ: твин 40, гумат натрия, КЭП. Сочетание КЭП с ИМК в 2 раза повышала укореняемость земляники и в 6 раз уменьшала в сочетании с культаром. Действие твин 40 зависело от его концентрации (табл.18).
Таблица 18
Влияние Твин 40 на укоренение земляники in vitro (среда М.С., сорт Редгонтлит, 1990).___
Регуляторы роста, мг/л Кол-во укоренившихся Кол-во корней,
побегов ( %) через 15 шт.
дней
ИМК 0,5+крезацин 0,5 10 а 0,9
Мивал 0,5+крезацин 0,5 100 в 5,7
ИМК 0,1+крезацин 90 в 7,8
0,4+Твин 0,5
ИМК 0,5+крезацин 0,5+ 10 а 0,7
Твин 0,5
ИМК0,1+Крезацин 0,1 90 6 8,7
+Твин 1
ИМК 0,5+ крезацин 0,5+ 30 6 0,6
Твин 1
ИМК 0,1+крезацин 0,1+ 40 6 2,3
Твин 2
ИМК 0,5+крезацин 0,5+ 10 а 0
Твин 2
ИМК 0,5+крезацин
ОД+Твин 5 10 а 0
ИМК 0,5+крезацин
0,5+Твин 5 0а 0
На этапе укоренения земляники оптимальная концентрация Твин 40 равнялась 0,5—1 мг/л. При такой концентрации начало и интенсивность корнеобразования проходили при более низком содержании в среде индукторов корнеобразоваения. Более высокие концентрации • Твин 40 уменьшали способность побегов земляники к ризогенезу.
Введение в среду для укоренения, груши твин 40 (2мг/л) в сочетании с 0,7 мг/л ИМК и 1,2 мг/л крезацина в отдельных случаях вызывало заложение цветочной почки и цветение in vitro. ПАВы в среде для пролиферации побегов груши стимулировали их рост в длину. Процесс корнеобразования и рост растений роз in vitro зависели от солевого, а груши и земляники гормонального состава среды, предшествующей укоренению
Особенности хранения растений in vitro и адаптация их к нестерильным условиям
Цикл микроклонального размножения необходимо прерывать этапом хранения растений in vitro. Продолжительность хранения при пониженных положительных температурах зависела от фазы развития растений и состава питательной среды. Использование для хранения неукорененных боковых побегов земляники позволяет сохранить' растительный материал без существенных потерь свыше 2 лет. Такие побеги на среде с культаром хранились лучше, по сравнению с ИМК. Культар способствовал развитию корневой системы, а ИМК надземной в процессе хранения. Растения земляники, полученные на средах стимулирующих рост, были не способны к длительному хранению. Существенное влияние на продолжительность хранения и состояние растений земляники оказывает содержание в питательной среде сахарозы. Длительное нахождение растений (2,5-3,5 месяцев) на среде укоренения влияет на их жизнеспособность в условиях светокомнаты и зависит от газообмена и интенсивности роста. Применение термоусадочной пленки и культара увеличили продолжительность жизни растений земляники in vitro.
Адаптация растений к нестерильным условиям критическая фаза при любой схеме микроклонального размножения. Длительное нахождение растительного материала in vitro вызывает анатомические, физиологические аномалии длительного характера. Наши опыты показывают, что ослабить стресс можно при условии контороля за потерей и поглощением воды. Поглощение воды зависит от анатомического строения корневой системы, которая в свою очередь зависит от используемых регуляторов роста. Длительное воздействие ауксинов вызывает интесивный синтез этилена и старение корневой системы. (Смирнов A.M. 1970). Поэтому растения, которые перемещаются в другие условия должны, либо адаптировать старые части, либо расти достаточно быстро, чтобы выросли новые, но уже в новых условиях. Желательно, чтобы эти два процесса
проходили одновременно.Адаптация растений земляники лучше проходила в начале весны и летом, и зависела от индуктора корнеобразования. Растения, полученные на среде с ИМК, хорошо адаптировались к нестерильным условиям только в середине лета. Стабильная приживаемость земляники (75-100%) отмечена в вариантах с мивалом и крезацином (2мг/л). При пересадке в мае, июне растения подвергаются дополнительно температурному шоку. Температура в теплице колеблется от+15 до +40° .С. При таких условиях оставались живы растения, укоренененые на среде с культаром. Положительное его свойство объясняется способностью уменьшать транспирацию и увеличивать фотосинтез (James H. 1986) Значительные различия в газовом составе и влажности воздуха in vitro и in vivo создают второй тип шока. В связи с этим практикуют воздушную закалку растений in vitro, удаляя покрытие, или нарушая его герметичность.Оба эти способа не гарантируют длительную сохранность стерильности, особенно в первом случае. Добавление на поверхность среды раствора бенлата или гипохлорида натрия задерживало развитие инфекции, но вызывало опадение листьев.
Опыты с различными покрытиями сосудов (газоразделительные мембраны, термоусадочная пленка, целлофан, Parafilm) показали важность постепенного снижения влажности воздуха в сосуде. Такие условия можно создать, используя двойное покрытие: внутренний слой, не препятствующий испарению воды, внешний из термоусадочной пленки. Успешная адаптация получена при сохранении 70-80 % поверхности термоусадочной пленки после укоренения растений земляники. Различия в строении корневой системы in vitro и in vivo создает дефицит в элементах питания растений . (Roux J.M.1988). Это подтверждают наши опыты с внекорневыми подкормками; с переводом растений земляники в нестерильные условия в июне- июле месяце с питательной средой; с выращиванием растений в проточной культуре (табл.19).
Таблица 19
Рост и развитие пробирочных растений в условиях проточной культуры (масса
Культура Прижив Масса Кол-во розеток от
аемость растении г., одного растения через 2
,% через 1,5 месяца месяца, шт.
Земляника 100 30
Сирень 100 5,98
Роза 100 30
миниатюрная
Растения земляники, пересаженные в искусственный туман за этот период, не приступили к образованию розеток; масса сирени увеличилась на 220мг, роз на 150 мг. В контроле отмечена гибель 70-85 % листьев земляники, развившихся в условиях in vitro. Оставшиеся листья были хлоротичными. Основные этапы корнеобразования требуют различных условий. При микроклональном размножении они проходят при не меняющихся, а часто меняющихся в худшую сторону условиях. Нами была разработана методика, позволяющая учитывать потребность этапов укоренения в различных факторах. Для того чтобы, не пересаживать растения с зачатками корней на среду без регуляторов роста, использовали капиллярные трубки длиной 1,5 см и диаметром 1 см, заполненные агаризованной средой для укоренения. Капиллярные трубки с побегами помещали в банки с перлитом, пропитанным солевым раствором среды Фоссарда с добавлением 0,01 мг/л 6БАП. Сосуды закрывали двойным покрытием, когда корни достигали слоя перлита, герметичность верхнего слоя нарушали (табл.20). _
Таблица 20
Влияние способа укоренения растений in vitro на их приживаемость в нестерильных условиях (земляника Зенга-Зенгана, подвой 62-396, груша Лада,
1991).
Способ укоренения и адаптации Кол-во прижившихся растений, %
земляника 62-396 груша
Укоренение in vitro, посадка в туман . 75 20 44
Подготовка растений к нестерильным условиям, посадка в теплицу 100 95 93
Такая методика позволяет получать разветвленную корневую систему, способную выполнять поглотительные функции, а листовой аппарат к активному фотосинтезу в условиях in vitro. Растения, полученные in vitro, часто поражаются грибной инфекцией. Как правило, источником инфекции является субстрат. Применение бенлата, термической обработки уменьшало сохранность растений в нестерильных условиях, использование эупарена - увеличивало. Микроклональное размножение считается наиболее, интенсивной методикой размножения. Поэтому контроль за генетической стабильностью вегетативного потомства имеет огромное значение (табл21).
Таблица 21
Влияние микроклонального размножения земляники на возникновение отклонений от сорта (среда М.С., 6БАП 0,3-0,5 , ИМК 0,01 , ГКЗ 0,01 мг/л,
Сорт Кол-во растений с отклонениями,%
морщи аномаль карлико альбино хлороз
нистос ные вость сы
ть листья
Надежда 0,54 0 0 0.. 1
Редгонтлит 7,54 3,4 4,9 0 0
Фестивальная 1 0 0 0 0
Холлидей 0 0 0 0 0
С целью ускорения селекционного процесса совместно с Зекалашвили А.У. размножали методом in vitro элитные формы земляник различного происхождения. После размножения они были высажены на селекционный участок для дальнейшего размножения. Нами не было отмечено уменьшения продуктивности или средней массы ягод после микроклонального размножения. ' .
Большая часть растений с отклонениями погибала после посадки в не -стерильные условия. Меристематические верхушки с признаками отклонений вводили повторно на питательную среду с 6БАП 0,1 мг/л. После второго пассажа побеги укореняли на среде с крезацином и переводили в нестерильные условия. Отклонений в развитии не отмечали. Растения земляники, размноженные in vitro, отличались увеличением образования усов. Рост и развитие спуровых форм яблони и подвоя 62-396 в открытом грунте зависели от степени развития на момент пересадки. После прохождения периода покоя существенных различий не наблюдали. Растения клонового подвоя 62-396, переведенные в нестерильные условия в марте, на второй год имели необходимое развитие для окулировки.
Технология микроклонального размножения растений требует больших затрат ручного труда. Попытки роботизировать основные этапы не дали положительных результатов. Только методика размножения растений искусственными семенами поддается автоматизации. Новая технология имеет еще много технических и биологических проблем. Одна из них -недостаточное количество развившихся соматических зародышей и различие в их развитии (Моисеева Н.А.1991). Размножение растений с помощью искусственных семян зависит от типа тканей и состава питательной среды. В своих опытах изучали способность различных тканей и органов к каллусогенезу и адвентивному органогенезу у груши, яблони, земляники, актинидии китайской. В качестве
эксплантов использовали листовые диски, место перехода побег- корень, пыльники. Органогенез у пыльников земляники проходил при узком диапазоне концентраций регуляторов роста и был возможен при соотношении 6БАП: НУК 10:1. Образование побегов из пыльников без стадии развития каллуса в первом пассаже зависело от температурного воздействия на бутоны (5 дней +5°С). Растения, полученные в опытах, не показали фенотипичсских отклонений. Развитию растений из соматических тканей предшествует образование биполярных эмбриоидоподобных структур. Сочетание напряжения электростатического поля 40 квт/м, 6БАП 2мг/л, НУК 0,5 мг/л способствовало развитию таких структур на листовых дисках земляники актинидии китайской и развитию из них растений. Прямой эмбриогенез и развитие микропобегов у земляники сорта Сударушка был получен при использовании зоны перехода корень-побег на среде содержащей 2 мг/л 6БАП и 1 ООмг/л мочевины
Размножение ссэлитного материала земляники Эффективность системы оздоровления во многом определяется коэффициентом размножения растений на всех этапах производства здорового посадочного материала. Продуктивность маточных растений земляники зависела от сорта, условий и способов выращивания, применения регуляторов роста, сроков посадки. Применение гиббереллина изменило характер органообразования и интенсивность роста отдельных органов. Степень изменения зависела от сроков и числа обработок. Максимальный выход рассады отмечен в варианте с 4х кратной обработкой .
Посадка маточных растений в августе и 4х кратная обработка гиббереллином на следующий год увеличило общий выход рассады в 2,7 раза (табл.22)
Таблица 22
Влияние регуляторов роста и сроков посадки на продуктивность маточного
Сроки посадки, регуляторы роста. Общий выход, шт. Кол-во рассада( шт) пригодной
Для посадки для пикировки
Контроль посадка в мае 192,3 113,7 78,6
Посадка в августе 394 268 126
Посадка в мае, 4х кратно гиббереллин 368 266 102
Порсадка в мае 4х кратно гиббереллин, однократно этрел 537 348,3 188,7
Посадка в августе, 4х кратно
гиббереллин ** 1080,6 427,3 ' 653,3
НСР05 28,4 18,3 17,1
* * розетки пикировались в конце июня, которые в июле, августе развили по 2-3 дополнительные розетки
Опыты с регуляторами роста отмечают, что выход стандартной рассады в защищенном грунте не значительный. Основной способ ее получения может быть только через пикировку розеток при выращивании маточных растений по мульчпленке или в контейнерах. Выращивание рассады земляники с использованием мульчпленки требует дополнительной площади защищенного грунта для пикировки розеток. Реализация ссэлитного материала земляники возможна после проведения контрольного анализа маточных растений. К этому времени розетки 1-3 порядков перерастают и не пригодны для пикировки. Поэтому технология с периодическим отделением розеток при производстве ссэлиты не целесообразна. В связи с этим нами была разработана технология, которая сочетает в себе преимущества укоренения розеток у маточного растения и технологию выращивания розеток по пленке. После заполнения междурядья розетками, на пленку насыпали слой торфа или песка (3-4 см). Двойное мульчирование повышало выход стандартной рассады, увеличивая количество корней и массу рассады, делала уборку рассады более пррстой. Выращивание маточных растений в контейнерах позволяет более плотное их размещение, исключая контакта корневыми системами. Ограниченный объем контейнера требует решения вопроса сбалансированного питания растений. Коэффициент размножения зависел от системы удобрения, которую при таком способе размножения следует построить на подкормках. Однократное поверхностное внесение двойного суперфосфата (бг/растение), 5-кратная подкормка мочевиной (2,4г/растение) и растворином (27г/растение) способствовали получению коэффициента размножения земляники сорта Заря. Надежда, Редгонтлит, Зенга-Зенгана 1:68-125, что в 6-9 раз больше, чем в контроле. Выращивание маточных растений в контейнерах требует тщательного дозирования подкормок, что создает трудности при больших объемах производства. В связи с этим изучали выращивание маточных растений в рассадной подтопляемой теплице с автоматической подачей питательного раствора. Продуктивность маточных растений (16 растений/м2) сорта Фейерверк, полученных in vitro и переведенных в нестерильные условия в начале марта, составила 1600 розеток/м2 за 6 месяцев выращивания.
Размножение ссэлитного материала яблони Для создания привитых плодовых растений высших категорий качества необходимо использовать безвирусные клоновые подвои аналогичной
категории привоя, так как с семенами плодовых возможна передача сферических вирусов (Помазков Ю.И.1979, Cameron H.R.,Thompson М 1986). Использование безвирусных клоновых подвоев увеличивает стоимость ссэлиты практически в 2 раза. Производство клоновых подвоев является начальным этапом в создании привитого растения. Размножение их зелеными и одревесневшими черенками в наших опытах было не эффективно. В серии опытов, проведенных нами, были получены данные о возможности одновременного выращивания подвоев и саженцев на одном участке. Для осуществления этой цели клоновые подвои 54-118, 57-490, 54-83, ММ106, А 2 высаживали в борозды горизонтально по схеме 60x50 см однострочно, или двух строчно. Опыты проводили в пленочной теплице. По мере роста побегов проводили окучивание. Количество боковых побегов, пригодных для окулировки, зависело от типа подвоя и плотности посадки. Максимальное их число получено в варианте с подвоем 57-490 (19 шт/м погонный) при 2х строчной посадке, минимальное в варианте с А 2 (7 шт/м погонный). Окулировку боковых побегов проводили в общепринятые сроки. Один побег не окулировали. Весной проводили срезку на шип. .Сила роста однолетних саженцев зависела от сорта и типа подвоя (табл.23).
Таблица 23
Влияние типа подвоя и сорта на рост однолетних саженцев (высота саженцев см, 1984)_
Сорт А/Подвой Й Б-9 54-118 57-490 . X
Мельба 114,9 140,1 127,5 127,4
Антоновка 100,3 1,21,2 109,2 110,3
X .107,7 130,6 118,3 .
НСР А05- 8,7 НСРВ05- 11,2
Отличительная особенность роста саженцев при выращивании в защищенном грунте с использованием горизонтально расположенного маточного побега — ветвление их в первый год. Количество боковых побегов (11,6-12,6 шт.) и суммарная длина (175,6-е,260,8 см) существенно не зависела от сорта и подвоя, но эти показатели были больше у сорта Мельба. Осенью саженцы выкапывали, а не окулированные подвои использовали для повторного цикла размножения. Таким образом , разработанная технология производства ссэлиты обеспечивает получение стандартных саженцев для маточно- черенкового сада в течении одного года и существенно^ 8 раз) сокращает потребность в безвирусных клоновых подвоях на этапе производства ссэлиты и сэлиты.
Экономическая оценка системы размножения здорового порсадочного материала плодовых и ягодных культур
Результаты наших опытов показывают, что для закладки промышленных плантаций элитным посадочным материалом в стране необходимо создать 4-5 центра по производству исходных здоровых растений и их размножений in vitro. Учитывая опыт работы. по оздоровлению, такие центры целесообразно реанимировать в Москве, Мичуринске, Краснодаре, Самаре, Барнауле.
Результаты, полученные в процессе исследований, позволяют сократить количество этапов в системе производства здороворго посадочного материала в стране за счет увеличения количества исходных здоровых растений с помощью in vitro и использования новых технологий размножения растений в защищенном грунте. Применение новых способов посадки меристематических верхушек, электростатического поля, методики подбора солевого состава питательной среды, новых регуляторов роста позволяет увеличить в 1,5-2 раза количество эксплантов, пригодных для дальнейшего размножения in vitro. Увеличение количества жизнеспособных эксплантов на этапе введения в культуру, дает возможность сократить количество пассажей на этапе пролиферации и концентрации регуляторов роста в питательной среде. Применение новых по структуре питательных сред, регуляторов роста увеличивает укоренение побегов на 30-50 %. Использование ПАВ в питательных средах для укоренения позволяет "сократить концентрации индукторов корнеобразования. Введение в питательную среду перлита уменьшает потребность в агаре для укоренения земляники в 2-3 раза. Использование на этапе укоренения двойного покрытия, новых регуляторов роста, проточной культуры позволяет увеличить приживаемость растений в нестерильных условиях в 1,3-4,8 раза. Разработанная методика хранения растительного материала in vitro продливает его жизнеспособность на 1,5 года. Обработка маточных растений земляники регуляторами роста в оптимальные сроки увеличивает выход рассады в 2,7 раза. Технология выращивания маточных растений земляники в контейнерах и. разработаннаая система удобрений позволяет увеличить выход розеток с единицы площади в 3,2 раза. Двухлетний цикл использования горизонтально посаженного маточного растения клонового подвоя яблони в защищенном грунте позволяет сократить в 8 раз потребность в здоровых исходных растениях клоновых подвоях. Для определения необходимого количества и себестоимости посадочного материала земляниким и яблони высших категорий качества использовали данные по зеленому черенкованию представленные в работах Поликарповой Ф.Я., Аладиной О.Н., Самощенкова Е.Г., Бакуна В.К., по'размножению клоновых подвоев вертикальными отводками Трунова Ю.В., а также результаты данной
работы; стоимость здоровых исходных растений (базовых) - расчитанную ВСТИСП (методические указания 2001).
Таблица 24
Потребность в посадочном материале земляники высших категорий качества и его себестоимость
Базовый вариант • Новый вариант
Кол-во, Пло- Себестои- Кол-во, Пло- Себестои-
Категория, место. тыс.шт щадь, мость, тыс.шт щадь, мость,
выращивания га руб/расте ние га руб/расте ние
Исходное 0,4 0,04 1039,7 0,02 50м 1039,7
здоровое растение
(базовое), теплица
In vitro, теплица - - - 102:558 0.03 5.3
ссэ, теплица 8,333 0,9 7Д - - -
сэ, теплица 29975,3 08 50,0 6,0 9332,820 10,3 3,2
элита, открытый 850000 2428 4,0 850000 756,6 1,9
грунт
Традиционные способы размножения клоновых подвоев могут обеспечить производство 25 млн. подвоев для закладки промышленых насаждений элитным посадочным материалом при условии наличия 10000 исходных растений, что не реально по ряду причин. В то же время, используя микроклональное размножение, для этой' цели можно ежегодно производить 200 тыс. клоновых подвоев in vitro, имея 20- 50 здоровых исходных растений. Западная Европа и Израиль еще в 1988 году производили 212,5 млн. растений, из них 19,4 млн. плодовых деревьев (Debergh Р.С.1991).
Основные выводы
1. В результате многолетних исследований (1973-2004) разработана система размножения исходных здоровых растений, • ссэлитного материала, позволяющая обеспечить закладку плодоносящих насаждений элитным посадочным материалом.
2. Показано на большом количестве различных видов растений, что основные причины, снижающие эффективность микроклоналыюго размножения связаны с этапом введения эксплантов в культуру, укоренением и адаптацией растений к нестерильным условиям. Характер развития эксплантов не зависит от жизненной формы растений и не коррелирует со способностью к вегетативному размножению
традиционными способами. Гибель эксплантов в результате отсутствия роста, выделения фенолов, развития каллуса и стекловидности может быть уменьшина посредством предварительного воздействия на маточные растения и экспланты высокими и низкими температурами, дефолиацией, электростатическим полем, введением в питательную среду антиоксидантов (витамина Е, глицина). Негативные последствия отделения эксплантов от маточного растения можно ослабить, если использовать А£>ТОЗ и Си804 в качестве стерилизующих веществ и располагать экспланты на питательной среде морфологически верхним концом.
