Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Изучение механизмов внутриклеточного распределения митохондрий

ВАК РФ 03.00.25, Гистология, цитология, клеточная биология

Автореферат диссертации по теме "Изучение механизмов внутриклеточного распределения митохондрий"

и03057372

На правах рукописи

Некрасова Оксана Евгеньевна

Изучение механизмов внутриклеточного распределения митохондрий

03.00.25 - гистология, цитология, клеточная биология

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Москва 2007

003057372

Работа выполнена в лаборатории биохимической эмбриологии Института биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН и в группе клеточной биологии Института белка РАН*.

Научные руководители:

Кандидат биологических наук Минин Андрей Александрович Кандидат биологических наук Минин Александр Александрович*.

Официальные оппоненты:

Доктор биологических наук Бродский Всеволод Яковлевич,

Институт биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН (г. Москва)

Доктор биологических наук Егоров Егор Евгеньевич, Институт молекулярной биологии им. В. А. Энгельгардта РАН (г. Москва)

Ведущая организация:

ФГУ РК НТК Росздрава (г. Москва)

Защита диссертации состоится <ЗЬ мая 2007 года, в М часов на заседании диссертационного совета Д 002.238.01 при Институте биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН по адресу: 119334 г. Москва, ул. Вавилова, д.26

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН (Москва, ул. Вавилова, д. 26) Факс (495) 135-80-12 E-mail: volina46@bk.ru

Автореферат разослан: 'I % апреля 2007 года.

Ученый секретарь Диссертационного совета, кандидат биологических наук

Е.В.Волина

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Актуальность изучения внутриклеточного распределения митохондрий определяется его ключевой ролью в обеспечении нормального функционирования клетки в целом.

Митохондрии играют важную роль в физиологии клетки. Они обеспечивают клетку энергией в форме молекул АТФ, участвуют в регуляции концентрации ионов кальция в цитоплазме, а также являются важнейшим звеном в процессе программируемой клеточной смерти. Для нормального функционирования митохондрий большое значение имеет их внутриклеточное распределение (Capetanaki, 2002) Во многих клетках митохондрии локализуются вблизи мест высокого потребления энергии (Chada and Hollenbeck, 2003; Li et al., 2004; Morris and Hollenbeck 1993; van Blerkom., 1991; Zielinski et al., 1988). В скелетных мышцах, например, они располагаются вблизи миофибрилл; в сперматозоидах образуют спиральный футляр вокруг оси жгутика; у простейших и в других клетках, снабженных ресничками, локализуются непосредственно под клеточной мембраной, у основания ресничек. В аксонах нервных клеток транспорт митохондрий очень активен, но их основная масса находится около синапсов, в местах передачи нервного импульса (Morris and Hollenbeck, 1993). Таким образом, распределение митохондрий в клетке тесно связано с жизненной активностью различных ее участков. Нарушения транспорта и правильного распределения митохондрий могут приводить к ряду нейродегенеративных заболеваний, включая болезнь Альцгеймера и Хантингтона (Gunawardena and Goldstein, 2001; Gunawardena et al., 2003; Hurd and Saxton, 1996), а также латеральный амиотрофический склероз (Collard et. al, 1995). Поэтому открытие новых механизмов, лежащих в основе регуляции распределения митохондрий, является важным шагом на пути к пониманию причин нарушения внутриклеточной локализации этих органелл.

Локализация митохондрий находится под контролем внешних и внутренних факторов и достигается при помощи транспорта этих органелл вдоль микротрубочек и актиновых филаментов моторными белками. Считается, что транспорт митохондрий и других органелл происходит в две стадии: на большие расстояния они переносятся по микротрубочкам, а по актиновым филаментам происходит их перемещение на небольшие расстояния и локализация (Chada and Hollenbeck, 2004; Kuznetsov et al., 1992; Morris and Hollenbeck, 1995). При этом скорость движения вдоль микротрубочек намного выше, чем вдоль микрофиламентов (Morris and Hollenbeck, 1995). Недавно в нашей лаборатории было показано, что фибриллярный актин, полимеризующийся в результате действия белков из семейства форминов, специфически взаимодействует с митохондриями и ограничивает их транспорт (Кулик и др., 2006). Однако оставалось не ясным, какие белки или структуры обеспечивают это взаимодействие.

Полученные нами данные свидетельствуют о том, что промежуточные филаменты играют роль посредника во взаимодействии митохондрий с актиновым цитоскелетом. Так мы обнаружили, что если убрать виментиновые промежуточные филаменты к ядру подвижность митохондрий на периферии клеток возрастает. Это может говорить об их роли, как одного из элементов, удерживающих митохондрии в определенных местах. Промежуточные филаменты это третий компонент цитоскелета клетки. В клетках соединительной ткани они состоят из виментина и являются наименее динамичной структурой цитоскелета (Lodish et al., 1997). Во многих работах представлены данные о том, что митохондрии взаимодействуют с промежуточными филаментами (Collier et al., 1993; Hirokawa, 1982; Leterrier et al., 1994; Reipert et al„ 1999). И хотя к настоящему времени связь промежуточных филаментов с митохондриями, и ее роль в функционировании последних не вызывает сомнения, детали их взаимодействия остаются все еще мало изученными.

Цель работы и основные задачи исследования.

Целью работы было определить роль белка внеклеточного матрикса фибронектина, в регуляции прикрепления митохондрий к цитоскелету. Другой целью было изучить, как виментиновые промежуточные филаменты участвуют в регуляции подвижности митохондрий в клетке. Для этого были поставлены следующие задачи:

1. Выяснить, какую роль играет фибронектин в распределении митохондрий в клетках, и определить какая часть белка отвечает за этот процесс.

2. Изучить взаимодействие виментиновых промежуточных филаментов с митохондриями.

3. Выяснить роль виментиновых промежуточных филаментов в обеспечении связи между актиновым цитоскелетом и митохондриями.

4. Определить, регулируется ли связь между митохондриями и виментиновыми промежуточными филаментами.

Научная новизна работы. В результате настоящей работы найдены новые механизмы регуляции распределения митохондрий. Обнаружены внешние факторы, регулирующие распределение митохондрий, и цитоскелетные структуры, обеспечивающие прикрепление этих органелл в местах их локализации.

Впервые показано, что фибронектин (белок внеклеточного матрикса) может выполнять функцию регулятора внутриклеточного распределения митохондрий. Найден участок фибронектина, который контролирует

изменение формы и распределения митохондрий в клетках - гепарин-связывагощий домен.

Установлено, что виментиновые промежуточные филаменты ингибируют движение митохондрий в клетке. Кроме того, показано, что виментиновые промежуточные филаменты обеспечивают взаимодействие митохондрий со структурами актинового цитоскелета, так как изменение актинового цитоскелета не влияло на подвижность митохондрий в клетках, лишенных промежуточных филаментов.

Обнаружено, что взаимодействие митохондрий с виментиновыми промежуточными филаментами находится под контролем протеинкиназы С.

Научная н практическая значимость работы. Результаты данной работы вносят вклад в понимание процесса внутриклеточной регуляции распределения митохондрий, и влияния на него внешних и внутренних факторов. Полученные результаты могут быть использованы для разработки методик лечения нейро-дегенеративных заболеваний, связанных с нарушением транспорта и правильного распределения митохондрий.

Апробация работы. Основные научные результаты диссертационной работы были представлены на ежегодных научных конференциях молодых ученых Института биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН (Москва, 2004, 2005, 2006) и на международном симпозиуме "FEBS/ESF Workshop on Integrated Approaches in Cytoskeleton Research" (Люксембург-сити, Люксембург, 2005). Материалы диссертации были апробированы на межлабораторном семинаре группы клеточной биологии Института белка РАН 30 марта 2007 года, и на межлабораторном семинаре отдела цитологии и гистологии Института биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН 4 апреля 2007 года.

Публикации. По данным работы опубликованы 3 статьи в рецензируемых журналах и 6 тезисов докладов.

Структура и объем работы. Диссертация содержит следующие основные разделы: введение, обзор литературы, описание материалов и методов, главы результатов собственных исследований и их обсуждение, выводы и список цитируемой литературы. Диссертация изложена на 98 страницах машинописного текста и содержит 2 таблицы и 24 рисунка.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

F-актин - фибриллярный актин

ПФ - промежуточные филаменты

РКС - протеинкиназа С

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Культивирование клеток. В работе использовали: линию клеток CV-1-Mito, полученную в ходе селективной трансфекции плазмидой pEYFP-Mito («Clontech», США) (Кулик и др., 2002; Некрасова и др., 2005); крысиные эмбриональные фибробласты REF-52; линии мышиных клеток MFT-16, лишенную гена виментина, и MFT- 6 дикого типа, любезно предоставленные доктором Р. Эвансом (Университет Колорадо, США). Клетки выращивались в среде DMEM (Flow Laboratories, England) с добавлением 10% эмбриональной бычьей сыворотки («Биолот», Россия) или 10% фетальной сыворотки крови (Sigma, США), и антибиотиков 100 мкг/мл пеницилина (Sigma, США) и 100 мкг/мл стрептомицина (Sigma, США). Клетки инкубировались при температуре 37°С во влажной атмосфере, содержащей 5% С02. Для экспериментов клетки выращивали на стерильных покровных стеклах до плотности 50-70% суб-конфлуентного монослоя.

Иммунофлюоресценция. Иммунофлюоресцентное окрашивание клеток проводили по стандартной методике, описанной в методическом пособии "Antibodies" (Harlow and Lane, 1988). Использовали моноклональные антитела к а-тубулину DM-1A (Sigma), поликлональные кроличьи антитела RVIM-AT, полученные ранее в нашей лаборатории (Авсюк и др., 1997), реагирующие с мышиным виментином и моноклональные антитела V9 к человеческому виментину (Sigma, США). В качестве вторых антител использовали козьи антитела к иммуноглобулинам мыши или кролика, коныогированные с FITC (Jackson, США).

Для специфического окрашивания фибриллярного актина в клетках использовали краситель TRITC-фаллоидин (Molecular Probes, США), исходный раствор (100 мкг/мл) которого разводили в 20 раз в PBS, содержащим 1мг/мл БСА и 0,01% Triton Х100 и добавляли к клеткам на 1 час при комнатной температуре. После этого клетки отмывали в PBS в течение 10-20 минут.

