Модуляция нейрогенеза у мышей и крыс разных генотипов. Анализ поведения

Тимошенко, Татьяна Валерьевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Модуляция нейрогенеза у мышей и крыс разных генотипов. Анализ поведения
ВАК РФ 03.00.13, Физиология

Автореферат диссертации по теме "Модуляция нейрогенеза у мышей и крыс разных генотипов. Анализ поведения"

□□3484486

ТИМОШЕНКО Татьяна Валерьевна

МОДУЛЯЦИЯ НЕИРОГЕНЕЗА У МЫШЕИ И КРЫС РАЗНЫХ ГЕНОТИПОВ. АНАЛИЗ ПОВЕДЕНИЯ

Специальность 03.00.13 - физиология

2 6 НОЯ 2009

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Москва, 2009

003484486

Работа выполнена в лаборатории физиологии и генетики поведения кафедры высшей нервной деятельности Биологического факультета Московского государственного университета имени М.В. Ломоносова и в лаборатории нейрогенетики и генетики развития Института биологии гена РАН.

Научные руководители: доктор биологических наук

Полетаева Инга Игоревна

кандидат биологических наук Ревищин Александр Владимирович

Официальные оппоненты: доктор биологических наук, профессор

Ковальзон Владимир Матвеевич

доктор биологических наук, профессор Викторов Илья Васильевич

Ведущая организация: Институт молекулярной генетики РАН

Защита состоится «7» декабря 2009 г. в «15.30» часов на заседании диссертационного совета Д 501.001.93 Биологического факультета МГУ им. М.В. Ломоносова по адресу: 119991, Москва, Воробьевы горы, Биологический факультет, МГУ, ауд. М-1.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Биологического факультета МГУ им. М.В. Ломоносова.

Автореферат разослан «6» ноября 2009 г.

Ученый секретарь диссертационного совета доктор биологических наук

Актуальность проблемы. Формирование центральной нервной системы млекопитающих в онтогенезе происходит под влиянием генотипа и среды, и при взаимодействии этих факторов. Кроме этого, развивающийся мозг может реагировать на значительное число внешних воздействий, иногда чуждых нормальному «набору» средовых факторов, необходимых для нормального развития. В числе таких воздействий могут быть вещества, обладающие способностью стимулировать нейрогенез взрослого мозга. Выявление потенциала для возобновления нервных и глиапьных клеток во взрослом мозге заставило неврологов пересмотреть целый ряд, казалось бы, прочных представлений, касающихся потенциала восстановительных процессов в центральной нервной системе (Kempermann et al., 2004, Elder et al., 2006 и др.). Иными словами, «переоткрытое» в 80-90-х годах XX века явление нейрогенеза взрослого мозга позволяет по-новому подойти к проблеме регенеративных возможностей ЦНС. Это служит основой для развития новых медицинских технологий, позволяющих использовать нейральные стволовые клетки для коррекции и лечения как нейродегенеративных заболеваний, так и последствий травмы мозга разного гене-за (Викторов, 2001).

В последнее время все больший интерес вызывает и теоретический аспект проблемы нейрогенеза взрослого мозга, т.е. вопрос о том, как можно использовать этот феномен для анализа развития нервной системы в целом (Корочкин и др., 2006). Модуляция интенсивности нейрогенеза взрослого мозга может быть одним из путей экспериментального изучения регенеративных способностей мозга и закономерностей процессов развития (Корочкин, 2001).

Нейрогенез взрослого мозга локализуется в основном в двух областях ЦНС, в них активная пролиферация клеток происходит в течение всей жизни особи. Это субвентрику-лярная зона боковых желудочков и зубчатая фасция гиппокамповой формации (Altman, 1965,1969; Luskin, 1993; Palmer, 1995; Reynolds, Weiss, 1992; Викторов, 2001).

Вмешательство в ход онтогенеза, например, путем неонатальных воздействий нередко видоизменяет нормальные процессы развития таким образом, что их последствия могут быть обнаружены даже во взрослом мозге. Одним из возможных механизмов реализации таких отдаленных эффектов ранних воздействий и может быть изменение в темпах нейрогенеза К факторам, которые модулируют темпы нейрогенеза взрослого мозга, относятся: 1) содержание животных в обогащенных условиях среды (Kempermann et al., 2002, Ra et al., 2002); 2) содержание животного в изоляции от сородичей (Ibi et al., 2008); 3) модуляция продукции NO; 4) введение BDNF (а также других трофических факторов) (Wagner et al., 1999 и др.); 5) особенности гормонального статуса, а также 6) генотипические особенности животных исследуемого вида (Kempermann et al., 1997, Almgren et al., 2007, Perfïlieva et a!., 2001, Hayes, Nowakowski, 2002). Однако данных о том, как эффект подобной модуляции (усиление или ослабление нейрогенеза) сказывается на функции ЦНС, практически нет. В связи с этим очевидна необходимость экспериментального исследования изменений в мозге и поведении животных, как следствия таких модулирующих нейрогенез воздействий. Полученные в таких работах данные могут способствовать выяснению механизмов влияния изменения нейрогенеза на функции ЦНС. Подобные исследования актуальны как для фундаментальных биологических дисциплин, так и для практической медицины и фармакологии.

Цели и задачи. Целью настоящей работы было выяснить, в какой степени интенсификация клеточной пролиферации в мозге лабораторных мышей и крыс путем введения химических агентов в раннем онтогенезе влияет на число делящихся клеток спустя разные интервалы времени после прекращения таких воздействий, а также каковы их отдаленные эффекты - как изменяется поведение этих животных во взрослом возрасте.

Для выяснения этих вопросов в настоящем исследовании были поставлены следующие задачи:

1. Изучить влияние введения новорожденным детенышам мышей и крыс ингибитора

NO-синтазы L-NAME (N-omega-nitro-L-arginine methyl-ester - NG-Hinpo-L-

аргинин-метил-эфир) и нейропептида семакса (синтетического аналога фрагмента АКТГ4.10) на пролиферативную активность в зубчатой фасции гиппокампа у животных разных генотипов и оценить влияние сроков введения этих веществ на интенсивность подобных эффектов.

2. Исследовать отдаленные эффекты неонатального введения L-NAME и семакса детенышам крыс линии КМ и Вистар на их предрасположенность к аудиогенной эпилепсии в 1 мес. возрасте.

3. Исследовать отдаленные эффекты неонатального введения L-NAME и семакса детенышам мышей и крыс разных генотипов на их поведение во взрослом возрасте.

Научная новизна и практическая значимость работы. Впервые показано, что введение L-NAME и семакса детенышам мышей и крыс в течение первых трех недель пост-натального развития усиливает уровень пролиферации в зубчатой фасции гиппокампа, в том числе и в периоды после прекращения инъекций (с более четким эффектом введения семакса). Впервые продемонстрировано, что неонатальное введение этих препаратов влияет на формирование реакции тревоги у взрослых мышей и крыс, и этот эффект зависит от генотипа. Стимулирующий эффект неонатального введения семакса и L-NAME на решение мышами двух линий когнитивных тестов, а также дифференциальное генотип-зависимое влияние неонатального введения семакса на аудиогенную эпилепсию взрослых крыс были также показаны впервые. Полученные результаты позволяют расширить представления о механизмах действия данных неонатальных воздействий на ЦНС и могут служить теоретической основой для разработки новых медицинских подходов для коррекции функций ЦНС, а также для создания новых фармакологических препаратов. Апробация работы. Результаты работы были представлены и доложены на международной летней школе по нейрогенетике (Москва, 2005), на международной летней школе по поведению животных и нейрогенетике (МГУ-Университет Цюрих-Ирхель, 2006), на конференции молодых ученых (Ин-т ВНД, Москва, 2007, 2009), на IV Всероссийской конференции по поведению животных (Москва, 2007), на XX съезде физиологического об-ва (Москва, 2007), на VI FORUM FENS (Женева, 2008), на VI международном симпозиуме по экспериментальной и клинической нейробиологии (Кошице, 2008), на III международной конференции по иммунотерапии (Москва, 2008), на международной конференции памяти О.С. Виноградовой (Пущино, 2009), на 11 Meeting of IBANGS (Дрезден, 2009). Публикации. По материалам диссертации опубликовано 15 печатных работ, из них 2 - в изданиях, рекомендованных ВАК РФ.

Объем и структура диссертации. Диссертация имеет объем 185 страниц, состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов, обсуждения, заключения и выводов, а также списка цитированной литературы (364 источников). В работе содержится 14 таблиц и 26 рисунков.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Работа проводилась на самцах и самках крыс и мышей, число животных в разных сериях приведено при описании результатов соответствующих экспериментов. Суммарно в работе было использовано 350 мышей и 174 крысы.

Эксперименты проводили с мышами линий 101/HY (инбредная линия, окраска шерсти агути, белобрюхие, генотип Aw, H-2k) и СЗН (окраска шерсти агути, генотип +, h-2k) (Бландова и др., 1971) и крысами линии КМ (инбредная линия с высокой предрасположенностью к аудиогенной эпилепсии) и Вистар (аутбредная линия, низкая предрасположенность к аудиогенной эпилепсии).

В неонатальный период (в его разные сроки) животным в течение 5 дней вводили подкожно с помощью микрошприца либо L-NAME (доза 50 мкг/кг), либо семакс (доза 50 мг/кг). Контрольную группу составили интактные животные, а также (в ряде серий экспериментов) животные, которым в те же сроки вводили дистиллированную воду (для контроля эффекта болевой стимуляции). В период инъекций вес животных опытной группы

определяли ежедневно - было показано, что он не отличался от такового контрольных групп (данные не приводятся).

Уровень пролиферации в зубчатой фасции гшшокампа. Оценку интенсивности пролиферации в зубчатой фасции гиппокампа проводили на срезах мозга крыс и мышей в разные сроки после окончания инъекций семакса или L-NAME (табл. 1, 2). Фиксацию мозга проводили путем транскардиапьной перфузии (PBS, 4% раствор параформальдеги-да) после введения животному летальной дозы уретана. Мозг извлекали и на замораживающем микротоме получали фронтальные срезы в области дорсального отдела зубчатой фасции гиппокампа. Для выявления пролиферирующих клеточных элементов (оценки интенсивности делений в зубчатой фасции гиппокампа) проводили иммуногистохимическую окраску на маркерный белок делящихся клеток Ki67, а также на предварительно инъецированный бромдеоксиуридин (BrdU). Для выявления вновь появившихся нейрональных предшественников срезы окрашивали на маркерный белок нейробластов - даблкортин (DCX). Далее на 5 фронтальных срезах (в области дорсального отдела зубчатой фасции) подсчитывали окрашенные клетки под визуальным контролем (микроскоп Olympus СХ-41 с флуоресцентной насадкой, оснащенный цифровой фотокамерой Olympus Camedia С-4000 ZOOM).

Тестирование поведения взрослых животных. Тестирование предрасположенности к аудиогенной эпилепсии. Тест проводили с крысами КМ и Вистар в возрасте 1 мес. Животное помещали в звукоизолирующую камеру и в течение 1 мин подвергали действию сильного звука (звонок, 90 дБ). Регистрировали наличие или отсутствие аудиогенного судорожного припадка (АП). АП проявлялся в виде двигательного возбуждения, а затем клонических и тонических судорог. Регистрировали время начала самого АП и его отдельных фаз, а также его интенсивность в условных баллах. Интенсивность вздрагивания животных на включение звука (стартл-реакции), которое предшествовало развитию АП (или не сопровождалось АП) также оценивали в условных баллах.

Тест «открытое поле» (эксперименты с крысами и мышами). Использовали круглую арену: d=l м., сторона квадрата - 10 см (для мышей), 20 см (для крыс), 25 отверстий -«норок», длительность теста - 3 мин. Регистрировали число пересеченных сторон квадратов на периферии и в центре арены, число вставаний на задние лапы и заглядываний в отверстия, число и длительность эпизодов груминга и замирания, а также число фекальных болюсов.

Тест приподнятого крестообразного лабиринта (эксперименты с крысами и мышами). Лабиринт - это крестообразная платформа, приподнятая на 73 см от пола (2 открытых и 2 закрытых рукава, размером 50x10 см для крыс и 35 х 7 см для мышей, высота стенок 30 см для крыс и 25 - для мышей). Длительность теста 3 мин. Вручную оценивали число выходов животного в светлые рукава и время, там проведенное, число «свешива-ний» с открытых рукавов, переходов «темный рукав-темный рукав», выглядываний из них, вертикальных стоек и число фекальных болюсов.

Тест «закрытого крестообразного лабиринта» (эксперименты с мышами) - проводили с помощью камеры с центральным и 4 боковыми отсеками (15x15 см. каждый). Мышь помещали в центральный отсек и давали возможность сделать 13 заходов в боковые отсеки. В ходе эксперимента в полуавтоматическом режиме регистрировали число, и последовательность заходов в боковые отсеки. Использованная компьютерная программа (автор д.б.н. P.M. Салимов) позволяла оценить ряд временных показателей поведения, последовательность посещения отсеков, а также общую длительность теста, т.е. время, которое потребовалось мыши, чтобы совершить 13 заходов в боковые отсеки.

Акустическую «стартл-реакиию» в ответ на короткий щелчок (эксперименты с мышами) оценивали в баллах по условной шкале.

Тест «неизбегаемая скользкая воронка» (эксперименты с мышами) (стеклянная воронка, наружный диаметр 27 см, внутренний - 5 см., температура воды + 20° С). Мышь помещали в горло воронки в воду на 3 мин., в полуавтоматическом режиме регистрирова-

ли время и число эпизодов следующих типов реакций - 1) активного избавления (попытки выпрыгнуть), 2) пассивного избегания (поза над водой в горловине воронки), 3) иммобилизация - состояния неподвижности. Первые две реакции относились к «активным» стратегиям поведения, третья - к пассивным.

Способность к экстраполяции направления движения пищевого стимула (опыты с мышами) оценивали в специальной камере после 18 часов питьевой и пищевой депривации. В камере мышь начинала пить молоко через центральное отверстие, после чего корм перемещали вправо или влево и он скрывался из поля зрения животного. Правильным решением был подход к тому боковому отверстию, в направлении которого исчез корм. Успешность выполнения теста оценивали по доле (%) правильных решений при первом его предъявлении, а также при многократных (6-18) предъявлениях.

Тест «поиск входа в укрытие». Тест основан на стремлении животного избегать ярко освещенное пространство. Его проводили в специальной камере, разделенной на светлый и темный отсек с лазом между ними, который после знакомства животного с ним в дальнейшем маскировали, насыпая стружку. Данные теста приведены в диссертации.

Статистическая обработка данных. Использовали пакет статистических программ Statistics 6. Оценку различий числа клеток в зубчатой фасции гиппокампа крыс и мышей после неонатального введения семакса и L-NAME проводили с помощью t-критерия Стьюдента или критерия Манна-Уитни. При сравнении поведения взрослых животных (отличие показателей опытных групп от контрольных) использовали ANOVA, с post hoc оценкой по LSD, а также критерий у}. Отличие долей животных, способных к решению теста на экстраполяцию, от случайного 50 % уровня проводили с помощью метода <р2 (критерий Фишера).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Влияние неонатального введения семакса и L-NAME на пролиферацию и нейрогенез

в мозге крыс и мышей.

Пролиферативную активность в мозге крыс оценивали в трех сериях опытов, мышей -в четырех, различавшихся по возрасту начала введения веществ, а также по возрасту животных, когда им была проведена перфузия мозга (табл. 1,3).

Пролиферативная активность в мозге крыс. Клетки, окрашенные иммуногистохимиче-ски с помощью антител к белку Ki-67 располагались в субгранулярном слое зубчатой фасции гиппокампа крыс (рис. 1). Ki-67 используют как маркер, поскольку он экспресси-руется в клетке, вступившей в митотический цикл (Schlüter et al., 1993). Сроки введения семакса и сроки перфузии мозга представлены в табл.1.

А Б

Рис. 1. Микрофотографии срезов зубчатой фасции гиппокампа крыс КМ, окраска на К1-67. А - крыса в возрасте 14 дней, инъекции семакса с 7-го по 11 дни жизни, Б - интактная крыса того же возраста. Масштаб -100 микрометров.

В трех сериях экспериментов с крысами линии КМ число маркированных клеток на срезах мозга животных опытных групп было достоверно выше, чем в контроле (табл.1). Наибольшие различия между группами наблюдали в 3-й серии, когда интервал между окончанием введения семакса и перфузией мозга составлял 9 суток. В этой серии значения чисел клеток для опытных крыс превышали контрольные почти в 2 раза.

Таблица 1

Число пролиферирующих клеток в субгрануляной зоне зубчатой фасции гиппокампа крыс линий КМ и Вистар после неонатального введения семакса

Линия № серии, возраст инъекций и перфузии, число животных (п) Семакс" Контроль" Семакс* Контроль

КМ 1. Семакс с 7-го по 11-й дни, перфузия - 13 день, опыт - п=2, контроль - п=2 281+16 231,8+10,4 328,5+15,1 207,7+11,9 199,9+7,6 177,8+7,5 280,43+7,9 195,13+7,9

2. Семакс с 13-го по 17-й дни, перфузия - 18-й день, опыт - я= 3, контроль ~п=Ъ 108,9+5,2 111,1+6 100,2±6 53,7+5,2 58,9+5,2 64,2+4,7 106,73+3,2 58,93+3

3. Семакс с 10-го по 14-й дни, перфузия -23-й день, опыт - л контроль - л=4 120,1+9,4 89,2+5,5 86,1+9,9 103,1+2,4 57,6+3,4 53,7+5,2 58,9+5,2 64,2+4,7 99,62+7,7 58,6+2,1

Вистар 4. Семакс - с 10-го по 14-й дни, перфузия - 17-й день, опыт-л=5, контроль ~п=4 141,1+8,5 130,7+8,5 172,2+11,6 141,5+10,4 90,8+6,9 86,1+8,9 102,6+13 99,6+6,7 146,37+7,9 94,77+3,8

5. Семакс - с 14-го по18-й дни, перфузия - 25-й день, опыт - п= 4, контроль - п=4 69,8+7,2 62,4+5,1 69,3+5,6 85,4+7,8 41,6+2,3 22,2+4,8 42,3+5,3 36,9+5,3 71,7+4,8 35,75+4,6

6. Семакс с 10-го по 14-й дни, перфузия -15-й день, опыт - л=3, контроль - п 3 86,5+11,6 96+5,4 86,1+12 44,5+7 58,3+5 89,5+3,2 51,4+6,9

# - среднее количество клеток на срезе у одного животного данной группы, & - среднее количество клеток на срезе у всех животных данной группы, * - достоверно отличается от значений контрольной группы при р<0,05

Сходное соотношение между контрольными и опытными животными было получено и во второй серии экспериментов, когда мозг животных был фиксирован на следующий день после окончания введения семакса. Можно, таким образом, заключить, что стимулирующее влияние введения семакса новорожденным крысам на пролиферацию клеток в зубчатой фасции гиппокампа продолжается, по крайней мере, 9-10 дней после окончания введения этого вещества. Наименьшие различия между опытом и контролем были получены в 1-й серии, в которой семакс вводили животным в течение 5 дней, начиная с 7-го дня жизни. В этот период постнаггального онтогенеза абсолютные значения чисел пролиферирующих клеток в этой области мозг у животных этого возраста были наивысшими. Ранее было показано (Ра1г е1 а1., 2005), что уровень пролиферации в зубчатой фасции гиппокампа новорожденных крыс максимален в период с 9-го по 12-й дни жизни, а затем быстро снижается. Возможно, что ввиду этого стимулирующее влияние введения веществ в данном возрасте оказалось менее выраженным. У крыс Вистар (табл.1) реакция на введение семакса была такой же, как и у крыс линии КМ - число делящихся клеток в опытных группах после инъекций семакса было достоверно выше, чем в контроле (р<0,05, критерий Манна-Уитни). Более четким это различие было у крыс Вистар в той серии, когда семакс вводили с 10-го по 14-й дни, а перфузию осуществляли на 17-й день (серия 4, табл.1).