3. Оптимальный солевой состав питательной среды для размножения видов и сортов в конкретных условиях может быть установлен в результате испытания макро, микроэлементов, кальция, хелата железа в концентрациях 1:1/2:1/3 во всех возможных комбинациях, с последующей детализацией содержания общего азота и соотношений N44: N03. Экспланты груши(сорт Лада, Чижовская) лучше развивались на среде , содержащей 'А макро, 1 микроэлементов, 'Л-1/3 хлористого кальция, 'А хелата железа среды Мурасига и Скуга, экспланты вишни (сорт Апухтинская) на среде Уг макро, 1А микроэлементов, 1/3 хлористого кальция, 1 хелата железа среды Кнопа. Уменьшение в среде содержания обшего азота повышает регенерационную способность эксплантов земляники и крыжовника и снижает у вишни розоцветной. При равном соотношении аммиачного и нитратного азота приживаемость эксплантов земляники возрастает с увеличением общего азота. Если в среде преобладает аммиачный азот, то приживаемость снижается с увеличением содержания общего азота. Этап пролиферации побегов земляники необходимо проводить на среде М.С. с общей концентрацией азота 20 мМ при соотношении N114 :КОЗ 1:2; роз при содержании общего азота 10,3-13,7 мМ и соотношении №14: N03 1:2,1:3.
4. Приживаемость и рост растяжением эксплантов различных видов растений зависит от концентрации, типа и соотношения регуляторов роста. С уменьшением содержания 6БАП приживаемость эксплантов земляники, актинидии китайской увеличивается, тюльпанного дерева, магноли кобус, пиона древовидного уменьшается. Для культур, склонных к развитию каллуса и адвентивных побегов на первом этапе(земляника) необходимо использовать регуляторы роста, стимулирующие рост растяжением(гиббереллин с ретардантами, гумат "натрия, нуклеопептиды). Сочетание амбиола с пике обеспечивает рост растяжением эксплантов лещины краснолистной.
5. Начало пролиферации боковых побегов спуровых форм яблони зависит от их регенерационной способности на этапе введения в культуру. Максимальный
коэффициент размножения хорошо вводимых в культуру форм яблони (267, 269) отмечен на 2-5 пассажах, плохо вводимых (275) - на 7 пассаже. Удаление верхушки побега и расположение его горизонтально на питательной среде увеличивает побегообразовательнуго способность клонового подвоя яблони 62- 396. Хранение в течение 4-5 недель пролиферирующих культур яблони при температуре +2+4°С после продолжительного культивироавания, с последущим выращиванием на среде, содержащей 0,01-0,1 мг/л 6БАП, увеличивает число продуктивных пассажей.
6. Слабо пролиферирующие спуровые формы (273) обеспечивают стабильный выход побегов, пригодных для укоренения до 10-го пассажа. Кратковременное выращивание конгломерата земляники на среде с гиббереллином и ССС, а груши - в условиях электростатического поля увеличивает длину побегов перед этапом укоренения.
7. Укоренение побегов земляники возможно на первом, робинии и вейгелы - на втором пассаже, яблони и груши после 5-10-го пассажа в зависимости от гормонального и солевого состава среды. Сокращение в среде М.С, макроэлементов на 1А или общего азота на" '/2-1/3 увеличивает укоренямость побегов земляники и яблони.
8. Характер укоренения земляники зависит от используемых индукторов корнеобразования, их концетраций и сочетаний. Введение в питательную среду гумата натрия, крезацина, мивала, культара существено увеличивает укоренение, уменьшает развитие каллуса. Культар способствует развитию корневой системы непосредственно из меристематической верхушки размером 250-3 ООмкм, при этом корни были окрашены в зеленый цвет. Применение ПАБ (КЭП, Твин-40) повышает активность ИМК в 2 раза и уменьшает активность культара в 6 раз, что позволяет проводить этап укоренения при более низких концентрациях ауксинов. Совместное применение ИМК и AgNOЗ ускоряет начало корнеобразования у земляники.
9. Укоренение побегов яблони зависит от способа и продолжительности этиоляции, температурного режима и регуляторов роста. Этиоляция пролиферирующих культур при пониженных температурах в дальнейшем увеличивает укоренение побегов на среде с ИМК и уменьшает на среде с культаром и мивалом. Композиционная среда способствовует укоренению побегов яблони после 4-го пассажа, увеличивает количество корней 2-го порядка, площадь листьев, стимулираовает развитие надземной и корневой систем на среде с 6 БАП (бмг/л).
10. Структурная среда, состоящая из перлита и агара в соотношении 0,5-1:1 по объему, способствует получению хорошо развитой корневой системы
земляники, позволяет уменьшить концетрацию агара в 3 раза. Гельобразующая жидкость в сочетании с питательной средой (20-66 % по объему) обеспечивала структуру среды, аналогичную контрольной (7 г/л агара) и не влияет отрицательно на укоренение побегов земяники.
11. Адаптация растений к нестерильным условиям зависит от культуры, регуляторов роста, времени перевода in vivo, структуры среды, способа укоренения, способности адаптировать существующие листья и корни и развивать новые. Использование крезацина, мивала, культара, каппилярных трубок и двойного покрытия сосудов обеспечивает'частичную адаптацию in vitro, повышая жизнеспособность растений в нестерильных условиях.
12. Продолжительность хранения in vitro при пониженных положительных температурах зависит от сорта, состава среды и степени развития растений земляники. Использование в среде культара, 10 % сахарозы, непродолжительного выращивания в условиях светокомнаты, увеличивает продолжительность хранения.
13. Способность земляники, яблони, груши к каллусогенезу и адвентивному органогенезу как начальному этапу размножения растений искусственными семенами зависит от сорта, состава питательной среды, типа экспланта и способа воздействия на него. Развитие эмбриогенного каллуса из пыльников земляники было возможным только при наличии в среде 6БАП и 1{УК в соотношении 10:1. Прямой эмбриогенез из пыльников земляники (сорт Фестивальная) был отмечен в варианте обработки бутонов температурой +5°С., из листовых дисков земляники и актинидии китайской в условиях электростатического поля, из условной корневой- шейки земляники (сорт Сударушка) на питательной среде с 6БАП и мочевиной.
14. Продуктивность маточных растений земляники зависит от сорта, способа выращивания, регуляторов роста. Обработка растений гиббереллином в фазу выдвижения бутонов, цветения, начала образования усов и розеток увеличивает общий выход рассады за счет интенсивного образования листьев, рожков, усов, розеток и усов от розеток. Совместное применение гиббереллина с ретардантами существенно увеличивает выход стандартной рассады. Применение мульчпленки и систематического отделения розеток уменьшает коэффициент размножения. Двойное мульчирование увеличивает коэффициент размножения и выход стандартной рассады, улучшает качество корневой системы и облегчает уборку рассады.
15.Выращивание маточных растений земляники в контейнерах позволяет более эффективно использовать защищенный грунт без ухудшения фитосанитарного состояния ссэлитного материала земляники, а разработанная система удобрений (азота 3,75, фосфора 3,91, калия 6,43 г.д
в./растение)- увеличить коэффициент размножения (1:68-125). Использование подтопляемой стеллажной теплицы уменьшает затраты на подкормки и обеспечивает выход розеток 1600 шт/м2 за 6 месяцев выращивания.
16.Двухлетний цикл использования горизонтально посаженных маточных растений клоновых подвоев яблони в защищенном грунте позволяет совместить на одном участке маточник клоновых подвоев, 1-2 поля питомника и получать 80-150 тыс/га ссэлитных растений яблони, сократив в 8 раз потребность в клоновых подвоях.
Рекомендации производству . Для увеличения приживаемости и усиления роста эксплантов трудно- вводимых видов и сортов необходимо использовать маточные растения защищенного грунта, либо исходные растения после термотерапии, или условия обработки электростатитеческим полем (40квт/м). Провести ревизию макро, микроэлементов, кальция, хелата железа в наиболее подходящей стандартной среде в дозе 1:1/2:1/3 при всех возможных комбинациях. Экспланты растений, выделяющие фенолы необходимо размещать морфологически верхним концом на питательной среде, а пробирки ставить таким образом, чтобы не нарушать полярность. Для уменьшения отрицательного действия продуктов окисления фенолов в питательную среду на этапе введения яблони в культуру необходимо добавить 1 мг/л витамина Е, клематнсов 5-10 мг/л глицина. Этап введения эксплантов земляники следует проводить на модифицированной среде М.С.(1/2 N, 440 мг/л хлористого кальция), в качестве регуляторов роста использовать: ГКЗ 1+ССС 0,1; ГКЗ 1+культар 1; ГКЗ 0,5+ 0,5 пике; крезацин 0,2 + ИМК 0,2; крезацин,0,5+мивал 0,2; гумат натрия '1 мг/л; крыжовника на модифицированной среде M.C.(1/4N.+ 6БАП 0,5 мг/л+ ИМК 0,01 мг/л); вишни на модифицированной среде Кнопа(1/2 макро, 1/2микроэлементы, 1/3 хлористый кальций,! хелат железа +6БАП 1 мг/л+ ИМК ' 0,1 мг/л); груши на модифицированной среде М.С.(1/2 макро, 1 микроэлементы, '/2-1/3 хлористого кальция, Уз хелата железа + 6БАП 1 мг/л+ ИМК 0,1-0,15 мг/л); актинидии китайской на среде М.С.+ 6БАП 0,2-0,5 мг/л. Этап пролиферации земляники проводить на модифицированнорй среде М.С., содержащей 20мМ азота при соотношении NH4: N03 1:2 + 6БАП 0,3 мг/л+ ИМК 0,2мг/л+ ГКЗ 0,1мг/л; роз на модифицированной среде М.С., содержащей 10,3-13,7 мМ азота при соотношении NH4:N03 1:2 + 6БАП 1,5 мг/л.Для увеличения количества боковых побегов яблони на этапе пролиферации у длинных побегов (>2.5см) при пересадках необходимо удолять верхушки и располагать горизонтально. После 6-10-го пассажа конгломераты необходимо поместить на месяц на хранение (+2+4°С), последующий пассаж провести на среде, содержащей 6БАП
0,01-0,1 мг/л. Перед укоренением in vitro конгломерат земляники необходимо пересадить на среду, содержащую ГКЗ 1мг/л+ССС 0,1 мг/л. Укоренение земляники проводить на структурной среде, содержащей рецептуру Фоссарда, или 'Л макроэлементы М.С. с добавлением 0,1-0,3 мг/л культара; 2мг/л мивала; 1 мг/л мивала+ 0,5 мг/л крезацина; 0,1 мг/л ИМК+ 0,1 мг/л крезацина, при соотношении перлита и питательной среды с агаром (2-3 мг/л) 0,5-1:1 по объему. Укоренение побегов яблони следует проводить после 5-6-го пассажа на композиционной модифицированной среде М.С.(N4/5+ ИМК 2 мг/л). После 910-го пассажа побеги пролифирирующих культур яблони, хранившиеся при температуре +2+4° С, необходимо укоренять на питательной среде, содержащей 0,5 мг/л ИМК, побеги не подвергнутые этиоляции на среде, содержащей культар 0,5 мг/л, мивал 1 мг/л. Укоренение побегов груши проводить на модифицированной питательной среде М.С.(1/2 макроэлементы^ 0,5 мг/л ИМК+ 0,5 м г/л крезацин) в условиях электростатического поля. Сосуды для укоренения побегов необходимо накрывать двойным покрытием (внутренний слой целлофан, внешний - термоусадочная пленка). После начала корнеобразования верхний слой удаляется постепенно в течение месяца. Перед посадкой растений в нестерильные условия их необходимо на месяц поместить в холодильник, а субстрат обработать эупареном (0,1 %). Перед хранением земляники при пониженных температурах, боковые побеги поместить на питательную среду Vi М.С., содержащеую 0,5 мг/л культара или 0,2- 0,5 мг/л ИМК и 7 дней выращивать в условиях светокомнаты.
Растения земляники, полученные in vitro, высаживать в защищенный грунт по мульчпленке, обработать гиббереллином (60 мг/л) в фазу выдвижения бутонов, цветения, начала образовыания усов и розеток. После заполнения междурядья розетками их засыпают торфом (3 см). При недостатке площади защищенного грунта, маточные растения высаживают в контейнеры, заполненные торфом с песком 3:1. При посадке поверхностно внести двойной суперфосфат 6 г/ растение, через 5-7 дней после посадки проводить внекорневые подкормки (5 раз за сезон): 27г/растение растворином (10:5:25), 2,4 г/растение мочевиной. Розетки пикировать в субстрат торф: песок , 2:1,или сфагновый торф, заправленный 1,5 кг/мЗ двойным суперфосфатом, 0,75 кг/мЗ калийной селитрой, 0,4 кг/мЗ аммиачной селитрой.
Клоновые подвои высотой 0,9-1,2 м высаживать в защищенный грунт по схеме 60x50x10 см горизонтально. Окулировку подвоев проводить в июле, выкопку маточных растений проводить в однолетнем возрасте. Не заокулированные подвои использовать для повторного цикла размножения и закладки суперэлитных маточников клоновых подвоев.
Основные работы по теме диссертации
1. Брик Б.С. Способ выращивания рассады земляники./ Б.С.Брик, В.Г.Трушечкин, В.И.Деменко, Е.И.Полосухин //А.С.№626726,1978,Бюл,№37.
2.Деменко В.И.Влияние регуляторов роста на содержание флавонолгликозидов у земляники/В.И.Деменко// Плодоводство и ягодоводство нечерноземной полосы, - сборник научно-исследовательских работ НИЗИСНП/Колос. -М.,1979 ,№13,С.68-73.
ЗДеменко В.И.Культура ткани в садоводстве/В.И.Деменко, В.А.Высоцкий//Садоводство,1980,№12,С.49.
4.Деменко В.И.Питомпиководство ГДР (по материалам стажировки)/В.И. Деменко//Садоводство, 1981,№1-2,С.56-57.
5.Трушечкин В.Г.Ткание культури/В.Г.Трушечкин, В.А.Высоцкий, В.И.Деменко//Овощарство, 1982,№8,С .39-42.
6.ДеменкоВ.И.Влияние условий выращивания на регенерационную способность каллуса земляники/В.И.Деменко, В.Г.Трущечкин//В сб. Культура клеток растений и биотехнология. Материалы 5 Всесоюзной конференции (3-6 октября) Кишинев, 1983,С. 120.
7.Деменко В.И.Размножение вишни методом in vitro/ В.И.Деменко В.Г.Трушечкин//С-Х биология, 1983,№7,С.51-53.
8.Деменко В.И.Хранение растений земляники in vitro/ В.И.Деменко, В.Г.Трушечкин //Биология культивируемых клеток и биотехнология. Материалы Международной конференции (2-6.08) Новосибирск, 1988,С393.
9. Солнцева И.И.Влияние удобрений на продуктивность маточных растений земляники при выращивании ее в контейнерах/И.И.Солнцева В.Г.Трушечкин, В.И.Деменко//В сб. Плодовые и ягодные культуры. Горький, 1983, С.71 -75.
10. Солнцева И.И.Особенности размножения земляники высших категорий в контейнерах/И.И.Солнцева, В.И.Деменко//Материалы конференции молодых ученых. Горький,1984,С126
11.Деменко В.И.Технология производства рассады земляники с использованием усовершенствованного мульчирования и системы удобрений/ В.И.Деменко, И.И.СолнцеваУ/Информ. листок, Горький,1984,№598,4 с.
12. Афонина О.К.Влияние состава питательной среды на микроклоналыюе размножение крыжовника и регенерационную способность пыльников земляники/О.К.Афонина, Л.И.Гаврикова, В.И.Деменко//В сб. Удобрения и регуляторы роста в садоводстве, М.,1985,С.101-105.
13.Деменко В.И.Выращивание клоновых подвоев яблони в нечерноземной полосе/В .И. Деменко, В .Г.Трущечкин/ЛТлодоовощное хозяйство, 198б,№ 10,С. 1820.
14. Трушечкин В.Г.Производство саженцев яблони на клоновых подвоях/В .Г.Трушечкин, В.И.Деменко, Ю.Ж.Шхануков//В сб. Совершенствование выращивания плодовых культур в нечерноземной полосе, НИЗИСНП,198б,С.28-Зб.
15. Воробьев В.Ф.Способ подготовки черенков косточковых культур к привики/В.Ф.Воробьев, В.В.Хроменко, В .И. Деменко .Г. А.Гоголева//А.С.№ 1314981,1987,Бюл№2
16. Михальчик Л.С ' .Размножение ' яблони методом in у1ц-о/Л.С.Михальчик,В.И.Деменко//Труды научной конференции молодых ученых.МСХА,14-17 июня, 1988,С.649-657. Рукопись депонирована в ВНИИТЭИ-агропром №41/6.
17. Деменко В.И.Способ хранения растений земляники, полученных in уИго/В.И.Деменко//А.С.№ 137163 8,1988,Бюл№5.
18. Деменко В.И.Способ выращивания растений in у^о/В.И.Деменко//А.С.№1400557,1988,Бюл.№21.
19.Деменко В.И.Способ выращивания высокоштамбовых саженцев плодовых культур на клоновых подвоях/В.И.Деменко, В.Г. Трушечкин, Л.С.Михальчик//А.С.№ 1464963,1989,Бюл.№ 10..
20.Деменко В.И.Способ прививки плодовых культур/В .И. Деменко, Л.С.Михальчик//А.С.№ 1477320,1989,Бюл. 17.
21.Деменко В.И.Способ выращивания растений in vitro /В.И.Деменко//А.С.№1524207,1989(не публикуется).
22.ДеменкоВ.И.Способ выращивания растений in vitro/Ю.С.Корзинников, В.М.Дьяков//А.С.№ 1543578,1990(не публикуется).
23.Деменко В.И.Способ выращивания растений плодовых и ягодных культур in vitro /В.И.Деменко, Л.С.Михальчик//А.С.№1564752,1990(не публикуется).
24.Деменко В.И.Способ производства саженцев яблони на клоновых подвоях/В.И.Деменко, Л.С.Михальячик//Информ. Листок №90-65,1990,4 с.
25 Деменко В.И.Влияние электростатического поля на рост и развитие плодовых и ягодных растений в культуре ткани/Н.Н.Третьяков, К.И.Каменская//Материалы Всесоюзной научной конференции по с/х биотехнологии. Целиноград 1991.
26.Деменко В.И.Способ микроклонального размножения растений/В .И. Деменко, Ю.С.Корзинников//А.С.№1б83583,1991,Бюл.№3.
27.Деменко В.И.Способ выращивания растений змляники in vitro,'В.И.Деменко//А.С.№1683582,1991,Бюл.№38.
28.Деменко В.И.Влияние электростатического поля на рост и развитие плодовых и ягодных растений in vitro/В.И.Деменко, К.И.Каминская, Н.Н.Третьяков//Доклады ТСХА, вып.266.М.,изд-во МСХА,1995,С.107-110.
29.Деменко В.И.Способ получения посадочного материала земляники в культуре ткани/В.И.Деменко, В.А.Медведев//Патент №2007072,1994,Бюл.№3,
30.Деменко В.И.Сравнительная оценка вегетативных способов размножения яблони в системе производства здорового посадочного материала/В.И.Деменко, Л.С.Михальчик//Доклады ТСХА, вып.267,М.,изд-во МСХА,199б,С.84-92.
31.Деменко В.И.Микроклональное размножение плодовых и ягодных культур/В.И.Деменко//Методические указания. М.,изд-во МСХА,1997, 20с.
32.Деменко В.И. Некоторые проблемы размножения растений одревесневшими черенками/В.И.Демеико//Доклады ТСХА, вып.270,М.,изд-во МСХА,1997,С.-198-201.
33.Лебедев В.Г.Адвентивная регенерация и генетическая трансформация груши обыкновенной(Ругиз communis Ь.)/В.Г.Лебедев, В.И.Дсменко, С.В.Долгов//Материалы 2 Пущинской конференции молодых ученых. Пущино, 1997,С.56-57.
34.Лебедев В.Г.Генетическая трансформация груши обыкновенной(Руги5 communis L.)/B .Г.Лебедев, С.В.Долгов, В.И.Деменко//Тезисы докладов отчетной конференции ФИБХ за 1996-1997гг. Пущино, 1997,С.28-29.
35.Самощенков Е.Г.Интеркалярные (промежуточные) подвои для получения слаборослых деревьев яблони на сильнорослых подвоях/Е.Г.Самощенков, В.И.Деменко, И.И.Ханжиян, Н.И.Волокитин//Методические указания, М.,изд-во МСХА,199,с27.
36.Лебедев В.Г.Регенерация адвентивных побегов из листьев груши обыкновенной (Pyrus communis L.)/B.Г; Лебедев, В.И.Деменко, С.В.Долгов//Сборник _ трудов научной конференции молодых ученых и специалистов 10-11 июня, 1997.М.,изд-во МСХА, 199,С. 142-146.
37.Деменко В.И.Микроклональное размножение ^плодовых и ягодных растений/В.И.Деменко//Доклады ТСХА,вып.271.М.,изд-во МСХА,2000,С.77-79.
38.Деменко В.И.Роль этиоляции при микроклональном размножении растений/В.И. Деменко,В. А.Крючкова//Доклады ТСХА,вып.273,М.,изд-во МСХА,2001, С..298-301.
39.Деменко В.И.Сравнительная оценка способов микроклонального размножения cnpeHii(Syringa vulgaris Ь.)/В.И.Деменко,В.А.Крючкова//Сборник научных трудов. М.,изд-во МСХА.2001С.99-107.
40.Крючкова В.А.Влияние регуляторов роста на микроклональное размножение cnpenii(Syringa vulgaris Ь.)/В.А.Крючкова,В.И.Деменко//Материалы научной конференции молодых ученых и специалистов. М., изд-во МСХА,2001,С.63-65.
41. Деменко В.И.Адаптация растений, полученных in vitro к не стерильным условиям/В.И.Деменко, В.А.Крючкова//Доклады ТСХА, вып.274,М.,изд-во МСХА,2002,С.99-104.