Трансфекция клеток. Трансфекцию клеток проводили при помощи липосомных реагентов Unifectin M (Институт биоорганической химии, Москва) или Lipofectamin 2000 (Invitrogen, США) согласно инструкциям производителей. Количество ДНК брали из расчета 1 мкг (при трансфекции с помощью Unifectin M) или 4 мкг (при трансфекции с помощью Lipofectamin 2000) на чашку диаметром 40 мм с 2 мл среды. Клетки наблюдали спустя 16-20 часов после трансфекции.

Получение покровных стекол, покрытых фибронектином. Для очистки фибронектина из плазмы крови использовали колонку с желатин-сефарозой (Sigma, США). Фрагменты белка получали после гидролиза фибронектина а-химотрипсином (Sigma, США). Выделение 40 кДа -фрагмента проводили на колонке с гепарин-сефарозой (Sigma, США). 120 кДа - фрагмент, не связавшийся с гепарин - сефарозой, осаждали сухим сульфатом аммония. Все белки после выделения лиофильно высушивали.

Для изучения роли фибронектина в распределении митохондрий в клетках был разработан метод ковалентной пришивки фибронектина и его фрагментов к поверхности стекол. Стекла обрабатывали 3-аминопропил-триэтоксиксиланом, а затем 1% раствором глутарового альдегида. Таким образом, получались стекла, поверхность которых несла альдегидные группы, способные реагировать с аминогруппами различных белков. Раствор фибронектина и его фрагментов инкубировали с такими активированными стеклами в течение 16-20 часов. Клетки культивировали на модифицированных стеклах в бессывороточной среде.

Видеомикроскопия. Для микроскопии живых клеток, покровные стекла с клетками помещали в герметичную камеру со средой и наблюдали под микроскопом Axiophot с объективами Planapo 63х и 40х (Zeiss, Германия). Температура поддерживалась постоянной 36 + /- 2°Сс помощью регулируемого воздушного потока (Zeiss Air Stream Incubator, Германия).

С помощью 12-битной цифровой CCD камеры 1 MHz MicroMax (Roper Scientific) и программного обеспечения WinView 32 (Princeton Instruments) изображение записывалось, передавалось на компьютер и запоминалось в виде 8-битных файлов с размером картинки 782x582 пикселя. Время экспозиции было равно 1 секунде, пауза между последовательными кадрами - 3 секунды, количество кадров в каждом фильме - от 20 до 50.

Обработка данных. Для анализа движения митохондрий мы использовали клетки, в которых эти органеллы были флуоресцентно-меченными. Движение митохондрий в таких клетках представляло собой перемещения в направлении края клетки или к центру, которые прерывались частыми остановками. Многие органеллы не перемещались на значительные расстояния, а находились в относительном покое на протяжении всего времени наблюдения.

С помощью программы ImageJ в каждом кадре записанной последовательности определяли координаты отдельных митохондрий (геометрического центра для митохондрий малого размера или координаты одного из концов длинных митохондрий). На основании этих данных с помощью программы Excel («Microsoft», США), определяли среднюю скорость движения каждой митохондрии за промежуток времени между двумя последовательными кадрами. Для количественного анализа нами был выбран порог скорости движения - 0,2 мкм/сек. Те митохондрии, которые хоть один раз за время съемки двигались со скоростями больше чем 0,2 мкм в сек, мы считали подвижными, остальные же митохондрии -стационарными. Для каждой клетки мы рассчитывали процент подвижных митохондрий за все время съемки, а также долю времени в движении индивидуальных митохондрий, то есть, в течение какого времени они

двигались быстро. Относительную подвижность митохондрий определяли перемножением доли времени митохондрий в движении на долю подвижных органелл за все время съемки. Относительная подвижность, таким образом, отражает долю быстрых перемещений митохондрий в клетке относительно всех перемещений в каждый момент времени. Да\шые представлены в виде средних значений {М+/~ SEM).

В каждом опыте подсчитывали число митохондрии в 10-15 клетках, в каждой клетке 20-40 митохондрий. Высокое разрешение микроскопа и чувствительность камеры позволили измерить скорости с большой точностью - до десятых долей микрона в секунду.

Результаты и их обсуждение

1, Роль фибронектнна, в регуляции формы и внутриклеточного распределения митохондрий в клетке.

Прикрепление клеток к фибронектину,

Фибронектин, гликопротеин больших размеров, взаимодействует с различными макромолекулами, как компонентами внеклеточного матржса, так И рецепторами на поверхности большинства типов клеток. Известно, что фибронектин включает в себя несколько функционально важных доменов, которые можно выделить после расщепления а-химотрипсином. Один из фрагментов, с молекулярной массой 120 кДа, - главный связывающийся с клетками участок фибронектнна, в состав которого входит трипептид RGD, С этим фрагментом связываются клеточные рецепторы интегрины (Ruoslahti, 1996). Другой фрагмент - 40 кДа, содержит высокоафинный гепарин-связывающий участок, который взаимодействует с протеогликанами (Saoncella et al., 1999),

Рис. 1. Прикрепление клеток CV1 к модифицированным стеклам. Стекю покрывши

фибронектином (г) или его фрагментами: 40кДа (б) и 120кДа (в), не прореагировавшие альдегидные группы инактивировали глутам иновой кислотой. Контроль (а) - активированное стекло инкубировали только с глутаминовой кислотой. Масштаб 20 мкм.

Для изучения роли фибронектина в распределении митохондрий в культивируемых клетках мы разработали метод ковалентной пришивки этого белка и его фрагментов к стеклу и подобрали условия прикрепления клеток к таким модифицированным стеклам в бессывороточной среде. Как видно на рис. 1г, фибронектин, иммобилизованный на стекле, является хорошим субстратом для клеток. Клетки распластывались и приобретали удлиненную форму. На стеклах, покрытых фрагментом фибронектина с массой 120 к Да, клетки также прикреплялись и хорошо распластывались (рис.\ в), а при использовании стекол, покрытых 40кДа-фрагментом фибронектина, клетки прикреплялись, но не могли распластаться (рис.! б). В качестве контроля использовались стекла, которые после активации инкубировали только с глутаминовой кислотой. В этом случае незначительное количество клеток (< 4%) могло прикрепиться, но не распластаться, и большая часть стекла оставалась пустой (рис. 1 а).

Таким образом, для распластывания на субстрате клетки должны получить сигнал от той части фибронектина, в состав которой входит домен, взаимодействующий С интегринами (в нашем случае 120кДа-фрагмент).

Влияние фибронектина на формирование стресс-фибрилл в клетках.

Распластывание клеток на субстрате связано с полимеризацией актина и образованием ламеллиподий. Дальнейшее формирование актинового цитоскелета происходит в результате образования фокальных контактов и прикрепленных к ним стресс-фибрилл (Burridge et al., 1988). Оказалось, что клетки, прикрепленные к стеклам, покрытым фибронектиноы в бессывороточной среде, имели плохо выраженные стресс-фибриллы (рис.2 а). Они появлялись, только после того как в бессывороточную среду добавляли раствор фибронектина (рис.2 б).

Рис. 2. Изменение актинового цитоскелета в клетках. Клетки СУ1 культивировали на с темах, покрытых фибронектином без (а) или с добавлением в среду раствора фибронектина (б). Полимерный актин выявлен ТКГГС- фаллоидином. Масштаб Юмкм

10

Это свидетельствуют о том, что для формирования нормального актинового цитоскелета в клетках недостаточно их прикрепления к фибронектину на поверхности стекла, но также нужен и фибронектин из раствора. Возможно, это связано с тем, что рецепторы, связавшиеся с пришитым фибронектином, не могут свободно перемещаться в клеточной мембране. Ранее было показано, что для того чтобы образовались зрелые фокальные контакты и прикрепленные к ним актиновые стресс-фибриллы, необходимо, чтобы протеогликаны, связавшие одну часть фибронектин а, сблизились и образовали комплекс с лнтегринами, взаимодействующими с другим участком белка (Saoncella et al.( 1999).

Влияние фибронектина на форму митохондрий.

Как известно митохондрии, как и другие органеллы в клетках, связаны с ни тоске летом, и его изменения отражаются на их морфологии и распределении (Morris and Hollenbeck, 1993). Митохондрии в клетках, прикрепленных к стеклам, покрытым фибронектином, были короткие, округлой формы и почти все располагались рядом с ядром. При добавлении в среду раствора фибронектина митохондрии удлинялись^ и часть ил локализовалась на периферии клетки. Возможно, удлинение митохондрий при добавлении фибронектина в среду связанно с усилением стресс-фибрилл в клетке, а значит, с изменением структуры актинового цитоскелета. Для того чтобы выяснить, сигнал от какой части молекулы фибронектина, добавленного в среду, отвечает за изменение формы митохондрий, мы использовали клетки, распластанные на стеклах, покрытых 120кДа-фрагментом фибронектина. В них, как и в клетках, прикрепленных к целому фибронектину, митохондрии были короткие и располагались ближе к ядру. При добавлении 40 кДа-фрагмента или фибронектина, длина митохондрий увеличивалась, и часть их находилась на периферии клетки, В то же время добавление 120 кДа фрагмента не приводило к изменению формы и локализации митохондрий.

Рис. 3. Распределение митохондрий по форме в клетках, прикрепленных к стеклам, покрытым 120кДа - фрагментом фибронектина. Клетки культиеировачи на стеклах покрытьо: 120 кДа - фрагментом в бессывороточной среде (контроль) или при добавлении в среду фибронектина, его

[ 234 56789 10

Отношение д№ны и.ирнне

40кДа и 120кДа - фрагментов или сыворотки.

На рис. 3 полученные данные представлены в виде гистограммы. Видно, что в клетках, прикрепленных к 120 кДа-фрагменту, добавление в среду 40 кДа-фрагмента, как и фибронектина или сыворотки, приводило к значительному увеличению размера митохондрий по сравнению с контролем (те же клетки в среде без добавок), и отношение их длины к ширине было больше 1, Такой же результат был получен для клеток, прикрепленных к фибронектину (не показан). При добавлении 120кДа-фрагмента в среду отношение длины митохондрий к их ширине не изменялось. Таким образом, изменение формы и локализации митохондрий в клетках происходит при добавлении в среду целого фибронектина или его фрагмента, содержащего гепарин-связывающий домен. Можно предположить, что действие фибронектина, по-видимому, направлено на регуляцию взаимодействия митохондрий с актиновыми структурами в клетке.