Таким образом, уровень пролиферации в зубчатой фасции гиппокампа у крыс КМ и Вистар, которым вводили семакс, был существенно выше, чем у контрольных животных. Отметим, что значимых межлинейных различий в этом эффекте выявлено не было.

Таблица 2

Число новых клеток в субгрануляной зоне зубчатой фасции гиппокампа крыс линий КМ и Вистар после неонатального введения Ь-ЫАМЕ_

Линия № серии, возраст инъекций и перфузии, число животных (п) L-NAME" Контроль" L-NAME* Контроль*

КМ, Ь-ЫАМЕ с 7-го по 11-й дни, перфузия - 15 день, опыт - п=3; контроль - п=3 64,5+3,2 54,4+3 64,7±4,8 46,3±3 20,9+2,7 24,2+3,2 61,2+3,4* 30,4+7,9

Вистар Ь-ЫАМЕ с 9-го по 13-й дни, перфузия - 18-й день, опыт - п=4; контроль - п=4 53+3,8 61,9+7,8 60,25+4,1 65,9+5,9 49,3+5,7 38,5±2,6 43,5+5,1 47,5+4.3 60,3+2,7* 44,7+2,4

# - среднее количество клеток на срезе у одного животного данной группы, & - среднее количество клеток на срезе у всех животных данной группы, * - дост. отличается от значений контрольной группы при р< 0,05.

Эксперименты с неонатальным введением L-NAME показали, что влияние этого воздействия на нейрогенез было сходным с таковым семакса. Число пролиферирующих клеток в мозге крыс, которым в раннем возрасте вводили L-NAME, было выше, чем в контрольной группе (табл. 2). Различия между суммарными числами клеток в зубчатой фасции крыс контрольных и опытных групп были достоверны (р<0,05, критерий Манна-Уитни). Устойчивых межлинейных различий в числе пролиферирующих клеток в мозге крыс линий КМ и Вистар после неонатального введения ингибитора оксида азота, как и при введении семакса, обнаружено не было.

Стимулирующее влияние введенных препаратов может затронуть и формирование нейробластов (клеток-предшественниц нейронов). Клетки, которые в дальнейшем будут дифференцироваться в нейроны, начинают экспрессировать специфический для них белок, ассоциированный с микротрубочками - даблкортин (DCX). Эти нейрональные клетки-предшественницы начинают производить DCX вскоре после входа в клеточный цикл с затуханием экспрессии через 2-3 недели, ко времени окончательного превращения их в зрелые нейроны. Такая картина экспрессии DCX позволяет использовать его в качестве маркера собственно нейрогенеза (Gleeson et al., 1999).

Для выявления нейробластов было проведено иммуногистохимическое окрашивание срезов мозга с использованием антител к даблкортину - DCX (Couillard-Despres et al., 2005). Использование этого маркера показало, что у крыс число клеток, иммунопозитив-ных к DCX (т.е. нейробластов) в зубчатой фасции гиппокампа мозга после введения семакса было достоверно выше (р< 0,05), чем в контроле. При этом у крыс линии Вистар этот эффект был выражен более четко, чем у крыс линии КМ (данные приводятся в диссертации).

Таким образом, вследствие использованных в работе воздействий, по всей видимости, в гиппокампе изменилось и число новых клеток, дифференцирующихся в нейроны.

Таблица 3

Число пролиферирующих клеток в субгранулярной зоне зубчатой фасции гиппокампа мышей линий 101/НУ и СЗН после неонатального введения семакса_

Линия № серии, возраст инъекций и перфузии, число животных (л) Семакс * Контроль й Семакс л Контроль &

1. 5-10 дни, перфузия - 11 день, опыт - п=4, контроль -л=4 185,25+10,4 168,4+6,7 130,7+7,7 129,9+3,8 115+6,2 104,4+10,7 113+5,9 104,7+6, 5 153,5+13,6* 109,3+2,7

101/НУ 2. 7-11 дни, перфузия - 22 день, опыт - п= 3, контроль -л=3 37,2+3 36,5+2,2 33,84+3 23,8+3,6 30,5+2,5 24,5+1,7 35,8+1* 26,2+2,1

3. 7-11 дни, перфузия - 14 день, опыт - и=3, контроль -и=3 54,2+4,1 52,3+6,9 53,1+2,6 43,7+4,9 34+4,3 38,7+2,2 53,2+0,5* 38,8+2,8

4. 11 - 15 дни, перфузия - 24 дня, опыт - п=6, контроль -л=6 24,8+2,6 37,6+4,9 26,2+2,6 34,3+3,3 29,7+3 28,3+3,2 16,3+2 8,1+1,2 8+1,3 13,1+1,4 12,2+1,6 8,4+1,5 30,1+2*' 11+1,3

5. 5 - 11 дни, перфузия - 11 день, опыт - л=3, контроль -и=3 124,2+10,9 139,5+9,6 141,6+14,3 114,9+11,9 119,9+10,1 115+6,2 135,1+5,4* 116,6+1,6

6. 7 -11 дни, перфузия - 20 день, опыт - л=3, контроль -л=3 44,7+2,5 50,3+7,3 48,18+5,3 29,4+4 38+3,9 28,8+2,7 47,7+1,6* 32±2,9

СЗН 7. 16-20 дни, перфузия - 22 день, опыт - л=3, контроль -л=3 50,24+4,7 50,33+6,7 49,5+6,5 34,2+4,5 37,9+4,1 35,3+4,2 50+0,2* 35,8+1

8. 10-14 дни, перфузия - 23 дня, опыт - п=5, контроль -п=5 24,4+2,4 27,35+2,8 31,2+2,8 36,2+3,9 37,5+2,1 21,6+1,8 24+3,1 25,5+2,4 23,2+2,6 20,4+2,1 31,3+2,5** 22,9+0,9

# - среднее количество клеток на срезе у одного животного данной группы, &. - среднее количество клеток на срезе у всех животных данной группы, * - достоверно отличается от значении контрольной группы при р< 0,05; - при р< 0,01.

Пролиферативная активность в мозге мышей. Эксперименты по неонатальному введению семакса и Ь-ЫАМЕ мышам линии 101 /IIV и СЗН также обнаружили стимулирующее влияние этих воздействий на пролиферативную активность клеток в зубчатой фасции гиппокампа. На срезах мозга мышей, получавших инъекции семакса, обнаруживается некоторое увеличение числа клеток, иммунопозитивных к Ю67, по сравнению с контрольными животными (табл. 3). Отметим, что число таких клеток на срезах мозга мышей обеих линий в сериях 1 и 5 (при перфузии сразу после окончания инъекций семакса) было значительно выше, чем в случаях, когда мозг был перфузирован в более поздний срок. Неонатальное введение Ь-НАМЕ мышам обеих линий также увеличивало число делящихся клеточных элементов в этой зоне мозга, что можно было обнаружить спустя разные сроки после прекращения воздействий. Это было показано главным образом при иммуно-гистохимическом окрашивании на 1Сг67, но также и в экспериментах с ВгсШ и рибонукле-отидредуктазой (данные приводятся в диссертации). Окрашивание на К(67 выявило статистически достоверные различия между животными контрольной и опытной групп. При этом межлинейных различий выявлено не было.

При количественной оценке числа клеток, дифференцирующихся по нейрональному пути, в гиппокампе мышей линии СЗН, как и в мозге крыс (см. выше) было обнаружено достоверное (р<0,01) увеличение числа молодых нейробластов (иммуногистохимическая окраска на DCX) в опытной группе по сравнению с контролем (данные в автореферате не приводятся). Мозг мышей линии 101/HY в экспериментах с DCX исследован не был. В целом в мозге мышей различия числа маркированных клеток между опытными и контрольными группами были слабее, чем у крыс. Это, по всей видимости, является проявлением межвидовых различий по этому признаку.

Наши данные показали, что при интенсификации пролиферативной активности в зубчатой фасции после введения новорожденным мышам семакса и L-NAME происходит достоверное увеличение по сравнению с контролем и числа молодых нейробластов. Следовательно, неонатальное введение семакса и L-NAME, увеличивает уровень нейрогенеза в этой структуре

Таким образом, введение семакса и L-NAME в раннем периоде онтогенеза вызывает усиление пролиферативной активности в субгранулярном слое зубчатой фасции гиппо-кампа мышей и крыс спустя разные сроки после прекращения непосредственного действия этих соединений. При этом наибольший стимулирующий эффект был в случаях, когда вещества вводились в более ранние сроки постнатального развития. В экспериментах показано, что действие активирующих нейрогенез веществ, использованных в нашей работе, является пролонгированным, эффект их введения на деление клеток в пролиферативной зоне гиппокампа сохраняется как минимум до 2 недель.

Заключая изложение морфологической части работы, следует отметить, что описание активирующего пролиферацию в зубчатой фасции гиппокампа действия неонатально введенного семакса дано впервые, а описанный ранее такой же эффект L-NAME - подтвержден (Peunova, Enikolopov, 1995; Virgili et al., 1999; Matarredona et al., 2003).

Влияние неонатального введения семакса и L-NAME на поведение

Эксперименты на крысах. Аудиогенная эпилепсия. Крысам линии КМ и Вистар в возрасте от 7 до 11 дн. ежедневно вводили либо L-NAME (доза 50 мг/кг, КМ, п=32, Вистар, п=14), либо семакс (доза 50 мг/кг, КМ, п=9, Вистар, п=12). Контрольными служили ин-тактные крысы КМ (п=25) и Вистар (п=13) и крысы после неонатальной болевой стимуляции, КМ (п=12) и Вистар (п=5). Аудиогенную эпилепсию тестировали в возрасте 1 мес, поскольку у крыс КМ в этом возрасте интенсивность АП еще не достигла максимума, и это давало возможность наблюдать возможное усиление и ослабление данного признака (Семиохина и др., 2006). Достоверных различий в показателях АП между самцами и самками выявлено не было, поэтому данные рассматриваются суммарно.

Двухфакторный ANOVA (факторы «линия» и «воздействие») для условного балла АП (как показателя его интенсивности) показал достоверное влияние линии (Fi.96=74.585, р=0.0000) и тенденцию к взаимодействию влияния факторов линии и воздействия (Fi. 96=2.578, р=0.0804). Это означает, что неонатальное введение семакса и L-NAME вызвало разнонаправленные изменения среднего балла АП у крыс двух линий. LSD анализ показал, что интенсивность АП была достоверно (р=0.0008) выше у крыс КМ с ранним введением семакса по сравнению с интактной контрольной группой (2.16±0.15 и 1.46±0.13, соответственно). Непараметрический тест медианы выявил достоверность усиливающего эффекта раннего введения семакса у крыс KM (х2=15.27, df = 2, р=0.0005). После неонатального введения L-NAME балл АП у крыс КМ был также выше, чем у интактных, но недостоверно. У крыс Вистар средний балл АП был достоверно (р=0.0000) ниже, чем у крыс КМ (для групп интактного контроля - 0.31 ±0.23 и 1.46±0.13, соответственно), а изменения интенсивности АП у крыс Вистар после неонатальных воздействий были недостоверными (рис. 2, А). Двухфакторный ANOVA величин ЛП развития АП выявил достоверность влияния обоих факторов (линии - Fi.%= 76.01, р=0.0000 и воздействия - F=12.26, р=0.0000), а также их взаимодействия (Fi. 96= 18.74, р=0.0000). У крыс КМ (тест LSD) была выявлена лишь тенденция к укорочению ЛП как

последствие ранних воздействий. По тесту медианы у крыс Вистар после неонатального введения семакса и Ь-ЫАМЕ ЛП был достоверно длиннее (тест х2= 6,00, = 2, р =0.05), чем у интактных крыс этой линии (рис. 2, Б).

А Б

п -Се X í+l с 50-1 ео- 40- ек 1—

2 ' 1.5 -1 - О.с VA \__ —

1 30- -- '1 1

1_ 20-

■ +É+É 10 -

КМ •/.' istar км Wiasr

Рис. 2. Аудиогенная эпилепсия у крыс КМ и Вистар в возрасте 1 мес после неонатального введения семакса и L-NAME в возрасте от 7 до 11 дней жизни. На этом рис. и далее: белые столбики - интактные животные, косая штриховка - неонатальное введение физиологического раствора (болевая стимуляция), серые столбики - неонатальное введение семакса, черные - неонатальное введение L-NAME. А - средняя интенсивность аудиогенного приступа в условных баллах (± ошибка среднего), Б - средний латентный период аудиогенного приступа, в с, (± ошибка среднего). * - достоверно отличается от показателя крыс после неонатального введения семакса, р<0.05, # - достоверно отличается от интакгной группы и групп с неонаталь-ным введением L-N AME и с неонатальной болевой стимуляцией р<0.01.

Неонатальное введение семакса и L-NAME вызвало также изменения и в интенсивности реакции вздрагивания, возникавшей в ответ на включение звонка. Двухфакторный ANOVA выявил достоверное влияние фактора линии (F=l 1.30, р=0.0010), фактора воздействия (F=9A9, р=0.0002) и достоверное взаимодействие этих факторов (F=5.40, р=0.0058). Стартл-реакция была более интенсивной у крыс Вистар, но у опытной группы крыс в результате ранних воздействий она практически не изменилась (2.08±0.28, 2.28±0.27, 2.00±0.29). У крыс КМ раннее введение семакса вызвало достоверное усиление этой реакции (по сравнению с интактной группой, р=0.0089), а введение L-NAME - вызвало ее достоверное ослабление (р=0.0002). Можно сказать, что изменения стартл-реакции у исследованных групп животных были, в целом, параллельны различиям в показателях АП.

Таким образом, после неонатального введения семакса и L-NAME реакция на сильный звук (АП и стартл-реакция) у 1 мес крыс КМ и Вистар была изменена, причем были обнаружены как межлинейные различия в интенсивности реакций, так и разное «направление» этих изменений.

В то же время в картине отдаленных эффектов воздействий обоих типов был выявлен и общий компонент - изменение фенотипической картины припадка. В экспериментальных группах крыс включение звука вызывало типичное для АП двигательное возбуждение, а затем после клонических мышечных сокращений, судороги приобретали аномальный характер - в них проявлялся отчетливый каталептический компонент - животное застывало в вычурной позе при сохранении мышечных судорог. В ряде случаев судороги протекали при положении животного «на спине», чего никогда не наблюдалось ни у интактных крыс разных генотипов, ни после введения каких-либо фармакологических препаратов.

Эксперименты на крысах. Тест «открытое поле». Анализ данных этого теста, проведенного у 2 мес. животных, показал, что у взрослых крыс неонатальное введение семакса и L-

NAME повлияло и на уровень локомоторной активности (рис. 3), а также на показатели состояния страха-тревоги (при попадании на открытое пространство арены).

5 -

К!И I Вистар 1 мин

щш

I Вистар KM I Вист

KM I Вистар 2 мин

КМ | Вистар 3 мин

Рис. 3. Тест «открытое поле». Уровень двигательной активности крыс КМ и Вистар на периферии арены по минутам теста. По оси ординат - число пересечений сторон квадратов. Обозначения как на рис.2. * - достоверно (р<0.05) отличается от группы интактных крыс, ** - достоверно отличается (р<0.01) от ин-тактных крыс и крыс после неонатального введения семакса.

Двухфакторный ANOVA для показателя «активность на периферии арены» в 1-ю минуту теста (1-й фактор - генотип, 2-й фактор - воздействие) показал достоверность влияния фактора генотипа (F 1.96=24,9759, р=0,0000). Во вторую минуту теста этот показатель находился под влиянием обоих факторов (линия - F 1.96=7.16, р=0.009, воздействие Fi-96=3.26, р=0.045), а их взаимодействие также было достоверным (Fi.96=3.27, р=0.0441). LSD post hoc анализ показал, что как по отдельным минутам теста, так и суммарно у крыс Вистар уровень локомоторной активности (число пересеченных квадратов на периферии арены) был достоверно (р<0.05) выше в группе животных, которым в неонатальном возрасте вводили семакс. Хотя влияние фактора «пол» по данным трехфакторного ANOVA не было достоверным, после неонатального введения семакса у всех самок (но не у самцов) локомоторная активность этих животных во взрослом возрасте была выше, чем у интактных крыс. По непараметрическому тесту медианы это влияние было достоверным (Х2=8,618182, df=2, р=0,0134). Число квадратов, пересеченных в центре арены, как «обратный» показатель проявления тревожности, за 3 мин. теста суммарно у интактных групп КМ и Вистар было приблизительно одинаковым (и, в целом, невысоким - крысы редко выходили в центр арены). Неонатальное введение L-NAME вызвало у крыс КМ незначительное увеличение этого показателя по сравнению с контролем в первую минуту теста и резкое (достоверное, р<0,05) его снижение в дальнейшем, т.е. по ходу теста произошло усиление состояния тревоги.