42.Деменко В.И.Влияние солевого и гормонального состава среды на рост и развитие in vitro сирени o6biKiioBCHHoñ(Syringa vulgaris L.)/B.И.Деменко, В.А.Крючкова//В сборнике "Регуляторы роста и развития в биотехнологии". Материалы 6 международной конференции. М., изд-во'МСХА,2001,С.180.
43 .Деменко В.И.Влияние гормонального состава питательной среды на введение в культуру лещины обыкновенной(Согу1из avellana L.) /В.И.Деменко, В.А.Крючкова//В сборнике "Регуляторы роста и развития в биотехнологии".Материалы 6 международной • конференции.М.,изд-во МСХА.2001.
44.Петриченко О.С.Микроклональное размножение земляники/О.С.Петриченко, В.И.Деменко//Сборник студенческих научных работ,вып.7.М.,изд-во МСХА.2001,С.81-85.
45.ПоздняковИ.А.Влияние солевого состава среды на рост Rosa hybrid L. in vitro/И.В.Поздняков, В.И.Деменко//Сборник научных студенческих работ, вып.7. М., изд-во МСХА,2001 ,С.202-209.
46.Крючкова В.А.Укореняемость сирени o6biKnoBCHHoñ(Syringa vulgaris L.)in vitro в зависимости от регуляторов роста/В.А.Крючкова, В.И.Деменко, Е.В. Мамонов/У Доклады ТСХА,вып.274,М.,изд-во МСХА,2002,С. 109-112.
47.Поздняков И.А.Влияние состава среды и методики культивирования на микроклональное размножение . розы гибридной/И. А.Поздняков,В.И. Деменко//Доклады ТСХА,вып.276.М.,изд-во МСХА,2004,С.501-50б.
48.Крючкова В.А. Влияние типа культивационного сооружения для адаптации на приживаемость при переносе растений сирени в не -стерильные условия/В.А.Крючкова,В.И.Деменко, . Е.В.Мамонов//Доклады ТСХА,вып.276.М.,изд-во МСХА,2004,С.449-451.
49.Лебедев В.Г.Потенциальные возможности адвентивного органогенеза у различных сортов груши/В.Г.Лебедев,В.И. Деменко,С.В.Долгов// Известия ТСХА,вып.4. М.,изд-во МСХА,2004,С81-87.
50.Деменко В.И.Размножение яблони и вишни методом in vitro/В.И.Деменко, Л.С.Михальчик//Доклады ТСХА, вып.277,М.,изд-во МСХА,2005,С.528-532.
51.Деменко В.И. Проблемы и возможности микроклонального размножения/В.И.Деменко//Известия ТСХА, вып.2,М.,изд-во МСХА.2005 С.48-58.
52.Деменко В.И.Способ получения саженцев плодовых культур на клоновых подвоях/В.И.Деменко//Патент №2270556. 2006,бюл.№6.
53.Деменко В.И.Способ получения саженцев плодовых культур с двойной корневой системой/В.И.Деменко// Патент №2273982,200б,бюл.№11. 54Деменко В.И.Способ размножения растений т У11го/В.И.Деменко//Положительное решение на патент,№ заявки 200421129/13, 2006. . . . .
55.Деменко В.И.Способ размножения растений " ¡п У11го/В.И.Деменко// Положительное решение на патент,№ заявки 2004121131/13,2006.
3,0 печ. л.
Тир. 100 экз.
Зак. 591.
Центр оперативной полиграфии ФГОУ ВПО РГАУ - МСХА им. К.А. Тимирязева 127550, Москва, ул. Тимирязевская, 44
Содержание диссертации, доктора сельскохозяйственных наук, Деменко, Василий Иванович
Введение.
1 Обзор литературы.
1.1. Значение здорового посадочного материала и особенности его производства в современном садоводстве.
1.2. Теоретические основы микроклонального размножения.
1.2.1. Влияние физиологически активных веществ на микроклональное размножение растений.
1.3. Проблемы и возможности микроклонального размножения 31 1.3.1. Физиологические расстройства растений in vitro.
1.4. Биологические основы ризогенеза садовых растений in vitro.
1.4.1. Адаптация растений к нестерильным условиям.
1.5. Размножение супер-супер-элитного посадочного материала земляники и яблони.
1.5.1. Влияние внешних условий и физиологически активных веществ на размножение земляники.
1.5.2. Биологические и технологические аспекты выращивания супер-супер-элиты и супер-элиты яблони на клоновых подвоях.
2. Экспериментальная часть.
2.1. Цель и задачи исследований.
2.2. Объекты, методика и условия проведения исследований.
2.3. Результаты исследований и обсуждение.
2.3.1 Проблемы основных этапов размножения растений in vitro.
2.3.2. Укоренение побегов in vitro - ключевой этап подготовки растений к нестерильным условиям.
2.3.3. Каллусогенез и адвентивный органогенез плодовых и ягодных растений.
2.3.4. Особенности хранения растений in vitro.
2.3.5. Адаптация растений к не стерильным условиям и их полевая продуктивность.
2.3.6. Размножение супер-супер-элитного материала земляники.
2.3.7. Размножение супер-супер-элитного материала яблони.
Введение Диссертация по сельскому хозяйству, на тему "Биологические и технологические особенности вегетативных способов размножения в системе производства здорового посадочного материала"
Система производства здорового посадочного материала во многом является отражением потенциальных возможностей способов размножения садовых растений. В идеале плодоносящие насаждения желательно закладывать исходными здоровыми растениями. Однако, их высокая стоимость, необходимость использовать привитой посадочный материал, ювенилизация отодвигает такую систему на большую перспективу. Хотя она и возможна при создании сортов, сочетающих в себе характеристики клоновых подвоев и современных сортов при условии размножения растений на основе соматического эмбриогенеза (искусственные семена, Bio Industry, 1985). В начале 20-х годов прошлого века, когда основными способами получения исходных здоровых растений были визуальный отбор и тестирование на растительных индикаторах, количество получаемых исходных здоровых растений было незначительным, а себестоимость высокой. Удовлетворить потребность в здоровом посадочном материале можно было за счет большого числа этапов размножения (категорий посадочного материала), строгой пространственной изоляции, размножение посадочного материала в районах с малой инфекционной нагрузкой, отсутствием активных переносчиков инфекции, интенсивных обработок ядохимикатами.
Способность меристематических верхушек регенерировать на питательных средах 30-100% здоровых растений, особенно в сочетании с термотерапией, а также современные методы тестирования, такие как иммуноферментный анализ, полимерная цепная реакция, электрофорез, электронно-микроскопическая диагностика, дают основание утверждать, что создание здоровых исходных растений не является проблемой в системе производства здорового посадочного материала, хотя и требует соответствующего оборудования, трудовых и денежных затрат. Однако, технология «одна меристематическая верхушка - одно растение» не позволяло существенно сократить количество этапов размножения. И в этом случае вегетативное потомство здоровых исходных растений долгое время контактирует с нестерильной внешней средой, прежде чем попасть на плодоносящие насаждения. Сократить количество этапов размножения можно за счет увеличения числа здоровых исходных растений, либо увеличения коэффициента размножения растений в защищенном и открытом грунте. Существенное увеличение коэффициента размножения в открытом грунте невозможно в связи с определенными требованиями растений к внешним факторам. Некоторые интенсивные технологии размножения требуют больших затрат ручного труда (пикировка земляники, размножение малины корневыми черенками, и др.). Поэтому основное внимание следует уделить тиражированию исходных растений и эффективному использованию защищенного грунта. Увеличить количество здоровых исходных растений можно, если применять методику микроклонального размножения, которая исключает вероятность повторного перезаражения. Однако, промышленное использование данной методики требует очень тщательного учета состава питательных сред, условий выращивания, количества пассажей, биологических особенностей культуры и сорта.
В процессе микроклонального размножения возможны отклонения от сорта. Часто они носят характер длительных модификационных отклонений, но не исключено и возникновение стойких генетических изменений.
Большую проблему в технологии микроклонального размножения создают физиологические расстройства - стекловидность, некроз верхушек, нефункциональная корневая и надземная системы. Как правило, избежать некоторые из них возможно уже на начальном этапе, получив единичный побег на средах, содержащих небольшие концентрации регуляторов роста. Однако, это трудно осуществить для ряда культур в связи с отсутствием роста первичного экспланта при таких условиях. Очевидно, целесообразно испытание широкого ряда регуляторов роста, а также других факторов, например, физических, которыми часто пренебрегают (Pierik R.L. 1988). Микроклональное размножение позволяет создать систему производства здорового посадочного материала, которая может состоять только из этапа микроклонального размножения исходных здоровых растений и однократного размножения растений в закрытом и открытом грунте. Однако, каждый из этих этапов требует доработки или даже другого его решения. В настоящее время есть смысл сделать переоценку некоторых положений методики промышленного использования микроклонального размножения. Считают, что окончательный выход растений, размноженных in vitro, зависит от коэффициента размножения на этапе пролиферации и приживаемости их в нестерильных условиях. Поэтому основная масса работ посвящена этому разделу. Коэффициент размножения на этапе пролиферации побегов зависит от состава и концентрации регуляторов роста питательных сред.
Увеличение концентрации регуляторов роста часто отрицательно влияет на рост и развитие эксплантов и качество полученных растений. В то же время, если иметь достаточное количество жизнеспособных эксплантов на первом этапе, то это будет равносильно увеличению коэффициента размножения на этапе пролиферации боковых побегов. При таком подходе к методике размножения нет смысла стремиться получить большой коэффициент размножения за счет регуляторов роста и числа пассажей. Нужно отметить правильность утверждения о возможности производства растений in vitro в любое время года, однако, в этом нет необходимости, так как маточные растения для размножения в защищенном грунте требуются в конкретные сроки (март-май, август). В связи с этим возникает потребность в хранении растительного материала. Очевидно, что это направление может быть использовано для создания банка исходных здоровых растений.
Использование защищенного грунта при производстве здорового посадочного материала необходимо, так как позволяет влиять на рост и развитие растений, а также уменьшить вероятность их перезаражения. В условиях защищенного фунта растения лучше реагируют на регуляторы роста, которые необходимо применять с учетом биологических особенностей растений для увеличения коэффициента размножения. Однако, нужно учитывать, что в защищенном фунте получить достаточное количество, например, стандартной рассады невозможно, если применять технологию размножения земляники открытого фунта. Поэтому необходимы новые подходы к решению этой проблемы.
С открытием переноса вирусных заболеваний семенами плодовых растений возникла сложная технологическая и экономическая проблема производства маточных растений категории ССЭ и СЭ. Необходимость использовать на этих этапах оздоровленные клоновые подвои увеличивает стоимость маточных растений в два раза.
Решение поставленных проблем позволяет обосновать необходимость создания в стране нескольких центров по производству маточных растений высших категорий, которые, в свою очередь обеспечат закладку плодоносящих насаждений элитным посадочным материалом. Основные положения, выносимые на защиту. 1 .Методы решения основных проблем микроклонального размножения: -математическое планирование определения солевого состава питательных сред;
-новые регуляторы для микроклонального размножения садовых растений; -влияние физических факторов на экспланты до введения в культуру и в процессе выращивания in vitro;
- определение причин гибели растений in vivo и способы повышения их устойчивости к стрессам;
- последействие выращивание растений in vitro на их способность к вегетативному размножению.
2.Биологически обоснованные сроки применения регуляторов роста, способы выращивания маточных растений и пикированных розеток земляники при производстве посадочного материала высших категорий качества.
3.Технология производства маточных растений яблони высших категорий качества на клоновых подвоях.
1 .обзор литературы
Заключение Диссертация по теме "Плодоводство, виноградарство", Деменко, Василий Иванович
Выводы
1. В результате многолетних исследований (1973-2004) разработана система размножения исходных здоровых растений, ссэлитного материала, позволяющая обеспечить закладку плодоносящих насаждений элитным посадочным материалом.
2. Показано на большом количестве различных видов растений, что основные причины, снижающие эффективность микроклонального размножения связаны с этапом введения эксплантов в культуру, укоренением и адаптацией растений к нестерильным условиям. Характер развития эксплантов не зависит от жизненной формы растений и не коррелирует со способностью к вегетативному размножению традиционными способами. Гибель эксплантов в результате отсутствия роста, выделения фенолов, развития каллуса и стекловидности может быть уменьшина посредством предварительного воздействия на маточные растения и экспланты высокими и низкими температурами, дефолиацией, электростатическим полем, введением в питательную среду антиоксидантов (витамина Е, глицина). Негативные последствия отделения эксплантов от маточного растения можно ослабить, если использовать AgN03 и CuS04 в качестве стерилизующих веществ и располагать экспланты на питательной среде морфологически верхним концом.
3.Оптимальный солевой состав питательной среды для размножения видов и сортов в конкретных условиях может быть установлен в результате испытания макро, микроэлементов, кальция, хелата железа в концентрациях 1:1/2:1/3 во всех возможных комбинациях, с последующей детализацией содержания общего азота и соотношений NH4: N03. Экспланты груши (Лада, Чижовская) лучше развивались на среде, содержащей Уг макро, 1 микроэлементов, '/2-1/3 хлористого кальция, Уг хелата железа среды Мурасига и Скуга, экспланты вишни (Апухтинская) на среде Уг макро, Уг микроэлементов, 1/3 хлористого кальция, 1 хелата железа среды Кнопа.
Уменьшение в среде содержания обшего азота повышает регенерационную способность эксплантов земляники и крыжовника и снижает у вишни розоцветной. При равном соотношении аммиачного и нитратного азота приживаемость эксплантов земляники возрастает с увеличением общего азота. Если в среде преобладает аммиачный азот, то приживаемость снижается с увеличением содержания общего азота. Этап пролиферации побегов земляники необходимо проводить на среде М.С. с общей концентрацией азота 20 мМ при соотношении NH4 :N03 1:2; роз при содержании общего азота 10,3-13,7 мМ и соотношении NH4: N03 1:2,1:3. 4. Приживаемость и рост растяжением эксплантов различных видов растений зависит от концентрации, типа и соотношения регуляторов роста. С уменьшением содержания 6БАП приживаемость эксплантов земляники, актинидии китайской увеличивается, тюльпанного дерева, магноли кобус, пиона древовидного уменьшается. Для культур, склонных к развитию каллуса и адвентивных побегов на первом этапе(земляника) необходимо использовать регуляторы роста, стимулирующие рост растяжением(гиббереллин с ретардантами, гумат натрия, нуклеопептиды). Сочетание амбиола с пике обеспечивает рост растяжением эксплантов лещины краснолистной. б.Начало пролиферации боковых побегов спуровых форм яблони зависит от их регенерационной способности на этапе введения в культуру. Максимальный коэффициент размножения хорошо вводимых в культуру форм яблони (267, 269) отмечен на 2-5 пассажах, плохо вводимых (275) - на 7 пассаже. Удаление верхушки побега и расположение его горизонтально на питательной среде увеличивает побегообразовательную способность клонового подвоя яблони 62- 396. Хранение в течение 4-5 недель пролиферирующих культур яблони при температуре +2+4°С после продолжитеьного культивироавания, с последущим выращиванием на среде, содержащей 0,01-0,1 мг/л 6БАП, увеличивает число продуктивных пассажей.
6. Слабо пролиферирующие спуровые формы (273) обеспечивают стабильный выход побегов, пригодных для укоренения до 10-го пассажа. Кратковременное выращивание конгломерата земляники на среде с гиббереллином и ССС, а груши - в условиях электростатического поля увеличивает длину побегов перед этапом укоренения.
7. Укоренение побегов земляники возможно на первом, робинии и вейгелы на втором пассаже, яблони и груши - после 5-10-го пассажа в зависимости от гормонального и солевого состава среды. Сокращение в среде М.С. макроэлементов на Уг или общего азота на '/2-1/3 увеличивает укоренямость побегов земляники и яблони.
8.Характер укоренения земляники зависит от используемых индукторов корнеобразования, их концентраций и сочетаний. Введение в питательную среду гумата натрия, крезацина, мивала, культара существено увеличивает укоренение, уменьшает развитие каллуса. Культар способствует развитию корневой системы непосредственно из меристематической верхушки размером 250-300мкм, при этом корни окрашены в зеленый цвет. Применение ПАВ (КЭП, Твин-40) повышает активность ИМК в 2 раза и уменьшало активность культара в 6 раз, что позволяет проводить этап укоренения при более низких концентрациях ауксинов. Совместное применение ИМК и AgN03 ускоряет начало корнеобразования у земляники.
9. Укоренение побегов яблони зависит от способа и продолжительности этиоляции, температурного режима и регуляторов роста. Этиоляция пролиферирующих культур при пониженных температурах в дальнейшем увеличивает укоренение побегов на среде с ИМК и уменьшает на среде с культаром и мивалом. Композиционная среда способствует укоренению побегов яблони после 4-го пассажа, увеличивала количество корней 2-го порядка, площадь листьев, стимулирует развитие надземной и корневой систем на среде с 6 БАП (бмг/л).
10. Структурная среда, состоящая из перлита и агара в соотношении 0,5-1:1 по объему, способствует получению хорошо развитой корневой системы земляники, позволяет уменьшить концетрацию агара в 3 раза. Гель образующая жидкость в сочетании с питательной средой (20-66 % по объему) обеспечивала структуру среды, аналогичную контрольной (7 г/л агара), и не влияет отрицательно на укоренение побегов земяники.
11. Адаптация растений к нестерильным условиям зависит от культуры, регуляторов роста, времени перевода in vivo, структуры среды, способа укоренения, способности адаптировать существующие листья и корни и развивать новые. Использование крезацина, мивала, культара, каппилярных трубок и двойного покрытия сосудов обеспечивает частичную адаптацию in vitro, повышая жизнеспособность растений в нестерильных условиях.
12. Продолжительность хранения in vitro при пониженных положительных температурах зависит от сорта, состава среды и степени развития растений земляники. Использование в среде культара, 10 % сахарозы, непродолжительного выращивания в условиях светокомнаты, увеличивает продолжительность хранения.
13.Способность земляники, яблони, груши к каллусогенезу и адвентивному органогенезу как начальному этапу размножения растений искусственными семенами зависит от сорта, состава питательной среды, типа экспланта и способа воздействия на него. Развитие эмбриогенного каллуса из пыльников земляники было возможным только при наличии в среде 6БАП и НУК в соотношении 10:1. Прямой эмбриогенез из пыльников земляники (сорт Фестивальная) был отмечен в варианте обработки бутонов температурой +5°С., из листовых дисков земляники и актинидии китайской в условиях электростатического поля, из условной корневой шейки земляники (сорт Сударушка) на питательной среде с 6БАП и мочевиной.
14. Продуктивность маточных растений земляники зависит от сорта, способа выращивания, регуляторов роста. Обработка растений гиббереллином в фазу выдвижения бутонов, цветения, начала образования усов и розеток увеличивает общий выход рассады за счет интенсивного образования листьев, рожков, усов, розеток и усов от розеток. Совместное применение гиббереллина с ретардантами существенно увеличивает выход стандартной рассады. Применение мульчпленки и систематического отделения розеток уменьшает коэффициент размножения. Двойное мульчирование увеличивает коэффициент размножения и выход стандартной рассады, улучшает качество корневой системы и облегчает уборку рассады.
15. Выращивание маточных растений земляники в контейнерах позволяет более эффективно использовать защищенный грунт без ухудшения фитосанитарного состояния ссэлитного материала земляники, а разработанная система удобрений (азота 3,75, фосфора 3,91, калия 6,43 г.д в./растение)- увеличить коэффициент размножения (1:68-125). Использование подтопляемой стеллажной теплицы уменьшает затраты на подкормки и обеспечивает выход розеток 1600 шт./м2 за 6 месяцев выращивания.
16. Двухлетний цикл использования горизонтально посаженных маточных растений клоновых подвоев яблони в защищенном грунте позволяет совместить на одном участке маточник клоновых подвоев, 1-2 поля питомника и получать 80-150 тыс./га ссэлитных растений яблони, сократив в 8 раз потребность в клоновых подвоях.
Рекомендации производству
Для увеличения приживаемости и усиления роста эксплантов трудно-вводимых видов и сортов необходимо использовать маточные растения защищенного грунта, либо растения после термотерапии, или условия электоростатитечского поля (40квт/м). Провести ревизию макро, микроэлементов, кальция, хелата железа в наиболее подходящей стандартной среде в дозе 1:1/2:1/3 при всех возможных комбинациях. Экспланты растений, выделяющие фенолы, необходимо размещать морфологически верхним концом на питательной среде, а пробирки ставить таким образом, чтобы не нарушать полярность. Для уменьшения отрицательного действия продуктов окисления фенолов в питательную среду на этапе введения яблони в культуру необходимо добавить 1 мг/л витамина Е, клематесов 5-10 мг/л глицина.