Процесс удлинения и распределения митохондрий на периферии клетки зависит от взаимодействия их с микротрубочками.

Поскольку транспорт и локализация митохондрий в клетках зависит от микротрубочек, мы решили проверить, зависит ли от них и изменение формы этих органелл при добавлении фибронектина в среду. Для этого, в клетках, прикрепленных к фибронектину, перед добавлением фибронектина в среду, микротрубочки деполимеризовали холодом, а затем перед нагреванием до 37°С к ним добавляли нокодазол. В качестве контроля были использованы клетки, которые инкубировали на холоде, а затем нагревали, не добавляя нокодазол. На рис.4 полученные данные представлены в виде Гистограмм, показывающих распределение митохондрий по форме. Видно, что в контрольных клетках после добавления фибронектина в среду длина митохондрий увеличивалась, в то время как, в клетках, к которым был добавлен нокодазол, форма митохондрий не изменялась.

Ю0П-------------------

90 8070 -60 ■ 5(1 JO -30 20 10 0

I

■ •контроль □ - + нокодазол

I

U

i 4 5 6 7

Отношение длины к ширине

10

Рис. 4. Удлинение митохондрий при добавлении фибронектина зависит от

микротрубочек. Перед добавлением фибронектина м икротрубо чки разрушали холодом, а затем нагревали до 37°С без добавления

(контроль) или при добавлении 10 мкМ нокодазола.

Таким образом, изменение формы митохондрий в клетках, распластанных на стеклах с фибронектином в бессывороточной среде, в ответ на добавление фибронектина в среду зависит от микротрубочек. Возможно, что в процессе удлинения митохондрий участвует кинезин, моторный белок, транспортирующий их от центра клетки к периферии {Rodionov et al.,1993).

Локализация митохондрий на периферии клетки.

Одним из известных ростовых факторов, стимулирующих образование актнновых стресс-фибрилл и фокальных контактов, является лизофосфатидная кислота (ЛФК) (Ridley and Hall, 1992). В клетках, культивируемых в среде, содержащей сыворотку, ЛФК вызывает заякоривание митохондрий на периферии (рис. 5 а). При добавлении ЛФК к клеткам, прикрепленным к стеклам, покрытым фибронектином, не происходило удлинение митохондрий, и они располагались ближе к ядру (рис. 5 б). После добавления фибронектина в среду митохондрии удлинялись, и под действием ЛФК происходило их заякоривание на периферии клетки (рис. 5 в).

Рис. 5. Лизофосфатидная кислота вызывает «заякоривание» митохондрий па периферии клеток в присутствие фибронектина.

Распределение митохондрий в клетках, культивируемых в нормальны,$ условиях (а) или в бессывороточной среде без добавления (б) и при добавлении фибронектина (в). Масштаб 10 мкм.

Таким образом, ЛФК не оказывает влияние на локализацию и морфологию митохондрий в клетках при отсутствии растворенного фибронектина в бессывороточной среде.

В целом наши данные свидетельствуют о том, что для взаимодействия митохондрий с цитоске летом необходимо наличие фибронектина, который оказывает большое влияние на формирование цитоскелета в клетке и, тем самым, является внеклеточным регулятором распределения митохондрий.

2. Роль промежуточных фнламентов в распределении митохондрий.

Ранее в нашей лаборатории было показано, что F-актин, который образуется в результате активации белка mDial из семейства форминов, специфически взаимодействует с митохондриями и подавляет их транспорт (Кулик и др., 2006). Однако оставалось неясным, как митохондрии и актин взаимодействуют между собой. Существовало две возможности. Во-первых, митохондрии могли взаимодействовать с найденными нами актиновыми структурами непосредственно, и, во-вторых, взаимодействие могло осуществляться через промежуточные филаменты (ПФ). Чтобы исключить одну из двух возможностей мы анализировали подвижность митохондрий в клетках, где были нарушены ПФ или их не было совсем. Для этого мы использовали три подхода:

а) удаление ПФ с периферии клеток за счет временного разрушения микротрубочек;

б) разрушение ПФ доминантно-негативным мутантом виментина;

в) использование клеток мышиных фибробластов линии MFT-16, лишенной гена виментина.

Стоит отметить, что в клетках соединительной ткани ПФ состоят в основном из виментина (Helfand et al., 2004).

Виментиновые промежуточные филаменты подавляют подвижность митохондрий.

а) Удаление промежуточных фнламентов с периферии клеток.

Известно, что при деполимеризации микротрубочек в присутствии нокодазола наблюдается коллапс ПФ в околоядерной зоне. Для большинства клеток коллапс ПФ приводит и к коллапсу митохондрий. Однако при разборке нокодазолом микротрубочек в клетках линии REF, мы заметили, что многие митохондрии в них оставались распределенными по всей цитоплазме, несмотря на коллапс ПФ. Мы решили использовать эту особенность клеток REF, чтобы наблюдать движение митохондрий по микротрубочкам в отсутствии ПФ. Для этого мы сначала добавляли к клеткам 10 мМ нокодазол и инкубировали их до тех пор, пока ПФ не собирались к ядру. После того, как ПФ образовывали плотный жгут в околоядерной области, мы отмывали нокодазол. Через 10 минут система микротрубочек полностью восстанавливалась, а ПФ все еще были плотно собранны около ядра. Полное восстановление ПФ наблюдалось только через 3 часа. Таким образом, у нас в распоряжении было время (около 40 мин), в течение которого мы могли анализировать движение митохондрий на периферии клетки в отсутствие ПФ, и сравнивать их с данными, полученными в клетках с восстановившимися ПФ (3 часа отмывки от нокодазола). В таблице 1 приведены полученные результаты.

Таблица 1. Эффект удаления ПФ на подвижность митохондрий в

клетках линии НЕЕ.

Условия Доля Доля Средняя Относи Число

эксперимен подвижных времени в скорость, тельная клеток

та митохондр движении мкм/с подвиж (митохон

ий,% ,% ность, дрий)

%

10 мин

отмывки от 53+/-16 10+/-2 0.33+/- 5+1- 9(212)

нокодазола 0.04 0.7

3 часа

отмывки от 32+/-16 9+/-3 0.29+/- 3+/- 9(211)

нокодазола 0.04 0.7

Данные представлены в виде М ± Ж.

Видно, что через 10 мин митохондрии были более подвижны, чем через 3 часа. Доля подвижных митохондрий на периферии клеток с восстановленными ПФ была меньше - чем в клетках, где на периферии их не было. При этом подвижные митохондрии в обоих случаях находились в движении равную долю времени, и скорость их движения не менялась. Относительную подвижность митохондрий в клетках с коллапсированными ПФ была в два раза выше, чем в клетках с восстановленной сетью ПФ. Таким образом, при удалении ПФ к ядру подвижность митохондрий на периферии клетки возрастала.

б) Разрушение промежуточных филаментов при помощи доминантно-негативного мутанта виментина.

Для разрушения ПФ использовали плазмиду рЕОРР-\пш<Мз8), любезно предоставленную доктором Р. Голдманом (Чикаго, США). Трансфекция мышиных фибробластов линии МЕТ-6 плазмидой рЕОЕР-у1гП(|.1з8) приводила к экспрессии белка, представляющего собой И-конец виментина человека, меченный СЕР, который локализовался как в ядре, так и в цитоплазме. В клетках, экспрессирующих мутантный белок, ПФ разрушались на периферии и образовывали агрегаты в околоядерной области. В контрольных клетках сеть ПФ была хорошо развита. Анализ подвижности митохондрий показал, что в клетках, где экспрессировался белок ЕОЕР-у1т(|.138), доля подвижных митохондрий была больше, чем в контрольных клетках. Так, в контрольных клетках она составляла 50+/-19%, а в клетках, экспрессирующих мутантный виментин, она возросла до 68+/-16%. Кроме того, увеличилась и доля времени, в течение которого индивидуальные подвижные митохондрии находились в движении, с 8+/-3% до 11+/-3%.

ю

9 8 7 6

5-1 4 3 2-! 1

Контроль + EGFP-vinV;.

На рис. 6 показано изменение относительной подвижности

митохондрий в клетках,

экспрессирующих белок ЕОРР-У1т(|. 138), по сравнению с контрольными клетками. Как видно из рисунка, относительная подвижность в клетках с разрушенными ПФ была выше.

Рис. 6. Эффект разрушения промежуточных филаментов на подвижность митохондрий.

в) Анализ движения митохондрий в клетках линии МРТ-16, лишенных виментина.

Наш третий подход заключался в МРТ-16, в которых отсутствовал ген

использовании клеток линии виментина. В качестве контроля использовали клетки линии МТТ-6, содержащие ПФ. Для того чтобы изучить, как ПФ в клетках влияют на транспорт митохондрий, мы сравнивали подвижность этих органелд в клетках МП"-6 и МРТ-16 после трансфекции плазмидой Мйо-ОРР. В таблице 2 приведены полученные результаты. Видно, что доля подвижных митохондрий, как и доля времени, в течение которого они находились в движении, а клетках МРТ-16 была больше чем в клетках МРТ-6. При этом средняя скорость митохондрий в двух типах клеток была одинаковой. Таблица 2. Анализ движения митохондрий в клетках линий \iFT~6 и МРТ-16,

Тип клеток и условия экспериме нта Доля подвижных митоховдри й,% Доля времени R движенн и,% Средняя скорость, мкм/с Относит ельная ПОДВИЖИ ость, % Число клеток (митохон лрий)

MFT-6 50+/-19 8+/-3 0,29+/-0,03 4+/-0.5 22(431)

MFT-16 77+/-¡9 13+/-4 0,29+/-0,0! 9+/-1 17(397)

MFT-16 + S2+/-24 8+/-3 0,2 8+/-0,02 4+/-1 11(230)

vim

Данные представлены в виде М ± ЗО.

Относительная подвижность митохондрий в клетках без виментина была практически в два раза больше, чем в клетках МРТ-6, Для того чтобы убедиться, что именно отсутствие ПФ в клетках МРТ-16 приводит к

увеличению подвижности митохондрий, мы трансфецировали их плазмидой, кодирующей виментин человека. Сеть ПФ в таких клетках полностью восстанавливалась. Для выявления живых клеток с восстановленными ПФ мы использовали рекомбинантный белок шСИеггу-У1ш, меченный красным флуоресцентным белком, который встраивался в филаменты, состоящие из немеченого виментина. Ко-трансфекция клеток линии МРТ-16 тремя плазмидами: рЕОРР-Мио, р\Чт и ртСЬеггу-уш, таким образом, позволила нам анализировать подвижность митохондрий, в этих клетках. Из данных, приведенных в табл. 2 видно, что при восстановлении ПФ относительная подвижность митохондрий в клетках МРТ-16 уменьшалась и становилась равной относительной подвижности этих органелл в клетках МРТ-6.