Уровень исследовательской активности (число «стоек») также обнаружил отдаленные эффекты неонатальных воздействий. У крыс КМ после неонатального введения семакса (но не L-NAME) число стоек было достоверно (р=0.0434) ниже, чем у интактных, а у крыс Вистар - их было достоверно больше (р=0.0022). Поскольку число «стоек» в тесте «открытого поля» в целом бывает обратно пропорционально показателям страха-тревоги, то изменение их числа после неонатального введения семакса может свидетельствовать об ослаблении тревожности у крыс Вистар и о ее усилении у крыс КМ. Число стоек значимо изменялось после неонатальных воздействий у самцов и самок крыс обеих линий в противоположных направлениях. Об этом говорят данные трехфакторного ANOVA (факторы: линия, пол и воздействие) - достоверное влияние фактора «линия» (Fi_9o=10.90, р=0.0014), пола (F|.9o=5.38, р=0,0226) и взаимодействия трех факторов (F|.90=5.,90, р=0.0040).

Таким образом, введение семакса и Е-ЫАМЕ в ранний период жизни оказало влияние и на уровень локомоторной активности, и на проявление страха открытого пространства (квадраты в центре), и на число «стоек» спустя более 1,5 мес. после прекращения инъекций. Это означает, что тест «открытое поле» выявил межлинейные различия в эффектах неонатапьного введения двух соединений. Противоположный характер изменений ряда показателей этого теста у крыс двух генотипов является, по нашему мнению, проявлением генетических особенностей крыс КМ, поскольку им свойственна не только предрасположенность к развитию рефлекторных эпилептических припадков, но и некоторые особенности поведения (Семиохина и др., 2006).

Эксперименты на крысах. Тест «приподнятый крестообразный лабиринт» (ПКЛ). В тесте приподнятого крестообразного лабиринта у взрослых крыс КМ и Вистар также был выявлен ряд отдаленных эффектов введения семакса и Ь-ЫАМЕ в неонатальном возрасте -снижение исследовательского поведения (число «свешиваний»), а также изменения в реакции испуга, которые данный тест позволяет четко регистрировать. Двухфакторный А>ЮУА выявил достоверное влияние только фактора «воздействие» (р1.9о=6.98, р=0.0015), с наибольшим числом «свешиваний» с открытых рукавов ПКЛ у крыс интакт-ных групп. Их среднее число было несколько (недостоверно) выше у Вистар. В группах после неонатапьного введения семакса и 1.-ЫАМЕ этот показатель был ниже, причем у КМ достоверные отличия от интактных животных были и после семакса (р=0.0075), и после Ь-ЫАМЕ (р=0.0341), тогда как у Вистар достоверными были только отличия интакт-ной группы от группы с неонатальным введением Ь-ЫАМЕ (р=0.0199).

Изменения в показателях этого теста, отражающих состояние страха-тревоги, выразились в резком и высоко достоверном снижении времени пребывания в светлых частях лабиринта у крыс линии КМ. Двухфакторный АЫОУА для признака «время в открытых рукавах» выявил достоверное влияние только фактора «воздействие» (Р|_9о=7.47, р=0.0010). Это время было максимальным у крыс интактных групп и достоверно (р=0.0164) выше у линии КМ по сравнению с Вистар. Неонатальные воздействия отчетливо снизили стремление крыс находиться на свету в период теста, и это снижение у крыс КМ было высоко достоверным (р=0.0049 для семакса и р=0.0008 для Ь-ЫАМЕ). Избегание светлых участков ПКЛ считается одним из наиболее надежных и устойчивых показателей высокой тревожности животных. Число переходов между темными рукавами лабиринта (которое является показателем уровня локомоторной активности животных в ПКЛ) было очень мало у крыс обеих линии, с практически полным их отсутствием у крыс КМ. Возможно, что именно низкие величины этого признака у КМ не позволили выявить влияния неонатальных воздействий. По двухфакторному ЛМОУА было выявлено лишь влияние фактора «линия» (р1-9о=3.25, р=0.0746).

Таким образом, данные двух тестов - и «открытого поля», и ПКЛ - позволили выявить генотип-зависимые отдаленные эффекты введения крысам двух линий в неонаталь-ный период семакса и Ь-КАМЕ, выразившиеся в изменениях тревожности и исследовательской активности животных.

Эксперименты на мышах. Данные о влиянии неонатального введения семакса на поведение мышей двух линий в батарее тестов были получены в двух сериях опытов. В 1-й было использовано 50 мышей (самцов и самок) линии 101/НУ (интактный контроль - 13, неонатальная болевая стимуляция - 12, семакс - 25, Ь-ЫАМЕ - 15) и линии СЗН (интакт-ные - 3, болевая стимуляция - 18, семакс - 18, Ь-ЫАМЕ - 18). Во 2-й серии было 58 мышей (самцов и самок) линии 101/НУ (интактные -18, болевая стимуляция - 8, семакс - 34, Ь-ЫАМЕ - 8) и линии СЗН (интактные - 9, болевая стимуляция - 10, семакс - 4, Ь-ЫЛМЕ -8).

Эксперименты на мышах. Тест «открытое поле». Некоторые показатели поведения в этом тесте (например, уровень локомоции на периферии арены) обнаружили устойчивые межлинейные различия (рис. 4). После неонатального введения семакса мыши линии СЗН

1В

по данным двухфакторного ANOVA двигались достоверно больше, чем мыши 101/HY (1 серия - F=4.41, р<0.039, 2 серия - F=11.59, р=0.001).

После введения семакса уровень локомоции в центре арены за 2-ю мин теста обнаружил достоверное влияние фактора «линия» (F=6.14, р=0.021), с его более высоким уровнем у мышей СЗН. В обеих сериях опытов характер различий между экспериментальными группами мышей внутри каждой из линий был одинаковым. Число стоек снизилось после неонатальной болевой стимуляции по сравнению с интактной группой, а введение семакса сопровождалось подъемом этой величины, т.е. неонатально введенный семакс имел некоторый «нормализующий» эффект (рис. 5, Б).

В экспериментах по неонатальному введению L-NAME была иная картина. Число «стоек» за 2-ю мин теста обнаружило влияние обоих факторов - линии (F=6.71, р=0.016) и воздействия (F=4.80, р=0.039). Число «стоек», более высокое в контроле, после неонатапь-ного введения L-NAME было ниже у мышей обеих линий (у СЗН - достоверно по LSD тесту, р<0.05).

Рис. 4. Тест «открытое поле». Уровень локомоторной активности в последовательные минуты теста (число пересеченных сторон квадратов на периферии арены). Обозначения, как на рис.2. * - достоверное отличие (р<0,05) от интактной группы мышей линии 101/НУ

А Б

Рис. 5. Тест «открытое поле». А - число эпизодов груминга за 3 мин теста суммарно. Б - число «стоек» за 3 мин теста суммарно. Обозначения: белые столбики - интактные мыши, косая штриховка - неонатальная болевая стимуляция, серые - неонатальное введение семакса. * - достоверное отличие (р<0,05) от интактной группы.

Отметим, однако, что изменения такого показателя состояния конфликта между состоянием тревоги и исследовательской мотивацией, как число эпизодов груминга, подобному «правилу» не подчинялись. У мышей 101/HY оба воздействия уменьшили число эпизодов умывания, тогда как у мышей СЗН этот показатель был повышен после неонаталь-ной болевой стимуляции и остался выше, чем у интактных, после неонатального семакса (рис. 5, А). При этом в экспериментах с неонатальным подавлением активности NO-синтазы суммарное число эпизодов груминга за все 3 мин теста (фактор «воздействие» F=8.2, р=0.009), было выше у интактных мышей обеих линий по сравнению с группой после неонатального введения L-NAME.

Отмеченные выше изменения в числе эпизодов груминга (а также и времени, занятого грумингом, данные не приводятся), свидетельствуют не только об изменении реакции ЦНС на новую обстановку у взрослых мышей, но и о межлинейных различиях в направлении этих эффектов. Выявились и межлинейные различия в направлении таких сдвигов -двухфакторный ANOVA показал достоверность эффекта взаимодействия факторов (линии и воздействия). Примером может служить уровень локомоторной активности мышей в центре поля, т.е. число пересечений сторон квадратов в этой части арены (F=10.18, р= 0.0000). Таким образом, в экспериментах со взрослыми мышами после неонатальных воздействий в тесте «открытого поля» были выявлены генотип-зависимые изменения поведения.

Эксперименты с мышами. Тест приподнятого крестообразного лабиринта. Двухфакторный ANOVA выявил достоверное влияние фактора «воздействие» (F=4.41, р=0.038) на число выходов в открытые лучи лабиринта - один из показателей тревожности. В целом у мышей обеих линий наиболее эффективным (и снижающим тревожность по этому показателю) было неонатапьное болевое раздражение, тогда как эффект семакса был направлен в сторону снижения числа выходов в открытые рукава у мышей 101/HY (т.е. имело место усиление тревожности). Время, проведенное в открытых рукавах ПКЛ, у мышей после неонатального введения семакса в линии 101/HY было также достоверно короче (рис. 6). Этот эффект отсутствовал у мышей СЗН.

Рис. 6. Тест приподнятого крестообразного лабиринта. Неонатапьное введение семакса. Обозначения, как на рис.2. А - число выходов в светлые рукава лабиринта. Б - время пребывания в открытых рукавах, достоверно отличается от показателей интактной группы, р<0.01, р<0.001.

Эксперименты с мышами. Тест «закрытый крестообразный лабиринт». Данные этого теста свидетельствовали о межлинейных различиях в обследовании мышами этого лабиринта. В целом их можно описать как более медленное и «менее эффективное» обследо-

вание среды лабиринта мышами линии 101/НУ, по сравнению с СЗН (рис. 7). Мыши СЗН в целом совершали большее число патрулирований (за 13 «разрешенных» заходов), а один цикл патрулирования у них происходил за достоверно (р<0.05) меньшее время, чем у мышей 101/НУ. В ряде показателей было выявлено несколько более эффективное обследование лабиринта самками. Неонатапьное введение семакса вызвало у взрослых мышей обеих линий снижение эффективности обследования этой среды. В частности, у мышей линии 101/НУ были достоверно (р<0.05) более высокие, чем у интактных животных, показатели стереотипии в поведении (в частности, «число отставленных повторных заходов», р<0.01), а также выше такие показатели как длительность цикла патрулирования и время, проведенное в центральном отсеке лабиринта. Изменения после неонатальных воздействий большого числа других показателей поведения были недостоверными и во многих случаях имели сходную направленность у обеих линий.

-ь

*** ЪМ

П 8 *

Общее время в Общее время в Время первого центре рукавах выбора

40 —

50 —

^Нл

бремя пребывания Время пребывания общее ареыя в центре при в рукавах при при выборе

первой выборе первом выборе

Рис. 7. Тест «закрытый крестообразный лабиринт». Влияние неонатального введения семакса на показатели поведения. А - мыши линии СЗН, Б - мыши линии 101/НУ. Обозначения, как на рис.2. *,***- достоверно отличается от показателей группы после неонатального введения семакса при р< 0.05 и 0.001, соответственно.

Эксперименты на мышах. Стартл-реакция. Отдаленные эффекты неонатальных воздействий были обнаружены и в некоторых пробах при тестировании стартл-реакции. Двухфакторный АЫОУА обнаружил достоверное влияние фактора линии (в 1-й и с 3-й по 5-ю пробы, р>15, р<0.0001) с большей интенсивностью реакции у мышей СЗН. В первой пробе достоверным было также взаимодействие факторов (Р=4.36, р=0.015), что отражает противоположное направление изменений у мышей двух генотипов. В то же время в двух пробах у мышей линии 101/НУ после неонатапьной болевой стимуляции интенсивность стартл-реакции была выше, чем у интактной группы. У мышей линии СЗН неонатапьное введение семакса имело результатом снижение интенсивности стартл-реакции (достоверное в сравнении с интактной группой), тогда как у линии 101/НУ отдаленного эффекта семакса не выявлено. Интенсивность стартл-реакции после неонатального введения Ь-ЫАМЕ обнаружила мало различий между группами. В целом она была выше у мышей линии СЗН (достоверное влияние фактора «линия» для 3-й пробы, Р=4.81. р=0.039), но неонатапьное введение Ь-ЫАМЕ не вызвало достоверных изменений этого показателя.

Эксперименты с мышами. Тест «неизбегаемой скользкой воронки». Этот тест был предложен (ЭаНтоУ й а1., 1996) как аналог теста Порсолта, он оценивает соотношение разных стратегий поведения при реакции на стрессогенную обстановку, и, следовательно, по мнению авторов, и предрасположенность к развитию состояния депрессии. Изменения

в поведении мышей двух линий могут свидетельствовать о некотором усилении тенденции к депрессии (усилению выраженности пассивной стратегии) у мышей линии СЗН и некотором снижении ее - у КМ/НУ. У взрослых мышей СЗН неонатальное введение се-макса и Ь-ЫАМЕ достоверно (р<0.05) усилило состояние иммобилизации, тогда как у линии 101/НУ неонатальное введение семакса и Ь-ЫАМЕ усилило активные способы реакции на обстановку теста. В этом тесте были также обнаружены различия в некоторых показателях теста между самцами и самками - у самцов обеих линий после неонатального семакса увеличилось иммобилизации (однофакторный АИОУА, р1=7 Л 3, р=0.008).

Эксперименты на мышах. Способность к решению задачи на экстраполяцию направления движения стимула. Эксперименты по определению способности к экстраполяции проводили со взрослыми мышами обеих линий после неонатального введения Ь-ЫАМЕ и семакса в сопоставлении с показателями контрольных животных. В этих опытах использовали и животных с неонатальной болевой стимуляцией, но поскольку их показатели решения теста не отличались от таковых интактных мышей, далее показатели обеих контрольных групп рассматриваются суммарно.

А Б

Рис. 8. Тест на способность к экстраполяции у мышей двух линий после неонатального введения семакса. Обозначения, как на рис.2. По оси ординат - доля правильных решений теста (в %). А - доля правильных решений теста при первом предъявлении, Б - тот же показатель по данным 6 предъявлений теста. *- достоверно отличается от 50% случайного уровня , р<0.05. Число животных - контроль: 101/НУ -26, СЗН - 18, Неонатальное введение семакса: 101/НУ- 10, СЗН - 13.

Успешность выполнения теста на экстраполяцию направления движения (доля правильных решений, %), взрослыми мышами СЗН и 101/НУ после неонатального введения семакса и Ь-ЫАМЕ изменилась и обнаружила межлинейные различия в этом эффекте. Кроме того, несмотря на небольшой объем выборок экспериментальных и контрольных животных двух линий можно предположительно говорить о различиях в направлении эффектов неонатального введения семакса и Ь-ЫАМЕ у мышей двух линий.

Так, после неонатального введения семаксау мышей линии 101/НУ доля правильных решений теста достоверно превышала 50% случайный уровень (как по данным однократного предъявления теста, так и при его многократных применениях), тогда как у мышей линии СЗН эффекта неонатального введения семакса обнаружено не было (рис. 8). В то же время после неонатальных инъекций Ь-ЫАМЕ доля правильных решений по данным многократных предъявлений теста достоверно превышала 50% случайный уровень, и эта доля была достоверно выше таковой у мышей контрольной группы. У мышей линии 101/НУ доля правильных решений теста недостоверно (тенденция) отличалась от 50% уровня (рис. 9).

Данные многократных предъявлений теста в течение 2-3 опытных дней. Мыши линии СЗН. Суммарно за 3 дня опытов у мышей линии СЗН (обеих групп) за 18 предъяв-

лений теста доля правильных решений достоверно превысила 50 % уровень. При этом в группе после неонатапьного введения Ь-ЫАМЕ ко второму и третьему опытам эта доля возрастала и была достоверно выше, чем у контрольной группы (рис. 10). Эти данные означают, что мыши СЗН в достоверном большинстве случаев искали корм в том боковом отверстии, в направлении которого он перед этим переместился, исчезнув из поля зрения. В то же время у мышей 101/НУ в группе после неонатапьного введения ЫЧАМЕ в течение двух опытных дней доля правильных решений не увеличивалась и оставалась на случайном уровне.

Рис. 9. Тест на способность к экстраполяции. Мыши линий 101/НУ и СЗН после неонатального введения Ь-ИАМЕ. Обозначения, как на рис. 2. По оси ординат - доля правильных решений теста (в %). А - доля правильных решений теста при первом предъявлении, Б - тот же показатель по данным 6 предъявлений теста. Число животных: контроль: 101/НУ - 7, СЗН - 17, Ь-ЫАМЕ: 101/НУ -8, СЗН - 18. *** - достоверно отличается от 50% случайного уровня правильных решений, р<0.001. А ' Б

Рис. 10. Тест на экстраполяцию направления движения пищевого раздражителя. Данные многократных предъявлений задачи на экстраполяцию мышам линий СЗН (А) и 101/НУ (Б) по дням опыта (ось ординат -доля правильных решений, %). Обозначения, как на рис.2. *- достоверно отличается от 50% случайного уровня правильных решений; # - достоверно отличается от показателя контрольной группы мышей.

Таким образом, успешность решения элементарной логической задачи на экстраполяцию направления движения взрослыми мышами СЗН и 101/НУ после неонатального введения семакса и Ь-ЫАМЕ обнаружила как отдаленные эффекты неонатальных воздействий, так и межлинейные различия. Кроме того, несмотря на небольшой объем выборок экспериментальных и контрольных животных двух линий можно предположительно говорить об относительно большей эффективности неонатального введения Ь-ИАМЕ по сравнению с семаксом.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В соответствии с целями, поставленными перед выполнением данной работы, были получены экспериментальные данные, свидетельствующие о том, что неонатальные инъекции семакса и L-NAME сопровождаются усилением пролиферативной активности в субгранулярной зоне зубчатой фасции как у крыс, так и у мышей. Эффект усиления пролиферации в мозге крыс был слабее выражен, когда инъекции производили в течение 3-ей недели жизни. Последствия данных воздействий обнаруживаются в поведении (и предрасположенности к аудиогенной эпилепсии) в период, отдаленный от момента воздействий значительным интервалом времени - от 3 до 9 недель. Использованные в работе тесты позволили выявить изменения уровня тревожности животных, а также их способности к решению когнитивного теста на экстраполяцию направления движения стимула. Важно отметить, что в ряде случаев как выраженность эффекта, так и его «направление» (снижение или усиление показателя поведения) зависели от генотипа.

В настоящее время накоплен большой экспериментальный материал о влиянии на нейрогенез множества факторов различной природы. Воздействия, использованные в нашей работе в виде неонатальных инъекций крысам и мышам семакса и блокада N0-синтазы посредством L-NAME - лишь малая часть из этого списка.