Этап введения эксплантов земляники следует проводить на модифицированной среде М.С.(1/2 N, 440 мг/л хлористого кальция), в качестве регуляторов роста использовать: ГКЗ 1+ССС 0,1; ГКЗ 1+культар 1; ГКЗ 0,5+ 0,5 пике; крезацин 0,2 + ИМК 0,2; крезацин 0,5+мивал 0,2; гумат натрия 1 мг/л; крыжовника на модифицированной среде M.C.(1/4N.+ 6БАП 0,5 мг/л+ ИМК 0,01 мг/л); вишни на модифицированной среде Кнопа(1/2 макро,1/2микроэлементы, 1/3 хлористый кальций, 1 хелат железа +6БАП 1 мг/л+ ИМК 0,1 мг/л); груши на модифицированной среде М.С.(1/2 макро, 1 микроэлементы, '/2-1/3 хлористого кальция, Уг хелата железа + 6БАП 1 мг/л+ ИМК 0,1-0,15 мг/л); актинидии китайской на среде М.С.+ 6БАП 0,2-0,5 мг/л. Этап пролиферации земляники проводить на модифицированнорй среде М.С., содержащей 20мМ азота при соотношении NH4: N03 1:2 + 6БАП 0,3 мг/л+ ИМК 0,2мг/л+ ГКЗ 0,1 мг/л; роз на модифицированной среде М.С., содержащей 10,3-13,7 мМ азота при соотношении NH4:N03 1:2 + 6БАП 1,5 мг/л. Для увеличения количества боковых побегов яблони на этапе пролиферации у длинных побегов (>2.5см) при пересадках необходимо удалять верхушки и располагать горизонтально. После 6-10-го пассажа конгломераты необходимо поместить на месяц на хранение (+2+4°С), последующий пассаж провести на среде, содержащей 6БАП 0,01-0,1 мг/л. Перед укоренением in vitro конгломерат земляники необходимо пересадить на среду, содержащую ГКЗ 1мг/л+ССС 0,1 мг/л. Укоренение земляники проводить на структурной среде, содержащей рецептуру Фоссарда, или Уг макроэлементы М.С. с добавлением 0,1-0,3 мг/л культара; 2мг/л мивала; 1 мг/л мивала+ 0,5 мг/л крезацина; 0,1 мг/л ИМК+ 0,1 мг/л крезацина, при соотношении перлита и питательной среды с агаром (2-3 мг/л) 0,5-1:1 по объему. Укоренение побегов яблони следует проводить после 5-6-го пассажа на модифицированной среде M.C.(N4/5+ ИМК 2 мг/л). После 9- 10-го пассажа побеги пролифирирующих культур яблони, хранившиеся при температуре +2+4° С, необходимо укоренять на питательной среде, содержащей 0,5 мг/л ИМК, побеги не подвергнутые этиоляции на среде, содержащей культар 0,5 мг/л, мивал 1 мг/л. Укоренение побегов груши проводить на модифицированной питательной среде М.С.(1/2 макроэлементы+ 0,5 мг/л ИМК+ 0,5 м г/л крезацин) в условиях электростатического поля. Сосуды для укоренения побегов необходимо накрывать двойным покрытием (внутренний слой целлофан, внешний - термоусадочная пленка). После начала корнеобразования верхний слой удаляется постепенно в течение месяца. Перед посадкой растений в нестерильные условия их необходимо на месяц поместить в холодильник, а субстрат обработать эупареном (0,1 %). Перед хранением земляники при пониженных температурах боковые побеги поместить на питательную среду Уг М.С., содержащеую 0,5 мг/л культара или 0,2- 0,5 мг/л ИМК, и 7 дней выращивать в условиях светокомнаты. Растения земляники, полученные in vitro, высаживать в защищенный грунт по мульчпленке, обработать гиббереллином (60 мг/л) в фазу выдвижения бутонов, цветения, начала образовыания усов и розеток. После заполнения междурядья розетками их засыпают торфом (3 см). При недостатке площади защищенного грунта, маточные растения высаживают в контейнеры, заполненные торфом с песком 3:1. При посадке поверхностно внести двойной суперфосфат 6 г/ растение, через 5-7 дней после посадки проводить внекорневые подкормки (5 раз за сезон): 27г/растение растворином (10:5:25), 2,4 г/растение мочевиной. Розетки пикировать в субстрат торф: песок , 2:1,или сфагновый торф, заправленный 1,5 кг/мЗ двойным суперфосфатом, 0,75 кг/мЗ калийной селитрой, 0,4 кг/мЗ аммиачной селитрой.
Клоновые подвои высотой 0,9-1,2 м высаживать в защищенный грунт по схеме 60x50x10 см горизонтально. Окулировку подвоев проводить в июле, выкопку маточных растений проводить в однолетнем возрасте. Не заокулированные подвои использовать для повторного цикла размножения и закладки суперэлитных маточников клоновых подвоев.
2.4. Заключение.
Организация и экономика производства здорового посадочного материала в стране
Успехи современного садоводства в мире являются результатом решения трех основных проблем: создание сорта и подвоя, производство саженцев и механизации трудоемких процессов. Государственный реестр в нашей стране ежегодно пополняется новыми сортами, некоторые из них превосходят зарубежные аналаги по основным показателям. До последнего времени Россия входила в число мировых лидеров по площадям, занимаемых садовыми растениями, хотя и наблюдалась тенденция их уменьшения. Однако, Россия значительно отстает по урожайности даже от среднего мирового уровня. Ситуация складывается таким образом, что отечественный производитель вытеснен с российского рынка плодов и ягод, т.е. мы можем потерять садоводство как отрасль. Страна не получила ожидаемых положительных результатов от фермерских хозяйств, особенно в производстве плодов. Возможности приусадебного садоводства увеличить производство высокотоварной, конкурентно-способной продукции в больших масштабах весьма ограничены. В этом плане можно лишь рассчитовать на расширение объемов выращивания трудоемких культур - земляники, малины, вишни (Ермаков А.Е.,1999). Мировой опыт показывает, что высокотоварные и конкурентоспособные плоды можно получать лишь при условии промышленного выращивания. Вместе с тем в России имеются все возможности создания адаптивного, интесивного производства плодов и ягод, которое должно базироваться на организационно- производственных структурах всех форм собственности. Ученые - плодоводы страны выявили макро-и микрозоны промышленного производства плодов и ягод, создали модели крупных и мелких садоводческих предприятий. Для того чтобы, реализовать весь научый потенциал России в области садоводства в первую очередь необходимо реанимировать отрасль питомниководства.
Производство посадочного материала садовых растений требует создания в стране современной, самостоятельной отрасли, усовершенствования схемы производства здорового посадочного материала с учетом достижений в области биологии, физиологии, фитопатологии и плодоводства.
Современное садоводство промышленного типа характеризуется интенсивными насаждениями, быстрой ротацией генетически однородных сортов. Все это способствует быстрому распространению заболеваний при наличии очагов инфекции. В этой связи биологические особенности, товарные качества посадочного материала, отсутствие в нем инфекции во многом опредеделяют экономику отрасли садоводства.
Вегетативное размножение - основной способ размножения садовых растений. Поддерживая генетическую и физиологическую константность растений без существенного изменения наследственного потенциала, он позволяет распространять в больших масштабах определенный генотип. Несмотря на фенотипическую однородность сортовой популяции, в посадках постоянно поддерживается определенный уровень гетерогенности. Причиной этого могут быть климатические условия, способы размножения, продолжительность выращивания сорта, приводящие к появлению малопродуктивных клонов. Каждый сорт характеризуется определенной совокупностью полезных свойств, сохранение которых должно составить основное содержание питомниководческой работы. Вегетативно размноженные растения являются не только резерваторами желаемой наследственности, но и вирусов и других патогенов. Очевидно, что решением данной проблемы является создание источника здоровых растений, размножение их в условиях, исключающих реинфекцию, сокращение этапов размножения. Мировой опыт, а также существующие разработки в стране позволяют утверждать о возможности закладки промышленных плантаций плодовых и ягодных культур элитным посадочным материалом (Swartz H.J.,1981). Однако, для этого необходимо усовершенствовать сертификационную систему размножения садовых растений с применением современных форм кооперации, органичного сочетания интересов вузов, науки, производства.
Ежегодная потребность в здоровом посадочном материале плодовых и ягодных культур по экономическим районам России представлена в Федеральной программе «Возрождение садоводства России» (приложение). Такие потребности в посадочном материале различных категорий качества необходимы при использовании традиционных способов размножения. Для закладки промышленных насаждений земляники элитой, питомники должны ежегодно производить 825000 тыс. штук рассады, что возможно при условии интенсивного использования микроклонального размножения. Потребность в растениях, выращенных in vitro, в свою очередь будет зависеть от технологии их размножения в защищенном грунте (табл.131).
Библиография Диссертация по сельскому хозяйству, доктора сельскохозяйственных наук, Деменко, Василий Иванович, Москва
1. Абраменко Н.М. Получение безвирусной суперэлиты земляники методом культуры верхушечных меристем./Н.М.Абраменко // Вирусные болезни плодовых, ягодных культур и винограда в Молдавии. Кишинев. -Молдова, 1973. - вып. 2. - С. 25-50.
2. Агафонов Н. В. Некоторые особенности роста и плодоношения земляники в связи с обработкой растений регуляторами роста./ Н.В.Агафонов,Э.П. Соловей // Применение физиологически активных веществ в садоводстве. -1974.-С. 112-117.
3. Аладина О.Н. Обоснование способов подготовки маточных растений ягодных кустарников к вегетативному размножению: /О.Н. Аладина/ -Дисс. докт. с.-х. наук: 06.01.07М., 2004. -481с.
4. Алексеенко Л.В. Влияние условий культивирования in vitro на рост и развитие растений земляники садовой (Fragaria ananassa Duch.)/ Л.В.Алексеенко,О.Н.Высоцкая // Повышение эффективности садоводства в современных условиях. 2003. - №1. - С. 159-162.
5. Андрющенко Д. П. Производственный опыт и перспективы развития садоводства на слаборослых подвоях в Молдавии. -/Д.П.Андрющенко/ М.: Колос.-1966.-С. 23-30.
6. Бабук В.И. Технология производства посадочного материала яблони в республике МолдоваЖИ.Бабук // Посадочный материал для интенсивных садов.-1994.-С. 11-12.
7. Бакун В.К.- Размножение клоновых подвоев яблони отводками, зелеными и одревесневшими черенками./В.К.Бакун,М.Т.Тарасенко // Известия ТСХА.- 1985.-Вып. 1.-С. 113-115.
8. Бавенко В.И. Ростовая активность эндогенной ИУК в проростках озимой пшеницы при выращивании в условиях разной длины дня./В.И.Бавенко, С.Н. Бойко // С/х биология.- 1988.- № 5.- С. 33-36.
9. Белошапкина О.О. Использование ингибиторов вирусов при оздоровлении земляники методом культуры верхушечных меристем./О.О.Белошапкина, В.А. Шмыгля // Известия ТСХА.- 1986.- Вып. 5.- С.116-118.
10. Белошапкина 0.0. Использование биопрепаратов при клональном микроразмножении земляники./О.О.Белошапкина, И.В. Жаркова // Доклады ТСХА.- М. 2001,- Вып. 273.- Ч.2.- С. 284-289.
11. Белошапкина 0.0. Биологические и технологические основы оздоровления посадочного материала земляники от вирусов./О.О.Белошапкина // М.; МСХА.- 2005.- С. 59-71.
12. Богуш Л.Ю. Метод термотерапии для получения здоровых плодовых саженцев./Л.Ю.Богуш // Садоводство, виноградарство и виноделие Молдавии. 1986. - № 1.- С. 56-57.
13. Бурень В.М. Процессы морфогенеза высших растений и их стохастическая модель./В.М.Бурень,Г.Н. Копылов // Теоретические и математические аспекты морфогенеза. М., 1987 - С. 224-239.
14. Бутенко Р.Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенеза растений./Р.Г.Бутенко / М., Наука.- 1964 С.
15. Вахмистров Д.Б. Поверхностная активность гуминовых кислот одна из причин их стимулирующего действия на рост растений./ ДБ.Вахмистров // Физиология растений. - 1989. - Т. 36., вып. 5 - С. 980-981.
16. Веселов А.П. Индукция систем гомостатирования при тепловом шоке и ее возможная роль в развитии состояния стресса у растений./А.П.Веселов // IV Съезд общества физиологов растений России. 1998. - Т.1.- С. 332-333
17. Верзилов В.Ф. Влияние гиббереллина на рост и урожайность ремонтантной земляники./В.Ф.Верзилов, А.А. Михтелева // Бюлл. Главного Ботанического сада. 1963- Вып. 51. - С. 93-97.
18. Верзилов В.Ф. Действие гиббереллина на репродуктивную сферу земляники./В.Ф.Верзилов, А.А.Михтелева // Фитогормоны в процессах роста и развития растений. М.: Наука - 1974 - С. 36-41.
19. Вонсавирене В.Н. Влияние меди на содержание р-ИУК и ее катаболизм в корнях растений./В.Н.Вонсавирене // IX Всесоюзная конференция по проблемам микроэлементов в биологии. 1981- С. 155-157.
20. Вонсатурене В.Н. Влияние меди и марганца на содержание р-ИУК в прорастающем картофелеЖН.Вонсатурене // Научные труды высших учебных заведений СССР. Биология 1985. - T.XI. - С. 87.
21. Воронова Т.Г. Некоторые особенности роста и развития земляники на Сахалине: /Т.Г.Воронова/ Автореф. дисс. канд. с.-х. наук: 06.01.07-Сахалин., 1953.
22. Высоцкий В.А. Культура изолированных стеблевых верхушек вишни./В.А.Высоцкий, Ю.Г. Попов, В.Г. Трушечкин // Физиология растений. 1976. -Т.23., вып. 3.- С. 513-518.
23. Высоцкий В.А. Регенерация изолированных меристематических верхушек древесных растений in vitro./В.А.Высоцкий, Ю.Г. Попов, В.Г.Трушечкин // Плодоводство и ягодоводство Нечерноземной полосы,-1976,- T.IX- С. 89-100.
24. Высоцкий В.А. Микроклональное размножение подвоев яблони./В.А.Высоцкий // Садоводство. 1983. - № 7.- С. 20-21.
25. Высоцкий В.А. Биотехнологические методы в системе производства оздоровленного посадочного материала и селекции плодовых и ягодных культур: /В.А.Высоцкий/Дисс. докт. с.-х. наук:06.01.07. -М.,1998. с.
26. Гамбург К.З. Фитогормоны и клетки.-/К.З.Гамбург/ М.: Наука,1970.
27. Геринг X. Биотехнология культивирования клеток и биотехнологии растений.-/Х.Геринг/ М.: АН СССР.- 1991.
28. Говорова Г.Ф. Земляника: прошлое, настоящее, будущее. /Г.Ф.Говорова,ДН.Говоров/ М.: 2004.-347с.
29. Гринченко И.В. Компания Твайфордплант лаборатория. -/И.В.Гринченко/-Посольство СССР в Великобритании. 1985.
30. Губвин Т. Введение в биохимию растений. -/Э.Мерсер/-М.: Мир 1986.
31. Давоян Э.И. Мутагенез в культуре ткани риса и получение на его основе нового исходного материала./Э.И.Давоян // Генетика. Т. 19., №10 - 1983. -С. 1714-1719.
32. Детерман Г. Гель-хромотография. -/Г.Детерман/М.: Мир 1970.
33. Деррлинг К. Гормоны растений. Системный подход. -/К.Дерлинг/ М.: Мир.- 1985,- 304 с.
34. Еремеев Г.Н. К методике ускоренного укоренения побегов с.-х. растений./Г.Н.Еремеев // Труды прикладной ботаники, генетики и селекции.- 1933. Серия III. - №3.- С. 273-283.
35. Жуковский Г.М. Ботаника. Сельхозиздадат.-/Г.М.Жуковский/ М.: 1938.
36. Катаева Н.В. Клональное микроразмножение растений. /Н.В.Катаева,Р.Г.Бутенко/ М.: Наука. 1983 - 97с.
37. Катаева Н.В. Особенности микроразмножения трудноукореняемых сортов яблони./Н.В.Катаева// Сельскохозяйственная биология М. - 1986. -Вып. 4.-С. 18-22.
38. Катаева Н.В. и др. Культивирование клеток и биотехнология растений. -М.-1991.-с.
39. Кернег И. Жизнь растений.-/И.Кернег/ 1896.
40. Кефели В.И. О механизме действия ингибиторов роста./В.И.Кефели, Р.Х. Турецкая // Успехи современной биологии. 1964. - Т.57., №1- С. 99-111.
41. Кефели В.И. Участие фенольных соединений в ингибировании активности ауксинов и в подавлении роста побегов ивы./В.И.Кефели, Р.Х. Турецкая // Физиология растений.- 1966 Т. 12., № 4 - С. 1965
42. Кефели В.И Онтогенез.-/В.И.Кефели,Р.Х.Турецкая.,Э.М.Кох.,Л.В.Буханова/М.: 1970.- 1,3
43. Кефели В.И. Природные ингибиторы и фитогормоны.-/В.И.Кефели/ М.: Наука.-1974.-353с.
44. Кефели В.И. Факторы регулирования роста и органообразованияЖИ.Кефели // Биология развития растений- М.: Наука, 1975 С.89-110.
45. Кондакова Л.С. Изучение биологических особенностей земляники в условиях Воронежской области: /Л.С.Кондаков/ Автореф. дисс. . канд. с.-х. наук: 06.01.07.-Воронеж, 1953.
46. Корнуэ П. Вирусные болезни во ФранцииЛЪКорнуэ // Садоводство.-1968.-№3.-С. 45.
47. Короткое Ю.С. Влияние способов подготовки рассады на рост и плодоношение земляники в условиях Московской области: /Ю.С.Коротков/-Автореф. дисс. канд. с.-х. наук 06.01.07М.,1956.
48. Косяковская И.В. Фитогормональная регуляция процессов адаптации у растений: роль абсцизовой кислоты в устойчивости к стрессам./И.В.Косяковская, Е.М. Майдебург // Физиология и биохимия культурных растений. 1989.-t.21., №4 - С. 315-321.
49. Красавина М.С. и др. Может ли салициловая кислота влиять на многоклеточный транспорт вируса табачной мозаики через изменение проводимости плазмодесм./М.С.Красавина и др. // Физиология растений-2002 Т.49, № 1.- С.7-17.
50. Кривоногова А.Г. Влияние микроэлементов на урожай земляники./ А.Г.Кривоногова,А.А. Срослова // Труды Горьковского с.-х. института.-1974-1975.- Т.77.-С. 10-16.
51. Кулаева О.Н. Цитокинины, их структура и функции.- /О.Н.Кулаева/М.: Наука, 1973.
52. Лавреньтьева А.Н. Клональное размножение цимбидиума./А.Н.Лавреньтева // Культура клеток растений и биотехнология.- Тез. докл. IV Всесоюзной конф. Кишинев. 1983.- с.131.
53. Леопольд А.С. Рост и развитие растений. /А.С.Леопольд/М.: Мир 1968-489с.
54. Кефели В.И. Рост растений- /В.И.Кефели/М.: Колос 1973 .
55. Малтак Д.А. Минеральное питание земляники./Д.А.Малтак // Минеральное питание плодовых и ягодных культур М.: Госизд с.-х. литературы - 1960
56. Марденов Л.А. Корнеспецифические антигены на ранних этапах клеточной дифференциации в процессе индуцированного ризогенеза у черенков нута./Л.А.Марденов, Г.С. Ширфани // Физиология растений-1988,- Т.35, вып. 5.-С.
57. Мелехов Е.И. Влияние гиббереллина на рост и развитие садовой земляники./Е.И.Мелехов // Физиология растений. 1990- Т.37, вып. 3.-С. 561-567.
58. Михтелева Л.А. Влияние гиббереллина на рост и развитие садовой земляники: /Л.А.Михтелева/ Автореф. дисс. канд. с.-х. наук: 06.01.07-М.,- 1972.
59. МСХ Р.Ф. Федеральная программа возрождения садоводства России. -1995.-16 с.
60. Мин. плодоовощ. хоз. СССР- Положения о производстве супер-суперэлитного, суперэлитного, элитного посадочного материала, закладкаи эксплуатация маточных насаждений плодовых и ягодных культур М.: Колос, 1984.
61. Моисеева Н.А. Молекулярные и клеточные механизмы морфогенеза в культуре клетокрастений.-/Н.А.Моисеева/М.: 1991-С. 166-185.
62. Муромцев Г.С. Гормоны растений гиббереллины-/Г.С.Муромцев,В.Н.Агнистикова/М.: Наука, 1973.
63. Орлов П.Н. Роль перивискулярных волокон в образовании придаточных корней у зеленых черенков садовых растений./П.Н.Орлов, В.В. Фролов // ПлодоводствоТСХА- 1985.-вып. 6.-С. 102-115.
64. Панин А.П. Тормозящее действие ГК3 , 2,4-Д и кумарина на процесс корнеобразования у листовых и стеблевых черенков фасоли./А.П.Панин // Физиология растений -1986 Т.ЗЗ., вып. 5,- С. 951-957.
65. Папко И.О. и др. О распространении вирусов в почвенных экосистемах./И.О.Папко и др. // ГБС РАН. Бюлл. ГБС.- 2002.- №187.- С. 127-133.
66. Пехото Л.Г. Некоторых вопросы выращивания посадочного материала земляники./Л.Г.Пехото// Научн. труды северо-западного НИИСХ 1970-№ 16.- С. 143-149.
67. Пехото Л.Г. Земляника-/Л.Г.Пехото,К.А.Иванова/Лен. Изд.- 1975.
68. Полевой В.В. Физиология растений. /В.В.Полевой/ М.: Высшая школа, 1989.-460С.
69. Поляков С.А. Адаптация растений регенерантов земляники к неблагоприятным условиям./С.А.Поляков, С.П. Расторгуев, А.В.Верзилин
70. Повышение эффективности садоводства в современных условиях. -2003.-№1.-С. 335-339.
71. Помазков Ю.И. Термическое обеззараживание плодовых и ягодных растений от вирусовЛО.И.Помазков, И.С. Литвиненко, И.Л Зленко. // Плодоводство и ягодоводство Нечерноземной полосы. Сб. научн. тр-НИЗИСНП. 1972.- Т.4.- С.363-371.
72. Попов Ю.Г. Оздоровление и размножение плодовых и ягодных растений методом культуры меристематических верхушек./Ю.Г.Попов // Методические указания М.: - 1979.