Таким образом, тремя разными, независимыми способами мы показали, что наличие ПФ в клетках уменьшает подвижность митохондрий в них.

Роль промежуточных филаментов во взаимодействии митохондрий с актиновым цитоскелетом.

Таким образом, мы выяснили, что две цитоскелетные структуры вызывают подавление движения митохондрий в клетках. Это пучки актиновых микрофиламентов, которые образуются в результате активации белка т1Иа1, и виментиновые ПФ. Мы решили определить, действуют ли эти две цитоскелетные структуры вместе или независимо друг от друга? Для этого в клетках, не содержащих ПФ, мы изменяли количество пучков Р-актина, которые отвечают за подавление движения митохондрий: а) увеличивали содержание Р-актина, и б) уменьшали его содержание.

а) Экспрессия белка тО^аАМЗ в клетках МРТ-16.

Для увеличения содержания актиновых пучков, мы экспрессировали мутантный белок тБ1а1Д№ (Кулик и др., 2006) в двух типах клеток, МРТ-16 и МРТ-6.

МРТ-6. В клетках экспрессируюгцих ЕСРР-МНо и тВ1а1АМЗ анализировали движение митохондрий. Положения индивидуальных митохондрий отмечали в последовательных кадрах в течение 3 минут.

Затем в трансфецированных клетках мы сравнивали подвижность митохондрий. На рис. 8 показаны траектории движения индивидуальных органелл в клетках двух линий, экспрессирующих конститутивно активный мутант белка тБ^а], ттШт! ДЮ.

Видно, что в клетках МБТ-6 экспрессия белка т05а1 ¿N3 приводила к полной остановке митохондрий, а а клетках МРТ-16 митохондрии продолжали двигаться с низкой скоростью. Следовательно, для полного подавления подвижности митохондрий в результате экспрессии белка гп01а1 ¿N3 необходимы ПФ.

б) Разрушение Р-актина при помощи латрункулина Б.

Чтобы уменьшить содержание актиновых пучков, клетки

обрабатывали латрункулином м и кр оф и ламе нты.

Б, который разрушает актиновые

„? 10 НЕ

i 9

I:

I в

\ 5

П

= ч 3

3 3

% г

0

1 I

MFT-6

MFT-16

■ контроль - + лшфумкулнн Б

MFT-16 + vim

Рис. 9. Действие латрункулина Б на подвижность митохондрий в клетках MFT-6, MFT-16 и MFT-16+vim. Клетки обрабатывали латрункулином Б в концентрации 0,1 мкМ для клеток MFT-6 и MFT-16 + vim, и 0,04мкМ для клеток MFT-16

соответственно в течении 20 мин и анализировали подвижность митохондрий в них относительно контроля.

Из данных, представленных на рис. 9, видно, что в клетках линии МРТ-6, как и в других типах клеток, исследованных ранез (Кулик и др., 2006; С11ас1а, НоИепЬеск, 2003), это приводило к увеличению подвижности митохондрий. В то же время разрушение р-актина в клетках линии МРТ-16 не влияло на относительную подвижность митохондрий в них; она оставалась такой же, как до обработки клеток латрункулином Б. А добавление латрункулина Б к клеткам МРТ-16 с восстановленной сетью ПФ приводило к увеличению подвижности митохондрий в них.

Таким образом, наши данные показывают, что изменение актинового цитоскелета влияет на подвижность митохондрий только при налички ПФ в клетке. Полученные нами данные позволяют предположить, что

митохондрии непосредственно связаны с ПФ, которые в свою очередь взаимодействуют с определенными структурами К-актин а.

3. Протеинкиназа С регулирует подвижность митохондрий.

Подвижность митохондрий зависит от активности протеинкиназы С.

Нами было установлено, что увеличение доли подвижных митохондрий вызывает обработка клеток форболовым эфиром (ТРА). Активирующее действие ТРА проявлялось в том, что, во-первых, при его добавлении уменьшалась доля стационарных митохондрий в клетках с 60±6% до 13^:3%, и, во-вторых, увеличивалась доля времени, в течение которого подвижные митохондрии находились в движении, с 15±4% до 26±6%. На рис. 10 видно, что относительная подвижность в клетках обработанных ТРА значительно возрастала.

Рис. 10. Подвижность митохондрий в клетках СУ-1 зависит от активности протеинкиназы С. В клетках СУ-1, определят относительную подвижность митохондрий без обработки, после инкубации с ТРА в концентрации 50 нг/мл, с Вт в концентрации 2.5 мкМ, или с обоими реагентами вместе в течение 30 мин.

Известно, что форболовые эфиры могут влиять на внутриклеточные процессы как за счет активации

протеинкиназы С (РКС), так >1 других рецепторов, например Ка-й-ОЯР у млекопитающих и №с-13 у С, е!е§апз (Иоп й а!., ¡999). Для того чтобы проверить играет ли РКС роль в регуляции подвижности митохондрий, мы обработали клетки специфическим ингибитором этого фермента, бис-индолилмалеимидом (В/М), который блокирует его АТФ-связывающий центр (ТойНес й а!., 1991). Как видно на рис, 10, этот ингибитор практически полностью подавлял движение митохондрий, и последующее добавление ТРА не восстанавливало его. Следовательно, обнаруженный нами эффект ТРА на подвижность митохондрий связан именно с увеличением активиости РКС.

В1М

Протеин кип пза С регулирует связь митохондрий с промежуточными фияаментами.

Известно, что активация РКС приводит к различным эффектам, в том числе и к разборке стресс-фибрилл в клетках. Можно было бы предположить, что возрастание подвижности митохондрий после обработки

клеток ТРА связанно с перестройками в акти новом цитоскелете. Чтобы это проверить, перед обработкой клеток ТРА мы разрушали Р-актин при помощи латрункулина Б. Таким образом, действие ТРА на акти новый ци то скелет было исключено.

Щ

20 й? Ш

I 16]

I 141

0 I

1 12] I 10

т

I

ЛлрзккуП!

Летранку/ши ТРА

Рис. 11. ТРА увеличивает подвижност ь митохондрий в клетках, с разрушенным К-актииом.

Относительную подвижность митохондрий в клетках СУ-1, обработанных 0,4 мкМлатрункулином Б в течение 20 мин. определяли до или после инкубации с ТРА в концентрации 50 нг/мл в течение 30 мин, р<0,05.

Оказалось, что и после того, как в клетках были разобраны акти но вые филаменгы, относительная подвижность митохондрий в них продолжала возрастать под действием ТРА (рис. 11). Следовательно, активация РКС приводила к нарушению связи митохондрий со структурами, отличными от актинового нитоекелета. Другой возможной мишенью РКС могли быть ПФ. Для того чтобы это проверить, мы решили сравнить действие активации РКС на движение митохондрий в клетках МРТ-6 и МРТ-16,

12

Ё 6

Я 4

МРТ-6 \lFT-6 МГГ-16 МРТ-1 б

ТРЛ

ТРА

Рис. 12. Влияние ТРА на подвижность митохондрий в клетках МРТ-6 и \1FT-16. В

метках определяли относительную подвижность митохондрий без обработки, или после инкубации с ТРА в концентрации 50 нг/мл в течение 30 мин.

Оказалось, что в клетках линии МРТ-6 активация РКС приводила к увеличению их подвижности, как и

в клетках CV-1 (рис. 10), а в клетках MFT-16 подвижность митохондрий оставалась на прежнем уровне (рис.12). Мы также решили проверить, как изменится транспорт митохондрий в этих клетках при ингибировании РКС. Подавление РКС при помощи BIM в клетках без виментина приводило к незначительному уменьшению относительной подвижности митохондрий в них, по сравнению с эффектом в клетках, содержащих ПФ (MFT-6).

Таким образом, наши данные позволяют предположить, что способность ПФ регулировать подвижность митохондрий в клетке находится под контролем РКС. Стоит отметить, что по литературным данным добавление ТРА не приводит к разрушению промежуточных филаментов. Скорее всего, мишенью РКС является часть молекулы виментина или какой-то компонент, участвующий во взаимодействии митохондрий с ПФ, но не отвечающий за их целостность. Известно довольно много белков, связанных с ПФ и участвующих в их взаимодействии как с другими элементами цитоскелета, так и с некоторыми органеллами (Foisner and Wiche, 1991). Для некоторых из них, как для плектина, показана возможность регуляции их связи с ПФ РКС и другими протеинкиназами (Foisner et al., 1991). Изучение роли таких белков в регуляции подвижности митохондрий задача будущих исследований.

ВЫВОДЫ.

1. Определена новая функция фибронектина как регулятора внутриклеточного распределения митохондрий.

2. Показано, что за контроль распределения и формы митохондрий отвечает гепарин-связывающий домен фибронектина.

3. Виментиновые промежуточные филаменты ингибируют движение митохондрий в клетках.

4. Виментиновые промежуточные филаменты обеспечивают взаимодействие митохондрий со структурами актинового цитоскелета.

5. Обнаружено, что взаимодействие митохондрий с виментиновыми промежуточными филаментами находится под контролем протеинкиназы С.

Список опубликованных статей по теме диссертации.

1. Некрасова O.E.. Минин Ан.А., Кулик A.B., Минин A.A. Регуляция фибронектином формы и внутриклеточного распределения митохондрий. // Биологические мембраны 2005 Т. 22. №2. С. 105-112.

2. Кулик A.B., Некрасова O.E.. Минин A.A. Фибриллярный актин регулирует подвижность митохондрий. // Биологические мембраны 2006 Т. 23. №1. С.42-51.

3. Некрасова O.E., Кулик A.B., Минин A.A. Протеинкиназа С регулирует подвижность митохондрий. // Биологические мембраны 2007. Т.24. №2 С.126-132.

Ijl^ ^

Подписано в печать 17.04.2007 г. Исполнено 18.04.2007 г. Печать трафаретная.

Заказ № 389 Тираж: 100 экз.