На основании полученных в работе данных можно заключить, что неонатальное введение семакса и L-NAME в течение первых трех недель постнатального развития крыс и мышей, после прекращения непосредственного действия этих соединений, вызывает не только усиление пролиферативной активности в субгранулярной зоне зубчатой фасции, но и образование новых нейронов. Увеличение числа вновь появившихся клеток (в том числе и нейробластов) в субгранулярной зоне зубчатой фасции гиппокампа наблюдается и спустя 7-14 дней после прекращения инъекций. Поскольку экспериментально показано, что такие вновь образовавшиеся нейроны могут в большом проценте случаев включаться в синаптические цепи (Kempermanm et al., 2003, Nacher et al., 2001), поэтому можно предположить возможное влияние этого феномена в качестве одной из причин отдаленных по времени изменений поведения животных.

В настоящее время конкретные механизмы, по которым снижение продукции оксида азота усиливает деление клеток-предшественниц нейронов и глии, еще полностью не проанализированы, хотя некоторые звенья этого механизма уже известны. К ним относится усиление продукции ростовых факторов (Estrada et al., 1997; Murillo-Carretero et al., 2002 и др.). Усиление клеточной пролиферации в гиппокампе в ответ на введение обоих использованных веществ имеет, по всей видимости, как минимум одно общее звено, а именно -усиление продукции BDNF (brain-derived neurotrophic factor) и других нейротрофинов (Wagner et al., 1999).

Раннее введение семакса и L-NAME крысам и мышам вызвало также изменения ряда показателей поведения, как крыс, так и мышей. Были обнаружены и межлинейные различия, и разное направление изменений в интенсивности эпилептиформных приступов в ответ на сильный звук у крыс. Они выражались в усилении среднего балла припадка и укорочении его латентности у крыс КМ и в некотором ослаблении интенсивности АП и увеличении латентности у крыс Вистар (после инъекций семакса). Противоположный характер изменений АП у крыс двух линий не позволяет объяснить эти эффекты «впрямую» -влиянием усиленного нейрогеиеза. В то же время в картине эффектов воздействий обоих типов был и общий компонент - изменение фенотипической картины припадка. Эти общие для крыс обеих линий отдаленные эффекты неонатальных воздействий можно, по крайней мере, частично, объяснить интенсификацией нейрогенеза после использованных воздействий и влиянием этого на собственно «архитектуру» приступа.

Изменения ряда показателей поведения у взрослых крыс и мышей двух генотипов после неонатального введения семакса и L-NAME также нередко имели противоположное направление.

После неонатальных воздействий и у крыс, и у мышей наблюдалось достоверное повышение уровня двигательной активности у животных (по результатам теста «открытое поле»), в то время как уровень ориентировочно-исследовательской активности - снижался. Изменения уровня локомоции в центре арены (как «отрицательный» показатель тревожности) зависели и от генотипа, и от эффекта вводимого препарата, и от пола; при этом обнаруживалось также достоверное взаимодействие факторов «генотип» и «воздействие». Последнее означало, что у крыс неонатальное введение семакса почти не изменило этот показатель у КМ, но достоверно усилило его у Вистар. Поскольку оба вещества усиливали нейрогенез у обеих линий, подобные расхождения в эффектах могут, возможно, означать различия в реакции развивающегося мозга крыс двух линий на повышение продукции ВООТ и других нейротрофинов (а возможно и на снижение уровня N0).

Неонатальные воздействия вызвали резкие изменения также и уровня тревожности у взрослых животных. Так, по результатам теста «открытое поле» и «приподнятый крестообразный лабиринт» введение семакса приводило к усилению этого показателя у крыс КМ и к его снижению у Вистар. По результатам данных тестов уровень тревожности после неонатального введения семакса повышался у мышей 101/НУ и снижался - у СЗН. Поскольку проявления страха-тревоги могут быть следствием (помимо других эффектов) снижения функции серотонинергической системы, одной из рабочих гипотез, объясняющих полученные данные, может быть дифференциальное влияние изменяющих продукцию ВОЫР неонатальных воздействий на серотонинергическую, глутаматергическую и другие трансмитгерные системы мозга.

Ноотропный эффект неонатальных инъекций семакса и Ь-ЫАМЕ, обнаруженный в тесте на способность к экстраполяции, выявился у мышей после инъекций Ь-ЫАМЕ и семакса, более устойчиво проявился у мышей линии СЗН. У них было высоко достоверное превышение доли правильных решений задачи на экстраполяцию над 50% случайным уровнем (по данным многократных предъявлений теста). У взрослых мышей линии ] 01ЛIУ более высокий уровень правильных решений (достоверно выше 50% случайного уровня) этого теста при первом его предъявлении наблюдался после неонатального введения семакса. Это совпадает с картиной изменения этих показателей после введения мышам ноотропных препаратов (Перепелкина и др., 2006). Кроме того, мыши линии 101/НУ после неонатального введения Ь-ЫАМЕ более успешно решали тест на «поиск входа в укрытие» (данные приведены в диссертации).

Таким образом, исследование поведения и физиологических реакций взрослых мышей и крыс разных генотипов после введения им в новорожденном возрасте семакса и Ь-ЫАМЕ позволяет говорить о том, что отдаленные эффекты этого воздействия, возможно, связаны с усилением нейрогенеза и сказываются на поведении взрослых животных. Последствия неонатальных инъекций препаратов, усиливающих нейрогенез, показали, что этому фактору (собственно образованию новых клеток) можно приписать только часть обнаруживаемых отдаленных эффектов. В основе таких эффектов может быть спровоцированное нейрогенезом усиление экспрессии трофических факторов, в частности ВОЫР. Однако в целом обнаруженным различиям можно дать два взаимно не исключающих объяснения. Во-первых, возможно, что стимулирующие эффекты семакса и Ь-ЫАМЕ, сходные на начальных этапах (усиление экспрессии ВОЫР), могут зависеть от генотипа на следующих этапах сигнальных путей, когда молекулы этого и других ростовых факторов начинают быть активными в нейронах и глии разных структур мозга. Во-вторых, можно предположить, что у семакса и Ь-ЫАМЕ могут быть другие, зависимые от генотипа механизмы влияния на развивающийся мозг, например, непосредственно на нейроны разных нейротрансмитгерных систем.

ласти. Известно, что новые клетки, происходящие из этой области мозга, формируют так называемый «передний миграционный путь», который заканчивается в обонятельных луковицах. Нельзя исключить предположения, что повышение числа таких клеток-мигрантов может способствовать изменению чувствительности обонятельного анализатора. Это, в свою очередь, может спровоцировать более настороженное и тревожное состояние грызунов обоих видов - и крыс, и мышей.

Полученные в работе данные на экспериментальном материале демонстрируют как усиление нейрогенеза в гиппокампальной пролиферативной зоне, так и отдаленные эффекты неонатальных воздействий на поведение. Очевидно, что подобные факты следует учитывать и в клинических исследованиях. Полученные данные имеют значение как для бурно развивающейся области медицины - технологий использования стволовых клеток для лечения нейродегенеративных заболеваний человека, так и для клинических исследований, связанных с оценкой отдаленных последствий влияния на ЦНС в раннем возрасте.

ВЫВОДЫ

1. Введение семакса и L-NAME в неонатальном возрасте мышам и крысам достоверно увеличивает число вновь появившихся клеток в субгранулярной зоне зубчатой фасции гиппокампа как непосредственно после прекращения инъекций, так и спустя 14 дней после их прекращения; при этом происходит увеличение числа молодых нейробластов.

2. Неонатальные инъекции семакса и L-NAME видоизменили картину аудиогенных судорог и изменили их интенсивность у 1 месячных крыс - у линии КМ произошло усиление, а у Вистар - ослабление припадка.

3. Неонатальные инъекции семакса и L-NAME вызвали изменения уровня тревожности, двигательной и исследовательской активности у крыс линий КМ и Вистар. Величина этих изменений зависела от генотипа.

4. Неонатальное введение семакса и, в особенности, L-NAME вызвало генотип-зависимые изменения исследовательского поведения у мышей линий СЗН и 101/HY и усилило проявления тревожности.

5. Неонатальное введение L-NAME и семакса вызвало у мышей увеличение способности к решению теста на экстраполяцию направления движения пищевого стимула (ноо-тропный эффект), которое было сильнее выражено у мышей линии СЗН, по сравнению с линией 101/HY.

6. Обнаруженные отдаленные эффекты неонатального введения L-NAME и семакса на физиологию ЦНС различались у животных разных линий. Одной из причин этих эффектов может быть усиление нейрогенеза в зубчатой фасции гиппокампа, последствия которого могут зависеть от генотипа.

Выполнение работы было поддержано РФФИ грант № 07-04-01287, Швейцарским национальным фондом SCOPES project IB74BO-111081, грант Миннауки № 02-512-112335.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ Статьи в рецензируемых журналах (список ВАК)

1. Т.В. Тимошенко, И.И. Полетаева, Г.В. Павлова, A.B. Ревищин. Влияние неонатального введения пептида семакса на пролиферативную активность клеток в зубчатой фасции гиппокампа крыс двух генотипов. ДАН, 2009, т. 424, № 6, с. 846-848.

2. Т.В. Тимошенко, О.В. Перепелкина, Н,В. Маркина, A.B. Ревищин, Г.В., Павлова, И.И.Полетаева, Г.Т. Сухих. Аудиогенная эпилепсия у крыс двух генотипов после неонатальных воздействий, усиливающих нейрогенез в зубчатой извилине. Бюлл. эксп. биол. мед., 2009, т. 147, № 4, с. 458-461.

Тезисы конференций

1. Pinigina Е., Timoshenko Т. Influence of nitric oxide synthase inhibition on the neurogenesis and behavior in two mouse strain. Abstr. International, summer school in behavioural neurogenetics. Abstr., Moscow, Russia, September, 12-16,2005, p.78-79.

2. Полетаева И.И., Маркина H.B., Перепелкина O.B., Бояршинова О.А., Пинигина Е.А., Тимошенко Т.В. Экспериментальный анализ отдаленных последствий неонатапьных воздействий/ Матер. Международного Симпозиума «От экспериментальной биологии к превентивной и интегративной медицине. Тезисы, 2006, Судак. 17 - 27 сент. с. 68

3. Перепелкина О.В., Маркина Н.В., Пинигина Е.А., Ревищин А.В., Тимошенко Т.В., Полетаева И.И. Селекция лабораторных мышей на большой и малый вес мозга - различия в поведении и морфологии переднего мозга, влияние обогащенных условий содержания. Матер. XX съезда физиологического общества им. И.П. Павлова. Тезисы, Москва, 2007, с. 370.

4. Полетаева И.И., Маркина Н.В., Перепелкина О.В., Федотова И.Б., Пинигина Е.А., Тимошенко Т.В. Отдаленные последствия ранних фармакологических воздействий на ЦНС лабораторных грызунов различного генотипа - возможная модель патологических состояний человека. Матер. XX съезда физиологического общества им. И.П. Павлова. Тезисы, Москва, 2007, с. 378.

5. Маркина Н.В., Перепелкина О.В., Тимошенко Т.В., Полетаева И.И. Изменения поведения взрослых мышей разных линий как результат неонатального введения ряда фармакологических препаратов. Тезисы IV Всероссийской конференции по поведению животных. ИЭЭ РАН, Москва, 2007, с.79-80.

6. Перепелкина О.В., Тимошенко Т.В., Маркина Н.В., Ревищин А.В., Полетаева И.И. Генетические различия в отдаленных эффектах неонатальных воздействий на ЦНС лабораторных грызунов. International Conference, Current Evolutionary Thinking in Biology, Medicine, and Sociology. Тезисы, Новосибирск, 2007, August, 7-9.

7. Тимошенко Т. Неонатальная модуляции нейрогенеза и ее возможное влияние на поведение взрослых мышей и крыс различных генотипов. Конференция молодых ученых. Институт высшей нервной деятельности и нейрофизиологии РАН. Тезисы, Москва, 2007, с. 47.

8. Timoshenko Т., Revishchin A., Pavlova G., Poletaeva I. Modulation of neurogenesis in the dentate area of rat and mouse brain by neonatal injections of heptapeptide Semax and L-NAME.6-th FENS Meeting. Abstr., Geneve, 2008, July 12-16. N 175.15.

9. T. Timoshenko, A. Revishchin, G. Pavlova, I. Poletaeva. Modulation of neurogenesis in adult brain of rats and mice after neonatal treatments. 6-th International Symposium on Experimental and Clinical Neurobiology. Kosice, Slovakia, Abstr., 2008, September, 8-11, p. 97.

10. T.B. Тимошенко, И.И. Полетаева, Г.В. Павлова, А.В. Ревищин. Неонатальная модуляция пролиферации стволовых клеток мозга и ее влияние на поведение взрослых мышей и крыс. IV Международная конференция по иммунотерапии. Москва, 15-17 сентября, 2008, Аллергология и иммунология (список ВАК), 2008, том 9, №3, с. 269-270.

ll.O.V. Perepelkina, O.S. Boyarshinova, T.V. Timoshenko, I.I. Poletaeva H.-P. Lipp, H-S. Shin Cognitive task solution in laboratory mice: the ways to enhance this ability. 11-th Annual Meeting of International Behavior and Neurogenetic Society. Abstr., 2009, Dresden, June, 4-6, p. 104.

12. O.B. Перепелкина, Т.В. Тимошенко, А.В. Ревищин, И.И. Полетаева. Влияние условий «обогащенной среды» на уровень нейрогенеза в зубчатой фасции гиппокампа у мышей, селектированных на большой и малый относительный вес мозга. Всероссийская конференция с международным участием памяти О.С. Виноградовой «Гиппокамп и память: норма и патология». Материалы конференции, 25-28 июля, Пущино, 2009, с. 51-52.

13. Тимошенко Т.В. Модуляция нейрогенеза у мышей и крыс разных генотипов. Анализ поведения. Конференция молодых ученых, Институт высшей нервной деятельности и нейрофизиологии РАН. Тезисы, 2009, октябрь, с. 35.

Подписано в печать 05.11.09 Формат 60x88 1/16. Объем 1.75 п.л. Тираж 100 экз. Заказ № 875 Отпечатано в ООО «Соцветие красок» 119991 г.Москва, Ленинские горы, д.1 Главное здание МГУ, к. А-102

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Тимошенко, Татьяна Валерьевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ГЛАВА 1. ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Стволовые клетки в ЦНС.

2.1.1. Краткая история вопроса, определения.

2.1.2. Основные зоны пролиферации в мозге.

2.2. Модуляция процессов нейрогенеза взрослого мозга.

2.2.1. Стресс и стероидные гормоны.

2.2.2. Другие факторы гормональной природы.

2.2.3. Серотонин, антидепрессанты и нейрогенез.

2.2.4. BDNF и нейрогенез.

2.2.5. NO и нейрогенез.

2.3. BDNF (brain-derived neurotrophic factor).

2.3.1. Суточные колебания уровня BDNF.

2.3.2. Факторы, влияющие на экспрессию BDNF в ЦНС.

2.3.3. BDNF, семакс и поведение.

2.4. Поведение животных. Основные «лабораторные» показатели и ^ их генетический контроль.

ГЛАВА 3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

3.1. Экспериментальные животные.

3.2. Введение семакса и L-NAME.

3.3. Морфологические методы.

3.3.1. Фиксация мозга.

3.3.2. Иммуногистохимическое исследование ткани мозга на срезах.

3.3.3. Подсчет клеток.

3.4. Исследование поведения.

4. РЕЗУЛЬТАТЫ.

4.1. Влияние неонатального введения семакса и L-NAME на пролиферативную активность клеток (нейрогенез) в мозге крыс.

4.1.1. Иммуногистохимическое окрашивание срезов мозга крыс на Ki-67.

4.1.2. Иммуногистохимическое окрашивание срезов мозга крыс на ^ даблкортин.

4.2. Нейрогенез в субгранулярной зоне зубчатой фасции гиппокампа мозга мыши после неонатального введения семакса и L-NAME.

4.2.1. Иммуногистохимическое окрашивание срезов мозга мышей на Ki-67.

4.2.2. Иммуногистохимическое окрашивание срезов мозга мышей на ^ даблкортин.

4.2.3. Иммуногистохимическое окрашивание срезов мозга мышей на BrdU.

4.2.4. Иммуногистохимическое окрашивание срезов мозга мышей на „ RNR.

4.2.5. Гистохимическое окрашивание срезов мозга мышей на NADPH- ^ диафоразу.

4.3. Исследование поведения взрослых животных после введения ^ семакса и L-NAME.

4.3.1. Эксперименты с крысами.

4.3.2. Эксперименты с мышами.

4.3.2.1. Отдаленные эффекты неонатального введения семакса мышам pQ линий ЮШУиСЗН.

4.3.2.2. Отдаленные эффекты неонатального введения L-NAME j ^ мышам линий 101/HY и СЗН.

4.3.2.3. Сравнение эффектов интраназального и инъекционного ^ способов неонатального введения L-NAME.

4.3.2.4. Способность мышей двух линий к экстраполяции ^ ^ направления движения стимула после неонатальных воздействий.

4.3.2.5. Выполнение мышами двух линий теста на поиск входа в укрытие после неонатального введения L-NAME.

ГЛАВА 5. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

5.1. Изменения пролиферативной активности в зубчатой фасции гиппокампа.

5.2. Анализ поведения животных.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Модуляция нейрогенеза у мышей и крыс разных генотипов. Анализ поведения"

Формирование центральной нервной системы млекопитающих происходит под влиянием генотипа и среды, но оно может также испытывать значительное число воздействий, чуждых нормальному «набору» средовых факторов, необходимых для нормального развития. В числе таких воздействий могут быть вещества, обладающие способностью стимулировать нейрогенез взрослого мозга, то есть пролиферацию клеток в специфических генеративных участках мозга в постнатальном периоде и дифференцировку их в нейроны. Наличие потенциала для возобновления нервных клеток во взрослом мозге заставило неврологов пересмотреть целый ряд, казалось бы, прочных представлений, касающихся потенциала восстановительных процессов в центральной нервной системе (Викторов, 2001). Иными словами «переоткрытое» явление нейрогенеза взрослого мозга позволяет по-новому подойти к проблеме регенеративных (восстановительных) возможностей ЦНС. Это служит основой для развития новых медицинских технологий, позволяющих использовать нейральные стволовые клетки для коррекции и лечения нейродегенеративных заболеваний и посттравматических изменений мозга (Викторов, 2001).