73. Пронин С.Н. Интенсификация садоводства и виноградарства-/С.Н.Пронин/М.: Колос.- 1983
74. Резниченко Л.Г. Основные закономерности развития земляники./Л.Г.Резниченко // Известия ТСХА 1958.- вып. 6 - С. 73-92.
75. Сабинин Д.А. Избранные труды по минеральному питанию растений-/Д.А.Сабинин/М.: Наука.- 1971.
76. Савин Е.З. Размножение клоновых подвоев плодовых культур зелеными черенками./Е.З.Савин // Садоводство и виноградарство 2001 - № 1.- С. 15-17.
77. Савздарг Э.Э. Методы получения элитного материала земляники и черной смородины.-/Э.Э.Савздарг/М.-Инф. Листок ГОСИНТИ 1970.
78. Семина Н.П. Проблемы производства сертифицированного посадочного материала яблоня в ЦЧР./Н.П.Семина// Промышленное производство оздоровленного посадочного материала плодовых, ягодных и цветочно-декоративных культур 2001.- С. 87-88.
79. Смирнов В.А. Электронно-микроскопические исследования распространения палочковидных частиц вирусов табачной мозаики в вегетативной почке больного томата./В.А.Смирнов // Биофизика 1956-Т.З., вып. 2.-С. 252-256.
80. Смирнов A.M. Рост и метаболизм изолированных корней в стерильной культуре.-/А.М.Смирнов/ М.: Наука. 1970.- 454 с.
81. Соловей Э.П. Влияние гиббереллина на развитие вегетативных органов земляники крупноплодной./Э.П.Соловей // Доклады ТСХА- 1972,- вып. 173.- С. 35-38.
82. Союзплодопитомник. Технология производства безвирусного посадочного материала плодовых, ягодных культур и винограда. 1986-168с.
83. Суркова О.Ю. Эффективность различных методов оздоровления смородины от вирусов./О.Ю.Суркова, Ю.Н. Приходько // Плодоводство и ягодоводство России. Сб. науч. тр. ВСТИСП 1995.- Т.1.- С. 193-198.
84. Сыроегина Г.С. Клоновые подвои яблони в Горьковской области./Г.С.Сыроегина, В.Н. Землянов // Сб. Клоновые подвои плодовых культур в СССР.-Мичуринск.- 1981-С. 19-22.
85. Сытник К.М. Мембранные механизмы регулирования ростовых процессов./К.М.Сытник // Успехи современной биологии- 1983 Т.95, вып. 1.-C.33-43.
86. Тарасенко М.Т. Зеленое черенкование в практику питомниководства/М.Т.Тарасенко//Садоводство 1967-№5-С. 24-25.
87. Трушечкин В.Г. Выращивание здорового посадочного материала земляники./В.Г.Трушечкин // Доклады ТСХА 1965 - вып. 102.- С. 381387.
88. Трушечкин В.Г. Выращивание здорового посадочного материала земляники.-/В.Г.Трушечкин,Ф.Я.Поликарпова/ М.: Колос 1972.
89. Трушечкин В.Г. Современные тенденции в развитии ягодоводства./В.Г.Трушечкин // Новое в агротехнике ягодных культур.-М.: Колос, 1972.
90. Трифонов Д. Производство свободного от вирусов и микоплазмов посадочного материала плодовых растений./Д.Трифонов // Международныйс.х. журнал 1975-№7 -С57-59.
91. Трифонова М.Ф. Гумат натрия, как экзогенный регулятор фотосинтетических процессов./М.Ф.Трифонова // Эффективность азотных удобрений.- 1988.-С. 135-140.
92. Тихонова И.Г. Пути и методы создания, оздоровленных и устойчивых к вирусным заболевания форм вишни./И.Г.Тихонов // Повышение эффективности садоводства в современных условиях.- 2003- № 1- С. 144-149.
93. Тхи Муой. Влияние индолил-уксусной кислоты на динамику активности цитокининов в листовых черенках фасоли при укоренении/Гхи Муой // Физиология растений.- 1984-Т.31, вып. 5 С. 909-913.
94. Умаров А.А. Бензимидазолы, их регуляторные свойства и функции.-/А.А.Умаров/Ташкент. 1990.
95. Уоллес Т. Земляника.-/Т.Уоллес/ М.: Иностранная литература, 1952.
96. Френкель Р. Механизмы опыления, размножения и селекции растений.-/Р.Френкель,Э.Галун/ М.: Колос, 1982.-С.28.
97. Фролова J1.B. Особенности популяции культивируемых клеток. // Культура клеток растений.-Л.В.Фролов/ М.: Наука, 1981- С. 5-16.
98. Фулбон Д. Вирусные и вирусоподобные болезни земляники./Д.Фултон, Д. Мак-Грю // Вирусные болезни ягодных культур и винограда,- М.: Колос, 1975.- С. 6-11.
99. Холодный Н.Г. Фитогормоны. Очерки по физиологии гормональных явлений в растительном организме.-/Н.Г.Холодный/ Киев, АН УССР, 1938.
100. Хон Б. Мобильность генома растений.-/Б.Хон,Э.Денис/ М.: Агропромиздат -1990.-271 с.
101. Чайлахян М.Х. Фотопериодизм и гормональная регуляция цветения растений./М.Х.Чайлахян // Успехи современной биологии 1974 - Т.78, вып. 1,- С.92-106.
102. Чайлахян М.Х. Автономный и индуцированный механизм регуляции цветения растений./М.Х.Чайлахян // Физиология растений.- 1975 Т.22, вып.6.- С. 1232-1265.
103. Чайлахян М.Х. Терминология роста и развития высших растений-/Р.Г.Бутенко/ М.: Наука, 1982,- С. 96.
104. Чекурова Г.В. Размножение клюквы крупноплодной в культуре in vitro./r.B.4eKypoBa // Бюлл. Г БС. 1990.- вып. 157.- С. 90-95.
105. Черевченко Т.М. Методические рекомендации по массовому размножению орхидей.-/Т.М.Черевченко/Киев, 1982.
106. Черников А.В. Изучение вирусологического состояния семенных подвоев яблони./А.В.Черников // Промышленное производство оздоровленного посадочного материала плодовых, ягодных и цветочно-декоративных культур 2001.- С. 72-74.
107. Чирятьева В.З. Морфогенез и условия образования вегетативных органов у садовой крупноплодной земляники. /В.З.Чирятьева / Автореф. дисс. канд. биол. наук: 06.01.04 -М.: 1966
108. Чухляев И.И. Разработка системы производства здорового посадочного материала земляники в Нечерноземной зоне./И.И.Чухляев/ Дисс. .канд. с.-х. наук: 06.01.07.- М., 1969.
109. Шаталова М.А. Современная технология возделывания земляники за рубежом.-/М.А.Шаталов/М.: 1975.-С. 60-69.
110. Шевелуха В. С. И др. Сельскохозяйственная биотехнология-/В.С.Шевелуха/ М.1998.
111. Шитт П.Г. Биологические основы агротехники плодоводства,-/П.Г.Шитт/М.: Госсельхозиздат, 1952,—159с.
112. Шипунова А.А. Клональное микроразмножение садовых растений./А.А.Шипунова/ Автореф. дисс. . канд.с.-х. наук.06.01.07-М.,2003.
113. Шмыгля В.А. Эффективность оздоровления земляники от вирусов методом культуры апикальных меристем./ В.Ю. Минаев // Интегрированная защита растений М - 1985 - С.49-53.
114. Эсау К. Анатомия растений.-/К.Эсау/ М.: Мир, 1965 563с.
115. Abbott A. J. Hyperhydration in cultures shoots // Long Aston Report. -1982.-P.130.
116. Abbott A. J. Practice and promise of micropropagation of Woody Species. // Acta Horticult. 1978. - V. 75. - P. 113-128.
117. Abbott A. J. Culture of Mallus tissues in vitro multiplication of apples plants from isolated shoot apices.// Sci. Horticult. 1976. - № 4. - P. 183-185.
118. Abeles F. В.// Planta. 1971. - T. 97 - P. 87-91.
119. Adams A. N. The effect of goossberry vien bandins virus on the growth and yield of goossberry and red currant. // J. of Hort. Sci., 1979. - V. 54. - № 23. - P. 25.
120. Aerts J. Einflues von viresinfection auf Ertrag bei Erdbeeren.// Der Erwerbeobetbau. 1972. - J g. 14. - № 5. - P. 65-67.122Alan M. Jones. Do we have the auxin reseptor yet. // Physiol. Plant. 1980. -V. 80.-P. 154-158.
121. Aldreefen A. et. al. In vitro rhizogenesis of Rose sp. in different substrates.// Acta Hortic. 1984. - V. 150. - P. 315-323.
122. Aldrufen A. Rooting and acclimatization of Pelargonium zonale plantlets.// Acta. Hortic. 1987. - V. 1. - № 212. - P. 361-366.
123. Ake Finne. Micropropagation of Rubus sp.// J. of Agricult. Sci. in Vinland. -1986.-V. 58.-P. 193-196.
124. Alajzy. C. Influence of microproprogation on the performance and quality of P22 root-stock in mather plantanion.// J. of fruit and ornament, plant research. -1994. V. 2. -№3.- P. 91-100.
125. Aloni B. The possible involvement of gibberellins and calcium in tipburn of Chinese Cabboge: study intact plants and detached leaves.// Plant Growth Regulation. 1986. - № 4. - P. 3-11.
126. Alvaro S. Effect of some Antioxidants on in vitro Rooting of Apple shoots.// Hort. Sci. 1984. - V. 25, - №.11. - P. 1435-1436.
127. Alvarer R. Relation ship between IAA levels in apple rootstocks cultures in vitro and adventitious root formation in the presence of IBA.// Plant Physiol. -1989. V. 89. - № 2. - P. 439-443.
128. Amitrani A. et. al. Influence of the moment of application of IBA and darkness on in vitro rooting of M27.// Agr. Med. Vol. 1989. - №119. - P. 417423.
129. Anderson W. C. Rooting of tissue cultured rhododendrons. // The Inter. Plant. Propag. Soc. 1978. - V.28. - P. 135-139.
130. Anderson H. M. Etiolation as an aid to rooting.// Comb. Proceed. Inter. Plant. Propagat. Soc. 1981. - V. 31. - P. 331-341.
131. Strawberry propagation behaviour of tissue culture plants.//Grower.-1981.-V.31.-№2.-P66-68.
132. Anderson H. M., Abbott A.J. Micro-propagation of strawberry plants in vitro effect of growth regulators on incidence of multiapex abnormality.// Sci. Hortcult. 1982. - №16. - P. 331-341.
133. Anderson H. М., Sally Е. Wiltshire. Strawberry Physiology.// Long Ashton Res. Station.-1982.-P. 13-15.
134. Anderson H. M. How to micropropagation strawberries grow.// Grower. -1983.-V. 29.-№ 19.-P. 20-21.
135. Anderson H. M. Runnerig of microporated Cambridge vigor strawbeery plant.// Yong Asht. Res. St. 1983. - P. 107-108.
136. Anderson W.C. A. Revised Tissue culture medium for shoot multiplication of Rododendron.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1984. - V. 109. - №.3. - P. 343-347.
137. Annemarie Sauer. F. et.al. Different Suitability for in vitro Propogation of Rose Cultivars.// Gartenbauwissenschaft. 1985. - V. 50. - № 3. - S. 133-138.
138. Antonia H. et. al. Evidence by Gel Fitration for solubilization of NAA by nonionic surfactans Miceller.// Hort. Sci. 1980. - V. 25. - № 10. - P. 1302-1303.
139. Arthur P. Carter. Research current and proposed projects.// Nurseryman and Garden Centre. - 1972. - V. 155. - №2. - P. 38-39.
140. Arney S. A. The effect of leaf primordia and auxin on leaf initiation ration strawberry.// Planta. 1968. - V. 82. - №. 2. - P. 235-244.
141. Ascunia J. Feliciano. In vitro rooting of Schoots from Embryo cultured Peach seedlings.// Hort. Sci. - 1983.- V. 18. - №5. - P. 705-706.
142. Atkinson A. The effect of medium composition on the subsequent initial performance of micropropageted strawberry plants.// Acta Horticult. 1986. - V. 2. -P. 877-878.
143. Atanassov A. Method for continuous bud formation in tissue cultures of suger beet.// Z. Planzenzucht. 1980. - V. 84. - №1. - P. 23-29.
144. Athanasis S. Light treatments to improve efficiency of in vitro propagation systems.// Hort. Sci. 1986. - V. 21. - №3. - P. 819.
145. Athanasious S. Economon Paul E. Read. Influence of Light Duration and Jrradiance on micropropagation of hardy deciduous Azalea.// J. Am. Soc. Hort. Sci.-1986.-V. 111.-№1.- P. 146-149.
146. Athanasaous S. Economon Panl E. Read. Light quality control of shoot and root formation in vitro in petunia culture.// Hort. Sci. 1986 - V. 21 - №3. - P. 761-819.
147. Axmed H. L. Andrea M. Acta. Hortic. 1987. - V. 1. - №212. - P. 99-106.
148. Bailey J. S., Rossi A. W. Time digging and method storing of strawberry plants for spring planting.// Proc. Amer. Hort. Sci. 1964. - V. 84. - P. 319-326.
149. Baleriola -Lucas C. Comparisons between non rooting initial cultures and rooting long term cultures.// Aust. Hort. Res.Let. - 1983. - №55. - P. 75.
150. Baumann G. Possibilities and limitations of producing virus free raspberries by tissue culture.// Obstban. - 1981. - V. 6. - №3. - P. 88-89.
151. Ballester A. Etiolation as a pretreatment for in vitro establishment and multiplication of mature chestnut.// Physiol. Plant. 1989. - V. 7. - №3. - P. 395400.
152. Baolin Z. Stoltz L. P. Acclimatization systems for Euplorbia fulgens microcuttigs.// Hort. Sci. 1989. - V. 24. - №6. - P. 1025-1026.
153. Baolin Zhag L. P.// Hort. Sci. 1989. - V. 74. - №6. - P. 1025-1026.
154. Barlass W. J. R. et. al. Shoot Regeneration in vitro from native Australian fruitbearing Frus-quandons and Plum Bush.// AustJ. Bot. 1980. - V. 28. - P. 405-409.
155. Bartoline G. The effects of regulators of ethylene synthesis on rooting of Olea European L. cuttings.// Acta Horticult. 1986. - V. 8. - P.179.
156. Bartoline G. The effects of ethylene on rooting of Olea Eurapea L. cutting.// Growth regulators influing production. 1985. - P. 176.
157. Batten D. J. et. al. Ethylene and adventious root formation in hypocotel segment of Etiolation mung bean.// Plantas. 1978. - V. 138. - P. 193-197.
158. Bee X. X., Chen. W. L. The effect of activated charcoal an the adsorption of plant growth regulators in culture medium.// Acta Phytophysiol. Sci. 1988. - V. 14. №4.-P. 401-405.
159. Beyer M. Ethylene Modification of an Auxin Pulse in Catton stem sections.// Plant Phisiol. 1969. - V.44. - P. 1690-1694.
160. Beech M. G. The effect of in vitro cytokinin concentration on the fruiting and growth of conventionally propagated strawberry runner progeny.// J. of Hort. Sci. -1988.-V. 63. -№1.-P. 77-81.
161. Bengtson. C. Water stress, transpiration, kinetin and ABA.// Physiol Plant. -1979.-V. 45.-P. 183-188.
162. Beattie D. How release fertilization aids container - growing tees.// Sci. inagricult. - 1981. - V.28. - №4. - P.8.
163. Bell H. K.,Downes J. D. The relation of blossom removal to runners plant development, berry size and yield.// Quarterly bulletin. 1962. - V. 44. - №4. - P. 619-624.
164. Benne R. Verfahren den Jungpflanren vermerung von Erdbeeren in Havelobstanbaugebit.// Gartenbau. - 1972. - V. 19. - №6. - S. 44-46.
165. Biondi S. Polyamines and Ethylene in relation to adventitious root formation in Prunus avium shoot culture.// Physiol. Plant. 1990. - V. 78. - №3. - P. 475483.
166. Bollimark Marie et. al. Variation in endogenous cytokinins content during adventitious root formation in pea cuttings.//J. Plant Physiol. 1988. - V. 132. -№3. - P. 262-265.
167. Borena Borkowska. Uptake and translocation of Cu2 + is sour cherry shoots cultivated in vitro.// Sci Hort. 1989. V. 40. - P. 35-41.
168. Bowden AM Comb. Proc. Jnter. Plant. Propag. Soc. 1985. - V. 34. - P.76-78.
169. Boot M., Jr. 0. Verdonok. Physical propertice of peat and monlde by perlite and foam plastics in relation to ornamental plant growth.// Symposium on peat in horticulture. 1971. - V. 18. - P. 9-25.
170. Boxus Ph., Quoirin M. La culture de meristemes apicoux de gulgues especes de Prunus.// Bull. Soc. Roy. Bot. Belg. 1974. - V. 107. - №1. - P. 91-101.
171. Boxus Ph. Rapid production of virus-free strawberry by in vitro culture // Acta Hort. 1976. - V. 66. - P. 35-38.
172. Boxus Ph., Quoirin M., Laine J. M. Large scale propagation of strawberry plants from tissue culture.// Appl. and Fundam. Aspects. Plant Cell. Tissue and Organ Cult.-1977.- P. 130-143.
173. Biondi S., Canciani L. Uptake and translocation of benryladenine by elm shoots cultured in vitro.// Can. J. Bot. 1984.- V. 62, - № 11. - P. 2385-2390.
174. Bio Industry. 1985. V.2. - № 9. - P. 764-766.
175. Blaich R. Studies on in vitro cultures of grape organs and meristems with the aim of selecting and preserwing genotypes.// Bull, de joiv. 1985. - V. 58. -№650/651.-P. 391-395.
176. Blanke M. M., Belcher A. P. Stomata of apple leaves cultured in vitro.// Plant. Cell. Tissue and Organ Culture. 1989. - V. 19. - № 1. - P. 85-89.
177. Blake T. J. Physiol Plant. 1983. - V. 57. - P. 210-216.
178. Blatt C. R. Crouse D. W. Effect of gibberillic acid and nitrogen on the strawberry.// Hort. Sci. 1970. - V. 5. - № 5. - P. 437 - 438.
179. Borkowska B. Micropropagation of sour cherry cultivar Shatten Morelli.// Fruit Sci. Report. - 1983. - V. 10. - № 2. - P. 59-66.
180. Borkowska B. Dormancy of sour cherry plantlets propagated by in vitro culture technique.// Growth. Regue. in fruit product. 1985. - P. 20.
181. Bowden A. Transferring tissue cultured plants in particular grevilleas to nursery environment.// Comb. Proc. Inter. Plant. Propagator's Soc. - 1985. - V. 34.- P. 76-78.
182. Briggs B. Commercial production of ericaeious plants by tissue culture.// Acta Hortic. 1988. - V.2. - № 212. - P. 644.
183. Broome C. Zimmerman R. H. In vitro propagation of Blackberries.// Hort. Sci.- 1978.-V. 13,-№2.-P. 151-153.
184. Broertyes С., Lock С. The use of irradiated soil in establishing in vitro adventitious plantlets of chrysanthemus.// Acta Botanic. Nederlandic. 1984. - V. 33. - № 3. - P. 375.
185. Bressan P. H., Kim J. J. Factors Affecting in vitro Propogation of Rose.// J. Am. Soc. Hort. Sci. -1982.- V. 107. № 6. - P. 979-980.
186. Brian K. A correlation of stem anatomy with differential rooting of etiolated and light-growth carpinus betulus cuttings.// Program and Abstracts. 1988. - P. 773.
187. Brian С. H., Hicks G. Micropropagation of the Cold-hardy apple rootstock KSC-3.// Can. J. of Plant Sci. 1989. - V. 69. - № 2. - P. 555-564.
188. Branke M. M. etal. Plant Cell Tissue and Organ Cultur. 1983. - V. 19. - № l.-P. 85-89.
189. Bull. OEPP. Certification scheme for Malus, Pyrus and Cydonia. 2001. - V. 31.-№4.-P. 445-466.
190. Cameron J. S. Gas exchange properties on micropropagated and conventionally propagated strawberry.//Hort. Sci. 1986. - V. 21. - № 3. - P. 774.
191. Cameron J.S. The influence of micropropagation on yield components, dry matter partitioning and gas exchange characteristics of strawberry.// Sci. Hort. -1989. -№38.-P. 61-67.
192. Cameron J. S. et.al. the field performance of strawberry nursery stock produced originally from runners or micropropogation.// Adv. Strawberry Prod. -1985.-№4.-P.56-58.
193. Caldas R. A., Caldas L. S. Nitrate, Ammonium and kinetin Effects on Growth and Enzyme Activities of Paul's Scarlet Rose Callus.// Physiol. Plant. 1976. - V. 37.-P. 111-116.
194. Capellades M. Leaf water loss and ion content in the guard cells of tissue culture Rose multiflora.// J. Am. Soc. Hort sci. 1990. - V. 115. - № 1. - P. 141145.
195. Cardenas Lare. Alicia et.al. Potencial osmotica del medio de cultivocon differents components parala propagation in vitro.// Rev. fito teen. Мех. 2002. -V. 25. - №2. - P. 213-217.
196. Castelli M. Comparative response of standart and spur apple cultivars to growth regulators in the in vitro culture.// Acta Horticult. 1986. - V. 2. - № 178. -P. 875.
197. Casper T. Vitrification of carnation in vitro changes in ethylene production, ACC level and capacity to concert ACC to ethylene.// Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 1985. - V. 4. - №3. - P. 215-223.