Типография «11-й ФОРМАТ» ИНН 7726330900 115230, Москва, Варшавское ш., 36 (495) 975-78-56 www.autoreferat.ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Некрасова, Оксана Евгеньевна

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИИ.

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1 Распределение митохондрий связано с их функциями в клетках.

1.2 Роль микротрубочек и актина в распределении митохондрий.

1.2.1. Общие черты микротрубочек и актиновых микрофиламентов.

1.2.2. Особенности системы микротрубочек.

1.2.3. Особенности актинового цитоскелета.

1.2.4. Транспорт митохондрий вдоль микротрубочек; роль кинезиновых и динеиновых моторов в этом процессе.

1.2.5. Актин - зависимый транспорт митохондрий с участием моторных белков.

1.2.6. Актин - зависимое движение митохондрий без участия моторных белков в дрожжах.

1.2.7. Прикрепление митохондрий к микротрубочкам и актиновым микрофиламентам.

1.2.7.1. Роль микротрубочек ассоциированных с ними белков (МАРв).

1.2.7.2. Прикрепление митохондрий к фибриллярному актину.

1.3. Роль промежуточных филаментов в распределении митохондрий в клетках.

1.3.1. Особенности промежуточных филаментов.

1.3.2. Сборка виментиновых промежуточных филаментов в клетках.

1.3.3, Взаимодействие промежуточных филаментов с митохондриями.

1.3.4. Плектин - белок ассоциированный с промежуточными филаментами.

1.4. Фибронектин - регулятор внутриклеточных процессов.

1.5. Роль протеинкиназы С в регуляции перестроек цитоскелета.

1.6. Регуляция распределения митохондрий ростовыми факторами.

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Культивирование клеток.

2.2. Иммунофлюоресценция.

2.2.1. Фиксация клеток.

2.2.2. Иммунофлюоресцентное окрашивание.

2.2.3. Антитела.

2.2.4. Окрашивание актина.

2.2.5. Окрашивание митохондрий.

2.2.6. ДНК конструкции.

2.2.7. Трансфекция клеток.

2.2.8. Получение покровных стекол, покрытых фибронектином или его фрагментами.

2.2.8.1. Получение фибронектина и его фрагментов.

2.2.8.2. Пришивка фибронектина и его фрагментов к покровным стеклам.

2.2.9. Посадка клеток на стекла, покрытые фибронектином или его фрагментами.

2.3. Электрофорез и иммуноблотинг.

2.4. Видеомикроскопия.

2.5. Обработка данных.

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ.

3.1. Роль фибронектина, в регуляции формы и внутриклеточного распределения митохондрий в клетке.

3.1.1. Прикрепление клеток к фибронектину.

3.1.2. Влияние фибронектина на формирование стресс-фибрилл в клетках.

3.1.3. Влияние фибронектина на форму митохондрий.

3.1.4. Процесс удлинения и распределения митохондрий на периферии клетки зависит от взаимодействия их с микротрубочками.

3.1.5. Локализация митохондрий на периферии клетки.

3.2. Роль промежуточных филаментов в распределении митохондрий.

3.2.1. Отсутствие промежуточных филаментов приводит к увеличению подвижности митохондрий в клетке.

3.2.2. Роль промежуточных филаментов во взаимодействии митохондрий с актиновым цитоскелетом.

3.3. Протеинкиназа С регулирует подвижность митохондрий.

3.3.1. Подвижность митохондрий зависит от активности протеинкиназы С.

3.3.2. Протеинкиназа С регулирует связь митохондрий с промежуточными филаментами.

Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Изучение механизмов внутриклеточного распределения митохондрий"

Митохондрии занимают особое место среди других органелл клетки, благодаря способности синтезировать АТФ, участвовать в регуляции уровня внутриклеточного кальция, и контролировать процесс регулируемой клеточной гибели, апоптоз. Для нормального функционирования митохондрий большое значение имеет их внутриклеточное распределение. Во многих клетках митохондрии локализуются вблизи мест высокого потребления энергии. Локализация митохондрий находится под контролем внешних и внутренних факторов и достигается при помощи транспорта этих органелл вдоль микротрубочек и актиновых филаментов моторными белками.

Считается, что транспорт митохондрий и других органелл происходит в две стадии: на большие расстояния они переносятся по микротрубочкам, а по актиновым филаментам происходит их перемещение на небольшие расстояния и локализация (Chada and Hollenbeck, 2004; Kuznetsov et al., 1992; Morris and Hollenbeck, 1995). При этом скорость движения вдоль микротрубочек намного выше, чем вдоль микрофиламентов (Monis and Hollenbeck, 1995). Недавно в нашей лаборатории было показано, что фибриллярный актин (F - актин)1, полимеризующийся в результате действия белков семейства форминов, специфически взаимодействует с митохондриями и ограничивает их транспорт (Кулик и др., 2006). Однако оставалось не ясным, какие белки или структуры обеспечивают это взаимодействие.

Мы обнаружили, что если убрать промежуточные филаменты (ПФ) к ядру подвижность митохондрий на периферии клеток возрастает. Это может говорить о роли ПФ, как одного из элементов, удерживающих митохондрии в определенных местах. ПФ это третий компонент цитоскелета клетки. В клетках соединительной ткани они состоят из виментина и являются

1 См. список принятых сокращений на стр. 5. наименее динамичной структурой цитоскелета (Lodish et al., 1997). Во многих работах представлены данные о том, что митохондрии взаимодействуют с ПФ (Collier et al., 1993; Hirokawa, 1982; Leterrier et al, 1994; Reipert et al., 1999). И хотя к настоящему времени связь ПФ с митохондриями, и ее роль в функционировании последних не вызывает сомнения, детали их взаимодействия остаются все еще мало изученными.

Целью настоящей работы было изучить, как ПФ участвуют в регуляции подвижности митохондрий в клетке. Другой целью было определить роль белка внеклеточного матрикса фибронектина, в прикреплении митохондрий к цитоскелету.

Мы показали, что форма и распределение митохондрий в клетке зависит от фибронектина, который находится в растворенном состоянии, а точнее его гепарин-связывающего домена. Кроме того, наши данные свидетельствуют о том, что ПФ участвуют в заякоривании митохондрий на периферии клеток. Они играют важную роль во взаимодействии митохондрий со специфическими структурами актинового цитоскелета. Связь митохондрий с ПФ находится под контролем протеинкиназы С (РКС).

Заключение Диссертация по теме "Гистология, цитология, клеточная биология", Некрасова, Оксана Евгеньевна

ВЫВОДЫ.

1. Определена новая функция фибронектина как регулятора внутриклеточного распределения митохондрий.

2. Показано что за контроль распределения и формы митохондрий отвечает гепарин-связывающий домен фибронектина.

3. Виментиновые промежуточные филаменты ингибируют движение митохондрий в клетках.

4. Виментиновые промежуточные филаменты обеспечивают взаимодействие митохондрий со структурами актинового цитоскелета.

5. Обнаружено, что взаимодействие митохондрий с виментиновыми промежуточными филаментами находится под контролем протеинкиназы С.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Некрасова, Оксана Евгеньевна, Москва

1. Авсюк А. Ю., Ходяков А. Л., Байбикова Е. М., Соловьянова О. Б., Надеждина Е. С. Стабильность виментиновых промежуточных филаментов в интерфазных клетках // ДАН. 1997. Т. 357. с. 130-133.

2. Кулик А. В., Гиоева Ф. К., Минин А. А. Видеомикроскопическое изучение подвижности митохондрий // Онтогенез. 2002. Т. 33. с. 366-373.

3. Кулик А. В., Некрасова О. Е., Минин А. А. Фибрилярный актин регулирует подвижность митохондрий // Биологические мембраны. 2006. Т. 23. № I.e. 42-51.

4. Некрасова О. Е., Минин Ан. А., Кулик А. В., Минин А. А. Регуляция фибронектином формы и внутриклеточного распределения митохондрий // Биологические мембраны. 2005. Т. 22. с. 105-112.

5. Allen R. D., Metuzals J., Tasaki I., Brady S. T. and Gilbert S. P. Fast axonal transport in squid giant axon // Science. 1982. Vol. 218. p. 1127-1129

6. Aniento F., Emans N., Griffiths G. and Gruenberg J. Cytoplasmic dynein-dependent vesicular transport from early to late endosomes // J. Cell Biol. 1993. Vol. 123. p. 1373-1387

7. Appaix F., Kuznetsov A. V., Usson Y., Kay L., Andrienko T., Olivares J., Kaambre T., Sikk P., Margreiter R. and Saks V. Possible role of cytoskeleton in intracellular arrangement and regulation of mitochondria // Exp. Physiol. 2003. Vol. 88. p. 175-190.

8. Barkalow K., Hamasaki T. and Satir P. Regulation of 22S dynein by a 29-kD light chain // J. Cell Biol. 1994. Vol. 126. p. 727-735.

9. Berg J. S., Powell B. C. and Cheney R. E. A millennial myosin census // Mol. Biol. Cell. 2001. Vol. 12. p. 780-794.

10. Berridge M. J. and Irvine R. F. Inositol trisphosphate, a novel second messenger in cellular signal transduction // Nature. 1984. Vol. 312. p. 315-321.

11. Bertrand F., Veissiere D., Hermelin B., Paul A., Capeau J., Picard J. and Cherqui G. Phosphorylation of vimentin is an intermediate step in protein kinase C-mediated glycoconjugate secretion // Am J. Physiol. 1994. Vol. 266.C p. 611621.

12. Boldogh I. R. and Pon L. A. Interactions of mitochondria with the actin cytoskeleton // Biochim. Biophys. Acta. 2006. Vol. 1763. p. 450-462.

13. Bradley T. J. and Satir P. Evidence of microfilament-associated mitochondrial movement// J. Supramol. Struct. 1979. Vol. 12. p. 165-175.

14. Brady S. T. Molecular motors in the nervous system // Neuron. 1991. Vol. 7. p. 521-533.

15. Brady S. T., Lasek R. J. and Allen R. D. Fast axonal transport in extruded axoplasm from squid giant axon // Science. 1982. Vol. 218. p. 1129-1131.

16. Brady S. T., Pfister K. K. and Bloom G. S. A monoclonal antibody against kinesin inhibits both anterograde and retrograde fast axonal transport in squid axoplasm // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. Vol. 87. p. 1061-1065.