О том, что нервная система в определенной, хотя и ограниченной, степени обнаруживает способности к регенеративным процессам, было известно и до начала интенсивного исследования нейрогенеза взрослого мозга. В последнее время все больший интерес вызывает и теоретический аспект проблемы - как можно использовать феномен нейрогенеза взрослого мозга для анализа развития нервной системы в целом (Полтавцева и др., 2003; Викторов, Сухих, 2002). Возможность модуляции интенсивности нейрогенеза взрослого мозга может быть одним из возможных путей изучения регенеративных способностей мозга и закономерностей процессов развития (Корочкин и др., 2005).

Нейрогенез взрослого мозга локализуется в основном в двух областях ЦНС, в них происходит активная пролиферация клеток в течение всей жизни особи. Это субвентрикулярная зона боковых желудочков и зубчатая фасция гиппокамповой формации (Altman, 1965, 1969; Luskin, 1993; Palmer, 1995; Reynolds, Weiss, 1992; Викторов, 2001).

Вмешательство в ход онтогенеза путем неонатальных воздействий нередко видоизменяет нормальные процессы развития таким образом, что их последствия могут быть обнаружены во взрослом мозге. Одним из возможных механизмов реализации таких отдаленных эффектов ранних воздействий и может быть модуляция нейрогенеза. Известен целый ряд факторов, которые влияют на нейрогенез взрослого мозга (Zhao et al., 2008). Однако практически нет данных о том, как эффект подобной модуляции (усиление или ослабление нейрогенеза) сказывается на функции ЦНС. В связи с этим возникает необходимость в экспериментальном исследовании изменений в мозге и поведении животных, как следствия таких модулирующих нейрогенез воздействий.

В связи с этим целью настоящей работы было выяснить, в какой степени, модуляция интенсивности клеточной пролиферации в мозге лабораторных животных введением определенных химических агентов в раннем онтогенезе влияет на число делящихся клеток спустя разные интервалы времени после прекращения таких воздействий, а также как изменяется поведение этих животных во взрослом возрасте.

Для выяснения этого вопроса в настоящем исследовании были поставлены следующие задачи:

1. Изучить возможное влияние отставленных эффектов ингибитора NO-синтазы L-NAME и нейропептида семакса (синтетического аналога фрагмента АКТГ 4.1 о) на пролиферативную активность в зубчатой фасции гиппокампа у мышей и крыс разных генотипов.

2. Оценить зависимость отставленных эффектов L-NAME и семакса от сроков их введения.

3. Исследовать отдаленные эффекты неонатального введения семакса и L-NAME детенышам мышей и крыс, оценив их поведение во взрослом возрасте.

4. Оценить возможные различия в поведении взрослых животных разных генотипов после неонатального введения L-NAME и нейропептида семакса.

Научная новизна. Впервые было исследовано влияние неонатального введения семакса и L-NAME на нейрогенез пролиферативных зон мозга в зубчатой фасции гиппокампа мышей и крыс. Показано, что хроническое неонатальное введение L-NAME и семакса детенышам мышей и крыс в течение первых трех недель постнатального развития усиливало уровень пролиферации в зубчатой фасции гиппокампа, причем более четким было влияние неонатально введенного семакса. Эффект усиления уровня пролиферации продолжался и спустя 10 дней после окончания инъекций. В ходе исследования изменения поведенческих реакций впервые показано, что неонатальное введение этих препаратов влияет на формирование реакции тревоги. Впервые выявлено дифференциальное генотип-зависимое влияние неонатального введения семакса на аудиогенную эпилепсию взрослых крыс. Апробация работы. Результаты работы были представлены и доложены на Международной летней школе по нейрогенетике (Москва, 2005), на Международной летней школе по поведению животных в условиях, приближенных к естественным и по нейрогенетике (МГУ-Университет Цюрих-Ирхель, 2006), на конференции молодых ученых (НИИ ВНД, Москва, 2005, 2008, 2009), на VI Форуме FENS (Женева, 2008), на VI Международном Симпозиуме по Экспериментальной и Клинической Нейробиологии (Кошице, 2008), III Международной конференции по иммунотерапии (Москва, 2008).

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Тимошенко, Татьяна Валерьевна

7. ВЫВОДЫ

1. Введение семакса и Ь-ЫАМЕ в неонатальном возрасте мышам и крысам достоверно увеличивает число вновь появившихся клеток в субгранулярной зоне зубчатой фасции гиппокампа как непосредственно после прекращения инъекций, так и спустя 14 дней после их прекращения; при этом происходит увеличение числа молодых нейробластов.

2. Неонатальные инъекции семакса и Ь-КАМЕ видоизменили картину аудиогенных судорог и изменили их интенсивность у 1 месячных крыс - у линии КМ произошло усиление, а у Вистар - ослабление припадка.

3. Неонатальные инъекции семакса и Ь-МАМЕ вызвали изменения уровня тревожности, двигательной и исследовательской активности у крыс линий КМ и Вистар. Величина этих изменений зависела от генотипа.

4. Неонатальное введение семакса и, в особенности, Ь-ЫАМЕ вызвало генотип-зависимые изменения исследовательского поведения у мышей линий СЗН и 101/НУ и усилило проявления тревожности.

5. Неонатальное введение Ь-КАМЕ и семакса вызвало у мышей увеличение способности к решению теста на экстраполяцию направления движения пищевого стимула (ноотропный эффект), которое было сильнее выражено у мышей линии СЗН, по сравнению с линией 101/НУ.

6. Обнаруженные отдаленные эффекты неонатального введения Ь-№АМЕ и семакса на физиологию ЦНС различались у животных разных линий. Одной из причин этих эффектов может быть усиление нейрогенеза в зубчатой фасции гиппокампа, последствия которого могут зависеть от генотипа.

6. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Как уже говорилось выше, возможно, что существует некий общий принцип (или механизм) реализации отдаленных эффектов неонатальных воздействий (хотя, возможно, не всех) на поведение взрослых мышей и крыс. Данное предположение основано на том, что изменения поведения взрослых животных после неонатальных воздействий не всегда имеют такое же направление, как непосредственно после введения (Шилова и др., 2004). Возможно, влияние вводимых веществ на развивающийся мозг изменяет чувствительность рецепторов или численные соотношения рецепторов разных типов, что может стать причиной изменений поведения животного в более поздние сроки. Межлинейные различия в таких эффектах (Шилова и др., 2004; Маркина и др., 1999; Бояршинова и др., 2004) могут служить подтверждением этого предположения.

Исследование поведения и физиологических реакций взрослых мышей и крыс разных генотипов после введения им в новорожденном возрасте семакса и Ь^АМЕ позволило выявить у них многочисленные отдаленные эффекты. В работе продемонстрирована также зависимость отдаленных эффектов неонатальных введений от генотипа с использованием животных двух видов лабораторных животных - мышей и крыс.

Последствия неонатальных инъекций крысам и мышам препаратов, усиливающих нейрогенез взрослого мозга, показали, что этому фактору можно приписать только часть выявленных отдаленных эффектов. В основе таких эффектов может быть спровоцированное нейрогенезом усиление экспрессии ростовых факторов, в частности ВО№\ Однако в целом обнаруженным различиям можно дать два взаимно не исключающих объяснения. Во-первых, возможно, что стимулирующие эффекты семакса и Ь-ЫАМЕ, сходные на начальных этапах (по всей видимости, за счет усиления экспрессии ВО№), могут зависеть от генотипа на следующих этапах сигнальных путей, когда молекулы этого и других ростовых факторов начинают быть активными в

152 нейронах и глии разных структур мозга. Во-вторых, можно предположить, что у семакса и Ь-ЫАМЕ могут быть другие, зависимые от генотипа механизмы влияния на развивающийся мозг, например, непосредственно на нейроны разных нейротрансмиттерных систем.

Усиление проявлений тревожности и страха у крыс и мышей после неонатальных инъекций семакса представляются парадоксальными. Однако этот феномен нуждается в более детальном анализе. В частности необходимо уточнить, в какой степени оказывается усиленным нейрогенез в другой пролиферативной зоне мозга - в субвентрикулярной области. Известно, что новые клетки, происходящие из этой области мозга, формируют так называемый «ростральный миграционный путь», и их миграция заканчивается в обонятельной луковице. Нельзя исключить предположения, что повышение числа таких клеток-мигрантов может способствовать нарушению работы обонятельного анализатора. Это, в свою очередь, может спровоцировать более настороженное и тревожное состояние грызунов обоих видов - и крыс, и мышей.

Таким образом, мы можем утверждать, что неонатальное введение двух стимулирующих нейрогенез веществ у взрослых лабораторных мышей и крыс разных генотипов:

• не вызывает резких патологических изменений в нейрофизиологическом статусе взрослых животных, обнаруженные изменения в поведении в целом бывают невелики;

• обнаруженные изменения в функции ЦНС (поведение, аудиогенная эпилепсия) с большей вероятностью обнаруживают генотип-зависимый характер, из чего следует, что не все из выявленных эффектов связаны с усилением нейрогенеза;

• картина физиологических изменений в поведении взрослых животных иногда имеет «парадоксальный» характер. Это позволяет предположить, что неонатальные воздействия вызывают отклонения в ходе нормального развития мозга.

153

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Тимошенко, Татьяна Валерьевна, Москва

1. Агапова Т.Ю., Аниулин Т.Ю., Силачев Д.Н., Шадрина М.И., Сломинский П.А., Шрам С.И., Лимборская С.А., Мясоедов Н.Ф. Вызванные пептидом семакс изменения экспрессии генов внутриклеточных сигнальных путей гиппокампа крысы. ДАН. 2007, т.417, с. 334-336.

2. Алексеев В.В., Кошелев В.Б., Ковалев Г.И., Полетаева И.И. Влияние неонатальных воздействий на болевую и аудиогенную чувствительность и на содержание моноаминов в мозгу взрослых крыс. Онтогенез. 2003, Т.34, № 6, С. 1-8.

3. Андреева Л.А., Ашмарин И.П., Каменский A.A. и др. Изобретения. (Заявки и патенты). 1995, № 29. с. 162.

4. Антонова Л.В., Каменский A.A. Участие АКТГ и его фрагментов в модуляции процесса обучения. Фармакология нейропептидов. М. НИИ фармакологии РАМН. 1982, с. 125-147.

5. Ашмарин И.П., Незавибатько В.Н., Мясоедов Н.Ф. и др. Ноотропный аналог адренокортикотропина 4-10 — семакс. Журн. высш. нерв. деят. 1997, т. 47. №2. с. 420-430.

6. Бландова З.К., Душкин В.А., Малашенко A.M. и др. Линии лабораторных животных для медико-биологических исследований. М.: Наука: 1983:.

7. Ю.Викторов И.В. Стволовые клетки мозга млекопитающих: биология стволовых клеток in vivo и in vitro. Изв. Акад. Наук. 2001, т. 6, с. 646-655.

8. П.Викторов И.В., Сухих Г.Т. Медико-биологические аспекты использования стволовых клеток. Вестн. Рос. Акад. Мед. Наук. 2002, т. 4, с. 24-30.

9. Гривенников И.А., Долотов О.В., Гольдина Ю.И. Факторы пептидной природы в процессах пролиферации, дифференцировки и выживания нервных клеток млекопитающих. Молекуляр. Биология. 1999, т. 33. № 1. с. 120-126.

10. Каменский A.A., Савельева К.В. Оксид азота и поведение /М.:Издательство НЦССХ им. А.Н. Бакулева РАМН- 2002.

11. Корочкин Л,И., Ревищин A.B., Охотин В.Е. Нейральные стволовые клетки, их значение в восстановительных процессах нервной системы. Морфология. 2005, Т. 127, № 3, с. 7-16.

12. Крушинский Л.В. Биологические основы рассудочной деятельности животных. М. Изд-во МГУ. 1986, 270с.

13. Крушинский Л.В. Эволюционно-генетические аспекты поведения: избранные труды. М.: Наука. 1991, 259 с.

14. Крушинский Л.В., Дабан А.К., Баранов B.C., Полетаева И.И, Удалова Л.С., Романова Л.Г. Влияние робертсоновских транслокаций на поведение мышей. Генетика. 1985, т. 22 №3. с.434 -441.

15. Мак-Фардланд Д. Поведение животных. М. Мир, 1988. 520 с. .

16. Маркина Н.В., Попова Н.В., Полетаева И. И. Межлинейные различия в поведении мышей селектированных на большую и малую массу мозга. Журн. высш. нервн. деят. 1999а, т. 49. № l.c.59-64.

17. Марков Х.М. Окись азота и окись углерода — новый класс сигнальных молекул. Успехи физиологических наук. 1996, Т.27, № 4, С. 30-43.

18. Мясоедов Н.Ф., Скворцова В.И., Насонов Е.Л. и др. Изучение механизмов нейропротекторного эффекта семакса в острый период ишемического удара. Журн. Неврологии и психиатрии. 1999. т. 5. С. 15-19.

19. Перепелкина О.В., Маркина Н.В., Полетаева И.И. Способность к экстраполяции направления движения у мышей, селектированных на большой и малый вес мозга: влияние пребывания в «обогащенной» среде. Журн. высш. нервн. деят. 2006, т.56. № 2. с.282-286.

20. Полетаева И.И., Шилова О.Б., Корочкин Л.И. Действие АКТГ 4.10 на поведение мышей различных инбредных линий. Онтогенез. 1996 а, т. 27. №4. с. 294-299.

21. Полтавцева P.A., Ревищин A.B., Александрова М.А., Корочкин Л.И., Викторов И.В., Сухих Г.Т. Нейральные стволовые и прогениторные клетки эмбрионов и плодов человека — основа новых биомедицинских технологий. Онтогенез. 2003, Т. 34, № 3, с. 211-215.

22. Пономарева-Степная М.А., Порункевич Е.А., Скуиныи A.A., Незавибатько В.Н., Ашмарин И.П. Гормональная активность аналога АКТГ 4-10 стимулятора обучения пролонгированного действия. Бюлл. эксперим. биологии и медицины. 1985, т. 98. №3. с. 267-269.

23. О.Попова Н.В., Полетаева И.И. Способность к решению экстраполяционной задачи у мышей, селектированных на большой и малый вес мозга. Журн. высш. нервн. деят 1983, т. 33. № 2. с. 370-372.

24. Реутов В. П., Сорокина Е.Г., Охотин В.Е., Косицин Н.С. Циклические превращения оксида азота в организме млекопитающих. М.:"Наука". 1997, 156с.

25. Самко Ю.Н. Врожденное и приобретенное оборонительное поведение в условиях действия ингибиторов синтеза белка и олигопептидов: Автореф. Дисс. . докт. Мед. Наук. М.: НИИ нормальной физиологии им. П.К. Анохина РАМН, 1996. 33 с.

26. Семиохина А.Ф., Федотова И.Б., Полетаева И.И. Крысы линии Крушинского-Молодкиной: исследования аудиогенной эпилепсии, сосудистой патологии и поведения. Журн. высш. нерв. деят. 2006, Т. 56, №2, С.249-267.

27. Федотова И.Б., Семиохина А.Ф. Аудиогенная эпилепсия и миоклонус в онтогенезе крыс линии КМ. Журн. высш. нерв. деят. 2002, т. 52, № 2, с. 261-265.

28. Федотова И.Б., Сурина Н.М., Маликова Л.А., Раевский К.С., Полетаева И.И. Исследование изменения мышечного тонуса (каталепсии), наступающего у крыс после аудиогенного судорожного припадка. Журн. высш. нерв. деят. 2008, т. 58, № 5, с. 620-627.

29. Шилова О.Б., Веретенников Н.А., Полетаева И.И., Корочкин Л.И. Влияние неонатального введения АКТГ4.10 на поведение и катехоламинергическую систему мозга взрослых мышей различных линий. Докл. РАН. 1996, т. 348. № 5, с.715-718.

30. Acheson A., Barker Р.А., Alderson R.F., Miller F.D., Murphy R.A. Detection of brain derived neurotrophic factor like activity in fibroblasts and Schwann cells: inhibition by antibodies to NGF. Neuron. 1991. V. 7, №2, p. 265-275.

31. Adlard P.A., Cotman C.W. Voluntary exercise protects against stress induced decreases in brain-derived neurotrophic factor protein expression. Neuroscience. 2004, v. 124:985-992.

32. Aguirre A. A., Chittajallu R., Belachew S., Gallo V. NG2-expressing cells in the subventricular zone are type C-like cells and contribute to interneuron generation in the postnatal hippocampus. J Cell Biol. 2004, v. 165, p. 575-89.

33. Aimone J. В., Wiles J., Gage F. H. Potential role for adult neurogenesis in the encoding of time in new memories. Nat. Neurosci. 2006, v. 9, p. 723-727.

34. Alderson R.F., Alterman A.L., Barde Y.A., Lindsay R.M. Brain derived neurotrophic factor increases survival and differentiated functions of rat septal cholinergic neurons in culture. Neuron. 1990, v. 5, n. 3, p. 297-306.

35. Alderson R.F., Curtis R., Alterman A.L., Lindsay R.M., DiStefano P.S. Truncated TrkB mediates the endocytosis and release of BDNF and neurotrophin 4/5 by rat astrocytes and Schwann cells in vitro. Brain Res. 2000, v. 871, n. 2, p. 210-222.

36. Alonso M., Vianna M.R., Izquierdo I., Medina J.H. Signaling mechanisms mediating BDNF modulation of memory formation in vivo in the hippocampus. Cell Mol Neurobiol. 2002, v. 22 n 5-6, p. 663-74.

37. Altman J. and Das G.D. Autoradiographic and histological evidence of postnatal hippocampal neurogenesis in rats. J. Comp.Neurol. 1965, v. 124, p. 319-335.

38. Altman J. Autoradiographic and histological studies of postnatal neurogenesis. Cell proliferation and migration in the anterior forebrain, with special reference to persisting neurogenesis in the olfactory bulb. J. Comp.Neurol. 1969, v. 137, p. 433^57.

39. Anggard E. Nitric oxide: mediator, murderer, and medicine. Lancet. 1994. v. 343. p. 1199-1206.

40. Antonawich F.J., Azmitia E.C., Kramer H.K., Strand F.L. Specificity versus redundancy of melanocortins in nerve regeneration. Ann N Y Acad Sci. 1994, p. 739, p. 60-73.

41. Azmitia E.C. Modern views on an ancient chemical: serotonin effects on cell proliferation, maturation, and apoptosis. Brain Dev. 2001, v. 56, n 5, p. 413-24.

42. Bagni A., Gurney T., He X., Zou Y.-R., Littman D.R., Tessier-Lavigne M., Pleasure S.J. The chemokine SDF1 regulates migration of dentate granule cells. Development. 2002, v. 129, p. 4249-4260.

43. Banasr M., Hery M., Brezun J.M., Daszuta A. Serotonin mediates oestrogen stimulation of cell proliferation in the adult dentate gyrus. Eur. J. Neurosci. 2001, v. 14, n 9, p. 1417-1424.