198. Cantos M. Variacion del ph del substrato у conteuido de diversas nutricultus en explantos de especies lenosas cultivadas in vitro.// An. Edafoly agrotial. 1986. -V.45.-№11-12.-P. 1655-1668.
199. Chu C. J. Effects of micropropagation techniques on guowth and development of miniature roses.// Hort. Sci. 1990. - V. 25. - № 3. - P. 138.
200. Cheema G. S., Sharma D. P. In vitro propagation of apple.// Plant Cell Cult. Crop.-1981.-P. 1983.
201. Chen W. The effect of activated Charcoal on the adsorption of plant growth regulators in culture medium.// Acta Phytophysiol. 1988. - V. 14. - №4. - P. 401405.
202. Chris H. Bornman. Effect of rigiolity of gel medium on БАР induced adventitious bud formation and vitrification in vitro.// Physiol. Plant. 1989. - V. 61.-P. 505-512.
203. Christopher H. et.al. Micropropagation of the Coldhardy apple root stock KSC 3.// Can. J. of Plant Sci. - 1989. - № 69. - P. 555-575.
204. Christe С. B. Rapid propagation of Aspens and Silver poplars using tissue culture techniques.// The Inter. Plant. Prop. 1978. - V. 22. - P. 255-260.
205. Christianson M. L. Organogenesis in vitro, as a Developmental Process.// Hort.Sci. 1988. - V. 23. - №3. - P. 515-519.
206. Cersani M., Leshen В., Sachs Т. Impaired polarity in abnormal plant development.//J. of Plant. Phisiol. 1986. - V. 123. - №1.- P. 91-95.
207. Clerjlau M., Rancillac. M. The position regarding strawberry decline in Franc.// Revue. Horticoll. 1983. - № 237. - P. 39-42.
208. Cohen D. Micropropagation of tree fruits.// The Inter. Plant. Propagat. Sci. -1980.-V. 30.-P. 141.
209. Coombes A. J. Effect of cooper on IAA oxidase.// Z. Pflanrenphysiol. -1976. - V. 80. - P. 236-242.
210. Collins W. В., Smith C. R. Soil moisture effect on the rooting and early development of strawberry runners.// J. Am. Soc.Hort.Sci. 1970. - V. 95. - № 4. -P. 417-419.
211. Collins W. B. Greenhouse studies on organic matter, phosphorus, soil compaction and soil moisture as related to strawberry growth.// Diss, Abst. 1961.
212. Comb J. A., Newton S. Propagation of kangaroo paws using tissue culture.//J. of Hort Sci. 1981. - V. 56. - №2. - P. 181-183.
213. Conner L. W. Comparative water loss from leaves of solanume leciniatum plants in vitro and in vivo.// Plant Sci. Letters. 1984. - V. 30. - №3. - P. 241-246.
214. Coore I. J. Some effects of light and nutrition on the growth strawberry.// J. Hort. Sci. 1969. - V. 44. - № 1. - P. 49-55.
215. Colin R. Norton.// Hort Sci. 1986. - V. 21. - №3. - P. 699.
216. Collet G. F., Le. C. Y. Role of auxin during in vitro rhisogenesis of rose and apple trees.// Acta Hort. 1987. - V. 1. - №212. - P. 273-280.
217. Cronauer S. S., Krikorian A. D. Reinitiation of vegetative growth from aseptically terminal floral apex of banan.// Am. J. of Botan. 1985. - V. 72. - №10. -P. 1598-1601.
218. Curtbengtson J. et.al.// Physiol. Plant. 1975. - P. 183-188.
219. Dalet F. Effect of IAA and IBA on the regrowth in greenhaus conditions of plantlets of Prunus avium rooted in vitro.// Comptes Rendes Academic a Agriculture de France. 1988. - V. 73. - №6. - P. 95-102.
220. Dannielly J. Fixation of C02 in tissue culture red raspberry prior to and after transfer to soil.// Plant Cell Tissue, Organ Culture. 1984. - V. 3. - P. 313-317.
221. Darrow G. M. Development of runners and runner plants in the strawberry.// U. S. dep. of agr.tech.bull. 1929. - V. 122. - P. 1-28.
222. Darrow G. M., Waldo G. Responses of strawberry varieties and species to duration of the daily light period.// U. S. D. A. Tech. bull.- 1934. V. - 453. - P. 31.
223. Darrow G. M. Interrelation of temperature and photoperiodism in the production of fruit buds and runners in the strawberry .//Rep. fr. proc. am. soc. hort. sci. 1937. - V. 34. - P. 360-363.
224. Darrow C. W. The morphology and physiology of the strawberry.// The strawberry. 1966. - P. 314-354.
225. Davies F. Т., Hartmann H. T. The physiological basis of adventition root formation.// Acta Horticut., International symposium on Vegetative Propagation of Woody Species. 1987. - №227. - P. 113.
226. Dayuan Wang. Tissue culture of Fruit crops in China.// Hort Sci. 1988. - V. 23.-№6.-P. 962-964.
227. David L. Rayle et. al. Rapid Growth Responses in the Avens Coleoptile a comparison of the Action C02 and Auxin.// Plant. Growth Substances. 1972. - P. 44-51.
228. David L. Smith et.al. Ethylene associated phase change from juvenile to mature phenotype of daylily.// Phisiol. Plant. - 1989. - V. 76. - P. 466-473.
229. Davies D. R. Rapid propagation of roses in vitro.// Sci. Hort. 1980. - V. 13. - P. 385-389.
230. Debergh P. С. et.al. A scheme for commercial propagation of ornamental plants by tissue culture.// Sci. Hortic. 1981. - V. 14. - №4. - P. 335-345.
231. Deleplangue H. An intelligent robotic system for in vitro plantlet production.// In Proceedings of the 5th Inter confer, on Robotvision and Sensory. Control. -1985.-P. 29-31.
232. Dan hua Li., Meredith C. P. The Influence of explant origin on Tissue Browning and shoot Production in shoot Tip Cultures of Grapevine.// J. Am. Soc. Hort. Sci. - 1986. - V. 111. - №6. - P. 972-975.
233. Damino C. Nursery runner plant production, fruiting and behavious of micropropagated strawberry plant.// Ann. dell Istituto Sperimen perla Frutticol. -1982. -№13. -P. 69-78.
234. Dattee M. Brenchard. In vitro culture and cell biotechnologies applied to plant breeding present state and perspectives.// Acta Horticult., 1986. - № 113. - P. 1728.
235. Daniel D. R. Tissue culture approaches commercial production.// Amer. Nurseryman. 1988. - № 154. - P. 14-69.
236. Dennis F. G., Bennett H. Effect of gibberellic acid and deflowering upon runner and inflorescence development in an everybearing strawberry.// J. Am. Soc.hort.sci. 1969. - V. 94. - №5. - P. 534-537.
237. Dennis F. G. et.al. Effects of photoperiod and ather factors upon flowering and runner development of tree strawberry cultivars.// J. Am. Soc.hort. Sci. 1970. - V. 95. - № 6. - P. 750-754.
238. Dennis P., Stmart et.al. In vitro shoot proliferation of Pyrus calleriana from vegetative Buds.// Hort. Sci. 1989. - V. 24. - №2. - P. 298-299.
239. Desyardins J. Effect of C02 enrichment and high photosynthetic photon flux on development of autotrophy and growth of tissue cultured strawberry, raspberry and asparagus plant.//Acta Horticult. - 1988. - № 230. - P. 45-53.
240. Devis F. Т. The physiological basis of adventitious root formation.// Acta Hopticultural Inter. Symp. on Veget. Propagation of Woody species. 1989. -№227.-P. 113.
241. Desjardins J. Gosselin A., Jelle S. Acclimatization of in vitro strawberry Plantlets in C02 enriched Envizoments and Supplementally Lighting.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1987. - V. 112. - №5. - P. 846-851.
242. Deoguatias J. M., Lutz. A. In vitro micrografting of shoot tips from juveniale and adult prunus avium and prunus persica.// Acta. Horticult. 1986. - №193. - P. 139-146.
243. Donnelly D. J., Vidaver W. E. Leaf anatomy of red raspberry transferred from culture to soil.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1984. - V. 109. - № 2. - P. 172-176.
244. Donnelly D., Smith R., Muller F. In vitro culture of three rubus specias.// Acta Horticult. 1980. - № 112. - P. 69-75.
245. Doolan D. W., Hennerby M. J., Moorgan J. V. Culture of micropropagated strawberry plants in nutrient film technique.// Acta. Horticult. 1983. - № 133. -P. 103-109.
246. Druart P. In vitro promotion of root formation by apply shoots trough darkness effect on endogenous phenols and peroxidases.// Z. Pflanrenphysiol. 1982. - № 1085.-P. 429-436.
247. Driver J. A. In vitro propagation of Paradox Walnut Rootstock.// Hort. Sci. -1984. V. 19. - № 4. - P. 507-509.
248. Diane Cross G. C. Multiphlying miniatures rose.// HTY. 1982. - V. 192. -№ 1. - P. 18.
249. Dieter Klambt. Plant Hormone Receptor. 1986.
250. Dijck R. Van. Role of ethylene and cytokinins in the initiation of lateral shoot growth in bromeliads.// Plant Physiology. 1988. - V. 86. - № 3. - P. 836-840.
251. Dollerel J., Novak F. J. Effect of plant tissue culture media on the frequency of somatic mutations in Tradeskantia stamen hairs.// Z. Pflanzenphysiol. 1984. -№144.-P. 51-58.
252. Donnau A. et.al. Establishment of tissue culture Growth plants in the Greenhause environment.// Hort. Soc. 1978. - V. 91. - P. 235-237.
253. Donnely D. J.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1984. - V. 109. - № 2. - P. 177-181.
254. Donnelly D. J., Shelton F. E. Hydothode Structure of micropropagated Plantlets and Greenhause grown "Totem" strawberry Plants.//J. Am. Soc. Hort. Sci. 1987. - V. 112. - №5. - P. 755-759.
255. Dragent. K. J. et.al. Alginate based solid media for plant tissue culture.// Aplied Microbiology and Biotechnology. - 1989. - V. 31. - № 1. - P. 79-83.
256. Drainerd E. et.al. Acclimatization of Aseptically cultured Apple Plants to Low Relative Humidity.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1981. - V. 106. - №4. - P. 515518.
257. Dunstan D. et.al. Propagation in vitro of apple rootstock M4: effect of phytohormonus on shoot guility.// Plant. Cell Tissue organ Culture. 1985. - V. 4. -№1.-P. 55-60.
258. Duron M. In vitro propagation of the ornamental INRA Malus x Perpetu. Evereste.// Hort. Sci. 1984. - V. 22. - P. 133-178.
259. Dubois L. A. Comparison of the plant habit of pot rosses propagated in vitro and cuttings.// Acta Horticult. 1988. - V. 2. - № 226. - P. 611-613.
260. Edmonds J. Nursery stock an industry facing great difficulties.// Grower. -1982.-№18.-P. 78.
261. Eduardo Leiger. et.al.// Plant Physiol. 1985. - V. 77. - P. 456-460.
262. Eliasson I., Bollmark Marie. Ethylene as possible mediator of light induced inhibition or root growth.// Physiol Plant. - 1988. - V. 72. - № 2. - P. 605-609.
263. Ellen Sutter.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1988. - V. 113. - №2. - P. 234-238.
264. Elmo M., Beyer I. The sequence of the effect of ethylene on transport uptake and decarboxylation of auxin.// Plant Physiol. 1969. - V. 44. - P. 1690-1694.
265. Evans A., Sharp W. P. Plant regeneration from cell cultures.// Hort. Review. -1981.-V.3.-P. 214-314.
266. Feucht W., Schmid P. et.al. large scale trial of raspberries propagated in vitro: 0.68% of off-types and enzyme pattern of atypical fruits.// Erwerbsobstbau.- 1985. V. 27. - №7. - P. 167-169.
267. Feucht Walter.// Mitt Klostereuburg. 1987. - V. 37. - №1. - P. 16-20.
268. Filiti N. et.al. In vitro rhizogenesis: histoanatomicul aspects on Prunus root stock.// Advans in Horticultural Sci. 1987. - V.l. - №1. - P. 34-38.
269. Fisichell M. et.al. Effects of carbon dioxide and oxyzen on somatic embryogenesis in guince.// XXV International Horticult. Congress Brussels. -1998.- P. 400.
270. Flege I., Mc. Namare D. The elimination of strawberry leaf nematode Aphelenchoides fragaria from the English nuclear stock propagation schemen.// Plant Protection for Human Weefar. 1983. - №2. - P. 878.
271. Fouad H. Hormonal control of phenotypic behavior of tissue culture propagated strawberry.// Program and Abstract. 1988. - P. 757.
272. Frinka D. Tissue cultured raspberry plant establishment.// Hort. Sci. - 1990.- V. 25. №3. - P. 162.
273. Frett 1.1., Smgula I. M. In vitro shoot production of low bush blue berry.// Can. J. Plant. Sci. 1983. - V. 63. - №2. - P. 467-473.
274. Fari M. Thin PVC foil covering TPFC an efficient method for cultural and preaclimatiration of in vitro plant culture.// Acta Horticult. 1987. - V. 1. - №212. -P. 371-374.
275. Farthing I. G. Propagation technigues for Ficus robusta.// Acta Horticult. -1988. V. 2. - №226. - P. 489-498.
276. Fabbri A. et.al. Anatomical observations on the roots of vegetatiely propagated Paradox planteets.// Rivistadi Frutticoltural di Ortofloriculture. 1985. -V. 47.-№11.-P. 43-46.
277. Famus D. J. Futher evidence in support of interactive model in stomatol control.// J. of Ex. Bot. 1987. - V. 37. - №178. - P. 657-665.
278. Favre J. M. et.al. In vitro production of tendrils flower and berries in grapevine.// Annales del Amelioration des Plantees. 1979. - V. 29. - №3. - P. 247-257.
279. Frank A. et.al. Effects of selected putative inhibitors of ribonucleic acid or protein synthesis on adventitious formation.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1981. - V. 106.-№ l.-P. 8-11.
280. Franco Tognoni. Acidic Root Promoting Growth Inhibitors found in Piece and Chamae cyp aris.// J. Am. Hort. Sci. - 1972. - V. 97. - №5. - P. 574-575.
281. French С. I. Rooting of Rhododendron cutting as related to stem carbo -hydrate concentration.// Hort. Sci. 1990. - V. 25. - №4. - P. 409-411.
282. Frenkel Ch. et.al. Evidence for a nonmobile component regulating root initiation.// Hort. Sci. 1970. - V. 5/4. - P. 63.
283. Fuchigami L. H., Cheng Т. V. Abaxial Transpiration and Water Loss in Aseptically cultured plum.// J. Am. Soc. Hort. Sic. 1981. - V. 106. - №4. - P. 519-522.
284. Fucks J., Chalutz E. Ethylene Biochemical Physiological and Applied Aspects.// Pepper Amer. Soc. Of Agric. Engineers. 1988. - V. 88. - P. 1026.
285. Gad Alexander E. Rooting and subsequent vegetative growth of geranium cutting improved by 4-chlororesorcinol.// Jsr. J. Bot. 1987. - V. 36. - №4. - P. 185-189.
286. Gaggioli D. Orchard Response of micropropagated sour cherry and Apple cultivars.// Sci. Hort. 1989. - №38. - P. 201-209.
287. Gawel N. I. In vitro Propagation of Miscanthus sinensis.// Hort. Sci. 1980. -V.21.-№10.-P. 1291-1293.
288. George Oki. Setting up a tissue culture system.// The Inter, plant, propogat. Soc.-1978.-V. 28.-P. 344.
289. Geneve R. L. Root Formation in Cuttings of English Ivy treated with Paclobutrazol.// Hort. Sci. 1980. - V. 25. - №6. - P. 709.
290. Geoffrey Latham. The nuts and bolts of tissue culture.// Nurserymans Garden centre. 1982. - V. 170. - №8. - P. 2-6.
291. Gersani M. Impaired Polarity in Abnormal Plant Development.//1. Plant Physiol. 1986. - V. 123. - P. 91-95.
292. Gliemoroth K., Schule D. In vitro culture von strauchberenobst zur Bereistellung gesumden Pflanzen materials.// Gartenbau. 1982. - V. 29. - №7. -P. 213-215.
293. Goodwin С. H. The role of auxin in leaf development.// Am. J. Botan. 1937. - V. 24. - №1. - P. 43-51.
294. Gordon J., Mc. Intyre. The role of nutrition in apical dominance.// Intergration of activity in the higher plant. 1977. - P. 251-273.
295. Gront B. W. W., Mileam S. Photosynthetic development of micropropagation strawberry plantlets following transplantins.// Am. of Botan. 1985. - V. 55. - P. 129-131.
296. Gront B. W. W. Photosynthesis of regenerated plantles in vitro and the stresses of transplantins.// Acta. Horticul. 1988. - V.230. - P. 129-135.
297. Grewal S. In vitro Proliferation of shoot Apices of Eucaluptus citriodora Hoot.// Ind. Ixp. Biol. 1980. - V. 18. - P. 775.
298. Gundy M. P. An alternative gelling agent for culture and studies of nematodes, bacterio, fungi and plant tissue.// J. of Nematology. 1988. - V. 20. -№3. - P. 478-485.
299. Gupta P. K. et.al. Tissue culture of forest trees clonal propagation of mature trees of Eucalyptus citriodora Hock.// Plant Sci. Lett. 1981. - V. 20. - №3. - P. 195-201.
300. Guttridge С. C. Observation the shoot growth of the cultivated strawberry plants.// J. Hort. Sci. 1955. - V. 30. - № 1. - P. 1-11.
301. Guttridge С. C. Further evidence for a growth-promoting and flower-inhibiting hormone in strawberry.// Am. Botan. 1959. - V. 23. - №90. - P. 612621.
302. Hackett P. W. The influence of Auxin Catechol and Mithanolic Tissue cultured shoot Apicex of the juvenilea and Adult Forms Hedera helix.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1970. - V. 95. - №4. - P. 398-402.
303. Haffner V. Maturation of woody plants: a review of metabolic and genomic aspects.// Ann. Sci. For. 1991. - V. 48. - P. 615-630.
304. Hammerschlag F. Factors Influencing in vitro multiplication and Rooting of the Plum Root Stock Myrobalan Prunus cerasifera.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1982. -V. 107.-№1.-P. 44-47.
305. Handelmann W. Uber versuchezur rhohung der vermehrung von Erdbeerpflanzen.// Gartenbauwissenschaft. 1963. - V. 28. - № 3. - P. 453-462.
306. Hayashi M., Nakayma M. An application of the acclimatization unit for growth of carnation explants and for rooting and acclimatization of the plantles.// Acta Horticult. 1988. - №230. - P. 189-194.
307. Hegedus P. Actions dephends sur les maltormations observeer oher les portegreffes de pommiers M26,0-3, cultives in vitro.// Rev. Can. Biol. Exp. -1983. -V. 42. -№ 1.-P. 33-38.
308. Heuser C. W., Harker J. Tissue culture propagation daylilies.// Comb. Proc. Intemat. Plant Propagators Soc. 1976. - V. 26. - P. 269-272.
309. Hetcher P. A. Physiol. Plantarum. 1988. - V. 73. - №3. - P. 401-405.
310. Hempel Т., Hempel M. Yong-term storage of garbera rooted in vitro.// Acta Horticult. 1987. - V.l. - № 212. - P. 360.
311. Hedtrich T. Gewebekulturs Reistrauchbeerenobst und Resultate in der Paxis an Wendung.// Rheinische Monatsachenrift. 1983. - V. 71. - № 2. - P. 52-54.
312. Hellen Longbottom, Tobutt K. R., Jones O. P. Propagation in vitro of fruit trees.// East. Mailing Res. St. 1979. - P. 184-185.
313. Hicks G. S. Adventitious rooting of apple microcuttings in vitro: an anatomi study.// Can. J. of Botany. 1987. - V. 65. - №9. - P. 1913-1920.
314. Horticulture Industry. 1981. - P. 10-11.
315. Howard В. H., Vasek J. Rejuvenation of pixy plum rootstock by micropropagation.// Rep. East. Mailing. Res. St. 1985. - P. 65.
316. Hosoki T. et.al. In vitro propagation of herbaceous peony (Paeonia lactiflora) by longitudinal shoot split method.// Plant Cell Reports. - 1989. - V. 8. - № 4. -P. 243-246.
317. Huetteman C. Thidiruron: a potent cytokinin for woody plant tissue culture.// Plant Cell Tissue and Organ Culture. 1983. - V. 33. - P. 105-119.
318. Hussey G. In vitro propagation of Gladiolos by precocious axillary shoot formation.// Sci. Hort. 1977. - V. 6. - № 4. - P. 287-296.
319. Hussey G. Tissue culture propagation and its application to some ornamentals.// Sci. Hort. 1977. - V. 28. - № 3. - P. 93-99.
320. Hussey G. The Effect of interactions between growth regulators on plant Growth and yield.// Hormones and shoot production in tissue culture. 1979. - № 2. - P. 19-29.
321. Jalour K. Studies of Nucleic Acids and Protein metabolism during Initiation of Adventitious Roots.// Planta. - 1971. - V. 97. - P. 16-27.
322. James F. Harbage. Relation of ethylene to root development in Malus dome -stica microcuttings.// Programm and Abstract. 1988. - P. 776.
323. James E., Hutchinson. Factors effecting shoot proliferation and root initiation in organ culture of the apple "Nother spy".// Sci. Hort. 1984. - V. 22. - P. 347358.
324. James D. J. et.al. The control of rhizogenesis in vitro in difficult to - root apple rootstocks.// Plant tissue culture. - 1982. - P. 187-198.