17. Brenner C. and Kroemer G. Apoptosis. Mitochondria~the death signal integrators // Science. 2000. Vol. 289. p. 1150-1151.

18. Bridgman P. C. Myosin Va movements in normal and dilute-lethal axons provide support for a dual filament motor complex // J. Cell Biol. 1999. Vol. 146. p. 1045-1060.

19. Bridgman P. C. Myosin-dependent transport in neurons // J. Neurobiol. 2004. Vol. 58. p. 164-174.

20. Brown J. R., Stafford P. and Langford G. M. Short-range axonal/dendritic transport by myosin-V: A model for vesicle delivery to the synapse // J. Neurobiol. 2004. Vol. 58. p. 175-188.

21. Burkhardt J. K., Echeverri C. J., Nilsson T. and Vallee R. B. Overexpression of the dynamitin (p50) subunit of the dynactin complex disrupts dynein-dependent maintenance of membrane organelle distribution // J. Cell Biol. 1997. Vol. 139. p. 469-484.

22. Burridge K., Fath K., Kelly T., Nuckolls G. and Turner C. Focal adhesions: transmembrane junctions between the extracellular matrix and the cytoskeleton // Annu. Rev. Cell Biol. 1988. Vol. 4. p. 487-525.

23. Cambray-Deakin M. A., Robson S. J. and Burgoyne R. D. Colocalisation of acetylated microtubules, glial filaments, and mitochondria in astrocytes in vitro // Cell Motil. Cytoskeleton. 1988. Vol. 10. p. 438-449

24. Capetanaki Y. Desmin cytoskeleton: a potential regulator of muscle mitochondrial behavior and function // Trends. Cardiovasc. Med. 2002. Vol. 12. p. 339-348.

25. Chada S. R. and Hollenbeck P. J. Mitochondrial movement and positioning in axons: the role of growth factor signaling // J. Exp. Biol. 2003. Vol. 206. p. 1985-1992.

26. Chada S. R. and Hollenbeck P. J. Nerve growth factor signaling regulates motility and docking of axonal mitochondria // Curr. Biol. 2004. Vol. 14. p. 1272-1276.

27. Chilcote T. J. and Johnson K. A. Phosphorylation of Tetrahymena 22 S dynein//J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265. p. 17257-17266.

28. Chou Y. H. and Goldman R. D. Intermediate filaments on the move // J. Cell Biol. 2000. Vol. 150, F. p. 101-106.

29. Collier N. C., Sheetz M. P. and Schlesinger M. J. Concomitant changes in mitochondria and intermediate filaments during heat shock and recovery of chicken embryo fibroblasts // J. Cell Biochem. 1993. Vol. 52. p. 297-307.

30. Copeland J. W. and Treisman R. The diaphanous-related formin mDial controls serum response factor activity through its effects on actin polymerization // Mol. Biol. Cell. 2002. Vol. 13. p. 4088-4099.

31. Corthesy-Theulaz I., Pauloin A. and Pfeffer S. R. Cytoplasmic dynein participates in the centrosomal localization of the Golgi complex // J. Cell Biol. 1992. Vol. 118. p. 1333-1345.

32. Cossarizza A. and Salvioli S. Analysis of mitochondria during cell death // Methods Cell Biol. 2001. Vol. 63. p. 467-486.

33. Craig S. W. and Johnson R. P. Assembly of focal adhesions: progress, paradigms, and portents // Curr. Opin. Cell Biol. 1996. Vol. 8. p. 74-85.

34. Csordas G., Thomas A. P. and Hajnoczky G. Quasi-synaptic calcium signal transmission between endoplasmic reticulum and mitochondria // Embo J. 1999. Vol. 18. p. 96-108.

35. Dedhar S. and Hannigan G. E. Integrin cytoplasmic interactions and bidirectional transmembrane signaling // Curr. Opin. Cell Biol. 1996. Vol. 8. p. 657-669.

36. DeGiorgis J. A., Reese T. S. and Bearer E. L. Association of a nonmuscle myosin II with axoplasmic organelles // Mol. Biol. Cell. 2002. Vol. 13. p. 10461057.

37. Desagher S. and Martinou J. C. Mitochondria as the central control point of apoptosis // Trends Cell Biol. 2000. Vol. 10. p. 369-377.

38. Dillman J. F., 3rd and Pfister K. K. Differential phosphorylation in vivo of cytoplasmic dynein associated with anterogradely moving organelles // J. Cell Biol. 1994. Vol. 127. p. 1671-1681.

39. Eckert B. S. Alteration of the distribution of intermediate filaments in PtKl cells by acrylamide. II: Effect on the organization of cytoplasmic organelles // Cell Motil. Cytoskeleton. 1986. Vol. 6. p. 15-24.

40. Evangelista M., Blundell K., Longtine M. S., Chow C. J., Adames N., Pringle J. R., Peter M. and Boone C. Bnilp, a yeast formin linking cdc42p and the actin cytoskeleton during polarized morphogenesis // Science. 1997. Vol. 276. p. 118-122.

41. Evangelista M., Zigmond S. and Boone C. Formins: signaling effectors for assembly and polarization of actin filaments // J. Cell Sci. 2003. Vol. 116. p. 2603-2611.

42. Evans L. L. and Bridgman P. C. Particles move along actin filament bundles in nerve growth cones // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1995. Vol. 92. p. 1095410958.

43. Evans L. L., Lee A. J., Bridgman P. C. and Mooseker M. S. Vesicle-associated brain myosin-V can be activated to catalyze actin-based transport // J. Cell Sci. 1998. Vol. Ill .(Pt 14). p. 2055-2066.

44. Fath K. R., Trimbur G. M. and Burgess D. R. Molecular motors are differentially distributed on Golgi membranes from polarized epithelial cells // J. Cell Biol. 1994. Vol. 126. p. 661-675.

45. Fehrenbacher K. L., Yang H. C., Gay A. C., Huckaba T. M. and Pon L. A. Live cell imaging of mitochondrial movement along actin cables in budding yeast // Curr. Biol. 2004. Vol. 14. p. 1996-2004.

46. Foisner R., Feldman B., Sander L. and Wiche G. Monoclonal antibody mapping of structural and functional plectin epitopes // J. Cell Biol. 1991a. Vol. 112. p. 397-405.

47. Foisner R., Traub P. and Wiche G. Protein kinase A- and protein kinase deregulated interaction of plectin with lamin B and vimentin // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1991b. Vol. 88. p. 3812-3816.

48. Foisner R. and Wiche G. Structure and hydrodynamic properties of plectin molecules // J, Mol. Biol. 1987. Vol. 198. p. 515-531.

49. Foisner R. and Wiche G. Intermediate filament-associated proteins // Curr. Opin. Cell Biol. 1991. Vol. 3. p. 75-81.

50. Forman D. S., Lynch K. J. and Smith R. S. Organelle dynamics in lobster axons: anterograde, retrograde and stationary mitochondria // Brain Res. 1987. Vol.412, p. 96-106.

51. Fuchs E. and Weber K. Intermediate filaments: structure, dynamics, function, and disease//Annu. Rev. Biochem. 1994. Vol. 63. p. 345-382.

52. Grafstein B. and Forman D. S. Intracellular transport in neurons // Physiol. Rev. 1980. Vol. 60. p. 1167-1283.

53. Gyoeva F. K. and Gelfand V. I. Coalignment of vimentin intermediate filaments with microtubules depends on kinesin // Nature. 1991. Vol. 353. p. 445448.

54. Hall A. Small GTP-binding proteins and the regulation of the actin cytoskeleton // Annu. Rev. Cell Biol. 1994. Vol. 10. p. 31-54.

55. Hanlon D. W., Yang Z. and Goldstein L. S. Characterization of KIFC2, a neuronal kinesin superfamily member in mouse // Neuron. 1997. Vol. 18. p. 439451.

56. Hay E.D. Extracellular matrix // J. Cell Biol. 1981. Vol. 91. p. 205-223.

57. Heggeness M. H., Simon M. and Singer S. J. Association of mitochondria with microtubules in cultured cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1978. Vol. 75. p. 3863-3866.

58. Heins S., Song Y. H., Wille H., Mandelkow E., and Mandelkow E. M. Effect of MAP2, MAP2c, and tau on kinesin-dependent microtubule motility // J. Cell Sci. Suppl. 1991. Vol. 14. p. 121-124.

59. Helfand B. T., Mikami A., Vallee R. B. and Goldman R. D. A requirement for cytoplasmic dynein and dynactin in intermediate filament network assembly and organization // J. Cell Biol. 2002. Vol. 157. p. 795-806.

60. Herman I. ML, Crisona N. J. and Pollard T. D. Relation between cell activity and the distribution of cytoplasmic actin and myosin // J. Cell Biol. 1981. Vol. 90. p. 84-91.

61. Hirokawa N. Cross-linker system between neurofilaments, microtubules, and membranous organelles in frog axons revealed by the quick-freeze, deep-etching method // J. Cell Biol. 1982. Vol. 94. p. 129-142.

62. Hirokawa N, Sato-Yoshitake R, Yoshida T. and Kawashima T. Brain dynein (MAP1C) localizes on both anterogradely and retrogradely transported membranous organelles in vivo // J. Cell Biol. 1990. Vol. 111. p. 1027-1037.

63. Hollenbeck P. J. The pattern and mechanism of mitochondrial transport in axons // Front. Biosci. 1996. Vol. 1, d. p. 91-102.

64. Holleran E. A, Tokito M. K., Karki S. and Holzbaur E. L. Centractin (ARP1) associates with spectrin revealing a potential mechanism to link dynactin to intracellular organelle // J. Cell Biol. 1996. Vol. 135. p. 1815-1829.

65. Horiuchi D, Barkus R. V, Pilling A. D, Gassman A. and Saxton W. M. APLIP1, a kinesin binding JIP-1/JNK scaffold protein, influences the axonal transport of both vesicles and mitochondria in Drosophila // Curr. Biol. 2005. Vol. 15. p. 2137-2141.

66. Hotani H. and Horio T. Dynamics of microtubules visualized by darkfield microscopy: treadmilling and dynamic instability // Cell Motil. Cytoskeleton. 1988. Vol. 10. p. 229-236.

67. Hotchin N. A. and Hall A. The assembly of integrin adhesion complexes requires both extracellular matrix and intracellular rho/rac GTPases // J. Cell Biol. 1995. Vol. 131. p. 1857-1865.