44. Barbany G., Persson H. Regulation of Neurotrophin mRNA Expression in the Rat Brain by Glucocorticoids. Eur. J. Neurosci. 1992, v. 4, n 5, p. 396-403.

45. Barde Y.A., Edgar D., Thoenen H. Purification of a new neurotrophic factor from mammalian brain. EMBO J. 1982, v. 1, n 5, p. 549-553.

46. Beijamini V., Guimaraes F.S. Activation of neurons containing the enzyme nitric oxide synthase following exposure to an elevated plus maze. Brain Res Bull. 2006, v. 69, n 4, p. 347-355.

47. Berchtold N.C., Oliff H.S., Isackson P., Cotman C.W. Hippocampal BDNF mRNA shows a diurnal regulation, primarily in the exon III transcript. Brain Res. Mol. Brain Res. 1999, v. 71, n 1, p. 11-22.

48. Bessho Y., Nakanishi S., Nawa H. Glutamate receptor agonists enhance the expression of BDNF mRNA in cultured cerebellar granule cells. Brain Res. Mol. Brain Res. 1993, v. 18, n 3, p. 201-208.

49. Bibel M., Barde Y.A. Neurotrophins: key regulators of cell fate and cell shape in the vertebrate nervous system. Genes. Dev. 2000, v. 14, n 23, p. 2919-2937.

50. Bloch W., Fleischmann B.K., Lorke D.E., Andressen C., Hops В., Hescheler J., Addicks K. Nitric oxide synthase expression and role during cardiomyogenesis. Cardiovasc. Res. 1999, v. 43. p.675-684.

51. Blottner D., Grozdanovic Z., Gossrau R. Histochemistry of nitric oxide synthase in the nervous system. Histochem. J. 1995, v. 27, p.785-811.

52. Bova R., Micheli M.R., Qualadrucci P., Zucconi G.G. BDNF and trkB mRNAs oscillate in rat brain during the light dark cycle. Brain Res. Mol. Brain Res. 1998, v. 57, n 2, p. 321-324.

53. Bredt D.S, Snyder S.H. Nitric oxide: a physiologic messenger molecule. Annu. Rev. Biochem. 1994, v. 63, p. 175-195.

54. Bredt D.S., Snyder S.H. Nitric oxyde, a novel neuronal messenger. Neuron. 1992, v. 16. p. 5-9.

55. Brenneman D.E., Westbrook G.L., Fitzgerald S.P., Ennist D.L., Elkins K.L., Ruff M.R., Pert C.B. Neuronal cell killing by the envelope protein of HIV and its prevention by vasoactive intestinal peptide. Nature. 1988, v. 335, n 6191, p. 639-642.

56. Broadhurst P.L. a note on further progress in a psychogenetic selection experiment. Psycol. Rep. 1962, v.10, p. 65-66 (Цит. по Попова 1983).

57. Broadhurst P.L., Jinks J.S. Biometrical geneics and behavioral: reanalysis of publiahed data. Psycol. Bui. 1961, v. 58, p.337-362. (Цит. по Попова 1983).

58. Brustle, O., Jones, K. N., Learish, R. D., Karram, K., Choudhary, K., Wiestler, O.D., Duncan, I. D., and McKay, R. D. Embryonic stem cell-derived glial precursors: a source of myelinating transplants. Science. 1999, v. 285, p. 754756.

59. Buchman V.L., Davies A.M. Different neurotrophins are expressed and act in a developmental sequence to promote the survival of embryonic sensory neurons. Development. 1993, v. 118, n 3, p. 989-1001.160

60. Cameron H.A., Gould E. Adult neurogenesis is regulated by adrenal steroids in the dentate gyrus. Neuroscience. 1994, v. 61, p. 203-209.

61. Cameron H.A., McEwen B.S., Gould E. Regulation of adult neurogenesis by excitatory input and NMDA receptor activation in the dentate gyrus. J. Neurosci. 1995, v.l 5, n 6, p. 4687-4692.

62. Cameron H.A., Tanapat P. and Gould E. Adrenal steroids and N-methyl-D-aspartate receptor activation regulate neurogenesis in the dentate gyrus of adult rats through a common pathway. Neroscience. 1997, v. 82, p. 349—354.

63. Cameron H.A., Woolley C.S. and Gould E. Adrenal steroid receptor immunoreactivity in cells born in the adult rat dentate gyrus. Brain Res. 1993, v. 611, p. 342-346. .

64. Cameron, H. A., Woolley, C. S., McEwen, B. S., Gould, E. Differentiation of newly born neurons and glia in the dentate gyrus of the adult rat. Neuroscience. 1993, v. 56, p. 337-344.

65. Capela, A., Temple S. LeX/ssea-1 is expressed by adult mouse CNS stem cells, identifying them as nonependymal. Neuron. 2002, v. 35, p. 865-875.

66. Carrette O., Demalte I., Scherl A., Yalkinoglu O., Corthals G., Burkhard .P, Hochstrasser D.F., Sanchez J.C. "A panel of cerebrospinal fluid, potential biomarkers for the diagnosis of Alzheimer's disease". Proteomics. 2003, v. 3, №8, p. 1486-1494.

67. Castren E., Zafra F., Thoenen H., Lindholm D. Light regulates expression of brain derived neurotrophic factor mRNA in rat visual cortex. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992, v. 89, n 20, p. 9444-9448.

68. Chabrier P.E., Demerle-Pallardy C., Braquet P. Potential physiological and pathophysiological roles of nitric oxide in the brain. Патол. физиология и эксперим. терапия. 1992, п 4, с. 31-33.

69. Chen G., Rajkowska G., Du F., Seraji-Bozorgzad N. and Manji H. K. Enhancement of hippocampal neurogenesis by lithium. Journal of Neurochemistry. 2000, v. 75, n. 4, p. 1729- 1734.

70. Chen M. J., Russo-Neustadt A.A. Nitric oxide signaling participates in norepinephrine-induced activity of neuronal intracellular survival pathways. Life Sciences. 2007, v.81, n 16, p. 1280-1290.

71. Chen Z.-Y., Jing D., Bath K.G., Ieraci A., Khan Т., Siao C.-J., Herrera D. G., Toth M., Yang C., McEwen В., Hempsted B.L., Lee F.S. Genetic Variant BDNF (Val66Met) Polymorphism alters anxiety-related behavior. Science. 2006, v. 314, n 5796, p. 140-143.

72. Chen, X., Fang, H., Schwob, J. E. Multipotency of purified, transplanted globose basal cells in olfactory epithelium. J. Comp. Neurol. 2004, v. 469, p. 457-474.

73. Chenn, A. and McConnell, S.K. Cleavage orientation and the asymmetric inheritance of Notchl immunoreactivity in mammalian neurogensis. Cell. 1995, v. 82, p. 631-641.

74. Coe C. L., Kramer M., Cz'eh B et al. Prenatal stress diminishes neurogenesis in the dentate gyrus of juvenile Rhesus monkeys. Biological Psychiatry. 2003, v. 54, n. 10, p. 1025-1034.

75. Collazo D., Takahashi H., McKay R.D. Cellular targets and trophic functions of neurotrophin 3 in the developing rat hippocampus. Neuron. 1992, v. 9, n 4, p. 643-656.

76. Couillard-Despres S., Winner B., Schaubeck S., Aigner R., Vroemen M., Weidner N., Bogdahn U., Winkler J., Kuhn H.G., Aigner L. Doublecortin expression levels in adult brain reflect neurogenesis. Eur J Neurosci. 2005, v. 21, n 1, p.1-14.

77. Craig C.G., Tropepe V., Morshead C.M., Reynolds B.A., Weiss S. and van der Kooy D. In vivo growth factor expansion of endogenous subependymal neural precursor cell populations in the adult mouse brain. J. Neurosci. 1996, v. 16, p. 2649-2658.

78. Curtis M.A., Connor B., Faull R.L. Neurogenesis in the diseased adult human brain—new therapeutic strategies for neurodegenerative diseases. Cell Cycle. 2003, v. 2, n 5, p. 428-30.

79. Czech D.A., Jacobson E.B., LeSueur-Reed K.T., Kazel M.R.Putative anxiety-linked effects of the nitric oxide synthase inhibitor L-NAME in threemurine exploratory behavior models. Pharmacol. Biochem Behav. 2003, v. 75, n 4, p. 741-748.

80. Dawirs R.R., Hildebrandt K., Teuchert-Noodt G. Adult treatment with haloperidol increases dentate granule cell proliferation in the gerbil hippocampus. J. Neural. Transm. 1998, v. 105, n 2-3, p. 317-27.

81. Dawson T.M., Dawson V.L., Snyder S.H. A novel neuronal messenger molecule in brain the free radical, nitric oxide. Ann. Neurol. 1992, v. 32, p. 297-313.

82. De Oliveira C.L., Del Bel E.A., Guimaraes F.S. Effects of L-NOARG on plus-maze performance in rats.Pharmacol Biochem Behav. 1997, v. 56, n 1, p. 55-59.

83. DeFries J.C., Hegmann J.P., Halcomb R.A. Response to 20 generations of selection for open-field activity in mice. Behav Biol. 1974, v. 11, n 4, p. 481-495.

84. Doetsch F, Petreanu L, Caille I, Garcia-Verdugo JM, Alvarez-Buylla A. EGF converts transit-amplifying neurogenic precursors in the adult brain into multipotent stem cells. Neuron. 2002, v. 36, n 6, p. 1021-1034.

85. Doetsch F. A niche for adult neural stem cells. Curr. Opin. Genet. Dev. 2003, v. 13, p. 543-550.

86. Doetsch F., Alvarez-Buylla A. Network of tangential pathways for neuronal migration in adult mammalian brain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996, v. 93, p. 14895-14900.

87. Doetsch F., Garcia-Verdugo J. M., and Alvarez-Buylla A. Regeneration of a germinal layer in the adult mammalian brain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999, v. 96, p. 11619-11624.

88. Doetsch, F., Garcia-Verdugo, J. M., and Alvarez-Buylla, A. Cellular composition and three-dimensional organization of the subventricular germinal zone in the adult mammalian brain. J. Neurosci. 1997, v. 17, p. 5046-5061.

89. Dowlatshahi D., MacQueen G. M., Wang J. F. and Young L. T. Increased temporal cortex CREB concentrations and antidepressant treatment in major depression. Lancet. 1998, v. 352, n. 9142, p. 1754-1755.

90. Dranovsky and R. Hen. Hippocampal neurogenesis: regulationby stress and antidepressants. Biological Psychiatry. 2006, v. 59, n. 12, p. 1136-1143,

91. Du Y.C., Yan Q.W., Qiao L.Y. Function and molecular basis of action of vasopressin 4 8 and its analogues in rat brain. Prog. Brain Res, 1998, v. 119, p. 163-175.

92. Dudar J.D., Whishaw I.Q., Szerb J.C. Release of acetylcholine from the hippocampus of freely moving rats during sensory stimulation and running. Neuropharmacology. 1979, v. 18, n 8 9, p. 673-678.

93. Duman R. S., Malberg J. and Thome J. Neural plasticity to stress and antidepressant treatment. Biological Psychiatry. 1999, v. 46, n. 9, p. 1181— 1191.

94. Duman R. S., Nakagawa S. and Malberg J. Regulation of adult neurogenesis by antidepressant treatment. Neuropsychopharmacology. 2001, v. 25, n. 6, p. 836-844.

95. Duman R.S., Monteggia L.M. A neurotrophic model for stress-related mood disorders. 2006, v. 59, n 12, p. 1116-1127.

96. Encinas J. M., Vaahtokari A., and Enikolopov G. Fluoxetine targets early progenitor cells in the adult brain. Proc. Nat.l Acad. Sci. USA. 2006, v. 103, p. 8233-8238.

97. Eriksson,P. S., Perfilieva E., Bjork-Eriksson T., Alborn A. M., Nordborg C., Peterson D. A., Gage F. H. Neurogenesis in the adult human hippocampus. Nat. Med. 1998, v. 4, p. 1313-1317.

98. Ernfors P., Persson H. Developmentally Regulated Expression of HDNF/NT 3 mRNA in Rat Spinal Cord Motoneurons and Expression of BDNF mRNA in Embryonic Dorsal Root Ganglion. Eur. J. Neurosci. 1991, v. 3,n 10, p. 953-961.

99. Estrada C. Go'mez J. Marty'n-Nieto, T. De Frutos, A. Jime'nez,

100. A.Villalobo. Nitric oxide reversibly inhibits the epidermal growth factor receptor tyrosine kinase. Biochem. J. 1997, v. 326, p. 369— 376.

101. Estrada, E.R. Matarredona, M. Murillo-Carretero, J.A. Noval, B,' Moreno-Lopez. Nitric oxide modulates survival and proliferation of post-natal brain derived subventricular zone neuronal precursors. Abstracts Soc. Neurosci. 1999, v. 25. p.1542.

102. Evans R.M. The steroid and thyroid hormone receptor superfamily. Science. 1988, v. 240, n 4854, p. 889 895.

103. Faiz M., Acarin L., Castellano B., Gonzalez B. Proliferation dynamics of germinative zone cells in the intact and excitotoxically lesioned postnatal rat brain. BMC Neurosci. 2005, v. 6, p. 26.

104. Falkenberg T., Mohammed A.K., Henriksson B., Persson H., Winblad

105. B., Lindefors N. Increased expression of brain derived neurotrophic factor mRNA in rat hippocampus is associated with improved spatial memory and enriched environment. Neurosci. Lett. 1992, v. 138, n 1, p. 153-156.

106. Farmer J., Zhao X., van Praag H., Wodtke K., Gage F.H., Christie B.R. Effects of voluntary exercise on synaptic plasticity and gene expression in thedentate gyrus of adult male Sprague-Dawley rats in vivo. Neuroscience. 2004, v. 124, n 1, p. 71-79.

107. Felling R.J., Levison S.W. Enhanced neurogenesis following stroke. J. Neurosci. Res. 2003, v. 73, n 3, p. 277-83.

108. Froger N., Palazzo E., Boni C. et al. Neurochemical and behavioral alterations in glucocorticoid receptor-impaired transgenic mice after chronic mild stress. The Journal of Neuroscience. 2004, v. 24, n. 11, p. 2787-2796.

109. Gage F., Ray J., and Fisher J. Isolation, characterization and use of stem cells from the CNS. Ann.Rev. Neurosci. 1995, v. 18, p. 159-192.

110. Gage F.H. Mammalian Neural Stem Cells. Science. 2000, v. 287, p.1433-1438.

111. Galsworthy M.J., Paya-Cano J.L., Monleon S., Plomin R. Evidence for general cognitive ability (g) in heterogeneous stock mice and an analysis of potential confounds. Genes Brain Behav. 2002, v.l, p. 88-95.

112. Ganat Y. M., Silbereis J., Cave C., Ngu H., Anderson G. M., Ohkubo Y., Ment L. R., Vaccarino F. M. Early postnatal astroglial cells produce multilineage precursors and neural stem cells in vivo. J Neurosci. 2006, v. 26, p. 8609-8621.

113. Garza A.A., Ha T.G., Garcia C., Chen M.J., Russo-Neustadt A.A. Exercise, antidepressant treatment, and BDNF mRNA expression in the aging brain. Pharmacol. Biochem. Behav. 2004, v. 77, p. 209 -220.

114. Gaspar P., Cases O. and Maroteaux L. The developmental role of serotonin: news from mouse molecular genetics. Nature Reviews Neuroscience. 2003, v. 4, n. 12, p. 1002-1012.

115. Gibbs R.B. Levels of trkA and BDNF mRNA, but not NGF mRNA, fluctuate across the estrous cycle and increase in response to acute hormone replacement. Brain Res. 1998, v. 787, n 2, p. 259-268.

116. Gleeson J. G., Lin P. T., Flanagan L. A., Walsh C. A. Doublecortin is a microtubule-associated protein and is expressed widely by migrating neurons. Neuron. 1999, v. 23, p. 257-271.

117. Gotz M., Huttner W.B. The cell biology of neurogenesis. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2005, v. 6, p. 777-788.

118. Gould E., Cameron H.A., Daniels D.C., Woolley C.S. and McEwen B.S. Adrenal hormones suppress cell division in the adult rat dentate gyrus. J Neurosci. 1992, v. 12, p. 3642-3650.

119. Gould E., Reeves A. J., Fallah M., Tanapat P., Gross C. G. and Fuchs E. Hippocampal neurogenesis in adult old world primates. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999, v. 96, p. 5263-5267.

120. Gould E., Tanapat P., Rydel T., Hastings N. Regulation of hippocampal neurogenesis in adulthood. Biol Psychiatry. 2000, v. 48, n 8, p. 715-20.

121. Gritti, A., Bonfanti L., Doetsch F., Caille I., Alvarez-Buylla A., Lim D.

122. A., Galli R., Verdugo J. M., Herrera D. G., and Vescovi A.L. Multipotent neural stem cells reside into the rostral extension and olfactory bulb of adult rodents. J Neurosci. 2002, v. 22, p. 437-445.

123. Grivennikov I.A., Dolotov O.V., Myasoedov N.F. et al. Society for Neuroscience 27th Annual Meeting. New Orlean. 1997, p. 891, n 354.13.-

124. Guimaraes F.S., Beijamini V., Moreira F.A., Aguiar D.C., de Lucca A.C. Role of nitric oxide in brain regions related to defensive reactions.Neurosci Biobehav Rev. 2005, v. 29, n 8, p. 1313-22.

125. Halim N.D., Weickert C.S., McClintock B.W., Weinberger D.R., Lipska

126. B.K. Effects of chronic haloperidol and clozapine treatment on neurogenesis in the adult hippocampus. Neuropsychopharm. 2004, v. 29, p. 1063-1069.

127. Hall J., Thomas K.L., Everitt B.J. Rapid and selective induction of BDNF expression in the hippocampus during contextual learning. Nat. Neurosci. 2000, v. 3. n 6. p. 533-535.

128. Hall P. A. and Watt F. M. Stem cells: the generation and maintenance of cellular diversity. Development. 1989, v. 106, p. 619-633.

129. Hashimoto K., Shimizu E., Iyo M. Critical role of brain-derived neurotrophic factor in mood disorders. Brain Res. 2004, v. 45, p. 104 -114.

130. Hastings N. B. and Gould E. Rapid extension of axons into the CA3 region by adult-generated granule cells. J. Comp. Neurol. 1999, v. 413, p. 146154.