325. James D. J. Addventitious root formation in vitro in apple rootstock (Malus pumila). I Factors affecting the light sensitive phas in M 9.// Physiol. Plant. -1983.-V. 57. -№1.-P. 149-153.
326. James D. J. Adventitious root formation in vitro in apple rootstock (Maluspumila).II Uptake and distribution of IAA during auxin sensitive phase in M 9 and
327. James D. et.al. Rapid in vitro rooting apple rootstock M 9.// Hort. Sci. 1979. -V. 54.-№4.-P. 308-311.
328. James D. J. et.al. Micropropagation of Red Raspberry and the influence of phloroglucinol.// Sci. Hort. 1980. - V. 12. - №4. - P.
329. James F. Hartage. The influence of ph on auxin-induced adventitious root initiation in Malus domestica.// Hort Sci. 1990. - V. 25. - №9. - P. 124.
330. James D. J. The role of auxin and phloroglucinol in adventitions root formation in Rubus and Fragaria growth in vitro.// J. Hort.Sci. 1979. - V. 54. -№4.-P. 273-277.
331. James D. J., Knight V. H., Thurbon I. J. Field performance of tissue cultured Rubus.// East. Mailing. Rec. St. - 1975. - P. 192.
332. Jannl G. Das Virus problem in Rahman der Erdberpflanzenenvermehrung.// Bes. Obst. 1973. - Jg. 18. - № 5. - S. 70-73.
333. Jarvis В. С. et.al. the interaction between auxin and boron in adventitious root development.// New Physiol. 1984. - V. 97. - P. 197-204.
334. Jean H. Gould et.al.// Plant Tissue organ Culture. 1985. - V. 4. - P. 29-42.
335. Jennifer Crane. Medium overlages for Improved Hardening of Micropopagated Potatou.// Hort. Sci. 1990. - V. 27. - №7. - P. 794-795.
336. Jeanne Gunning. Yong term storage techniques for in vitro plant Germplasm.// The Int. plant. Prop. Soc. - 1985. - P. 199-205.
337. Jones 0. P., Hadlow W. C. Juveile like character of apple trees produced by grafting scions and rootstocks, produced by micropropagation.//J. Hort. Sci. -1989.-V. 64.-№4.-P. 385-401.
338. Joung M. I., Cameroun I. S. Influence of Growth Regulators and nitrogen form on micropopagation of Rabliteye blueberris.// Fruit Variet. J. 1985. - V. 39. -№1. - P. 16-18.
339. Jshida M. In vitro propagation of Prunus japonica, a dwarfing root stock for peach tree.// J. of the Jap. Soc. for Hort. Sci. 1989. - V. 59. - №1. - P. 49-54.
340. Jile L., Hayward. Acclimatization of tissue culture devived Rose shoots to the Greenhouse environment.// Program and Abstract. - 1988. - P. 880.
341. John Weir.// Professional Hortic. 1985. - V. 3. - P. 35-38.
342. John 0., Fretty. In vitro shoot production of lowbush blueberry.// Can. J. Plant. Sci. 1983. - V. 63. - P. 467-482.
343. John L. Griffis. How we have over come the problem of establishing plantlets in soil.// Am. Nurseryman. 1984. - V. 160. - №8. - P. 73-76.
344. Jones О. P. et.al. Propagation in vitro of M 26 apple rootstocks.// J. Hort. Sci. 1977. - V. 52. - №2. - P. 235-238.
345. Jrwin J. E., Chee Ph. D. The Role of micropropagation in commercialization of plant biotechnology.// Inter symposium for Horticult. 1988. - P. 11-15.
346. Karno Jwaraki. Effect of Chilling Calcium Cyanamide and Bud scale Removal on Bud Break. Rooting and Inhibitor content of Buds of Zinfandel Grape.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1977. - V. 102. - №5. - P. 584-588.
347. Kakar R. K. et.al. Effect of exogenous amminoacid application on rhizogenesis in hypocotyls cuttings Phaseolus vulgaris.// Current Sci. 1988. - V. 57.-№2.-P. 82-84.
348. Kartha К. K. Germoplasm preservation of coffee by in vitro culture of shoot aplical meristem.// Plant Sci. Letter. 1981. - V. 22. - P. 301-307.
349. Keith C. Hansen Jaime E., et.al. In vitro propagation of peach. Acclimatization of micropropagated cherry rootstock Masto de Montanane.// Acta. Horticult. -1987. V. 2. - №212. - P. 603-606.
350. Kenneth W. Munde. Effect of Ethephon, Indol Butric Actel and treatment solution ph on Rooting and Ethylene Levels within Mung bean.// Plant Physiol. -1978.-V. 61.-P. 271-273.
351. Kim E. Brainerd. Tips for Transplanting Tissue cultured Plants.// J. of Enviromental Horticult. 1983. - V. 1. - №1. - P. 23-25.
352. Kim K. Wetal. Effect of ABA and agar in preventing vertitication of carnation plantlets cultured in vitro.// J. of Korean Soc. for Hort. Sci. 1988. - V. 29. - №3. -P. 208-215.
353. Keyotty B. In vitro propagation of Japanese Pear Cultivars.// J. Japan. Soc. Hort. Sci. -1989. V. 58. - № 1. - P. 37-42.
354. Knauss I. E. Contamination in plant tissue culture.// Proc. Fla. State. Hort. Sci. 1979. - V. 92. - P. 341-343.
355. Knosh К. M., Sink К. C. Rooting enhancement of Rose hybrid for tissue culture propagation.// Sci. Hort. 1982. - V. 17. - №4. - P.371-376.
356. Ко. М. P. Gundy. An alternative gelling agent for culture and studies of nematodes, bacteric fungi and plant tissue.//1, of. Nematology. 1988. - V. 20. -№3. - P. 478-485.
357. Kochta I., Button I. Stimulation of Rooting of Citrus Embryoids by GA3 and Adenin Sulphate.// Ann. Bot. 1974. - V. 38. - P. 785-802.
358. Kononowier H. et.al. In vitro Propagation of vanilla planifolia.// Hort. Sci. -1984.-V. 19. -№1.-P. 58-59.
359. Kopcewier I. The influence of red light on auxin level in coleoptiles of etiolated seed lights in two oat varieties.// Interact. Plant Symp. Occas. - 1985. -V. 175.-P. 47-48.
360. Krishnamoorthy H. N. Effect of Ethrel, Auxin, and Mallic Hydrazide on the Rooting of Bean Hypocotyl Cuttings.// Z. Pflanzenphysiol. 1972. - Bd. 66. - S. 273.-276.
361. Kwiaciarstwa I. Aplication of m- topolin for plant micropropagation.// Zeszyty naukewe Institutu sadow. 2000. - №7. - P. 173-180.
362. Larson R. A. African violet chimeras a practical use of micropropogation.// Growers Bulletin. 1985. - V. 29. - №6. - P. 9-10.
363. Lakso A. N. Carbondioxide enrichment for stimulation of growth of in vitro propagated grapevines after transfer from culture.// J. of. the Am. Soc. for Horticul. Sci. 1986. - V. 111. - №4. - P. 634-638.
364. Lee C. W., Thomas I. C. Propagation of desert milkweed by shoot tip cultured.// Hort. Sci. 1985. - V. 20. - №3. - P. 263-264.
365. Lennart Eliasson. Interaction of light and auxin in regulation of rooting in pea cutting.// Physiol. Plant. 1980. - V. 48. - P. 78-82.
366. Leshem B. The effect of cytokinins on vertification in melon and carnation.// Ann of Botany. 1983. - V. 52. - №3. - P. 413-415.
367. Lennart E., Marie B. Ethylene as a possible mediator of light induced inhibition of root growth.// Physiol. Plant. - 1988. - V. 72. - №3. - P. 605-609.
368. Li A., Jarves В. C. Effect auxin and boron on nucleic acid metabolism and cell division during adventitious root regeneration.// New Physiol. 1988. - V. 108.-P. 383-391.
369. Lis Balchin N. The use of antioxdidants as rooting: enhances in the Gerania.// J. of Hort Sci. - 1985. - V. 64. - №5. - P. 617-623.
370. Loreti F., Pisani P. L. Physiological and technical factors affecting rooting in woody species.// Proceed. XXI st. Inter. Hort. Cong. 1982. - P. 294-310.
371. Luckwill L. C. The control of growth and fruit fullness of apple trees.// Physiology of tree crops. Sec. Long Agshton symp. 1969. - P. 237-254.
372. Lungergan C. A., Janick I. Regulation of apple shoot proliferation and growth in vitro.// Horticult. Research. 1980. - V. 20. - №1. - P. 19-24.
373. Lyrene P. M. Juvenility and Production of Fastrooting Cuttings from Blueberry shoot cultures.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1981. - V. 106. - №3. - P. 396398.
374. Lydione Kyte./ Plant from tubes. 1989.
375. Ma S. S., Wang S. 07/ Acta. Hortic.- 1977. №78. - P. 209-215.
376. Mac Robbie E. A. C. Control of ion fluxesin stomatol guard cells.// Botanica Acta. 1988. - V. 101. - №2. - P. 140-148.
377. Machinik. В., Orlikawska T. In vitro propagation of P 22 Malus clonal rootstock.// Fruit Sci. reports. 1981. - V. 8. - №4. - P.
378. Mahlstede I. p. An anatomical study of adventitious root development in stem of vaccinium corymbasum.// Botanical Garette. 1952. - V. 1/3. - №13.
379. Marino G. In vitro benzylaminopurine uptake two Japanese plum cultivar.// Acta Horticult. 1986. - V. 179. - P. 871-872.
380. Marie-Clande Bon et.al. Roles of the Phenolic Compounds on micropropagation of juvenile and Malus Clone Seguoidendron giganthem.// Sci. Hort. 1988. - V. 34. - P. 283-291.
381. Marietta Papuchatri P. In vitro Propagation of Hosta decorata "Thomas Hogs", using cultured shoot Tips.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1981. - V. 106. - №2.- P. 232-236.
382. Marin I. A., Gella R. Acclimatization of the micropropagated cherry rootstock Masto de Montanane.// Acta. Horticult. 1987. - V. 2. - №212. - P. 603-606.
383. Margaret E. Norman. In vitro propagation of ornamental Rosaceous Plants. -1982.-P. 190-191.
384. Martin C., et.al. Note sur les cultures de tissue de feverole (vicia faba L.) Bonturage, culture de cols, culture de meristemes.// Ann. Smelior. Plant. 1979. -V. 29. - №3. - P. 277-287.
385. Martinelle A. Propogazione sulaz ga scaledi due hidridi mandolox x psco Hansen 2168.// Terre. evita. 1984. - V. 26. - P 26-87.
386. Malcoln M. There is Something new in Small Fruit Cultur.// Fruit Grower. -1982.-V. 102.-№5.-P. 20-56.
387. Makato Kawase et.al. Role of Auxin in Root Premordium formation in Etiolaned Bean stems.//J. Am. Soc. Hort. Sci. 1980. - V. 105. - №6. - P.898-902.
388. Makund Ranjit et.al. Micropropagation of cherry rootstock.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1988. - V. 113. - №1. - P. 146-149.
389. Maliarcikova V. et.al. Meristem culture and micropropagate of small fruits -strawberry, raspberry, blackcurrant.// Plant. Tissue Cell Cult. 1984. - P. 535-536.
390. Mamet. H. et.al. The effect of sampling time and of the nitrogen concentration of the medium on the in vitro development of apices removed from three Pelargonium species.// Comptes Rendus deM Academie des Sci. 1986. - V. 302. -№2. - P. 217-222.
391. Marco Bustamante. Peroxiase and IAA-oxidase activities etiolated and light-growth Pistacia atlantice cuttings in relation to rooting.// Hort. Sci. 1986. - V. 21.- №3. P. 768.
392. Maria D., Serret et.al. Plant Cell Tissue and Organ Culture. 1997. - V. 47. -P. 217-230.
393. Manatu Katano. Propagation of Japanese Cherry by shoot-tip culture.// Fac. Agric. Kyushu Tokai Univ. 1987. - №6. - P. 1-4.
394. Marks T. P., Wilthire S. E. Micropropagation of hardy ornamentals.// Rep. East. Mailing. Res. St. 1985. - P. 73.
395. Marcotrigiano M. The effect BA on the in vitro multiplication Rate and subsequent Field performance of tissue culture propagated strawberry plants.// Advances in strawberry production. - 1981. - V. 3. - P. 22-25.
396. Marchant B. Acclimatizing plants produced by tissue culture.// Am. Nurseryman. 1982. - V. 156. - №6. - P. 31-33.
397. Martineau B. Effect of charcoal and Hormones on Anther Culture of Petunia and Nicotiana.// Z. Pflanzenphisiol. 1981. -V.102.- P. 109-116.
398. Martin C., Carne M., Vernay R. Vegetative propagation in vitro of cultivated woody plants: the position regarding fruit trees, and general discussion.// 1983. -P. 303-306.
399. Mary A. Hoiser. Developing a successful protocol for rooting in vitro de -rivel shoot of Castonea Dentata.// Hort. Sci. - 1986. - V. 21. - №3. - P.803.
400. Masuda T. et.al. Relationship between abnormal shoot formation and plant hormones.// Bull. Fruit trees Res. Stat. Ser. 1988. - V. 15. - P. 21-28.
401. Mc. Coy Т. I. Cytogenetic analysis of plants regenerated from out tissue cultures high frequency of partial chromosome loss.// Can. J. Genet. Cytol. 1982. -V. 24.-P. 37-50.
402. Mc. Coy Т. I. Chromosome stability in maize tissue cultures and sectoring in some regenerated plants.// Can. J. Genet. Cytol. 1982. - V. 24. - P. 559-565.
403. Mc. Clelland, M. T. et.al. Response of woody plant microcuttings to in vitro and ex vitro rooting method.// Com. Proc. Inter. Plant. Propag. 1988. - V. 38. -P. 593-599.
404. Mc. Comb I. A. Clonal propagation of woody plants using tissue culture with special reference to Apples.// The Inter Plant Propagator. 1978. - V. 28. - P.
405. Meins F. Heritable variation in plant in plant cell culture.// Ann. Rev. Plant Physiol. 1983. - V. 34. - P. 327-346.
406. Mc. Clelland M. Т., Smith M. A. Vessel Type, Closure and Explant orientation Influence in vitro performance of five woody species.// Hort. Sci. -1990. V. 25. - №7. - P. 787-800.
407. Mederes S. Factors affecting shoot tips and axillary bud growth and morphogenesis.// Acta Horticult. 1988. - V. 2. - №212. - P. 619-624.
408. Mehers 0., Meireson L. et.al. Ethylene production inhibitors can improve in vitro propagation of roses.// Meded. Fac. Landbouwensch. Rijksuniv. Gent. -1984. V. 49. - №36. - P. 1139-1144.
409. Mengse H. В., Bhapkar D. G. Antitransperants in Grop Plants Review.// J. Mahastraagris Univ. 1984. - V. 8. - №3. - P. 208-214.
410. Michael O. Mulline. Auxin and Ethylene in adventitious Root Formations in Phaslolus aurene.// Plant Growth substances. 1970. - P. 526-533.
411. Mieko Mitsuhashi et.al. Morphological and Physiological characterization of IAA less - sensitive and IAA - sensitive phases in rooting of Azukio cuttings.// Plant and Cell Physiol. - 1969. - V. 10. - P. 867-874.
412. Miller G. A. et.al. In vitro propagation of Nemaguard Peach Rootstock.// Hort Sci. 1982. - V. 17. - №2. - P. 154.
413. Mizzahi I. Physiological Aspects of Crop Productivity. 1980. - P. 125-136.
414. Modgie M. et.al. Micropropagation of apple Tydeman's Early Worcester.// Sci. Hort. 1999. - V. 81. - №2. - P. 179-188.
415. Morini S., Concetti S. In vitro propagation of PS, B2 peach rootstock.// Acta Horticult. 1985. - №173. - P. 205-210.
416. Moncalen P. et.al. Plant growth regulators as putative physiological markers of developmental stages in Prunus pertica.// Plant Growth Regulation. 2001.
417. Moore I. N., Scott D. H. Effects of gibberellic acid and blossom removal on runners production of strawberry varieties.// Am. I. Soc. Hort. Sci. 1965. - V. 87. -№3.-P. 240-244.
418. Morel G., Martin C. Querison de S Dahlias atteints d'une maladie a virus.// Compt. Rend. Acad. Sci. Paris. - 1952. - V. 235. - №20. - P. 1324-1325.
419. Morini S. et.al. In vitro propagation of grapevine.// Revista della Ortoflorofruticolture. 1985. - V. 69. - №6. - P. 385-386.
420. Mosella Ch. I. et.al. In vitro micropropagation of peach trees influence of certain phenolic compounds.// Comptes. Rendes. Hebdom. des Seances del Akadeemieds Sci. 1979. - V. 288. - №6. - P. 567-570.
421. Mosella Luis Ch. et.al. Les conditions du microborturage in vitro du Pecher (Prunus persica Batsch) influences combineles des substances de croissance at the diver composes phendigu.// Physiol Veg. 1980. - V. 18. - №4. - P. 597-608.
422. Mullen M. S. Enhanced capacity for adventitious root formation in apple microcutting by condition of culture.// Growth Regul. In fruit produc. 1985. - P. 189.
423. Mullins M. G., Lucas C. Application of tissue culture to propagation and genetic improvement of Prunus.// Farmers News letter. 1984. - №166. - P. 8-10.
424. Murashige T. Plant propagation through tissue cultures.// Ann. Rev. Plant Physiol. 1974. - V.25. - P. 135-166.
425. Muriithi L. M. et.al. In vitro Propogation of Fig through shoot tip culture.// Hort. Sci. 1981. - V. 17. - №1. - P. 86-87.
426. Nases M. IAA distribution and auxin sensitivity in CCC treated bean hypocotyls.// Acta-biol. Sreged. 1987. - V.33. - №4. - P. 9-15.
427. Naumann W. D. Increased yields from micropropagated strawberry plants and their after-care.// Obstbau. 1981. - V. 6. - №3. - P. 90-94.
428. Nehre N. S. et.al. The influence of plant growth regulator concentrations and callus age on somaclonal variation in callus culture regenerants of strawberry.// Plant Cell Tiss. Org. Cult. 1992. - V. 29. - P. 257-268.
429. Nicholas I. R. The use of fluorescence microscopy to monitor root development in micropropagated explant.// J. of Hort. Sci. 1986. - V. 61. - №4. -P. 417-421.
430. Norris C. A. A pioneer in tissue culture propagation.// Am. Nurseryman. -1984.-V. 160.-№8.-P. 65-71.
431. Norcini I. Changes in the level of auxin and indoleacetyaspartic acid during root formation in mung bean cutting.// Plant Physiol. 1988. - V. 86. - №4. - P. 1236-1238.
432. Norton C. R. Modified Gaseous anvironment micropropagation of plant.// Hort. Sci. 1986. - V.21. - №3. - P. 699.
433. Oriekowska T. Influence of agar brands on multiplication of apple rootstock and chem. and physic attributes of media.// J. of fruit and ornament plant research. 1993. -V. 1. - №4.
434. Overbeek V. Nomenclature of chemical plant regulators.// Plant phisiol. -1954. V. 29. - №3. - P. 307-308.
435. Pasgualetto P. L. et.al. Gelling Agent and Growth Regulators effects on shoot vitrification of „Cala" Apple in vitro.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1986. - V. 111. -№6. - P. 976-980.
436. Paul M., Hasegawa. Factors Affecting shoot and Root Initiation from cultured Rose shoot tips.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1980. - V. 105. - №2. - P. 216-220.
437. Paul F. U., Buree G. Reversion of male-sterile T-cytoplasm maiz to male fertility in tissue culture.// Crop Sci. 1983. - V. 23. - №3. - P. 584-588.
438. Pierik R. L. M. Handicaps for the large scale commercial application of micropropagation.// Acta Horticult. 1988. - №230. - P. 63-71.
439. Picrik R. L. M. et.al. Gerbera plantlets from in vitro cultivated capitilum explants.// Sci. Hort. 1973. - V. 1. - №2. - P. 117-119.
440. Pierik R. L. M., Steegmans H. H. M. Freesia plantlets from flower-buds cultivated in vitro.// Neth J. Agric. Sci. 1975. - V. 23. - №4. - P. 334-337.
441. Pierik R. L. M., Steegmans H. H. M. Vegetative propogation of Freesia through the isolation of shoots in vitro.// Neth J. Agric. Sci. 1976. - V. 27. - №4. -P. 274-277.
442. Pierik R. L. M. et.al. Vegetative propogation of chimerical Yucca Elephantipes Regel in vitro.// Scientia Hort. 1983. - V. 21. - P. 267-272.
443. Pirrich G. et.al. Improving explant yield for synthetic seed production in apple (M 26), Wellspur.// XXV International Horticult. Congress Brussels. 1998. - P. 403.
444. Pliego-Alfare F. J. Development of in vitro rooting bioassay using juvenile stem cuttings of Persea americane Mill.// Hort Sci. 1988. - V. 63. - №2. - P. 295301.
445. Poapst P. A. Root-differentiation properties of some glycoside and polycyclic phenolic comnoundies found in apple and pear fruits.// J. Hort. Sci. 1970. - V. 45.-№1.-P. 67-69.
446. Podwyszyska M., Hempel M. The factors influencing acclimatization of Rose hybrida plants multiplied in vitro to greenhouse conditions.// Acta Hortic. 1988. -№226. -P. 639-642.
447. Pocock S. Procedures and problems associated with the transfer of tissue-cultured plants.// Comb. Proc. Inter. Plant. Propagators Soc. 1984. - № 33. - P. 316-320.
448. Porlingie I. G., Baynton D. Growth responses of the plant of the strawberry Fragaria chiloensis var. ananassa to gibberellic acid and to emironmental conditions.// Am. J. Hort. Sci. 1961. - V. 78. - № 3. - P. 261-269.
449. Proft M. P. Implication of the container atmosphere during micropropogation of plant.// Meded. Vande facult. Landbauwensh. Rijksuniversitet Gent. 1985. -V. 50.-№ l.-P. 129-137.
450. Pua E. C., Calvin Chay. In vitro propagation of Ottawa 3 apple rootstock.// Can. J. Plant Sci. 1989. - V. 69. - P. 183-188.
451. Rajasekar R., Sharma V. S. Interaction between IBA, certain micronutrients and phenolic acids in relation to rooting of tea cuttings.// Sri. Lanka J. of Tea Sci. -1989.- V.58.-№ l.-P.25-30.
452. Rancillae M et.al. In vitro rooting of cloned shoots in Pinus pinaster.// Physiol. Plant. 1982. - V. 56. - P. 97-101.
453. Raphael Plus. IAA-induced adventitious root formation in green wood cutting of populas tremula and formation 2-indoline-3acetyeasparatic acid a new metabolite of exogeneo usly applied IAA.// Physiol. Plant. 1989. - V. 75. - P. 86-89.
454. Raujut Mukunda. In vitro propagation of cherry rootstock clones in relation to physiological and anatomical aspects of adventitious root formation.// Plant Tissue. Cell. Cult. Apple. Crop. 1984.
455. Raymon M. et.al. Elimination of Toxicity from Polyurethane Foam Plugs used for Plant culture.// Hort. Sci. 1985. - V. 20. - № 3. - P. 448-449.
456. Raymond P. Commercial tissue culturing at Oglesty.// The Inter Plant Propag. 1978.-P. 28.
457. Raviv M. et. al. Evidence for presence of native nonauxine rooting promoter in avocado (Persee americana).// Plant Growth Regul. 1986. - V. 4. - P. 95-102.
458. Read P., Economon A. Stock plant influence on tissue culture success.// Acta Hortic. 1987. - V. 1. - № 212. - P. 111.
459. Reiner I. Control of Morphogenesis in Plant Tissue culture by Hormones and Nitrogen Compounds.// Plant growth substrances. 1970. - P. 686-694.
460. Revers C. Caspar. Plant Cell Tissue and organ Culture. 1985. - V. 4. - № 3. -P. 213-215.
461. Reed В. M. Internal bacteria contamination of micropropagated hazelnut identification and antibiotic treatment.// Plant. Cell. Tissue and organ Culture. -1998.- V. 52.-P. 67-70.
462. Richers U. et.al. Micropropagation of eingonberry (vaccinium vitis-idaea).// Erwerbsobstbau. 1989. - V. 31. - №5. - P. 129-132.
463. Ripley K. P. et.al. Micropropagation of Euphorbia lathyris.// Plant. Cell Tissue and Organ Culture. 1986. - V. 5. - №3. - 213-218.
464. Robert C. Hare. Indoleacetic oxidase. //The Botanical Review. 1964. - №30. -P. 129-165.
465. Robert L. Tichnor. Techniques for improving rooting during propagation.// Am. Nurseryman. 1982. - V. 155. - №1. - P. 67-71.
466. Robert P. Tripepi et.al. Incorporation of tritiated Thyamidine and uridine in to adventitious root initial cells of vigna radiata.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1982. - V. 108. - №3. - P. 469-474.
467. Robert L. et. al. Adventitious Root Initiation in De bladed Petioles from the Juvenile and Mature Phases of English Ivy.// J. Am. Soc. Hort. Sci. - 1988. - P. 629-635.
468. Robert I. Javret. et.al. In vitro Active V. S. Field Gene bank Maintenance of sweet Potato Germplasm: Major Casts and Considerations.// Hort. Sci. 1990. -V. 25.-№2.-P. 141-146.
469. Robert L. Target cells for pattern formation during adventitious rooting English IVY. Hort. Sci. 1980. - V. 25. - №9. - P. 70.
470. Roet S. Bokelmann. Vegetative propagation of chrysanthemum cinerariaefolium in vitro.// Sci. Hort. 1973. - № 1. - P. 120-122.
471. Royle D. The British Columbian nusery production.// Grower. 1982. -№318.-P. 38.
472. Roger T. After care procedures reguired for field survival of tissue culture propagated Acacia Kod.// The Int. plant propag. Soc. 1978. - V. 28. - P. 358.
473. Roland Grouroos. Initiation of roots on hypocotyls cuttings of Pinus sylvesters with empaasis on direct rooting ,root elongation and auxin uptake.// Can. J. for Res. 1988. - V. 18. - P. 1457-1462.
474. Rom R. C., Dana M. N. Strawberry root growth studies in fine sandy soil.// Am. J. Soc. Hort. Sci. 1959.
475. Romani Fausto et. al. La vetrificazione in germogli di M26 coltivate in vitro.// Annali. Fac. Agr. Univ. Perugia. 1987. - V. 10. - №1. - P. 709-728.
476. Rosati P. Genetic stability of micropropagated loganberry plants.// J. of Horticult. Sci. 1986. - V. 61. - №1. - P. 33-41.
477. Roos E. E. Genetic Changes in a Collection over Time.// Hort. Sci. 1980. -V. 23. - №1. - P. 86-90.
478. Roux I. M., Parisot E. M. Nutrition minerale de plants de fraisier micropropadala en acclimatition ex vitro.// Fruits. 1989. - V. 44. - №5. - P. 275279.
479. Rugini E. Micropropagation of difficult propagate almond cultivar.// Plant Sci. Letter. 1982. - №28. - P. 273-281.
480. Rugini E. et.al. In vitro control of shoot virtification in almond and development of a technique to Eliminate apex necrosis and shoot base photo-axidation in pistachio.// Hort. Sci. 1986. - V. 21. - №3. - P. 804.
481. Reed В. M., Tranpraseet P. Detection and control of bacterial contaminants of plant tissue culture. A review of recent literature.// Plant Tissue Culture and Biotechnology. 1995. - V.l. - №3. - P. 137-142.
482. Ruves D. W. et.al. Effect of media and media ph in vitro propagation of "Nemagurd" peach root stock.// Hort. Sci. 1983. - V. 21. - P. 353-357.
483. Sachner I. M. et.al. //Physiol. Plant. 1989. - V. 76. - P. 569-574.
484. Safadi F. et.al. In vitro acclimatization of tobacco with polyethylene Glycol and salt.// Hort. Sci. -1990. V. 25. - №11. - P. 1356.
485. Sagee O. Rooting of cuttings from gibberelinn and 6 BAP treated citrus trees.// J. of Hort. Sci. 1980. - V. 65. - №4. - P. 473-478.
486. Saher S. et.al. Cellular location of oxidative stress and antioxidant enzymatic response in hyperhydrated carnation plants.// In vitro Cell and Dev. Biol. Anim. -2003. V. 39. - P. 53.
487. Samartin A. et.al. Rooting of tissue cultured camellia S.// J. Hort. Sci. 1986. - V. 61. - №1.- P. 113-120.
488. Sancher L. et.al. Rower initiation as related to other organs in the strawberry plant.// Agrochimes. 1975. - V. 19. - P. 3-4.
489. Sancher Cale. The relation between ethylene production and cell elongation during the initial growth period of chick pea seeds.// Physiol. Plant. - 1989. - V. 76. - P. 569-574.
490. Saravon Arnold, et.al. Effect of agar concentration on growth and anatomy of adventitious shoot of Piced abies (L) karst.// Plant Cult. Tissue Cult. 1984. - V. 3.-P. 257-264.
491. Sarma K. S. Effect of method of agar addition on post-autoclave ph of the tissue culture media.// Ann. of Botan. 1980. - V. 65. - №1. - P. 37-40.
492. Sauer A. et.al. Different suitability for in vitro propagation of rose cultivars.// Gartenbauwissenschaft. 1985. - V. 50. - №3. - P. 133-138.
493. Scwartz H. I. et.al. Field performance and phenotype stability of tissue culture- propagated strawberries.// J. Amer. Soc. Hort. Sci. 1981. - V. 106. - P. 667-673.
494. Scott E. Hyndman. Stimulation of Root Initiation from cultured Rose shoots through the use Reduced Concentrations of Mineral salts.// Hort. Sci. 1982. - V. 17. -№1.-P. 82-83.
495. Scott D. H. Tissue culture as in aid in the propagation of "Tribute" overbearing strawberry.// Advances in strawberry production. 1985. - №4. - P. 59-60.
496. Scott E. Sucrose and nitrogen regulation of adventitious root initiation from cultured rose shoot tip.// Hort. Sci. 1984. - V. 14. - P. 425.
497. Selvapandijan A. et.al.// Plant. Sci. 1988. -V. 56. - №1. - P. 81-83.
498. Shinmuller D. et.al.// Planta. 1985. - V. 164. - P. 557-564.
499. Short К. C. et.al. In vitro hardening of cultured cauliflower and chrysanthemum plantlets to humidity.// Acta Horticult. 1987. - V. 21. - №1. - P. 329-334.
500. Simmounds I. Direct rooting of Micropropagated M26 apple rootstock.// Sci. Hort. 1983. - №21. - P. 233-241.
501. Singh I. E. et.al. Response of strawberry to gibberellic acid.// Indian J. Hort. Sci.-1960.-V. 1.-№17.-P. 21-30.
502. Skoog F., Miller С. O. Chemical regulation of growth and organ Formation in plant tissues cultured in vitro.// Sym. Soc. Exp. Biol. 1957. - V. 11. - P. 118130.
503. Smeets L. Influence of the temperature on runner production in five strawberry varieties.// Euphytica. 1956. - V.5. - №1. - P. 13-15.
504. Smeets L. Effect of temperature pretreatments on the foreign of strawberry plants.// Euphytica. 1966. - V. 15. - №3. - P. 297-303.
505. Smith С. Effects of autumn application of potassium gibberelatte on fruit prodaction of the strawberry.// Nature. 1960. - V. 182. - № 1876. - P. 620.
506. Smith D. L. Ethylene associated phase change from juvenile to maturephenotype of daylily.// Phisiol. Plantarum. 1989. - V. 76. - P. 466-473.
507. Snow R. The young leaf as the inhibiting organ.// New phytol. 1929. - V. 28,-№4.-P. 345-358.
508. Sobczykiewier D. Mass production of raspberry plantlets through micropropagation and rooting them directly in sand peat mixture.// Fruit Sci. repost. 1982. - V. 11. - №2. - P. 74-77.
509. Sriskanderajah S. Micropropagation of Granny Smith apple-factors affecting root formation in vitro.//J. Hort. Sci. 1981. - V. 56. - №1. - P. 71-76.
510. Sriskouendarayah S., Mulling M. Induction of adventitious rooting in vitro indifficult to - propagate cultivars of apple.// Aus. Hort. Res. Lett. - 1983. - V. 55.-P. 73-74.
511. Starck L. Migration of C14 assimilation in the clones of strawberry.// Bull. Dell. Acad. Foles. Sci. Ser. Boil. 1970. - V. 18. - №9. - P. 591-598.
512. Steed D. A. W. Micropropagation controlled environment facilities andequipment for weaning.// Acta Horticult. 1989. - №245. - P. 424-428.
513. Styer D. J. Bioreactor Technique for plant propagation.// Tissue Cult. Forest and Agr. Proc. 1984. - P. 117-130.
514. Steet H. E./ Plant tissue and Cell Culture. 1975.
515. Stonier T. Studies auxin protectors chlorogenic acid a low molecular weight auxin protector in sunflower.// Plant Cell and Environment. 1979. - V. - P. 7982.
516. Susumu Kwraishi. Latent periods of cytokinin induced stomatal opering in the sunflower Leaf.// Plant and Cell Physiol. - 1981. - V. 25. - №5. - P. 911-916.
517. Sutter E. G. et.al. Use of Humidity tends and antitranspirants in the acclimatization of tissue cultured plants to the Greenhous.// Sci. Hort. 1984. - V. 23.-P. 303-312.
518. Sutter E. G. Morphological, physical and chemical characteristics of epicuticular wax on ornamental plants regenerated in vitro.// Ann. of Botany. -1985.-V. 55. №3. - P. 321-329.
519. Suttle C. R. L. Micropropagation of deciduous tress.// Comb. Proc. Inter. Plant Propagat. 1984. - V. 33. - P. 46-49.
520. Swartz H. I., Galletta I. et.al. Field Performance and Phenotypic stability of Tissue Culture-propagated Strawberries.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1981. - V. 106.- №5. P. 667-673.
521. Swartz H. I. Field Performance and Phenotypic stability of Tissue-Culture propagated Thornless blackberries.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1983. - V. 108. - №2.- P. 289-290.
522. Takeno R. Endogenous gibberellin and cytokinin-like substances in cultured shoot tissues of apple Malus pumila С. V. Jonathan in relation to adventitious root formation.// Plant Growth Regulat. 1982. - V.l. - №4. - P. 261-268.
523. Takashi Harada et. al. Stades the Morphogenesis of asparagus organ formation in the in vitro culture of segments with a node excited from the shoots seedlings.// J. Fac. Agr. Hokkaido Univ. 1983. - V. 61. - №3. - P. 295-306.
524. Tetsushi Hidaka et.al. A simple Method for acclimatization of in vitro Plantlets of Citrus.// Bull. Fruit. Tree Res Stud. 1989. - №16. - P. 29-40.
525. Thomas M. et.al. Controlling vitrificution of petunia in vitro.// Programm and Abstract.- 1988.-P. 758.
526. Thomas I. Banko . In vitro propagation of oxydendrum aboreum from mature trees.// Hort. Sci. 1989. - V. 24. - №4. - P. 683-685.
527. Thomson S. An Improved Medium for the in vitro Rooting of Harbrite Peach.// Fruit varieties. 1982. - V. 36. - №1. - P. 15-17.
528. Thuesen A. Yield of fruit from meristem propagated strawberry plants.// Tiddskrift for Planteave. 1974. - V. 82. - №1. - P. 75-80.
529. Tim D. Davies. et.al. Interaction between paclobutrazol, GA3 and IBA in adventitious root formation on bean hypocotyls cuttings.// Hort. Sci. 1986. - V. 21. -№3. - P. 774.
530. Travers I. N., Starbuck C. J., Naterella N. I. Effects of culture medium on in vitro rooting of Antonovka 313 Apple.// Hort. Sci. 1985. - V. 20. - №6. - P. 1051-1052.
531. Turner I. W. Application of gibberillic acid to strawberry plants at different stages of development.// Nature. 1963. - V. 197. - №1922. - P. 95-98.
532. Uosuhainen M. Establishment of cultured with-out preconditioning.// Acta Hort. 1987. - V.l. - №212. - P. 60.
533. Ueno I. Flowering and vegetative growth of strawberry.// J. Jap. Soc. hort. Sci. 1962. - V. 31. - №3. - P. 223-226.
534. Valat C. The vine and in vitro techniques.// Progres Agricole et vitcola. -1986.-V. 103.-№11.-P. 286-287.
535. Vasil I. K. Perspectives in Plant Cell and Tissue Culture.// International review of cytology. 1980.
536. Valezo-Aracamo Carmen, Kame M. E. Effect of stage II duration on rooting .// In vitro Cell and Dev. Biol. Anim. 2003. - №39. - P. 49.
537. Varge M., Hunphries E. C. Root Formation on Petioles of Debauched Primary Leafles of Dwarf Bean pretreated with GA3, TIBA and Cytokinins.// Ann. Bot. -1974.-V. 38.-P. 803-807.
538. Velarmoor Raja Gopa.// Phisiol Plant. 1980. - V. 48. - P. 144-149.
539. Viemont et.al. Effect of the nutrient solution concentration on the transporting phas Erice plants raised in vitro.// Bull. De la Soc. Botan. De Franc. Letters Botanigues. 1985. - V. 132. - №2. - P. 213-233.
540. Vieiter A. M. et.al. Prevention of shoot-tip necrosis in shoot culture Chestnu and oak.// Scientia Hort. 1989. - V. 41. - №1. - P. 151-159.
541. Vieiter A. M. et.al. Anatomical and chemical stadies of vitrified shoots of chestnut regenerated in vitro.// Physiol. Plantarum. 1985. - V. 65. - №2. - P. 177-184.
542. Vieiter I. et.al. Endogenous cytokinins, as determined by the ELISA-test in normal and vitrified shoots chestnut regenerated in vitro.// Agricult. Mediter. -1988. V. 118. - №4. - P. 301-304.
543. Veiter A. et.al. Progress towards clonal propagation of Comellia japonice v. Alba Pene by tissue culture techniques.// J. of Hort. Sci. 1989. - V. 64. - №5. -P. 605-610.
544. Vieiter A., Vieiter L. Culture of chestnut shoot from buds in vitro.// J. of Hort. Sci. 1980. - V. 55. - №1. - P. 83-84.
545. Wainwright H. et.al. The influence of light on the micropropagation of blackcurrant.// J. of Hort. Cult. Sci. 1984. - V. 59. №3. - P. 387-393.
546. Wainwright H. et.al.// J. of Hort. Sci. 1985. - V. 60. - №4. - P. 485-491.
547. Wang S. L., Faust M. Effect of Growth Retardants on Root Formation and Polyamine Content in Apple Seedling.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1986. — V. 111. -№6. -P. 912-917.
548. Ward G. C., Jones O. P. Malus stock scion interaction.// East Mailing Reseach Station.-1981.
549. Whal C. Rajapahse et.al.// Hort. Sci. 1989. - V. 24. - №6. - P. 988-1000. 571. White P. R. Hand book of plant tissue culture.// Jagues Cattellpress. - 1993. -V. 4.-P. 791-794.
550. Wheelans K., Withers A. The I. B. PGR international data base on in vitro conservation.// Plant Genetic, Resources News letter. 1984. - №60. - P. 33-38.
551. Welander M. In vitro shoot and root formation in apple.// Ann of Botany. -1985. V. 55. - №2. -P.
552. Welander T. Micropropagation of Cordyline terminals cv. Aboom. A European cooperation project. 1988.
553. Welander M. In vitro culture of raspberry for mass propagation.// Hort. Sci. -1985. V. 60. - № 4. - P. 493-498.
554. Werner E. M., Boc A. A. In vitro propagation of Mailing 7 apple rootstock.// Hort. Sci. 1980. - V. 15. - P. 509-510.
555. Wessels E. In vitro propagation of Actinidia Chinesis PI. cultivas Hayward.// Diciduous Fruit Grower. 1984. - V. 34. - № 2. - P. 453-457.
556. Webster C. A., Jones 0. P. Micropropagation of the apple rootstock M9: effect of sustained subculture on apparent rejuvenation in vitro.// J. of Hort Sci. 1989. -V. 64.-№4.-P. 421-428.
557. Wetzstein H. I.// Am. J. of Bot. 1982. - V. 69. - №10. - P. 1579-1586.
558. Williams R. R., Taji A. M. Auxin type, gel concentration, rooting and survival of Cheiranthere volubilisin in vitro.// Hort. Sci. 1989. - V. 24. - №2. - P. 305307.
559. William R. R. Specifity and interaction among auxin. Light and ph in rooting of Australian woody species in vitro.// Hort. Sci. 1985. - V. 20. - №6. - P. 10521053.
560. Wilkins H. F. Influence of Light cutting Production and Rooting.// Proceed. XXI Inter. Hort. Congr. 1982. - P. 894-903.
561. Wolfe D. E. Evalution of seven Media for micropropagation of Highbush Blueberry.// Hort. Sci. 1983. - V. 18. - №5. - P. 703-705.
562. Woo В. I. Influence of Photoperiod, Apical meristem and Explant orientation on Axillary Shoot Prolyferation of Apple Cultivars in vitro.// J. Am. Soc. Hort. Sci. 1987. - V. 112. - №3. - P. 588-592.
563. Zarikova E. L., Lilov D. Changes in free auxin in the shoots of grapevines with differend growth rates.// Fiziolog. Rasteniy. 1988. - V. 14. - №2. - P. 2428.
564. Zucckerelli G., Damiano C. Rapid propagation on vast scale of Daimasco 1869 rootstock by in vitro culture.// Annali dell Istituto sperimentale perla Frutticolture. 1978. - V. 1. - №10.-P.
565. Zhu Z. W. Method of in creasing the survival rate of loguat apices cultured in vitro.// Jiangsu Y. of Agricult. Sci. 1989. - V. 5. - №2. - P. 26-30.
566. Zimmerman R. Influence of Light on in vitro root character for woody plant microcuttings.// Hort Sci. 1990. - V. 25. - №3. - P.
567. Zimmerman T. W. et.al. Vitrification and solube carbohydrate levels in petunia leaves as influenced by media Gelrate and Sucrosse concentrations.// Plant. Cell. Reports. 1989. - V. 8. - №6. - P. 358-360.
568. Ziv M. et.al. Malfunction stomata in vitreous leaves of carnation plants propagated in vitro, implecations for harbering.// Plant Sci. Irish Rep. 1987. - V. 52.-№1/2.-P. 127-134.323
-
Деменко, Василий Иванович
-
доктора сельскохозяйственных наук
-
Москва, 2006
-
ВАК 06.01.07
- Эффективные способы вегетативного размножения плодовых и ягодных культур в условиях Томской области
- Размножение смородины красной в связи с биологическими особенностями сортов
- Ускоренное размножение плодовых культур в Средней полосе России
- Ускоренное выращивание посадочного материала плодовых и ягодных культур в условиях Волгоградской области
- Совершенствование технологии выращивания посадочного материала груши в условиях лесостепи Алтайского Приобья