68. Hoth M., Fanger C. M. and Lewis R. S. Mitochondrial regulation of store-operated calcium signaling in T lymphocytes // J. Cell Biol. 1997. Vol. 137. p. 633-648.

69. Hunt C. and Stebbings H. Role of MAPs and motors in the bundling and shimmering of native microtubules from insect ovarioles // Cell Motil. Cytoskeleton.1994. Vol. 27. p. 69-78.

70. Ishiguro K., Kadomatsu K., Kojima T., Muramatsu H., Tsuzuki S., Nakamura E., Kusugami K., Saito H. and Muramatsu T. Syndecan-4 deficiency impairs focal adhesion formation only under restricted conditions // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275. p. 5249-5252.

71. Itin C., Ulitzur N., Muhlbauer B. and Pfeffer S. R. Mapmodulin, cytoplasmic dynein, and microtubules enhance the transport of mannose 6-phosphate receptors from endosomes to the trans-golgi network // Mol. Biol. Cell. 1999. Vol. 10. p. 2191-2197.

72. Kamal A., Almenar-Queralt A., LeBlanc J. F., Roberts E. A. and Goldstein L. S. Kinesin-mediated axonal transport of a membrane compartment containing beta-secretase and presenilin-1 requires APP // Nature. 2001. Vol. 414. p. 643648.

73. Kamal A., Stokin G. B., Yang Z., Xia C. H. and Goldstein L. S. Axonal transport of amyloid precursor protein is mediated by direct binding to the kinesin light chain subunit of kinesin-I // Neuron. 2000. Vol. 28. p. 449-459.

74. Khodjakov A., Lizunova E. M., Minin A. A., Koonce M. P. and Gyoeva F. K. A specific light chain of kinesin associates with mitochondria in cultured cells // Mol. Biol. Cell. 1998. Vol. 9. p. 333-343.

75. Krendel M., Sgourdas G. and Bonder E. M. Disassembly of actin filaments leads to increased rate and frequency of mitochondrial movement along microtubules // Cell Motil. Cytoskeleton. 1998. Vol. 40. p. 368-378.

76. Ku N. O., Zhou X., Toivola D. M. and Omary M. B. The cytoskeleton of digestive epithelia in health and disease // Am. J. Physiol. 1999. Vol. 277, G p. 1108-1137.

77. Kuznetsov S. A., Langford G. M. and Weiss D. G. Actin-dependent organelle movement in squid axoplasm // Nature. 1992. Vol. 356. p. 722-725.

78. Laemmli U. K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. 1970. Vol. 227. p. 680-685.

79. Lawrie A. M., Rizzuto R., Pozzan T. and Simpson A. W. A role for calcium influx in the regulation of mitochondrial calcium in endothelial cells // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271. p. 10753-10759.

80. Lee K. D. and Hollenbeck P. J. Phosphorylation of kinesin in vivo correlates with organelle association and neurite outgrowth // J. Biol. Chem. 1995. Vol. 270. p. 5600-5605.

81. Leopold P. L., McDowall A. W., Pfister K. K., Bloom G. S. and Brady S. T. Association of kinesin with characterized membrane-bounded organelles // Cell Motil. Cytoskeleton. 1992. Vol. 23. p. 19-33.

82. Leterrier J. F., Linden M. and Nelson B. D. How do microtubules interact in vitro with purified subcellular organelles? // Biochem. J. 1990. Vol. 269. p. 556558.

83. Lewis A. K. and Bridgman P. C. Mammalian myosin I alpha is concentrated near the plasma membrane in nerve growth cones // Cell Motil. Cytoskeleton. 1996. Vol. 33. p. 130-150.

84. Li Z., Colucci-Guyon E., Pincon-Raymond M., Mericskay M., Pournin S., Paulin D. and Babinet C. Cardiovascular lesions and skeletal myopathy in mice lacking desmin // Dev. Biol. 1996. Vol. 175. p. 362-366.

85. Li Z., Okamoto K., Hayashi Y. and Sheng M. The importance of dendritic mitochondria in the morphogenesis and plasticity of spines and synapses // Cell. 2004. Vol.119, p. 873-887.

86. Ligon L. A. and Steward 0. Role of microtubules and actin filaments in the movement of mitochondria in the axons and dendrites of cultured hippocampal neurons // J. Comp. Neurol. 2000. Vol. 427. p. 351-361.

87. Ligon L. A., Tokito M., Finklestein J. M., Grossman F. E. and Holzbaur E. L. A direct interaction between cytoplasmic dynein and kinesin I may coordinate motor activity//J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279. p. 19201-19208.

88. Linden M., Nelson B. D. and Leterrier J. F. The specific binding of the microtubule-associated protein 2 (MAP2) to the outer membrane of rat brain mitochondria//Biochem. J. 1989a. Vol. 261. p. 167-173.

89. Linden M., Nelson B. D., Loncar D. and Leterrier J. F. Studies on the interaction between mitochondria and the cytoskeleton // J. Bioenerg. Biomembr. 1989b. Vol. 21. p. 507-518.

90. Lo S. H. and Chen L. B. Focal adhesion as a signal transduction organelle // Cancer Metastasis Rev. 1994. Vol. 13. p. 9-24.

91. Lodish H., Baltimore D., Berk A., Zipursky S. L., Matsudaira P., Darnell J. Molecular Cell Biology. Third Edition. // New York: Scientific American Books. 1997. p. 1106.

92. Lopez L. A. and Sheetz M. P. Steric inhibition of cytoplasmic dynein and kinesin motility by MAP2 // Cell Motil. Cytoskeleton. 1993. Vol. 24. p. 1-16.

93. Mandelkow E. and Mandelkow E. M. Microtubules and microtubule-associated proteins // Curr. Opin. Cell Biol. 1995. Vol. 7. p. 72-81.

94. Martin M. A., Hurd D. D. and Saxton W. M. Kinesins in the nervous system // Cell Mol. Life Sci. 1999. Vol. 56. p. 200-216.

95. Miller K. E. and Sheetz M. P. Characterization of myosin V binding to brain vesicles // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275. p. 2598-2606.

96. Miller K. E. and Sheetz M. P. Axonal mitochondrial transport and potential are correlated // J. Cell Sci. 2004. Vol. 117. p. 2791-2804.

97. Milner D. J., Mavroidis M., Weisleder N. and Capetanaki Y. Desmin cytoskeleton linked to muscle mitochondrial distribution and respiratory function //J. Cell Biol. 2000. Vol. 150. p. 1283-1298.

98. Milner D. J., Weitzer G., Tran D., Bradley A. and Capetanaki Y. Disruption of muscle architecture and myocardial degeneration in mice lacking desmin // J. Cell Biol. 1996. Vol. 134. p. 1255-1270.

99. Minin A. A., Kulik A. V., Gyoeva F. K., Li Y., Goshima G. and Gelfand V. I. Regulation of mitochondria distribution by RhoA and formins // J. Cell Sci. 2006. Vol. 119. p. 659-670.

100. Morris R. L. and Hollenbeck P. J. The regulation of bidirectional mitochondrial transport is coordinated with axonal outgrowth // J. Cell Sci. 1993. Vol. 104 (Pt3;. p. 917-927.

101. Morris R. L. and Hollenbeck P. J. Axonal transport of mitochondria along microtubules and F-actin in living vertebrate neurons // J. Cell Biol. 1995. Vol. 131. p. 1315-1326.

102. Mose-Larsen P., Bravo R., Fey S. J., Small J. V. and Celis J. E. Putative association of mitochondria with a subpopulation of intermediate-sized filaments in cultured human skin fibroblasts // Cell. 1982. Vol. 31. p. 681-692.

103. Mosher D. F. and Furcht L. T. Fibronectin: review of its structure and possible functions //J. Invest. Dermatol. 1981. Vol. 77(2). p. 175-80.

104. Mullins R. D., Heuser J. A. and Pollard T. D. The interaction of Arp2/3 complex with actin: nucleation, high affinity pointed end capping, and formation of branching networks of filaments // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1998. Vol. 95. p. 6181-6186.

105. Nangaku M., Sato-Yoshitake R., Okada Y., Noda Y., Takemura R., Yamazaki H. and Hirokawa N. KIF1B, a novel microtubule plus end-directed monomelic motor protein for transport of mitochondria // Cell. 1994. Vol. 79. p. 1209-1220.

106. Nguyen H. L., Gruber D., Bulinski J. C., Microtubule-associated protein 4 (MAP4) regulates assembly, protomer-polymer partitioning and synthesis of tubulin in cultured cells // J. Cell Sci. 1999. Vol. 112. p. 1813-1824.

107. Nishizuka Y. The role of protein kinase C in cell surface signal transduction and tumour promotion // Nature. 1984. Vol. 308. p. 693-698.

108. Nishizuka Y. Studies and prospectives of the protein kinase c family for cellular regulation//Cancer. 1989. Vol. 63. p. 1892-1903.

109. Nobes C. D. and Hall A. Rho, rac and cdc42 GTPases: regulators of actin structures, cell adhesion and motility// Biochem. Soc. Trans. 1995. Vol. 23. p. 456-459.

110. Oh E. S., Woods A. and Couchman J. R. Syndecan-4 proteoglycan regulates the distribution and activity of protein kinase C // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272. p. 8133-8136.

111. Pacher P. and Hajnoczky G. Propagation of the apoptotic signal by mitochondrial waves // Embo. J. 2001. Vol. 20. p. 4107-4121.

112. Paulin D. and Li Z. Desmin: a major intermediate filament protein essential for the structural integrity and function of muscle // Exp. Cell Res. 2004. Vol. 301. p. 1-7.

113. Pereira A. J., Dalby B., Stewart R. J., Doxsey S. J. and Goldstein L. S. Mitochondrial association of a plus end-directed microtubule motor expressed during mitosis in Drosophila // J. Cell Biol. 1997. Vol. 136. p. 1081-1090.

114. Pilling A. D., Horiuchi D., Lively C. M. and Saxton W. M. Kinesin-1 and Dynein are the primary motors for fast transport of mitochondria in Drosophila motor axons // Mol. Biol. Cell. 2006. Vol. 17. p. 2057-2068.

115. Pollard T. D. Actin // Curr. Opin. Cell Biol. 1990. Vol. 2. p. 33-40.

116. Pollard T. D. and Beltzner C. C. Structure and function of the Arp2/3 complex // Curr. Opin. Struct. Biol. 2002. Vol. 12. p. 768-774.

117. Pollard T. D., Blanchoin L. and Mullins R. D. Molecular mechanisms controlling actin filament dynamics in nonmuscle cells // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 2000. Vol. 29. p. 545-576.

118. Pollard T. D. and Earashaw W. C. Cell Biology //Philadelphia: Elsevier Science (USA). 2002. p. 599.

119. Prahlad V., Yoon M., Moir R. D., Vale R. D. and Goldman R. D. Rapid movements of vimentin on microtubule tracks: kinesin-dependent assembly of intermediate filament networks // J. Cell Biol. 1998. Vol. 143. p. 159-170.

120. Prekeris R. and Terrian D. M. Brain myosin V is a synaptic vesicle-associated motor protein: evidence for a Ca2+-dependent interaction with the synaptobrevin-synaptophysin complex //J. Cell Biol. 1997. Vol. 137. p. 15891601.

121. Pruyne D., Evangelista M., Yang C., Bi E., Zigmond S., Bretscher A. and Boone C. Role of formins in actin assembly: nucleation and barbed-end association // Science. 2002. Vol. 297. p. 612-615.

122. Reipert S., Steinbock F., Fischer I., Bittner R. E., Zeold A. and Wiche G. Association of mitochondria with plectin and desmin intermediate filaments in striated muscle // Exp. Cell Res. 1999. Vol. 252. p. 479-491.

123. Ridley A. J. and Hall A. Distinct patterns of actin organization regulated by the small GTP-binding proteins Rac and Rho // Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 1992. Vol. 57. p. 661-671.

124. Rizzuto R., Brini M., Murgia M. and Pozzan T. Microdomains with high Ca2+ close to IP3-sensitive channels that are sensed by neighboring mitochondria // Science. 1993. Vol. 262. p. 744-747.

125. Rizzuto R., Pinton P., Carrington W., Fay F. S., Fogarty K. E., Lifshitz L. M., Tuft R. A. and Pozzan T. Close contacts with the endoplasmic reticulum as determinants of mitochondrial Ca2+ responses // Science. 1998. Vol. 280. p. 1763-1766.

126. Ron D. and Kazanietz M. G. New insights into the regulation of protein kinase C and novel phorbol ester receptors // Faseb. J. 1999. Vol. 13. p. 16581676.

127. Ruoslahti E. RGD and other recognition sequences for integrins // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 1996. Vol. 12. p. 697-715.

128. Ruoslahti E., Pierschbacher M., Engvall E., Oldberg A. and Hayman E. G. Molecular and biological interactions of fibronectin // J. Invest. Dermatol. 1982. Vol. 79 Suppl 1. p. 65s-68s.

129. Sato-Harada R., Okabe S., Umeyama T., Kanai Y. and Hirokawa N. Microtubule-associated proteins regulate microtubule function as the track for intracellular membrane organelle transports // Cell Struct. Funct. 1996. Vol. 21. p. 283-295.

130. Sato-Yoshitake R., Yorifuji H., Inagaki M. and Hirokawa N. The phosphorylation of kinesin regulates its binding to synaptic vesicles // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. p. 23930-23936.

131. Schroer T. A. and Sheetz M. P. Two activators of microtubule-based vesicle transport//J. Cell Biol. 1991. Vol. 115. p. 1309-1318.

132. Schulze E. and Kirschner M. New features of microtubule behaviour observed in vivo // Nature. 1988. Vol. 334. p. 356-359.

133. Sheetz M. P. and Spudich J. A. Movement of myosin-coated fluorescent beads on actin cables in vitro // Nature. 1983. Vol. 303. p. 31-35.

134. Small J. V. The actin cytoskeleton // Electron. Microsc. Rev. 1988. Vol. 1. p. 155-174.

135. Small J. V., Rottner K. and Kaverina I. Functional design in the actin cytoskeleton // Curr. Opin. Cell Biol. 1999. Vol. 11. p. 54-60.

136. Spudich A., Meyer T. and Stryer L. Association of the beta isoform of protein kinase C with vimentin filaments // Cell Motil. Cytoskeleton. 1992. Vol. 22. p. 250-256.

137. Stebbings H. and Hunt C. The translocation of mitochondria along insect ovarian microtubules from isolated nutritive tubes: a simple reactivated model // J. Cell Sci. 1987. Vol. 88 (Pt 5) p. 641-648.

138. Strelkov S. V., Herrmann H. and Aebi U. Molecular architecture of intermediate filaments // Bioessays. 2003. Vol. 25. p. 243-251.

139. Summerhayes I. C., Wong D. and Chen L. B. Effect of microtubules and intermediate filaments on mitochondrial distribution // J. Cell Sci. 1983. Vol. 61. p. 87-105.

140. Svitkina T. M., Verkhovsky A. B. and Borisy G. G. Improved procedures for electron microscopic visualization of the cytoskeleton of cultured cells // J. Struct. Biol. 1995. Vol. 115. p. 290-303.

141. Svitkina T. M., Verkhovsky A. B. and Borisy G. G. Plectin sidearms mediate interaction of intermediate filaments with microtubules and other components of the cytoskeleton // J. Cell Biol. 1996. Vol. 135. p. 991-1007.

142. Tabb J. S., Molyneaux B. J., Cohen D. L., Kuznetsov S. A. and Langford G. M. Transport of ER vesicles on actin filaments in neurons by myosin V // J. Cell Sci. 1998. Vol. 111 (Pt 21). p. 3221-3234.

143. Tanaka Y., Kanai Y., Okada Y., Nonaka S., Takeda S., Harada A. and Hirokawa N. Targeted disruption of mouse conventional kinesin heavy chain, kif5B, results in abnormal perinuclear clustering of mitochondria // Cell. 1998. Vol. 93. p. 1147-1158.

144. Tilney L. G. and Portnoy D. A. Actin filaments and the growth, movement, and spread of the intracellular bacterial parasite, Listeria monocytogenes // J. Cell Biol. 1989. Vol. 109. p. 1597-1608.

145. Trinczek B., Ebneth A., Mandelkow E. M. and Mandelkow E. Tau regulates the attachment/detachment but not the speed of motors in microtubule-dependent transport of single vesicles and organelles // J. Cell Sci. 1999. Vol. 112 (Pt 14). p. 2355-2367.

146. Ulitzur N., Humbert M. and Pfeffer S. R. Mapmodulin: a possible modulator of the interaction of microtubule-associated proteins with microtubules // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1997. Vol. 94. p. 5084-5089.

147. Vale R. D., Reese T. S. and Sheetz M. P. Identification of a novel forcegenerating protein, kinesin, involved in microtubule-based motility // Cell. 1985. Vol. 42. p. 39-50.

148. Van Blerkom J. Microtubule mediation of cytoplasmic and nuclear maturation during the early stages of resumed meiosis in cultured mouse oocytes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1991. Vol. 88. p. 5031-5035.

149. Verhey K. J., Meyer D., Deehan R., Blenis J., Schnapp B. J., Rapoport T. A. and Margolis B. Cargo of kinesin identified as JIP scaffolding proteins and associated signaling molecules // J. Cell Biol. 2001. Vol. 152. p. 959-970.

150. Vikstrom K. L., Lim S. S., Goldman R. D. and Borisy G. G. Steady state dynamics of intermediate filament networks // J. Cell Biol. 1992. Vol. 118. p. 121-129.

151. Wade R. H., Chretien D. and Job D. Characterization of microtubule protofilament numbers. How does the surface lattice accommodate? // J. Mol. Biol. 1990. Vol.212, p. 775-786.

152. Wagner M. C., Barylko B. and Albanesi J. P. Tissue distribution and subcellular localization of mammalian myosin I // J. Cell Biol. 1992. Vol. 119. p. 163-170.

153. Wagner O. I., Lifshitz J., Janmey P. A., Linden M., Mcintosh T. K. and Leterrier J. F. Mechanisms of mitochondria-neurofilament interactions // J. Neurosci. 2003. Vol. 23. p. 9046-9058.

154. Watanabe N., Kato T., Fujita A., Ishizaki T. and Narumiya S. Cooperation between mDial and ROCK in Rho-induced actin reorganization // Nat. Cell Biol. 1999. Vol. 1. p. 136-143.

155. Wegner A. Head to tail polymerization of actin // J. Mol. Biol. 1976. Vol. 108. p. 139-150.

156. Wiche G. Plectin: general overview and appraisal of its potential role as a subunit protein of the cytomatrix // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 1989. Vol. 24. p. 41-67.

157. Woods A. and Couchman J. R. Protein kinase C involvement in focal adhesion formation // J. Cell Sci. 1992. Vol. 101(Pt 2). p. 277-290.

158. Wu X., Bowers B., Rao K., Wei Q. and Hammer J. A., 3rd Visualization of melanosome dynamics within wild-type and dilute melanocytes suggests a paradigm for myosin V function In vivo // J. Cell Biol. 1998. Vol. 143. p. 18991918.

159. Yaffe M. P. The machinery of mitochondrial inheritance and behavior // Science. 1999. Vol. 283. p. 1493-1497.

160. Yaffe M. P., Harata D., Verde F., Eddison M., Toda T. and Nurse P. Microtubules mediate mitochondrial distribution in fission yeast // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1996. Vol. 93. p. 11664-11668.

161. Yamada K. M. and Miyamoto S. Integrin transmembrane signaling and cytoskeletal control // Curr. Opin. Cell Biol. 1995. Vol. 7. p. 681-689.

162. Yang H.C. and Pon L.A. Actin cable dynamics in budding yeast // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. Vol. 99. p. 751-756.

163. Yang Z., Roberts E. A. and Goldstein L. S. Functional analysis of mouse C-terminal kinesin motor KifC2 // Mol. Cell Biol. 2001. Vol. 21. p. 2463-2466.

164. Yi M., Weaver D. and Hajnoczky G. Control of mitochondrial motility and distribution by the calcium signal: a homeostatic circuit // J. Cell Biol. 2004. Vol. 167. p. 661-672.

165. Zackroff R. V. and Goldman R. D. In vitro assembly of intermediate filaments from baby hamster kidney (BHK-21) cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1979. Vol. 76. p. 6226-6230.

166. Zielinski B. S., Getchell M. L. and Getchell T. V. Ultrastructural characteristics of sustentacular cells in control and odorant-treated olfactory mucosae of the salamander // Anat. Rec. 1988. Vol. 221. p. 769-779.