131. Hayes N.L., Nowakowski R.S.Dynamics of cell proliferation in the adult dentate gyrus of two inbred strains of mice. Brain Res. Dev. Brain Res. 2002, v. 134, n 1-2, p. 77-85.

132. Henderson C.E. Role of neurotrophic factors in neuronal development. Curr. Opin. Neurobiol. 1996, v. 6, n 1, p. 64-70.

133. Henderson N.D. Relative effects of early rearing environment and genotype on discrimination learning in house mice. J Comp Physiol Psychol. 1972, v. 79, n 2, p. 243-53.

134. Henry R.A., Hughes S.M., Connor B. AAV-mediated delivery of BDNF augments neurogenesis in the normal and quinolinic acid-lesioned adult rat brain. Eur. J. Neurosci., 2007, v. 25, n 12, p. 3513-3525.

135. Hibbs J.B., Taintor R.R., Vavrin Z. Macrophage cytotoxicity: role for L-arginine deiminase and imino nitrogen oxidation to nitrite. Science. 1987, v.235, p. 473-476.

136. Hunsberger J.G, Newton S.S., Bennett A.H., Duman C.H., Russell D.S., Salton S.R., Duman R.S. "Antidepressant actions of the exercise-regulated gene VGF". Nat. Med. 2007, v. 13, № 12, p. 1476-1482.

137. Jacobs B. L. Adult brain neurogenesis and depression. Brain, Behavior, and Immunity. 2002, v. 16, n. 5, p. 602-609.

138. Jacobs B. L., van Praag H. and Gage F. H. Adult brain neurogenesis and psychiatry: a novel theory of depression. Molecular Psychiatry. 2000, v. 5, n 3, p. 262-269.

139. Jin K., Sun Y., Xie L., Batteur S., Mao X.O., Smelick C., Logvinova A. and Greenberg D.A. Neurogenesis and aging: FGF-2 and HB-EGF restore neurogenesis in hippocampus and subventricular zone of aged mice. Aging Cell 2. 2003, v. 175-183.

140. Johansson C. B., Momma S., Clarke D. L., Risling M., Lendahl U. and Frisen J. Identification of a neural stem cell in the adult mammalian central nervous system. Cell. 1999, v. 96, p. 25-34.

141. Joshua Bagley, Greg LaRocca, Daniel A Jimenez, and Nathaniel N. Urban BMC Neurosci. 2007; 8: 92. Published online 2007 November 9. doi: 10.1186/1471-2202-8-92. PMCID: PMC2238759

142. Kalueff A.V., Tuohimaa P. Contrasting grooming phenotypes in three mouse strains markedly different in anxiety and activity (129S1, BALB/c and NMRI). Behav. Brain Res. 2005, v. 160, n 1, p. 1-10.

143. Katoh Semba R., Takeuchi I.K., Semba R., Kato K. Distribution of brain derived neurotrophic factor in rats and its changes with development in the brain. J. Neurochem. 1997, v. 69, n 1, p. 34-42.

144. Kempermann G. Regulation of adult hippocampal neurogenesis -implications for novel theories of major depression. Bipolar Disord. 2002, v. 4, p. 17-33.

145. Kempermann G. Why new neurons? Possible functions for adult hippocampal neurogenesis. J. Neurosci. 2002, v. 22, n 3, p. 635-8.

146. Kempermann G., Brandon E.P. and Gage F.H. Environmental stimulation of 129/SvJ mice causes increased cell proliferation and neurogenesis in the adult dentate gyrus. Curr Biol. 1998, v. 8, p. 939-942.

147. Kempermann G., Gast D., Gage F.H. Neuroplasticity in old age: sustained fivefold induction of hippocampal neurogenesis by long-term environmental enrichment. Ann Neurol. 2002, v. 52, n 2, p. 135-43.

148. Kempermann G., Kuhn H.G. and Gage F.H. More hippocampal neurons in adult mice living in an enriched environment. Nature. 1997A, v. 386, p. 493-495.

149. Kernie S.G., Liebl D.J., Parada L.F. BDNF regulates eating behavior and locomotor activity in mice. EMBO J. 2000, v. 19, n 6, p. 1290-1300.

150. Kolter H.B., Rodier P.M. Behavioral effects in mice exposed to nirtous oxide or halothane: prenatal vs. postnatal exposure. Neurobeh. Toxicol. Teratol. 1986, v. 8, n 2, p. 189- 194.

151. Korte M., Carroll P., Wolf E., Brem G., Thoenen H., Bonhoeffer T. Hippocampal long term potentiation is impaired in mice lacking brain derived neurotrophic factor. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995, V. 92, n 19, p. 88568860.

152. Kuhn H.G., Dickinson-Anson H., Gage F.H. Neurogenesis in the dentate gyrus of the adult rat: age-related decrease of neuronal progenitor proliferation. Neurosci. 1996, v. 16 n 6, p. 2027-2033.

153. Kuhn H.G., Winkler J., Kempermann G., Thai L.J., Gage F.H. Epidermal growth factor and fibroblast growth factor-2 have different effects on neural progenitors in the adult rat brain. J. Neurosci. 1997, p. 5820-5829.

154. Kuzin B., Regulski M., Stasiv Y., Scheinker V., Tully T., Enikolopov G. Nitric oxide interacts with the retinoblastoma pathway to control eye development in Drosophila. Curr. Biol. 2000, v. 10, p.459-462.

155. Kuzin B., Roberts I., Peunova N., Enikolopov G. Nitric oxide regulates cell proliferation during Drosophila development. Cell. 1996, v. 87, p. 639649.

156. Lapchak P.A., Araujo D.M., Hefti F. Cholinergic regulation of hippocampal brain derived neurotrophic factor mRNA expression: evidence from lesion and chronic cholinergic drug treatment studies. Neuroscience. 1993, v. 52, n 3, p. 575-585.

157. Lauder J.M, Krebs H. Serotonin as a differentiation signal in early neurogenesis. Dev Neurosci. 1978, v. 1, n 1, p. 15-30.

158. Laywell E. D., Rakic P., Kukekov V.G., Holland E C. and Steindler D A. Identification of a multipotent astrocytic stem cell in the immature and adult mouse brain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000, v. 97, p. 13883-13888.

159. Lee H.C., Gould J.B. Survival rates and mode of delivery for vertex preterm neonates according to small- or appropriate-for-gestational-age status. Pediatrics. 2006, v. 118, n 6, p. 836-844.

160. Lee K.H., Kim D.G., Shin N.Y., Song W.K., Kwon H., Chung C.H., Kang M.S .NF-kappaB-dependent expression of nitric oxide synthase is required for membrane fusion of chick embryonic myoblasts. Biochem. J. 1997, v. 324, p. 237-242.

161. Lee K.J., Kim S.J., Kim S.W. et al. Chronic mild stress decreases survival, but not proliferation, of new-born cells in adult rat hippocampus. Experimental and Molecular Medicine. 2006, v. 38, n. 1, p. 44-54.

162. Leibrock J., Lottspeich F., Hohn A., Hofer M., Hengerer В., Masiakowski P., Thoenen H., Barde Y.A. Molecular cloning and expression of brain derived neurotrophic factor. Nature. 1989, v. 341, n 6238, p. 149-152.

163. Leventhal, C., Rafii, S., Rafii, D., Shahar, A., and Goldman, S. A. Endothelial trophic support of neuronal production and recruitment from the adult mammalian subependyma. Mol. Cell Neurosci. 1999, v. 13, p. 450-464.

164. Levi A., Ferri G.L., Watson E., Possenti R., Salton S.R. Processing, distribution, and function of VGF, a neuronal and endocrine peptide precursor. Cell. Mol. Neurobiol. 2004, v. 24, № 4, p. 517-533.

165. Levin E.D., Briggs S.J., Christopher N.C., Rose J.E. Chronic nicotinic stimulation and blockade effects on working memory. Behav Pharmacol. 1993, v. 4, n 2, p. 179-182.

166. Levison S. W. and Goldman J. E. Both oligodendrocytes and astrocytes develop from progenitors in the subventricular zone of postnatal rat forebrain. Neuron. 1993, v. 10, p. 201-212.

167. Levitskaia N.G., Kamenski! A.A. Melanocortin system. Usp. Fiziol. Nauk. 2009, v. 40, n 1, p. 44-65.

168. Liang F.Q., Walline R., Earnest D.J. Circadian rhythm of brain derived neurotrophic factor in the rat suprachiasmatic nucleus. Neurosci. Lett. 1998, v. 242, n 2, p. 89-92.

169. Liberzon I., Krstov M. and Young E. A. Stress-restress: effects on ACTH and fast feedback. Psychoneuroendocrinology. 1997, v. 22, n. 6, p. 443-453.

170. Lindefors N., Ernfors P., Falkenberg Т., Persson H. Septal cholinergic afferents regulate expression of brain derived neurotrophic factor and beta nerve growth factor mRNA in rat hippocampus. Exp. Brain Res. 1992, v. 88, n l,p. 78-90.

171. Lindvall O., Kokaia Z., Bengzon J., Elmer E., Kokaia M. Neurotrophins and brain insults. Trends Neurosci. 1994, v. 17, n 11, p. 490-496.

172. Loeber J.G., van Wimersma Greidanus T.B., de Wied D. Evidence for the existence of highly specific neuropeptides which affect the maintenance of avoidance behaviour proceedings. J Endocrinol. 1979, v. 80, n 2, p. 9.

173. Lois C., Alvarez-Buylla A. Long-distance neuronal migration in the adult mammalian brain. Science. 1994, v. 264, p. 1145-1148.

174. Loseva E. V. Neurotransplantation of the fetal tissue and compensatory-restorative processes in the recipient nervous system. Usp. Fiziol. Nauk. 2001, v. 32, p. 19-37.

175. Louissaint A., Rao S., Leventhal C. and Goldman S. A. Coordinated interaction of neurogenesis and angiogenesis in the adult songbird brain. Neuron. 2002, v. 34, p. 945-960.

176. Luskin M.B. Restricted proliferation and migration of postnatally generated neurons derived from the forebrain subventricular zone. Neuron. 1993, v. 11, p. 173-189.

177. Mackowiak M., Chocyk A., Markowicz-Kula K., Wedzony K. Neurogenesis in the adult brain. Pol J Pharmacol. 2004, v. 56, n 6, p. 673-87.

178. Madeira M., Cadete-Leite., Andrade J., Paula-Barbosa M.M.,Effects of. hypothyroidism upon the granular layer of the dentate gyrus in male and female adult rats: a morphometric study. J Comp Neurol. 1991, v. 314, n 1, p. 171-86.

179. Madsen Т. M., Treschow A., Bengzon J., Bolwig T. G., Lindvall O. and • Tingstrom A. Increased neurogenesis in a model of electroconvulsive therapy. Biol Psychiatry. 2000, v. 47, p. 1043-1049.

180. Maeda K., Sugino H., Hirose Т., Kitagava H., Nagai Т., Mízoguchi H., Takuma К., Yamada К. Clozapine prevents a decrease in neurogenesis in mice repeatedly treated with phencyclidine. J. Pharmacol.Sci. 2007, v. 103, p.299-308.

181. MagarTnos M., McEwen B. S., Fl'ugge G., and Fuchs E. Chronic psychosocial stress causes apical dendritic atrophy of hippocampal CA3 pyramidal neurons in subordinate tree shrews. The Journal of Neuroscience. 1996, v. 16, n. 10, p. 3534-3540.

182. Magavi S. S., Leavitt B. R. and Macklis J. D. Induction of neurogenesis in the neocortex of adult mice. Nature. 2000, v. 405, p. 951-955.

183. Magavi S.S., Macklis J.D. Immunocytochemical analysis of neuronal differentiation. Methods Mol. Biol. 2008, v. 438, p. 345-52.

184. Maisonpierre P.C., Belluscio L., Squinto S., Ip N.Y., Furth M.E., Lindsay R.M., Yancopoulos G.D. Neurotrophin 3: a neurotrophic factor related to NGF and BDNF. Science. 1990, v. 247, n 49, p. 1446-1451.

185. Malberg J. E., Duman R. S. Cell proliferation in adult hippocampus is decreased by inescapable stress: reversal by fluoxetine treatment. Neuropsychopharmacology. 2003, v. 28, p. 1562-1571.

186. Malberg J. E., Eisch A. J., Nestler E. J. and Duman R. S. Chronic antidepressant treatment increases neurogenesis in adult rat hippocampus. The Journal of Neuroscience. 2000, v. 20, n. 24, p. 9104-9110.

187. Marshall С. Т., Lu C., Winstead W., Zhang X, Xiao M., Harding G., Klueber K.M. and Roisen F.J. The therapeutic potential of human olfactory-derived stem cells. Histol. Histopathol. 2006, v. 21, p. 633-643.

188. Maslova M.V., Graf A.V., Samoilenkova N.S., Maklakova A.S., Sokolova N.A., Andreeva L.A. Consequences of progestational hypoxia in pregnant rats and its peptide correction. Bull. Exp. Biol. Med. 2003, v. 135, n 6, p. 526-529.

189. Matarredona E.R., Murillo-Carretero M., Moreno-López В., Estrada C. Nitric oxide synthesis inhibition increases proliferation of neural precursors isolated from the postnatal mouse subventricular zone. Brain Res. 2004, v. 995, n 2, p. 274-84.

190. Matarredona E.R., Murillo-Carretero M., Moreno-López В., Estrada С. Role of nitric oxide in subventricular zone neurogenesis. Brain. Res Rev. 2005, v. 49, n 2, p. 355-66.

191. Maximov A. Der Lymphozyt als gemeinsame Stammzelle der verschiedenen lutelemente in der embryonalen Entwicklung und im postfetalen Leben der Sáugetiere. Folia Haematol. 1907, v. 4, p. 611-626.

192. McAllister K., Lo D. C. and Katz L. C. Neurotrophins regulate dendritic growth in developing visual cortex. Neuron. 1995,v. 15, n 4, p. 791-803.

193. McEwen B. S. and Sapolsky R. M. Stress and cognitive function. Current Opinion in Neurobiology. 1995, v. 5, n 2, p. 205- 216.

194. Mercier F., Kitasako J. T. and Hatton, G. I. Anatomy of the brain neurogenic zones revisited: fractones and the fibroblast/macrophage network. J. Сотр. Neurol. 2002, v. 451, p. 170-188.

195. Mignone J. L., Kukekov V., Chiang A. S., Steindler D. and Enikolopov, G. Neural stem and progenitor cells in nestin-GFP transgenic mice. J. Сотр. Neurol. 2004, v. 469, p. 311-324.

196. Minichiello L., Korte M., Wolfer D., Kühn R., Unsicker K., Cestari V., Rossi-Arnaud C., Lipp H-P., Bonhoeffer Т., Klein R. Essential role for TrkBreceptors in hippocampus-mediated learning. Neuron. 1999, v. 24, n 2. p. 401414.

197. Miranda R.C., Sohrabji F., Toran Allerand D. Interactions of estrogen with the neurotrophins and their receptors during neural development. Horm. Behav. 1994, v. 28, n 4, p. 367-375.

198. Mittal C.K. Nitric oxide synthase: involvement of oxygen radicals in conversion of L-arginine to nitric oxide. Ibid. 1993, v. 193, n 1, p. 126-132.

199. Mizuno T., Endo Y., Arita J., Kimura F. Acetylcholine release in the rat hippocampus as measured by the microdialysis method correlates with motor activity and exhibits a diurnal variation. Neuroscience. 1991, v. 44, n 3, p. 607612.

200. Moncada S., Higgs E.A., Palmer R.M.J. Nitric oxide: physiology, pathophsysiology and pharmacology. Pharmacol. Rev. 1991, v.43, p. 109-142.

201. Moreno Lopez B., Romero- Grimaldi C., Noval J.A. et al. Nitric Oxide is Physiological Inhibitor of neurogenesis in adult mouse subventricular zone and olfactory bulb. The J. of Neurosci. 2004, v. 24, n 1. p.85 - 95.

202. Moreno-Lopez B., Noval J., Gonzalez-Bonet L., Estrada C. Morphological bases for a role of nitric oxide in adult neurogenesis. Brain Res. 2000, v.869, p. 244-250.

203. MorsheadC. M., Craig C. G. and Van Der Kooy D. In vivo clonal analyses reveal the properties of endogenous neural stem cell proliferation in the adult mammalian forebrain. Development. 1998, v. 125, p. 2251-2261.

204. Murillo-Carretero M., Ruano M.J., Matarredona E.R. , Villalobo A., Estrada C. Antiproliferative effect of nitric oxide on epidermal growth factor-responsive human neuroblastoma cells. J. Neurochem. 2002, v. 83, p. 119- 131.

205. Murrell W., Feron F., and Wetzig A. Multipotent stem cells from adult olfactory mucosa. Dev. Dyn. 2005, v. 233, p. 496-515.

206. Narisawa Saito M., Nawa H. Differential regulation of hippocampal neurotrophins during aging in rats. J. Neurochem. 1996, v. 67, n 3, p. 11241131.

207. Nawa H., Bessho Y., Carnahan J., Nakanishi S., Mizuno K. Regulation of neuropeptide expression in cultured cerebral cortical neurons by brain derived neurotrophic factor. J. Neurochem. 1993, v. 60, n 2, p. 772-775.

208. Neeper S.A., Gomez Pinilla F., Choi J., Cotman C. Exercise and brain neurotrophins. Nature. 1995, v. 373, n 6510, p. 109.

209. Neeper S.A., Gomez Pinilla F., Choi J., Cotman C.W. Physical activity increases mRNA for brain derived neurotrophic factor and nerve growth factor in rat brain. Brain Res. 1996, v. 726, n 1-2, p. 49-56.

210. Newton S. S., Girgenti M. J., Collier E. F. and Duman R. S. Electroconvulsive seizure increases adult hippocampal angiogenesis in rats. Eur. J. Neurosci. 2006, v. 24, p. 819-828.

211. Nibuya M., Morinobu S. and Duman R. S. Regulation of BDNF and trkB mRNA in rat brain by chronic electroconvulsive seizure and antidepressant173drug treatments. The Journal of Neuroscience. 1995, v. 15, n 11, p. 75397547.

212. Nibuya M., Nestler E. J. and Duman R. S. Chronic antidepressant administration increases the expression of cAMP response element binding protein (CREB) in rat hippocampus. The Journal of Neuroscience. 1996,v. 16, n 7, p. 2365-2372.

213. Nisoli E., Clementi E., Tonello C., Sciorati C., Briscini L., Carruba M. Effects of nitric oxide on proliferation and differentiation of rat brown adipocytes in primary cultures. Br. J. Pharmacol. 1998, v. 125, p.888-894.

214. Obrietan K., Gao X.B., Van Den P.o.A. Excitatory actions of GABA increase BDNF expression via a MAPK CREB dependent mechanism a positive feedback circuit in developing neurons. J. Neurophysiol. 2002, v. 88, n 2, p. 1005-1015.

215. Okazawa H., Murata M., Watanabe M., Kamei M., Kanazawa I. Dopaminergic stimulation up regulates the in vivo expression of brain derived neurotrophic factor (BDNF) in the striatum. FEBS Lett. 1992, v. 313, n 2, p. 138-142.

216. Oliff H.S., Berchtold N.C., Isackson P., Cotman C.W. Exercise induced regulation of brain derived neurotrophic factor (BDNF) transcripts in the rat hippocampus. Brain Res. Mol. Brain Res. 1998, v. 61, n 1 2, p. 147 153.

217. O'Malley B. The steroid receptor superfamily: more excitement predicted for the future. Mol. Endocrinol. 1990, v. 4, n 3, p. 363-369.

218. Owen M., Friedenstein A.J. Stromal stem cells: marrow-derived osteogenic precursors. Ciba Found Symp. 1988, v. 136, p. 42-60.

219. Pa'izanis E., Renoir T., Hanoun N. et al. Potent antidepressant- like effects of agomelatine in a transgenic mouse model of depression. In Neuroscience Meeting Planner, Society for Neuroscience, Atlanta, Ga, USA. 2006, program no 290.4/0051.

220. Packer M., Stasiv Y., Benraiss A., Chmielnicki E., Grinberg A., Westphal H., Goldman S. and. Enikolopov G. Nitric oxide negatively regulates mammalian adult neurogenesis. PNAS. 2003, v. 100, n 16, p. 9566 -9571.

221. Palmer T. D., Ray J. and Gage F. H. FGF-2-responsive neuronal progenitors reside in proliferative and quiescent regions of the adult rodent brain. Mol. Cell Neurosci. 1995, v. 6, p. 474-486.

222. Palmer T. D., Takahashi J. and Gage F. H. The adult rat hippocampus contains primordial neural stem cells. Mol. Cell. Neurosci. 1997, v. 8, p. 389404.

223. Palmer T. D., Willhoite A. R. and Gage F. H. Vascular niche for adult hippocampal neurogenesis. J. Comp. Neurol. 2000, v. 425, p. 479-494.

224. Palmer, T. D., Markakis, E. A., Willhoite, A. R., Safar, F., and Gage, F. H. Fibroblast growth factor 2 activates a latent neurogenic program in neuralstem cells from diverse regions of the adult CNS. J. Neurosci. 1999, v. 19, p. 8487-8497.

225. Paratore S., Alessi E. Coffa S. Torrisif A., Mastrobuono F., Cavallaro S. Early genomics of learning and memory: a review. Genes, Brain and Behav. 2006, v. 5, p. 209-221.

226. Parent J. M. and Lowenstein D. H. Seizure-induced neurogenesis: are more new neurons good for an adult brain? Prog. Brain Res. 2002, v. 135, p. 121-131.

227. Pellegri G., Magistretti P.J., Martin J.L. VIP and PACAP potentiate the action of glutamate on BDNF expression in mouse cortical neurons. Eur. J. Neurosci. 1998, v. 10, n 1, p. 272-280.

228. Pellow S., Chopin P., File S.E., Briley M. Validation of open: closed arm entries in an elevated plus-maze as a measure of anxiety in the rat. J Neurosci. Methods. 1985, v. 14, n 3, p. 149-67.

229. Pereira de Vasconcelos A., Marescaux C., Nehlig A. Age-dependent regulation of seizure activity by nitric oxide in the developing rat. Brain Res. Dev. 1998 Ma, v. 107, n 2, p. 315-9.

230. Perfilieva E., Risedal A., Nyberg J., Johansson B.B. and Eriksson P.S. Gender and strain influence on neurogenesis in dentate gyrus of young rats. J. Cereb. Blood Flow Metab. 200, v. 21, p. 211-217.

231. Petreanu L., Alvarez-Buylla A. Maturation and death of adult-born olfactory bulb granule neurons: role of olfaction. J. Neurosci. 2002, v. 22, p. 6106-6113.

232. Peunova N., Enikolopov G .Nitric oxide triggers a switch to growth arrest during differentiation of neuronal cells. Nature. 1995, v. 375, p. 68-73.

233. Peunova N., Scheinker V., Cline H., Enikolopov G. Nitric oxide is an essential regulator of cell proliferation in Xenopus brain. J. Neurosci. 200, v. 21, p.8809-8818.

234. Pham K., Nacher J., Hof P. R., and McEwen B. S. Repeated restraint stress suppresses neurogenesis and induces biphasic PSA-NCAM expression in the adult rat dentate gyrus. European Journal of Neuroscience. 2003, v. 17, n 4, p. 879-886.

235. Pokk P., Váli M. The effects of the nitric oxide synthase inhibitors on the behaviour of small-platform-stressed mice in the plus-maze test. Prog Neuropsychopharmacol. Biol. Psychiatry. 2002, v. 26, n 2, p. 241-247.

236. Potten C. S. and Loeffler M. Stem cells: attributes, cycles, spirals, pitfalls and uncertainties. Lessons for and from the crypt. Development. 1990, v. 110, p. 1001-1020.

237. Ra S.M., Kim H., Jang M.H., Shin M.C., Lee T.H., Lim B.V., Kim C.J., Kim E.H., Kim K.M., Kim S.S. Treadmill running and swimming increase cell proliferation in the hippocampal dentate gyrus of rats. Neurosci. Lett. 2002, v. 333, n 2, p. 123-126.

238. Rage F., Givalois L., Marmigere F., Tapia Arancibia L., Arancibia S. Immobilization stress rapidly modulates BDNF mRNA expression in the hypothalamus of adult male rats. Neuroscience. 2002, v. 112, n 2, p. 309-318.

239. Rao M. S., Hattiangady B. and Shetty A. K. The window and mechanisms of major age-related decline in the production of new neurons within the dentate gyrus of the hippocampus. Aging Cell. 2006, v. 5, p. 545558.

240. Rattiner L.M., Davis M., French C. T., Ressler K.J. Brain-derived neurotrophic factor and tyrosine-kinase reseptor B involvement in amygdale-dependent fear conditioning. J.Neurosc. 2004, v. 24, n 20, p. 4796-4806.

241. Reynolds B. A. and Weiss S. Generation of neurons and astrocytes from isolated cells of the adult mammalian central nervous system. Science. 1992, v. 255, p. 1707-1710.

242. Robinson R.C., Radziejewski C., Stuart D.I., Jones E.Y. Structure of the brain derived neurotrophic factor/neurotrophin 3 heterodimer. Biochemistry. 1995, v. 34, n 13, p. 4139-4146.

243. Rocamora N., Welker E., Pascual M., Soriano E. Upregulation of BDNF mRNA expression in the barrel cortex of adult mice after sensory stimulation . J. Neurosci. 1996, v. 16, n 14, p. 4411-4419.

244. Roisen F. J., Klueber K. M., Lu C. L., Hatcher L. M., Dozier A., Shields C. B. and Maguire S. Adult human olfactory stem cells. Brain Res. 2001, v. 890, p. 11-22.

245. Rosenthal A., Goeddel D.V., Nguyen T., Martin E., Burton L.E., Shih A., Laramee G.R., Wurm F., Mason A., Nikolics K. Primary structure and biological activity of human brain derived neurotrophic factor. Endocrinology. 1991, v. 129, n 3, p. 1289-1294.

246. Rosenzweig M.R. Environmental complexity, cerebral change, and behavior. Am. Psychol. 1966, v. 21, n 4, P. 321-32.

247. Rousselot P., Lois C. and Alvarez-Buylla A. Embryonic (PSA) N-CAM reveals chains of migrating neuroblasts between the lateral ventricle and the olfactory bulb of adult mice. J. Comp. Neurol. 1995, v. 351, p. 51-61.

248. Said S.I. Molecules that protect: the defense of neurons and other cells. J. Clin. Invest. 1996, v97, n 10, p. 2163-2164.

249. Salimov R.M., McBride W.J., McKinzie D.L., Lumeng L., Li T.K. Effects of ethanol consumption by adolescent alcohol-preferring P rats on subsequent behavioral performance in the cross-maze and slip funnel tests. Alcohol. 1996, v. 13, n 3, p. 297-300.

250. Salimov R.M., McBride W.J., Sinclair J.D., Lumeng L., Li T. Performance in the cross-maze and slip funnel tests of four pairs of rat lines selectively bred for divergent alcohol drinking behavior. Addict Biol. 1996, v. 1, n 3, p. 273-280.

251. Salton S.R. Neurotrophins, growth-factor-regulated genes and the control of energy balance. Mt Sinai J Med. 2003, v. 70, n 2, p. 93-100.

252. Scalzo F.M., Holson R.R., Gough B.J., Ali S.F. Neurochemical effects of prenatal haloperidol exposure. Pharmacol Biochem Behav. 1989, v. 34, n 4, p. 721-725.

253. Schaaf M.J., Duurland R., de Kloet E.R., Vreugdenhil E. Circadian variation in BDNF mRNA expression in the rat hippocampus. Mol. Brain Res. 2000, v. 75, n 2, p. 342-344.

254. Schoots A.F., Crusio W.E., Van Abeelen J.H. Zinc-induced peripheral anosmia and exploratory behavior in two inbred mouse strains. Physiol Behav. 1978, v. 21, n 5, p. 779-784.

255. Seaberg R. M. and van der Kooy D. Adult rodent neurogenic regions: the ventricular subependyma contains neural stem cells, but the dentate gyrus contains restricted progenitors. J. Neurosci. 2002, v. 22, p. 1784-1793.

256. Segal R.A., Takahashi H., McKay R.D. Changes in neurotrophin responsiveness during the development of cerebellar granule neurons. Neuron. 1992, v. 9, n 6, p. 1041-1052.

257. Seki T., Arai Y. Age-related production of new granule cells in the adult dentate gyrus. Neuroreport. 1995, v. 6, n 18, p. 2479-2482.

258. Shen Q., Goderie S. K., Jin L., Karanth N., Sun Y., Abramova N., Vincent, P., Pumiglia K. and Temple S. Endothelial cells stimulate self-renewal and expand neurogenesis of neural stem cells. Science. 2004, v. 304, p. 1338-1340.

259. Smith M.A., Makino S., Kvetnansky R., Post R.M. Stress and glucocorticoids affect the expression of brain derived neurotrophic factor and neurotrophin 3 mRNAs in the hippocampus. J. Neurosci. 1995, v. 1'5, n 3 pt. 1, p. 1768-1777.

260. Smith P.D., McLean K.J., Murphy M.A., Turnley A.M., Cook M.J. Seizures, not hippocampal neuronal death, provoke neurogenesis:in a mouse rapid electrical amygdala kindling model of seizures. Neurosc., 2005, v. 136, n 2, p. 405-415.

261. Snider W.D., Wright D.E. Neurotrophins cause a new sensation. Neuron. 1996, v. 16. n 1. p. 229-232.

262. Snyder S.E., Salton S.R. Expression of VGF mRNA in the adult rat central nervous system. J. Comp Neurol. 1998, v. 394, n 1, p. 91-105.

263. Sohrabji F., Miranda R.C., Toran Allerand C.D. Identification of a putative estrogen response element in the gene encoding brain derived neurotrophic factor. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995, v. 92, n 24, p. 1111011114.

264. Solum D.T., Handa R.J. Estrogen regulates the development of brain derived neurotrophic factor mRNA and protein in the rat hippocampus. J. Neurosci. 2002, V. 22, n 7, p. 2650-2659.

265. Starowicz K., Przewlocka B. The role of melanocortins and their receptors in inflammatory processes, nerve regeneration and nociception. Life Sci. 2003, v. 73, n 7, p. 823-847.

266. Stein-Behrens B.A., Lin W.J. and Sapolsky R.M. Physiological elevations of glucocorticoids potentiate glutamate accumulation in the hippocampus. JNeurochem. 1994, v. 63, p. 596-602.

267. Stockmeier C. A., Mahajan G. J., Konick L. C., et al. Cellular changes in the postmortem hippocampus in major depression. Biological Psychiatry. 2004, v. 56, n 9, p. 640-650.

268. Strand F.L. New vistas for melanocortins. Finally, an explanation for their pleiotropic functions. AnnN.Y.: Acad. Sci. 1999, v. 897. p. 1-16.

269. Strand F.L., Lee S.J., Lee T.S., Zuccarelli L.A., Antonawich F.J., Kume J., Williams K.A. Non-corticotropic ACTH peptides modulate nerve development and regeneration. Rev Neurosci. 1993, v. 4, n 4, p. 321-63.

270. Taupin P. and Gage F. H. Adult neurogenesis and neural stem cells of the central nervous system in mammals. Journal of Neuroscience Research. 2002, v. 69, n 6, p. 745-749.

271. Thoenen H., Zafra F., Hengerer B., Lindholm D. The synthesis of nerve growth factor and brain derived neurotrophic factor in hippocampal and cortical neurons is regulated by specific transmitter systems. Ann. N Y Acad. Sci. 1991, v. 640, p. 86-90.

272. Tramontin A.D., Garcia-Verdugo J. M., Lim, D. A. and Alvarez-Buylla A. Postnatal development of radial glia and the ventricular zone (VZ): a continuum of the neural stem cell compartment. Cereb Cortex. 2003, v. 13, p. 580-587.

273. Tropepe V., Craig C.G., Morshead C.M., van der Kooy D. Transforming growth factor-alpha null and senescent mice show decreased neural progenitor cell proliferation in the forebrain subependyma. J. Neurosci. 1997, v. 17, n 20, p. 7850-7859.

274. Van Abeelen J.H. Genetic analysis of behavioural responses to novelty in mice. Nature. 1975, v. 254, n 5497, p. 239-241.

275. Van der Kooy D. and Weiss S. Why stem cells? Science 2000, v. 287, p.1439-1441.

276. Van Praag H., Kempermann G., Gage F.H. Running increases cell proliferation and neurogenesis in the adult mouse dentate gyrus. Nat. Neurosci. 1999, v. 2, n 3, p. 266-270.

277. Virgili M., Monti B., LoRusso A., Bentivogli M., Contestable A. Developmental effects of in vivo and in vitro inhibition of nitric oxide synthase in neurons. Brain Res. 1999, v. 839, p. 164-172.

278. Wagner J.P., Ira B. Black I.B., DiCicco-Bloom E. Smulation of neonatal and adult brain neurogenesis by subcutaneous injection of basic fibroblast growth factor. J. Neurosc. 1999, v. 19, n 14, p. 6006-6016.

279. Warner-Schmidt J. L. and Duman R. S. Hippocampal neurogenesis: opposing effects of stress and antidepressant treatment. Hippocampus. 2006, v. 16, p. 239-249.

280. Watt F. M. and Hogan B. L. M Out of eden: stem cells and their niches. Science. 2000, v. 287, p. 1427-1430.

281. Wetmore C., Ernfors P., Persson H., Olson L. Localization of brain derived neurotrophic factor mRNA to neurons in the brain by in situ hybridization. Exp. Neurol. 1990, v. 109, n 2, p. 141-152.

282. Whimbey A.E., Denenberg V.H. Two independent behavioral dimensions in open-field performance. J Comp Physiol Psychol. 1967, v. 63, n 3, p. 500-504.

283. Wichterle H., Garcia-Verdugo J. M. and Alvarez-Buylla A. Direct evidence for homotypic, glia-independent neuronal migration. Neuron. 1997, v. 18, p. 779-791.

284. Wimer C.C., Wimer R.E., Roderick T.H. Some behavioral, differences associated with relative size of hippocampus in the mouse. J. Comp. Physiol. Psychol. 1971, v. 76, n 1, p. 57-65.

285. Woolley C. S., Gould E., and McEwen B. S. Exposure to excess glucocorticoids alters dendritic morphology of adult hippocampal pyramidal neurons. Brain Research. 1990, v. 531, n 1- 2, p. 225-231.

286. Wu M.D., Kimura M., Hiromichi I., Helfert R.H. A classification of NOergic neurons in the inferior colliculus of rat according to co-existence with classical amino acid transmitters. Okajimas Folia Anat Jpn. 2008, v. 85, n 1, p. 17-27.

287. Yamamoto H., Gurney M.E. Human platelets contain brain derived neurotrophic factor. J. Neurosci. 1990, v. 10, n 11, p. 3469-3478.

288. Yan Q., Radeke M.J., Matheson C.R., Talvenheimo J., Welcher A.A., Feinstein S.C. Immunocytochemical localization of TrkB in the central nervous system of the adult rat. J. Comp. Neurol. 1997, v. 378, n 1, p. 135-157.

289. Yeomans J.S., Frankland P.W. The acoustic startle reflex: neurons and connections. Brain Res. Rev. 1995, v. 21, n 3, p. 301-314.

290. Young K.M., Merson T.D., Sotthibundhu A., Coulson E.J., Bartlett P.F. p75 neurotrophin receptor expression defines a population of BDNFresponsive neurogenic precursor cells. J .Neurosci. 2007, v. 27, n 19, p. 5146

291. Zafra F., Hengerer B., Leibrock J., Thoenen H., Lindholm D. Activity dependent regulation of BDNF and NGF mRNAs in the rat hippocampus is mediated by non NMDA glutamate receptors. EMBO J. 1990, v. 9, n 11, p. 3545-3550.

292. Zhang J.-M., Konkle A.T.M., Zup S.L., McCarthy M.M. Impact of sex and hormones on new cells in the developing rat hippocampus: a novel source of sex dimorphism? Eur. J. Neurosci. 2008, v.27, p. 791-800.

293. Zhao C., Deng W., Gage F.H. Mechanisms and functional implications of adult neurogenesis. Cell. 2008, v. 132, n 4, p. 645-660.

294. Zhou A.W., Li W.X., Guo J., Du Y.C. Facilitation of AVP(48) on gene expression of BDNF and NGF in rat brain. Peptides. 1997, v. 18, n 8, p. 11791187.

295. Zigova T., Pencea V., Wiegand S.J., Luskin M.B. Intraventricular administration of BDNF increases the number of newly generated neurons in the adult olfactory bulb. Mol. Cell Neurosci. 1998, v. 11, p. 234 -245.5155.

Информация о работе

Тимошенко, Татьяна Валерьевна
кандидата биологических наук
Москва, 2009
ВАК 03.00.13

Диссертация

Модуляция нейрогенеза у мышей и крыс разных генотипов. Анализ поведения - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы