Фотоиндуцированная генерация электрических потенциалов в мембранах растительной клетки

Пикуленко, Марина Маиловна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Фотоиндуцированная генерация электрических потенциалов в мембранах растительной клетки
ВАК РФ 03.00.02, Биофизика

Автореферат диссертации по теме "Фотоиндуцированная генерация электрических потенциалов в мембранах растительной клетки"

На правах рукописи

Пикуленко Марина Маиловна

Фотоиндуцированная генерация электрических потенциалов в мембранах растительной клетки

Специальность: 03.00.02 - биофизика

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Москва-2005

Работа выполнена на кафедре биофизики Биологического факультета Московского Государственного Университета имени М В Ломоносова

Научный руководитель: доктор биологических наук, профессор

Булычев Александр Александрович

Оффициальные оппоненты- доктор биологических наук, профессор

Балнокин Юрий Владимирович

доктор биологических наук Мамедов Махир Джафарович

Ведущее учреждение- Институт фундаментальных проблем биологии

РАН г. Пущино Московская область

Защита состоится 8 декабря 2005 г. 15ч 30 м на заседании Совета Д 501.001.96 в Московском государственном Университете по адресу 119992, г. Москва, Ленинские Горы, МГУ им M В Ломоносова, Биологический факультет, кафедра биофизики, Новая аудитория

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Биологического факультета МГУ

Автореферат разослан а* ^¿г¿г// ^ 2005 г

Ученый секретарь Диссертационного Совета доктор биологических наук, профессор

Е Кренделева

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ.

Актуальность проблемы. Преобразование световой энергии в хлоропластах зеленых растений происходит в условиях непрерывно меняющейся внешней среды Возможности адаптации растений связаны с существованием систем регуляции, действующих на разных уровнях, включая первичные процессы фотосинтеза (Рубин, Кренделева, 2004; Бухов, 2004) Изменения флуоресценции (Фл) хлорофилла, отражающие состояние фотосинтетического аппарата, находят широкое применение в прикладных исследованиях и экологическом моняюринге Однако, современные представления о регуляторных механизмах, за редкими исключениями, не учитывают возможное влияние мембранных электрохимических процессов, которые развиваются на разных структурных уровнях: в тилахоидах и строме хлоропласта, в цитоплазме и на плазматических мембранах клетки

Первичное запасание энергии света при фотосинтезе связано с образованием мембранного электрического (эл ) потенциала (Аф) в тилакоидах хлоропластов, который участвует в регуляции трансмембранных ионных потоков и механизмах энергетического сопряжения (Witt, 1979; Булычев, 1972, 1997) Известно, что фотогенераиия Аф в хлоропласте обусловлена совместным функционированием фотосистемы 2 (ФС2), ФС1 и цитохромного hjf комплекса Фотохимические процессы в ФС1 и ФС2 включают первичное разделение зарядов в реакционных центрах (между Р680 и феофитином в ФС2 и между Р700 и акцептором А0 в ФС1) и дальнейшие стадии стабилизации разделенных зарядов, при которых электрон переходит на последующие переносчики (хинонный акцептор Qa в ФС2; железо-серные белки Fx, Fa, Fr в ФС1) В образование Аф могут вносить вклад конформационные изменения заряженных аминокислотных остатков и редокс-центров, сопровождающие трансмембранный перенос заряда (Семенов и др, 2004) Источником генерации Аф может служить и обратимая Н^-АТРаза, способная транспортировать протоны за счет гидролиза АТР и синтезировать АТР за счет энергии электрохимического градиента протонов

Генерируемый на свету Аф по принципу обратной связи регулирует скорость электронотранспортных стадий, в которых перенос электрона ориентирован перпендикулярно или под углом к плоскости мемйпяны Ичммдания няппяженности

эл. поля в энергосопрягающих мембранах хлоропластов оказывают существенное влияние на обратный перенос электронов в реакционных центрах ФС2, проявляющийся в замедленной Фл. Создание положительного Дф внутри тилакоидов с использованием различных экспериментальных приемов понижает энергетический барьер для рекомбинации разделенных зарядов, связанной с образованием возбужденных молекул хлорофилла, и приводит к усилению замедленной Фл Однако механизм влияния Дф на процессы в реакционном центре ФС2 изучен недостаточно.

Опыты на изолированных тилакоидах (блебах) выявили эффекты внешнего эл поля на интенсивность быстрой Фл хлорофилла (Meiburg et al, 1983; Dau, Sauer, 1991) Становится очевидным, что Дф следует учитывать при моделировании индукционных кривых Фл зеленых растений (Лебедева и др., 2002) Однако одновременное измерение индукционных изменений Дф и флуоресценции хлорофилла а на одном объекте не проводилось. Вопрос о взаимосвязи эл. мембранных процессов и индукционных изменений Фл несомненно требует прямого экспериментального изучения Один из подходов к исследованию влияния мембранного потенциала на электронный транспорт в области ФС2 заключается в измерении Фл хлорофилла а при искусственных смещениях Дф на тилакоидной мембране путем пропускания тока через микроэлектрод, введенный в отдельный крупный хлоропласт.

Функционирование хлоропластов и выход Фл хлорофилла могут зависеть также от изменений эл потенциала на плазматической мембране клетки. Сдвиги потенциала клетки сопряжены с трансмембранными потоками ионов и могут сопровождаться изменениями ионного состава цитоплазмы. Для проверки представлений о вовлечении мембранных процессов целой клетки в регуляцию фотосинтеза удобно использовать способность некоторых мхов генерировать фсггоиндуцированные потенциалы действия. Экспериментальное изучение влияния мембранного потенциала тилакоидов и плазмалеммы клетки на фотосинтетические процессы зависит от возможности четкого разграничения эл процессов, протекающих на этих пространственно разделенных мембранах. Перечисленные вопросы рассмотрены в данной работе.

Цели и задачи работы.

Цепь работы состояла в исследовании механизмов и функциональной роли фотогенерации эл потенциала на тилакоидных мембранах и вызываемых светом изменений эл. потенциала плазмалеммы путем сочетания микроэлектродных методов и микрофлуориметрии в опытах с целыми клетками и одиночными хлоропластами.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи-

• Разработать метод одновременной регистрации индукционных изменений Д<р и флуоресценции Хл а в хлоропласте растительной клетки т эки и изучить фотоиндуцированные изменения Дф и Фл в норме и при различных физико-химических воздействиях.

• Исследовать прямое влияние мембранного потенциала Д<р на выход Фл Хл а путем искусственного смещения эл. потенциала на тилакоидных мембранах хлоропласта при различных состояниях ЭТЦ (при разном уровне восстановления хинонного акцептора ФС2 Оа).

• Исследовать связи индукционных изменений Фл с изменениями мембранного потенциала на плазматической мембране, запускаемыми при освещении различной длительности.

Научная яовизда. Впервые выявлены коррелирующие стадии в индукционных изменениях Дф и Фл Хл а, обусловленные ускорением потока электронов в акцепторной части ФС1. Впервые показано прямое влияние фото индуцированного Дф тилакоидных мембран на Фл хлорофилла ФС2 в целой растительной клетке. Впервые установлено, что пропускание биполярных импульсов тока, через хлоропласт может вызывать симметричные или асимметричные сдвиги Фл Хл а в зависимости от редокс состояния акцептора Оа. На основе представлений об обратимой радикальной паре в ФС2 (Климов,1986; ОгопёеНе, 1985; Тля!, 2002) создана модель потенциалозависимых изменений Фл, учитывающая влияние Дф на процессы разделения, рекомбинации зарядов и стабилизации состояний в РЦ ФС2

Практическая значимость. Результаты работы послужили основой для развития теоретических моделей процессов разделения и рекомбинации зарядов во внешнем эл. поле (Беляева, 2004, Vredenberg, 2002-2005) и подтверждены экспериментально в раде лабораторий (Dau et al.,1991; Dau, Sauer, 1991, 1992). Полученные результаты нашли практическое применение на кафедре биофизики Биологического факультете МГУ им MB Ломоносова для построения обобщенной модели индукционных стадий фотосинтеза с учетом генерации мембранного потенциала хлоропластов (Беляева, 2004). Одновременная регистрация индукционных изменений Фл и эл. потенциала мембран в нативной растительной клетке в различных условиях представляет практическое значение для экологического мониторинга

Апробация работы. Материалы диссертации были представлены на IV Всесоюзн. межуниверситетской конференции по биологии клетки (Тбилиси, 1985), научных конференциях молодых ученых биологического ф-та МГУ (Москва, 1986, 1987), Iii-съезде биофизиков России (Воронеж, 2004), Межд научно-практической конференции МГУ-СУНИ «Человечество и окружающая среда» (Москва, 2004), 12-ой Межд конференции «Математика. Компьютер Образование» (Пущино, 2005), семинарах кафедры биофизики биологического факультета и Экоцентра МГУ им. М. В. Ломоносова, XVIII Путинских чтениях по фотосинтезу (2005)

Публика дни. По материалам диссертации опубликовано 19 работ, из них: 5 в реферируемых научных российских журналах, 2 в зарубежных журналах, 5 в сборниках научных трудов , 2 в книгах, 1 в тезисах биофизического съезда, 4 в тезисах конференций.

Структура и объем диссертации Диссертация состоит из введения, четырех глав, содержащих описание методов исследования, результаты, обсуждение, выводы и список литературы Материалы изложены на 148 страницах текста и включают 2 фотографии и 43 рисунка Список литературы включает 235 работ (из них 175 на иностранных языках)

ОБЪЕКТ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Растительвый материал. Основным объектом исследования служили хлоропласта и клетки слоевища печеночного мха Anthoceros sp, собранные в

районе г Батуми, Серпухова и

i Вышнего Волочка, а также

! * изолированные хлоропласта высшего

растения Ререготю metallica (сем. Piperaceae) Хлоропласта этих растений отличаются уникально крупными размерами (20-50 мкм), и представляют удобный объект для одновременных микроэлектродных и

микрофлуориметрических измерений

Препараты Anthoceros помещали в среду с 0.1 мМ KCI, I мМ NaCl, 0 5 мМ Са(МОз)2 и 5 мМ Hepes-NaOH (рН 7.0). Среда для выделения хлоропластов Р. metallica содержала 0 25 М сахарозу, 25 мМ трис-HCl буфер (рН 7 5-7 8), фиколл (25 мг/мл) и БСА (0.1 мг/мл). При измерении потенциала действия в клетках Anthoceros экспериментальным раствором служила среда, содержащая KCI, NaCl и Ca(N03)2 в концентрациях 01,1.0 и 0.5 мМ, соответственно Хлоропласта и клетки в препаратах Anthoceros сохраняли морфологическую и функциональную целостность в течение 4 часов.

Микроэлектродные измерения. Установка для одновременных измерений мембранного потенциала и флуоресценции одиночных клеток была собрана на основе микроскопа Люмам И-3 (ЛОМО) и микроманирулятора КМ-1. Разность электрических потенциалов Дф между хлоропластом и средой измеряли капиллярными микроэлектродами (диаметр кончика < 0.5 мкм) с временным разрешением 1 мс. Сигналы регистрировали на осциллографе и потенциометре или на компьютере с помощью АЦП CED-1401 (Cambridge Electronic Design) и программы WinWCP (Strathclyde Electrophysiology Software)

Рис. 1. Срез слоевища Anthoceros sp. с подводимым микроэлектродом

Генерацию ИД вызывали освещением препарата слоевища проходящим белым светом микроскопа Интенсивность возбуждающего света на уровне препарата составляла около 500 Дж-м~2-с~' В ряде опытов источником действующего света, вызывающего генерацию потенциала действия, служил верхний осветитель микроскопа Axiovert 25 CFL Свет направляли на препарат слоевища через синий светофильтр СЗС-22 (А, < 580 нм).

Измерения флуоресценции хлорофилла. Для измерений использовали люминесцентный микроскоп Люмам-ИЗ с микрофотометрической насадкой ФМЭЛ-1А Флуоресценцию возбуждали светом галогенной лампы накаливания, питаемой от стабилизированного источника Возбуждающий свет проходил через водный тепловой фильтр и стеклянный светофильтр СЗС-22 (спектральный диапазон от 400 нм до 530 нм) и был сфокусирован на участок размером одной клетки

Метод импульсно-модулироваиной микрофлуоримстрнн. Установка была собрана на базе инвертированного флуоресцентного микроскопа Axiovert 25 (Zeiss, Германия) с приставкой Microscopy-PAM (Walz, Германия) для измерений флуоресценции хлорофилла в режиме модулированного освещения с воздействием насыщающих импульсов. Для отделения флуоресценции хлорофилла от возбуждающего синего света использовали комбинацию светофильтров, поставляемую с прибором Интенсивность фотосинтетически активной радиации составляла 30-150 мкмоль-м~2-с~1 Для регистрации и обработки сигналов флуоресценции использовали программу WinControl (Walz, Германия).

Изменения абсорбции окисленной формы пигмента РЦ ФС1 (Р700+) измеряли по разности оптического пропускания препаратов на длине волны 810 нм и 870 нм с помощью флуориметра РАМ-101 (Walz) и эмиттер-детекторного блока ED-P700DW (Walz). Действующий свет получали от источника насыщающих импульсов KL-1500 (Schott, Германия). Для подведения измерительного и действующего света к объекту, а также для отведения пропущенного ИК света на детектор использовали разветвленный оптоволоконный кабель. Сигнал AAgio с выхода усилителя РАМ-101 записывали на быстродействующем самопишущем потенциометре.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Электрогенные процессы в хлоро пластах, обусловленные фотоактивацией переноса электронов в области ФС1.

Генерация мембранного потенциала (Ар). На рис 2 показаны кинетики генерации Дф у адаптированнвых к темноте хлоропластов АгМИосегоя и Р. теЫкса.

Индукционные кривые фотогенерации Дф у АгиИосегоя включают две волны, причем вторая волна сдвигается в зависимости от длительности темновой адаптации (рис. 2, вставка). После снижения в течение 2-10 с Дф выходит на стационарный уровень 10-25 мВ. Потенциал, наблюдаемый в первые моменты после выключения света, отражает диффузионный потенциал (\М).

Изменения Дф чувствительны к модификациям ЭТЦ. Стимуляция транспорта электронов за счет снятия ДрН в присутствии нигерицина или солей с акцептором (метилвиологен) значительно повышала Дф в индукционный период, а обработка диуроном -почти полностью устраняла фотогенерацию Дф. Характерная фаза вторичного нарастания Дф ранее не была выявлена другими методами Мы попытались прояснить природу этой стадии на основе параллельных измерений Дф и флуоресценции хлорофилла.

Рис. 2. Фотогенерация Дф в мембранах изолированного хлоропласта P. metallica (а) и хлоропласта Anthoceros in situ, (б) V - стационарный потенциал; Va - электрогенная составляющая; Vd - диффузионный потенциал. На вставке - сигналы Дф при действии 1-е светового импульса после 3 мин темноты и через 5 с после 1-го освещения.

Одновременные измерения Ар и флуоресценции хлорофилла. Индукционные кривые флуоресценции Ап/Иосегоя в целом типичны для зеленых растений В кривой индукции Фл выделяются О-М-Р переходы (по З^аБвег е1 а!., 1995) и последующее снижение Фл, включающее промежуточную стадию Р81 (8а1оЬ, 1981)

Стадия вторичного нарастания Дер совпадает по времени с переходным снижением флуоресценции Рв1 (Рис. 3). Ранее эта стадия индукционной кривой Фл была интерпретирована как результат ускорения оттока электронов от ФС2 и ФС1 за

счет активации ферредоксин-НАДФ редуктазы и ферментов цикла Кальвина (8а1оЪ, 1983). В соответствии с этими представлениями, повторное освещение сдвигало эту стадию в более короткие времена, причем корреляция эл. и флуоресцентного сигналов сохранялась.

Модификация свойств фотосинтетической

( 2 мембраны путем изотопного замещения воды

»1 г

на 020 замедляло процессы генерации Дф и нарастания Фл, но не нарушало корреляцию указанных стадий в индукционных кривых Дф и Фл хлорофилла. Стадии РБ] и вторичного нарастания потенциала исчезали при действии ингибиторов, прерывающих поток электронов

та*

между

ФС1

ФС2

Рис. 3. Одновременные измерения Дф (1) и флуоресценции хлорофилла (2) дибромтимохинон) и при добавлении в среду в хлоропласте мха АпЛосегоя, вызванные повторным 1-е световым импульсом после акцептора ФС2 Результаты показывают

(диурон, и в среду

феррицианида в качестве искусственного

темнового интервала различной длительности: (а) 2 мин; (б) 15 с; (в) 5 с.

кинетическую связь стадии временного снижения флуоресценции PS1 и активации электрогенных процессов, ответственных за появление второй волны Дф Активация оттока электронов от ФС1 проявлялась также по сигналам AAgio, отражающим редокс состояние пигмента Р700+.

Влияние мембранного потенциала на флуоресценцию хлорофилла.

Изменения флуоресценции при пропускании эл. тока через хлоропласт.

Ранее показано, что кончик введенного в хлоропласт микроэлектрода попадает во внутренний объем тилакоидов, причем тилакоиды связаны в единую

сеть и представляют собой складчатую мембранную систему (ВЫусИеу е1 а1,1972) Поэтому измерения фотогенерации Дер дают возможность убедиться в том, что

кончик микроэлекгрода находится в люмене тилаковдной системы.

На рис. 4 представлены изменения

флуоресценции Хл, вызываемые пропусканием через микроэлектрод импульсов тока разной полярности (30 нА). Положительный сдвиг Дер усиливал Фл освещенных хлоропластов, а отрицательный вызывал примерно равное по амплитуде ослабление Фл. Такое влияние потенциала проявляется как на хлоропластах АлЖосегоз внутри клетки, так и на изолированных хлоропластах Ререготш тешШса.

При небольшой силе тока, вызывающего сдвиг Дер, кинетика электроиндуцируемых изменений Фл имеет экспоненциальный вцц с

0.08

огиш;

О,« I

постоянной времени около 100 мс, что

Рис. 4. (А) Изменения Фл соответствует времени зарядки электрической хлоропласта при пропускании

импульсов тока (30 нА) разной емкости тилакоидной мембраны. Амшппуда

полярности (а, б). 1 - Фл; 2 - сигнала достигает 15% от интенсивности эл. ток, протекающий через хлоропласт. Стрелки в начале свечения.

записи отмечают момент ^

освещения. (Б) Изменения Фл Элеюроивдуцируемые изменения Фл

хлоропласта АмИосегов (1) при подавлялись после обработки хлоропластов пропускании биполярных ^

импульсов тока (напряжение 1 грамицидином Б; в этих условиях резко В) (2). возрастает проводимость мембран и,

соответственно, снижается Д<р, создаваемый протеканием эл тока через мембрану.

Установлено также, что напряжения, вызывающие сдвиги Фл, лежат в физиологически допустимом диапазоне нескольких сотен мВ. На изолированных хлоропластах Ререготга показано, что ощутимые сдвиги Фл можно вызвать

приложением потенциала порядка 100 мВ Это означает, что потенциал Дер, генерируемый на свету, может вносить заметный вклад в ход индукционной кривой Фл.

Результаты опытов показали, что влияние сдвигов Д<р разной полярности зависит от редокс состояния ЭТЦ (состояние переносчиков между ФС1 и ФС2) При обработке диуроном, подавляющим перенос электронов между <3а и (}Ь в акцепторной части ФС2, стационарный уровень Фл значительно возрастал. При этом отрицательные сдвиги Д<р вызывали сильное тушение Фл, а положительные не оказывали эффекта (Рис. 4А) Двухфазная кривая с резким минимумом в изменениях Фл при сравнительно большой силе тока возможно обусловлена обратимым электрическим пробоем мембраны, т.е. резким понижением сопротивления тилакоидной мембраны, и соответствующим уменьшением падения напряжения на мембране.

Рис.5. Изменения Фл хлоропласта АмИосегоз, вызванные пропусканием импульсов тока разной полярности силой 30 нА. (А) В присутствии 10 мкМ диурона; (Б) в присутствии 1 мМ гидроксиламина. Начало записей тока соответствует моменту включения света (В) Диаграмма, отражающая влияние импульсов тока разной полярности на Фл в контроле без ингибиторов, а также в присутствии диурона и гидроксиламина (ГА)

Мы также использовали гидроксиламин, который прерывает поток электронов в донорной части ФС2 меэвду Ог-выделяющим комплексом и донором для Р680 -

Уг (Рис 5Б) В этом случае Оа при освещении остается преимущественно в окисленном состоянии, индукционное нарастание Фл выражено незначительно, а стационарный уровень Фл остается низким. В этих условиях положительные сдвиги Дф вызывали сильное увеличение Фл, а отрицательные сдвиги были малоэффективными. На рис. 5В суммированы результаты опытов по действию сдвигов Дф на Фл хлорофилла В отсутствие ингибиторов уровень Фл занимает промежуточное положение между уровнями, отмечаемыми в присутствии диурона и гидроксиламина. Биполярные импульсы тока вызывают примерно равные изменения Фл разной полярности. В присутствии диурона можно вызвать только тушение при отрицательных сдвигах Дф, а в присутствии гидроксиламина -сильное усиление Фл под действием положительных сдвигов Дф.

Модель потенциалозависимых изменений флуоресценции ФС2

Для интерпретации полученных результатов была предложена модель влияния эл. поля на первичные фотопроцессы в ФС2 (Рис 6). Эта модель основана на представлениях об обратимой радикальной паре и экситонном взаимодействии между пигментами антенны и пигментом РЦ - Р680. В антенне происходит миграция возбужденных состояний, которые, попадая на хлорофилл Р680 А

сы*

Свет

Антенна РЦ

то*

РФео

ф =-Ь-

к/+к,+ке+к1/

Рис 6. Схема процессов фоторазделения, стабилизации и рекомбинации зарядов в ФС2. (А) Основные процессы в антенне и РЦ ФС2, (Б) Энергетические уровни возбужденного хлорофилла и радикальной пары Р+Фео~.

преобразуются в энергию разделенных зарядов Р+Фео (рис 6А). Это состояние в свою очередь может рекомбинировать с образованием возбужденной молекулы

Р680* или перейти в более устойчивое состояние за счет стабилизации разделенных зарядов путем переноса электрона на акцептор С?а На рис 6Б представлена энергетическая схема рассмотренных переходов и обозначены соответствующие константы скорости. Разность энергий между состояниями Р* и Р+Фео" составляет 40-50 мэВ и поэтому равновесие между радикальной парой и возбужденной молекулой Р680* оказывается весьма чувствительным к изменениям Дер. Положительный потенциал внутри тилакоида препятствует уходу электрона на феофитин и, тем самым, возбужденные состояния остаются в антенне и расходуются на Фл. И наоборот, отрицательный потенциал способствует разделению и стабилизации зарядов, что вызывает ослабление Фл.

На основе этих представлений была получена аналитическая зависимость выхода переменной Фл от величины А<р для разных редокс состояний акцептора Оа (рис. 7). Окисленному состоянию 0а соответствует параметр 0= 1, а восстановленному состоянию, когда перенос электронов на С?а невозможен, - в- 0. Полученные графики хорошо объясняют наблюдаемые эксперименты. В норме на свету, когда в имеет некоторое промежуточное значение, сдвиги потенциала разной полярности должны вызывать примерно симметричные изменения Фл.

1,1

0,9-

0,7-

г. 0,5-

0,3 ■

оЗ 0,1 -

-0,1 •

Оа восст

6 = 0 /

/ Оа

окисл

О- 1

х_ У

к-,

• = ехр

[ <Р-<РоЛ

I ят / ^ ;

Ф фл =

1с.

' N у N у

-5-3-1135 Разность потенциалов у (1 ед. = 25 мВ)

Рис. 7 Расчетные кривые зависимости переменной Фл от мембранного потенциала на участке мембраны между Р680 и Фео при различных значениях 0 (0, 0 1 , 0 5 и 1.0). Разность потенциалов представлена в безразмерных единицах (ШУР).

Ффл =

г , , ъ w

kf kfN kfN

Согласно предсказаниям модели в присутствии диурона (0=0, верхняя кривая) положительные сдвиги Л<р оказывают слабый эффект, а отрицательные вызывают существенное понижение выхода Фл. Обработке гидроксиламином соответствует нижняя кривая. В этих условиях модель предсказывает, что положительные сдвиги А(р должны повышать выход Фл, а отрицательные будут малоэффективными. Эти предсказания модели соответствуют экспериментальным данным.

Модель прогнозирует также, что уровень Фл ФС2 должен быть чувствителен к Д<р, создаваемому за счет активности ФС1, даже в том случае, когда поток электронов в ФС2 подавлен в её донорной части.

2 о

о4 VO

0.5 с

Для проверки этого предположения мы

обработали слоевище Anthoceros

гидроксиламином и добавили кофакторы,

| активирующие работу ФС1 В этом случае Д<р

и уровень Фл претерпевали индукционные

„ „ „ изменения, причем оба сигнала

Рис. 8. Индукционные кривые Фл

(1) и Дф (2), измеренные на одном обнаруживали выраженное кинетическое

хлоропласте Anthoceros при сходство (Рис. 8). Величина Дф достигала

функционировании ФС1 (среда с

добавлением гидроксиламина, 5 150 мВ, а изменения Фл - 15%. Исходя из

мМ метилвиологена и 10 мкМ этого можно „редполагшъ, что сдвиг Фл восст феназинметосульфата.

составляет около 10% при смещении Дф на 100 мВ. Добавление в среду протонофора FCCP (10 мкМ) совместно с 1 мкМ валиномицином приводило к подавлению фотоиндуцированных изменений Дф и соответствующих фаз индукционной кривой Фл. Эти результаты подтверждают, что Дф является одним из факторов, определяющих ход индукционных изменений Фл.

Запускаемые светом изменения мембранного потенциала клеток н их связь с энергозавнснмым тушением флуоресценции

Для исследования регуляторных функций мембранных потенциалов (МП), генерируемых в хлоропластах (Д<р) и на клеточной мембране было необходимо найти способ разделения эл. процессов, локализованных на плазмалемме и в тилакоидах. В описанных выше экспериментах по регистрации потенциала хлоропласта Дер, было важно устранить влияние изменений МП клетки Для этого свет фокусировали на измеряемый хлоропласт и несколько окружающих клеток. За счет наличия межклеточных электрических связей такое освещение не вызывает изменений МП клетки Однако при расширении зоны освещения изменения МП клетки становятся все более заметными, а при освещении всего препарата фотоиндуцированные изменения МП клетки достигают полной амплитуды (Рис. 9А). Как видно из рисунка, эти сигналы развиваются в темноте после запускающего светового импульса и проявляют тем самым сходство с потенциалами действия (ПД)

Переход от локального к общему освещению

Рис. 9. (А) Фотоответы хлоропласта и плазмалеммы в системе клеток, объединенных межклеточными эл. связями. Записи сделаны при разной площади освещения препарата 3-секундными импульсами белого света (разрывы на прямой под эл. сигналами). (Б) Зависимость фотоэлектрических ответов клетки от длительности освещения (цифры у кривых - время освещения в секундах).

Такие же изменения МП, сходные с ПД, наблюдаются и при нахождении кончика микроэлектрода в прозрачной части клетки - цитоплазме; в этом случае эл ответ хлоропласта (Д<р) в суммарном сигнале отсутствует На рис 9Б показаны

зависимости эл. ответов клетки от длительности освещения Амплитуда ответов возрастает с увеличением продолжительности фотостимула в интервале до 1-2 с, а дальнейшее увеличение длительности импульса не оказывало эффекта Эл ответы существенно усиливались при действии разобщителей энергетического сопряжения, таких как ионы NH4+ и ионофоры нигерицин и моненсин

При измерениях Фл в аналогичных опытах установлено, что в темноте после короткого инициирующего светового импульса развивается тушение Фл подобное изменениям МП после фотостимуляции В последнее время тушение максимальной Фл Fm' при переходах от освещения к темноте или после короткого светового стимула обнаружено и в других лабораториях (Field et al, 1998, Delphin et al, 1998) Однако возможная связь между изменениями Фл и МП не анализировалась

Рис. 10 Изменения МП клетки (1), а также флуоресценции и производных параметров (2, 3), происходящие в темноте после короткого светового стимула длительностью 3 с. (а) Максимальная Фл Рт; (б) фоновая Фл Рс; (в) квантовый выход потока электронов в ФС2, АРЛ7^ (г) коэффициенты нефотохимического тушения цИ (2) и Цо (3). Стрелкой отмечен момент светового воздействия, вызывающий ПД.

Нами проведены одновременные измерения МП и Фл клеток Anthoceros с использованием микрофлуориметра с нмпульсно-модулированным освещением. Полученные результаты представлены на рис 10. В этих опытах объект освещали в течение 3 с интенсивным светом, а затем на протяжении нескольких минут следили за изменениями МП, максимальной флуоресценции Fm, уровня Fo, квантового выхода первичных фотопроцессов в ФС2 AF/Fm, и коэффициентов нефотохмического тушения qN и qo. Из рисунка видно, что изменения МП, Fm и AF/Fm ФС2 развиваются в темноте после запускающего светового импульса Уменьшения Fm не наблюдали в присутствии протонофорного разобщителя нигсрицина Очевидно, что тушение Fm отражает образование градиента рН на тилакоидной мембране Формирование и поддержание АрН на мембране тилакоида в темноте после инициирующего светового импульса может быть связано либо с функционированием запускаемой светом ГГ^-АТФазы, либо с активацией темновых {-^-транспортирующих путей переноса электронов в мембране тилакоида Параллельное уменьшение значений Fm и Fo свидетельствует о том, что тушение Фл происходит в антенне (Бухов и др. 2001).

Полученные результаты указывают на тесную связь мембранных процессов клетки и процессов преобразования энергии при фотосинтезе Снижение отношения AF/Fm говорит о том, что генерация ПД на свету сопровождается замедлением фотопереноса электронов в ФС2 и, соответственно, торможением всего нециклического потока электронов С другой стороны, генерация ПД связана как правило с повышением уровня Са2+ в цитозоле, что может модифицировать протекание светозависимых и темновых процессов в хлоропласте

Представления о механизме запускаемых светом ПД отражены на схеме (рис. 11). В рассмотрение включены, по крайней мере, три фактора, которые влияют на Фл и на активность электрогенного FT -насоса плазмалеммы. Это -изменения концентрации АТФ, изменения рН цитоплазмы и изменения уровня свободного Са2+ в цитозоле В итоге вырисовываются сложные взаимодействия между фотопроцессами в хлоропластах и изменениями МП плазмалеммы Запуск фотосинтеза вызывает отток Н+ и АТР из цитоплазмы, что проявляется в торможении электрогенного Н1" -насоса плазмалеммы, деполяризации мембраны и

генерации ПД Возникающие потоки Са2+ и Н* могут существенно модифицировать процессы преобразования световой энергии

оболочка Хп

Н* насос ПМ

Са2* ? . Д---—10-—свет атр

I Т1+ ~ :

Г^АБР

\ АТР

Разобщители: понижают [АТР] ц

илазмалемма

АТР,

АОР,

Метилвнологен повышает [АТР]ц

Рис. 11. (А) Схема запускаемых светом процессов генерации ПД, изменений квантового выхода потока электронов в ФС2 и нефотохимического тушения Фл Отражены конкурентные отношения между И* -насосом плазмалеммы и активируемой светом АТФазы хлоропластов за потребление АТФ Электрогенный И1' -насос плазмалеммы участвует в поддержании МП, а его торможение при снижении уровня АТФ или концентрации Н+ приводит к деполяризации , открытию потенциалозависимых Са2+ каналов и вызывает поступление Са2+ в цитоплазму и строму хлоропласта. Изменения АрН на мембране тилакоида находят отражение в изменениях флуоресценции хлорофилла. (Б) Роль [АТФ]ц в процессах, приводящих к запускаемому светом тушению флуоресценции Рт и изменению мембранного потенциала плазмалеммы

Заключение

Полученные результаты указывают на важную роль в регуляции фотосинтеза электрических процессов, развивающихся на тилакоидных и плазматических

мембранах под действием вспышек света и в последующий темновой период Выявленные регуляторные изменения затрагивают стадии первичного разделения зарядов и диссипацию поглощенной энергии на флуоресценцию и в тепло Эти изменения обусловлены как прямым влиянием электрического поля на перенос электрона в реакционных центрах, так и изменением ионного состава цитоплазмы в связи с торможением элекгрогенного Н+ -насоса плазмалеммы и открыванием ' потенциал-чуствительных ионных каналов

Выводы

1. Одновременные измерения индукционных изменений мембранного потенциала Л(р и Фл хлорофилла а на хлоропластах Anthoceros выявили вторичное нарастание Аф после лаг-периода 0.2-0 4 с, которое коррелирует по времени и чувствительности к ингибиторам с фазой PSi снижения Фл Эти синхронные изменения Аф и Фл обусловлены фотоактивацией переноса электронов на акцепторной стороне ФС1 и находят отражение в сигнале АА8,0 хлорофилла Р700

2. На хлоропластах Anthoceros in situ и изолированных хлоропластах Р. metallica показано, что пропускание эл. тока через тилакоидные мембраны повышает или снижает Фл в зависимости от полярности создаваемого мембранного потенциала Аф. Амплитуда изменений Фл возрастает с увеличением силы тока, а их кинетика примерно соответствует зарядке эл. емкости мембраны.

3. Чувствительность Фл к сдвигам Аф зависит от редокс состояния первичного акцептора ФС2 Qa. При подавлении донорной части ФС2 гидроксиламином положительные сдвиги Л<р повышают Фл на 10-15%, а отрицательные — оказывают слабое влияние. При подавлении акцепторной части ФС2 положительные сдвиги Аф не сказываются на Фл, а отрицательные вызывают ее тушение

4 В условиях фотогенерации Аф за счет изолированной активности ФС1, фотоиндуцированные изменения Аф и Фл Хл а проявляют кинетическое сходство, что подтверждает возможность прямого влияния фотоиндуцированного мембранного потенциала тилакоидов на выход флуоресценции Хл а ФС 2

5. Предложена модель потенциалозависимых изменений флуоресценции Хл а ФС2 Показано, что симметричные и асимметричные сдвиги Фл под действием биполярных импульсов тока можно объяснить, учитывая влияние мембранного потенциала на процессы разделения, рекомбинации и стабилизации зарядов в РЦ

6. Запуск фотосинтеза у Anthoceros вспышкой длительностью > 1-3 с вызывает на плазматической мембране генерацию потенциала действия (ПД), которая развивается сходным образом в темноте и на свету Генерация ПД сопровождается снижением квантового выхода первичных фотопроцессов в ФС2 и усилением тепловой диссипации энергии поглощенных квантов. Результаты раскрывают наличие сложных регуляторных связей между фотосинтезом и мембранными процессами в растительной клетке

Список основных публикаций Пикулеико (Ниязовой) по теме диссертации

1. Булычев А А, Ниязова М.М., Туровецкий В.Б. Влияние дейтерирования на чувствительность электронотранспортных реакций в хлоропластах к действию грамицидина. Биохимии, 1983, т. 48, № 5, с. 857-860.

2 Bulychev А.А., Niyazova MM., Turovetsky V.B. Evidence for delayed photoactivation of electrogenic electron transport in chloroplast membranes Biochim. Biophys. Acta, 1985, 808, №1,186-191.

3 Булычев JI А., Ниязова M.M, Рубин А Б., Туровецкий В Б. Индукция флуоресценции хлорофилла и изменения электрического потенциала на мембранах хлоропласта. Доклады АН СССР, 1986,286, № 1,253-256.

4 Bulychev А А , Niyazova М М, Turovetsky V В Electro-induced changes of chlorophyll fluorescence m individual intact chloroplasts Biochim. Biophys. Acta, 1986, 850, N2,218-225.

5 Булычев A.A, Ниязова M M, Туровецкий В Б Задержанная фотоактивация электрогенных редокс-процессов в хлоропластах Anthoceros. Биоэлектрогенез и транспорт веществ у растений Горький Изд-во ГТУ, 1986,28-33

6 Булычев А А, Ниязова М М, Рубин А Б Изменения флуоресценции хлоропластов при сдвигах мембранного потенциала и их зависимость от окислительно-восстановительного состояния акцептора фотосистемы II Биологические мембраны, 1987,4, N 3,262-269.

7. Булычев А.А., Ниязова М.М. О связи индукционных кривых флуоресценции хлоропластов с изменениями электрического потенциала тилакоидных мембран Мембранный транспорт ■ бноэлектрогенез у растений. Горький' Изд-во ГГУ, 1987,50-55.

8 Ниязова М.М., Булычев А.А Потенциалозависимые изменения флуоресценции хлорофилла фотосистемы П в одиночном интактном хлоропласте Труды 18 научной конф. мол ученых биол фак МГУ. Москва, 20-24 апреля 1987, Проблемы совр. биологии, ч. 2, МГУ, 44-48. Деп в ВИНИТИ 14 09.87 N 6653-В87 9. Булычев А.А., Ниязова М.М. Влияние мембранного потенциала на реакции переноса электрона в фотосистеме П. Биоэлектрическая активность и мембранный транспорт у растений Горький: Изд-во ГТУ, 1988, 12-17.

10 Булычев А А, Ниязова М.М, 1989 Модель потенциалозависимых изменений флуоресценции хлорофилла фотосистемы П. Биофизика, 34, N 1,63-67 11. Ниязова, М.М., Булычев А.А. Обратимое снижение выхода флуоресценции хлорофилла а при генерации потенциала действия в клетках мха Anthoceros. Биофизика, 1989,34, N 2,272-274.

12 Булычев А.А., Пикуленко М.М Фотогенерация потенциала действия в клетках Anthoceros и ее связь с нефотохимическим тушением флуоресценции хлорофилла Ш Съезд Биофизиков России, 24-29 июня 2004 г, Российская Академия Наук, Воронеж, Тезисы докладов, Том П. 402-403.

13 Пикуленко ММ, Булычев А.А. Микрометоды оценки состояния растительных объектов и возможности использования Anthoceros для тестирования биоэнергетических характеристик. Международная научн-практич конференция МГУ-СУНИ «Человечество и окружающая среда» 26-28 октября 2004 г. Россия, Москва, МГУ им М.В.Ломоносова. Сборник материалов. С. 56-57.

14 Пикуленко М.М., Булычев А А. Оценка состояния растительных объектов микрометодами на примере использования Anthoceros для тестирования биоэнергетических характеристик. 12-я Межд. конференция «Математика. Компьютер. Образование» Пущино 17-22 января 2005 г. Сборник научных тезисов. Математика - Компьютер - Образование. Выпуск 12. Изд-во: Регулярная и хаотическая динамика (РХД), Москва - Ижевск 2005. с. 205.

15 Bulychev A.A., Pikulenko М.М. Micromethods for evaluatmg the quality of water environment: suitability of Anthoceros for analysis of chlorophyll fluorescence and electrïc events at the thylakoid and plasma membrane. 3rd Symposium "Quality and Management of Water Resources" St.Petersburg, Russia, June 16-18, 2005. St Petersburg 2005 Book of abstracts. 30-31.

16. Пикуленко M.M., Булычев A A Запускаемые светом потенциалы действия и изменения квантовой эффективности фотосистемы П в клетках Anthoceros Физиология растений, 2005,52, № 5,660-666

17 Пикуленко М.М., Булычев А.А. Изменения квантовой эффективности ФС II и запускаемые светом потенциалы действия в клетках Anthoceros XVTÏÏ Пущинские чтения по фотосинтезу и Всероссийская конференция «Преобразование энергии света при фотосинтезе» M НИА - Природа, 2005, с 42-43

Отпечатано в копицентре « СТ ПРИНТ» Москва, Ленинские горы, МГУ, 1 Гуманитарный корпус. www.stprint.ru e-mail: zakaz@stprint.ru тел: 939-33-38 Тираж 100 экз. Подписано в печать 12. 10. 2005 г.

¡¡2 0 8 0 9

РНБ Русский фонд

2006-4 19376

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Пикуленко, Марина Маиловна

Перечень сокращений.

ВВЕДЕНИЕ. ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Фотоиндудированные изменения разности электрических потенциалов на тилакоидной мембране.

1.2. Индукция флуоресценции хлорофилла зеленых растений в связи с электрогенезом на мембранах хлоропластов.

ГЛАВА 2. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Объект и среда.

2.2. Микроэлектродные измерения мембранного потенциала.

2.3. Измерение флуоресценции хлорофилла.

2.4. Порядок проведения опытов.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ЭКСПЕРИМЕНТОВ.

3.1. Электрогенные процессы в хлоропластах, обусловленные фотоактивацией переноса электронов в области ФС1.

3.1.1. Фотоэлектрические ответы хлоропластов.

3.1.2. Влияние предварительного освещения на фотогенерацию Дф

3.1.3. Флуоресценция одиночного хлоропласта.

3.1.4. Одновременные измерения Аср и флуоресценции хлорофилла: влияние темновой адаптации на кинетику изменений.

3.1.5. Сравнение индукционных кривых Дер и флуоресценции при модификациях фотосинтетической мембраны.

3.1.6. Воздействие ингибиторов.

3.2. Влияние мембранного потенциала на флуоресценцию хлорофилла.

3.2.1. Изменение флуоресценции при пропускании тока через хлоропласт.

3.2.2. Влияние сдвигов мембранного потенциала на флуоресценцию изолированного хлоропласта.

3.2.3. Зависимость электроиндуцированных изменений флуоресценции от редокс-состояния первичного хинонного акцептора Qa.

3.2.4. Сравнение индукционных кривых мембранного потенциала и флуоресценции хлорофилла в хлоропластах с разной электрогенной активностью.

3.2.5. Влияние фотоиндуцированного мембранного потенциала на флуоресценцию хлоропласта.

3.3. Запускаемые светом изменения мембранного потенциала клеток и их связь с энергозависимым тушением флуоресценции.

3.3.1. Триггерные электрические ответы клеток.

3.3.2. Одновременные измерения разности электрических потенциалов и выхода флуоресценции под действием света.

3.3.3. Запускаемые светом потенциалы действия и изменения квантовой эффективности ФС2 в клетках Anthoceros.

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

4.1. Изменение мембранного потенциала и флуоресценции хлорофилла, опосредованные активацией транспорта электронов в области ФС1.

4.2. Прямое влияние мембранного потенциала на выход флуоресценции хлорофилла в ФС 2.

4.3. Модель потенциалозависимых изменений флуоресценции хлорофилла ФС 2.

4.4. Фотоиндуцированные изменения электрического потенциала на клеточной мембране и изменения флуоресценции хлорофилла.

4.5. Запускаемая светом генерация ПД и нефотохимическое тушение флуоресценции ФС2.

Выводы.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Фотоиндуцированная генерация электрических потенциалов в мембранах растительной клетки"

Актуальность проблемы. Преобразование световой энергии в хлоро-пластах зеленых растений происходит в условиях непрерывно меняющейся внешней среды. Возможности адаптации растений связаны с существованием систем регуляции, действующих на разных уровнях, включая первичные процессы фотосинтеза [89; 90; 180; 181; 69; 86; 171; 178; 195; 26; 206; 127; 222; 214; 233; 238; 199; 179]. Изменения флуоресценции (Фл) хлорофилла, отражающие состояние фотосинтетического аппарата, находят широкое применение в прикладных исследованиях и экологическом мониторинге [41; 205; 210; 208; 209; 211; 203; 207; 19; 140; 138; 147; 193; 104; 190; 105; 200; 201; 237; 204; 202; 225; 233; 199; 188; 189; 231; 235]. Однако, современные представления о регуляторных механизмах, за редкими исключениями, не учитывают возможное влияние мембранных электрохимических процессов, которые развиваются на разных структурных уровнях: в тилакоидах и строме хлоропласта, в цитоплазме и на плазматических мембранах клетки.

Первичное запасание энергии света при фотосинтезе связано с образованием мембранного электрического (эл.) потенциала (Дер) в тилакоидах хло-ропластов, который участвует в регуляции трансмембранных ионных потоков и механизмах энергетического сопряжения [44; 172; 181; 55; 171; 68; 71; 184; 58; 154; 155]. Известно, что фотогенерация Дер обусловлена совместным функционированием фотосистемы 2 (ФС2), ФС1 и цитохромного h(Jf комплекса [181; 86; 171; 178; 130; 195; 196; 197; 26; 238; 100; 234]. Фотохимические процессы в ФС1 и ФС2 включают первичное разделение зарядов в реакционных центрах (между Р680 и феофитином в ФС2 и между Р700 и акцептором А0 в ФС1) и дальнейшие стадии стабилизации разделенных зарядов, при которых электрон переходит на последующие переносчики (хинонный акцептор Qa в ФС2; железо-серные белки Fx, FA, FB в ФС1)[187]. В образование Дф могут вносить вклад конформационные изменения заряженных аминокислотных остатков и редокс-центров, сопровождающие трансмембранный перенос заряда [230]. Источником генерации Дф может служить и обратимая Н^-АТРаза, способная транспортировать протоны за счет гидролиза АТР и синтезировать АТР за счет энергии электрохимического градиента протонов.

Генерируемая на свету разность электрических потенциалов Дф может по принципу обратной связи регулировать скорость электронотранспортных стадий, в которых перенос электрона ориентирован перпендикулярно или под углом к плоскости мембраны [92; 171; 5; 17; 124; 159; 238]. Изменения напряженности эл. поля в энергосопрягающих мембранах хлоропластов оказывают существенное влияние на обратный перенос электронов в реакционных центрах ФС2, проявляющийся в замедленной Фл. Создание положительного Дер внутри тилакоидов с использованием различных экспериментальных приемов понижает энергетический барьер для рекомбинации разделенных зарядов, связанной с образованием возбужденных молекул хлорофилла, и приводит к усилению замедленной Фл [6; 103; 117; 161; 206; 220; 233]. Однако механизм влияния Дф на процессы в реакционном центре ФС2 изучен недостаточно.

Опыты на изолированных тилакоидах (блебах) выявили эффекты внешнего эл. поля на интенсивность быстрой Фл хлорофилла [104; 186; 182; 48]. Становится очевидным, что Дф следует учитывать при моделировании индукционных кривых Фл зеленых растений [218]. Однако одновременное измерение индукционных изменений Дф и флуоресценции хлорофилла а на одном объекте не проводилось. Вопрос о взаимосвязи эл. мембранных процессов и индукционных изменений Фл несомненно требует прямого экспериментального изучения. Один из подходов к исследованию влияния мембранного потенциала на электронный транспорт в области ФС2 заключается в измерении Фл хлорофилла а при искусственных смещениях Дф на тилакоидной мембране путем пропускания тока через микроэлектрод, введенный в отдельный крупный хлоропласт [186].

Функционирование хлоропластов и выход Фл хлорофилла могут зависеть также от изменений эл. потенциала на плазматической мембране клетки. Сдвиги потенциала клетки сопряжены с трансмембранными потоками ионов и могут сопровождаться изменениями ионного состава цитоплазмы [166; 34] [166]. Для проверки представлений о вовлечении мембранных процессов целой клетки в регуляцию фотосинтеза удобно использовать способность некоторых мхов генерировать фотоиндуцированные потенциалы действия [64; 34; 184]. Экспериментальное изучение влияния мембранного потенциала тила-коидов и плазмалеммы клетки на фотосинтетические процессы зависит от возможности четкого разграничения эл. процессов, протекающих на этих пространственно разделенных мембранах. Перечисленные вопросы рассмотрены в данной работе.

Цели и задачи работы.

Цель работы состояла в исследовании механизмов и функциональной роли фотогенерации эл. потенциала на тилакоидных мембранах и вызываемых светом изменений эл. потенциала плазмалеммы путем сочетания микроэлектродных методов и микрофлуориметрии в опытах с целыми клетками и одиночными хлоропластами.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

• Разработать метод одновременной регистрации индукционных изменений Аф и флуоресценции Хл а в хлоропласте растительной клетки in situ и изучить фотоиндуцированные изменения Аф и Фл в норме и при различных физико-химических воздействиях.

• Исследовать прямое влияние мембранного потенциала Аф на выход Фл Хл а путем искусственного смещения эл. потенциала на тилакоидных мембранах хлоропласта при различных состояниях ЭТЦ (при разном уровне восстановления хинонного акцептора ФС2 Qa).

Научная новизна. Впервые выявлены коррелирующие стадии в индукционных изменениях Лср и Фл Хл а, обусловленные ускорением потока электронов в акцепторной части ФС1. Впервые показано прямое влияние фото-индуцированного Дф тилакоидных мембран на Фл хлорофилла ФС2 в целой растительной клетке. Впервые установлено, что пропускание биполярных импульсов тока, через хлоропласт может вызывать симметричные или асимметричные сдвиги Фл Хл а в зависимости от редокс состояния акцептора Qa. На основе представлений об обратимой радикальной паре в ФС2 [70; 95; 156] создана модель потенциалозависимых изменений Фл, учитывающая влияние Дер на процессы разделения, рекомбинации зарядов и стабилизации состояний в РЦ ФС2.

Практическая значимость. Результаты работы послужили основой для развития теоретических моделей процессов разделения и рекомбинации зарядов во внешнем эл. поле [169; 175; 170] и подтверждены экспериментально в ряде лабораторий [48; 50; 49]. Полученные результаты нашли практическое применение на кафедре биофизики Биологического факультете МГУ им. М. В. Ломоносова для построения обобщенной модели индукционных стадий фотосинтеза с учетом генерации мембранного потенциала хлоропластов [175]. Одновременная регистрация индукционных изменений Фл и эл. потенциала мембран в нативной растительной клетке в различных условиях представляет практическое значение для экологического мониторинга.

Апробация работы. Материалы диссертации были представлены на IV Всесоюзн. межуниверситетской конференции по биологии клетки (Тбилиси, 1985), научных конференциях молодых ученых биологического ф-та МГУ (Москва, 1986, 1987), Ill-съезде биофизиков России (Воронеж, 2004), Межд. научно-практической конференции МГУ-СУНИ «Человечество и окружающая среда» (Москва, 2004), 12-ой Межд. конференции «Математика. Компьютер. Образование» (Пущино, 2005), семинарах кафедры биофизики биологического факультета и Экоцентра МГУ им. М. В. Ломоносова, XVIII Пущинских чтениях по фотосинтезу (2005).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 19 работ, из них: 5 в реферируемых научных российских журналах, 2 в зарубежных журналах, 5 в сборниках научных трудов, 2 в книгах, 1 в тезисах биофизического съезда, 4 в тезисах конференций.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, четырех глав, содержащих описание методов исследования, результаты, обсуждение, выводы и список литературы. Материалы изложены на 148 страницах текста и включают 2 фотографии и 43 рисунка. Список литературы включает 235 работ (из них 175 на иностранных языках).

Заключение Диссертация по теме "Биофизика", Пикуленко, Марина Маиловна

Выводы.

1. Одновременные измерения индукционных изменений мембранного потенциала Лср и флуоресценции хлорофилла а (Хл а) на хлоропластах Anthoceros выявили вторичное нарастание Аф после лаг-периода 0.2-0.4 с, которое коррелирует по времени и чувствительности к ингибиторам с фазой PSi снижения Фл. Эти синхронные изменения Аф и флуоресценции обусловлены фотоактивацией переноса электронов на акцепторной стороне ФС1 и находят отражение в сигнале ДА8ю хлорофилла Р700.

2. На хлоропластах Anthoceros in situ и изолированных хлоропластах Р. metallica показано, что пропускание электрического тока через тилакоидные мембраны повышает или снижает флуоресценцию в зависимости от полярности создаваемого мембранного потенциала Аф. Амплитуда изменений флуоресценции возрастает с увеличением силы тока, а их кинетика примерно соответствует зарядке эл. емкости мембраны.

3. Чувствительность флуоресценции к сдвигам Аф зависит от редокс состояния первичного акцептора ФС2 Qa. При подавлении донорной части ФС2 гидроксиламином положительные сдвиги Аф повышают флуоресценцию на 10-15%, а отрицательные - оказывают слабое влияние. При подавлении акцепторной части ФС2 положительные сдвиги Аф не сказываются на флуоресценции, а отрицательные вызывают ее тушение.

4. В условиях фотогенерации Аф за счет изолированной активности ФС1, фотоиндуцированные изменения Аф и флуоресценции Хл а проявляют кинетическое сходство, что подтверждает возможность прямого влияния фотоин-дуцированного мембранного потенциала тилакоидов на выход флуоресценции Хл а ФС 2.

5. Предложена модель потенциалозависимых изменений флуоресценции Хл а ФС2. Показано, что симметричные и асимметричные сдвиги Фл под действием биполярных импульсов тока можно объяснить, учитывая влияние мембранного потенциала на процессы разделения, рекомбинации и стабилизации зарядов в РЦ.

6. Запуск фотосинтеза у Anthoceros вспышкой длительностью > 1-3 с вызывает на плазматической мембране генерацию потенциала действия (ПД), которая развивается сходным образом в темноте и на свету. Генерация ПД сопровождается снижением квантового выхода первичных фотопроцессов в ФС2 и усилением тепловой диссипации энергии поглощенных квантов. Результаты раскрывают наличие сложных регуляторных связей между фотосинтезом и мембранными процессами в растительной клетке.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Пикуленко, Марина Маиловна, Москва

1. Albertsson Р.-А. The structure and function of the chloroplast photosyn-thetic membrane - a model for domain organization // Photosynthesis Research.- 1995.- V. 46.- P. 141-149.

2. Albertsson P.-A. A quantitative model of the domain structure of the photo-synthetic membrane // TRENDS in Plant Science.- 2001.- V. 6.- № 8.- P. 349-354.

3. Anderson J. M. Consequences of spatial separation of photosystems 1 and 2 in thylakoid membranes of higher plant chloroplasts // FEBS Lett.-1981.- V. 124.-№ 1.- P. 1-10.

4. Andersson В., Haehnel W. Location of photosystem I and photosystem II reaction centers in different thylakoid regions of stacked chloroplasts // FEBS Lett.- 1982.- V. 146.- № 1.- P. 13-17.

5. Arata H., Nishimura M. Thermodynamics of electron transfer and its coupling to vectorial processes in biological membranes // Biophysical Journal.-1980.- V. 32.- № 2.- P. 791-806.

6. Arnold W., Azzi J. The mechanism of delayed light production by photosyn-thetic organisms and a new effect of electric fields on chloroplasts // Photo-chem. Photobiol.-1971.- V. 14.- № 15.- P. 233-240.

7. Arnold W. A., R.J. A. Two effects of electrical field on chloroplasts // Plant Physiol.- 1977.- V. 60.- № 3.- P. 449-451.

8. Avron M. Mechanism of energy transduction in photosynthetic membranes // Biol. Cell.- 1982.- V. 45.- № 3.- P. 353-359.

9. Barber J. Millisecond delayed light as an indicator of the electrical and permeability properties of the thylakoid membranes // Ion transport in plants. / Edited by W. P. Anderson.- London, Acad. Press., 1973.- P. 191-204.

10. Barber J. Membrane surface charges and potentials in relation to photosynthesis // Biochim. Biophys. Acta.- 1980.- V. 594.- № 4.- P. 253-308.

11. Barber J., Searle G. F. M. Cation-induced increase in chlorophyll fluorescence yield and the effect of electrical charge // FEBS Lett.- 1978.- V. 92.f №1.-P. 5-8.

12. Barber J., Telfer A. Ionic regulation in chloroplasts as monitored by promt and delayed chlorophyll fluorescence // Memrane transport in plant. / Edited by U. Zimmermann.- Berlin, Springer-Verlag, 1974.- P. 281-288.

13. Bar-Zvi D., Shavit N. Modulation of the chloroplast ATPase by tight ADP binding. Effect of uncouplers and ATP // J. Bioenergetics and Biomem-branes.- 1982.- V. 14.- № 5-6.- P. 467-481.

14. Bendall D. S., Manasse R. S. Cyclic photophosphorylation and electron transport // Biochim. Biophys. Acta.- 1995.- V. 1229.- P. 23-38.

15. Bennet J. Chloroplast protein phosphorylation and the regulation of photosynthesis // Physiol. Plantarum.- 1984.- V. 60.- № 2.- P. 583-590.

16. Blubaugh D. J., Govindjee Bicarbonate, not C02 is the species required for stimulation of photosystem electron transport // Biochim. Biophys. Acta.-1986.-V. 848.-№ 1.-P. 147-151.

17. Boork J., Wennerstrom H. The influence of membrane potentials on reaction rates. Control in free-energy-trunsducting systems // Biochim. Biophys. Acta.- 1984.- V. 767.- № 2.- P. 314-320.W

18. Bose S. Dibromothymoquinone (DBMIB) mediated reduction of cytochrome in solution and formation of DBMIB-cytochrome complex // Bio-chem. and Biophys. Res. Commun.- 1985.- V. 127.- № 2.- P. 578-583.

19. Bradbury M., Baker N. B. Analysis of the induction of chlorophyll fluorescence in leaves and isolated thylakoids: contributions of photochemical and non-photochemical quenching // Proc. Roy. Soc. London. Ser. В.- 1983.- V. 220.-№ 1219.- P. 251-264.

20. Bradbury M., Baker N. B. A quantitative determination of photochemical and non-photochemical quenching during the slow phase of the chlorophyll fluorescence induction curve of bean leaves // Biochim. Biophys. Acta.-1984.- V. 765.- № 3.- P. 275-281.

21. Bradbury M., Ireland C. R., Baker N. B. An analysis of the chlorophyll fluorescence transients from pea leaves generated by changes in atmospheric concentrations of C02 and 02 // Biochim. Biophys. Acta.- 1985.- V. 806.-№ 3,- P. 357-365.

22. Briantais J. M., Vernotte C., Picaud M., Krause G. H. A quantitative study of the slow decline of chlorophyll a fluorescence in isolated chloroplasts // Biochim. Biophys. Acta.- 1979.- V. 548.- № 1.- p. 128-136.

23. Bulychev A. A. Different kinetics of membrane potential formation in dark-adapted and preilluminated chloroplasts // Biochim. Biophys. Acta.- 1984.-V. 766.- № 3.- P. 647-652.

24. Bulychev A. A., Andrianov V. K., Kurella G. A. Effect of dicyclohexylcar-bodiimide on proton conductance of thylakoid membrane in intact chloro-plast // Biochim. Biophys. Acta.- 1980.- V. 590.- № 2.- P. 300-308.

25. Bulychev A. A., Andrianov V. K., Kurella G. A., F.F. L. Micro-electrode measurements of the transmembrane potential of chloroplasts and its photoinduced changes // Nature.- 1972.- V. 236.- № 5343.- P. 175-177.

26. Bulychev A. A., Andrianov V. K., Kurella G. A., F.F. L. Photoinduction kinetics of electrical potential in a single chloroplast as studied with micro-electrode technique // Biochim. Biophys. Acta.- 1976.- V. 430.- № 3.- P. 336-351.

27. Bulychev A. A., Antonov V. F., Schevchenko E. V. Patch-clamp studies of light-induced currents across the thylakoid membrane of isolated chloroplasts // Biochim. Biophys. Acta.- 1992.- V. 1099.- № 1.- P. 16-24.

28. Bulychev A. A., Kamzolkina N. A., Luengviriya J., Rubin А. В., Mueller S. C. Effect of a single excitation stimulus on photosynthetic activity and lightdependent рН banding in Chara cells // J. Membrane Biol.- 2004.- V. 201.-.

29. Bulychev A. A., Niyazova M. M., Turovetsky V. B. Evidence for delayed photoactivation of electrogenic electron transport in chloroplast membranes //Biochim. Biophys. Acta.- 1985.- V. 808.- № 1.- P. 186-191.

30. Bulychev A. A., Niyazova M. M., Turovetsky V. B. Electro-induced changes of chlorophyll fluorescence in individual intact chloroplasts // Biochim. Biophys. Acta.- 1986.- V. 850.- № 2.- P. 218-225.

31. Bulychev A. A., Turovetsky V. B. Light-triggered changes of membrane potential in cells of Anthoceros punctatus and their relation to activation of chloroplast ATPase // J. Experimental Botany.- 1983.- V. 34.- № 146.- P. 1181-1188.

32. Bulychev A. A., Vredenberg W. J. The effect of cations and membrane permeability modifying agents on the dark kinetics of the photoelectric response in isolated chloroplasts // Biochim. Biophys. Acta.- 1976.- V. 423.-№ 4.- P. 548-556.

33. Bulychev A. A., Vredenberg W. J. Effect of ionophores A23187 and ni-gericin on the light-induced redistribution of Mg2+, K+, and H+ across the thylakoid membrane // Biochim. Biophys. Acta.- 1976.- V. 449.- № 1.- P. 48-58.

34. Bulychev A. A., Vredenberg W. J. Enhancement of the light-triggered electrical response in plant cells following their deenergization with uncouplers // Physiol. Plantarum.- 1995.- V. 94.- № 1.- P. 64-70.

35. Bulychev A. A., Vredenberg W. J. Light-triggered electrical events in the thylakoid membrane of plant chloroplasts // Physiol. Plantarum.- 1999.- V. 105.- P. 577-584.

36. Bulychev A. A., Vredenberg W. J. Modulation of photosystem II chlorophyll fluorescence by electrogenic events generated by photosystem I // Bio-electrochemistry.- 2001.- V. 54.- P. 157-168.

37. Bulychev A. A., Vredenberg W. J. Spatio-temporal patterns of photosystem II activity and plasma-membrane proton flows in Chara corallina cells exposed to overall and local illumination // Planta.- 2003.- V. 218.- № 1.- P. 143-151.

38. Butler W. L. Fluorescence yield in photosynthetic systems and its relation to electron transport // Current Topics in Bioenergetics.- 1966.- V. 1.- P. 49-73.

39. Butler W. L. Excitation transfer out of open photosystem 2 reaction centers // Photochem. and Photobiol.- 1984.- V. 40.- № 4.- P. 513-518.

40. Crofts A. R., Wraight C. A., Fleischman D. E. Energy conservation in the photochemical reactions of photosynthesis and its relation to delayed fluorescence // FEBS Lett.- 1971.- V. 15.- № 2.- P. 89-100.

41. Crofts A. R., Yerkes С. T. A Molecular Mechanism for Qe-quenching // FEBS Letters.- 1994.- V. 352.- P. 265-270.

42. Dahse I., Bulychev A. A., Kurella G. A. Weak tentoxin effect on the electrical light response of isolated chloroplasts of Peperomia metallica // Physiol. Plant.- 1985.- V. 65.- № 4.- P. 446-452.

43. Dau H., Sauer K. Electric field effect on chlorophyll fluorescence and its relation to photosystem II charge separation reactions studied by a salt-jump technique // Biochim. Biophys. Acta.- 1991.- V. 1089.- № 1.- P. 49-60.

44. Dau H., Sauer K. Electric field effect on the picosecond fluorescence of photosystem II and its relation to the energetics and kinetics of primary charge separation // Biochim. Biophys. Acta.- 1992.- V. 1102.- № 1.- P. 91-106.

45. Dau H. R., Windecker R., Hansen U.-P. Effect of light-induced changes in thylakoid voltage on chlorophyll fluorescence of Aegopodium podagraria leaves // Biochim. Biophys. Acta.- 1991.- V. 1057.- P. 337-345.

46. Davis R. F. Photoinduced changes in electrical potentials and H+ activities of the chloroplast, cytoplasm and vacuole of Phaeoceros laevis // Membranek transport in plants. / Edited by U. Zimmermann, J. Dainty.- Berlin, Springer,1974.- P. 197-202.

47. Delphin E., Duval J.-C., Etienne A.-L., Kirilovsky D. DpH-dependent pho-tosystem II fluorescence quenching induced by saturating, multiturnover pulses in red algae // Plant Physiol.- 1998.- V. 118.- P. 103-113.

48. Diner В., Joliot P. Effect of transmembrane electric field on the photochemical and quenching properties of photosystem II in vivo // Biochim. Biophys. Acta.- 1976.- V. 423.- № 2.- P. 479-498.

49. Duysens L. N. M., Sweers H. E. Mechanism of the two photochemical reactions in algae as studied by means of fluorescence // Studies on licroalgae and photosynthetic bacteia. V. 353-372. / Edited.- Tokyo, University of Tokyo Press, 1963.

50. Ellenson J. L., Sauer K. The electrophotoluminescence of chloroplasts // Photochem. and Photobiol.- 1976.- V. 23.- № 2.- P. 113-123.

51. Ettinger W. F., Clear A. M., Fanning K. J., Peck M. L. Identification of a Ca2+/H+ antiport in the plant chloroplast thylakoid membrane // Plant Physiol.- 1999.-V. 119.-P. 1379-1386.

52. Evans M. C., Atkinson Y. E., Ford R. C. Redox characterisation of the photosystem 2 electron acceptors. Evidence for two electron carriers between pheophytin and Q // Biochim. Biophys. Acta.- 1985.- V. 806.- № 2.- P. 247254.

53. Farkas D. L., Korenstein R., Malkin S. Electrophotoluminescence and the electrical properties of the photosynthetic membrane // Biophysical Journal.-1984.- V. 45.- № 2.- P. 363-373.

54. Fleischman D. E., Mayne В. C. Chemically and physically induced luminescence as a probe of photosynthetic mechanisms // Current Topics in Bio-energetics.- 1973.- V. 5.- P. 77-105.

55. Flores S., Ort D. R. Investigation of the apparent in efficiency of the coupling between photosystem 2 electron transfer and ATP formation // Biochim. Biophys. Acta.- 1984.- V. 766.- № 2.- P. 289-302.

56. Forster V., Junge W. Interaction of hydroxylamine with the water-oxidizing enzyme investigated via proton release // Photochem. Photobiol.- 1985.- V. 41.-№2.- P. 191-194.

57. Fowler C. F., Кок B. Direct observation of a light-induced elecric field in chloroplasts // Biochim. Biophys. Acta.- 1974.- V. 357.- № 2.- P. 308-318.

58. Fujii S., Shimmen Т., Tazawa M. Light-induced changes in membrane potential in Spirogyra // Plant and Cell. Physiol.- 1978.- V. 19.- № 4.- P. 573590.

59. Giersch G. Nigericin-induced stimulation of photophosphorylation in chloroplasts // Biochim. Biophys. Acta.- 1983.- V. 725.- № 2.- P. 309-319.

60. Gilmore A. M., Bjorkman O. Temperature-sensitive coupling and uncoupling of ATPase-mediated, nonradiative energy dissipation: Similarities between chloroplasts and leaves // Planta.- 1995.- V. 197.- P. 646-654.

61. Goh C.-H., Schreiber U., Hedrich R. New approach to monitoring changes in chlorophyll a fluorescence of single guard cells and protoplasts in response to physiological stimuli // Plant, Cell Environ.- 1999.- V. 22.- P. 1057-1070.

62. Goltsev V. N., Venediktov P. S., Janumov D. A. Temperature dependence of the delayed fluorescence from wheat leaves treated by DCMU // Biochim. Biophys. Acta.- 1980.- V. 593.- № 1.- P. 133-135.

63. Graber P., Witt H. T. On the extent of the electrical potential across thylakoid membrane induced by continuous light in Chlorella cells // Biochim. Biophys. Acta.- 1974.- V. 333.- № 2.- P. 389-392.

64. Grondelle R. V. Excitation energy transfer, trapping and annihilation in pho-tosynthetic systems // Biochim. Biophys. Acta.- 1985.- V. 811.- P. 147-195.

65. Grooth B. G. d., van Gorkom H. J. External electric field effects on prompt and delayed fluorescence in chloroplasts // Biochim. Biophys. Acta.- 1981.-V. 635.- № 3.- P. 445-456.

66. Grooth B. G. D., van Gorkom H. J., Meiburg R. F. Generation of the 518 nm absorbance change in chloroplasts by an externally applied electrical field // FEBS Letters.- 1980.- V. 113.- № 1.- P. 21-24.

67. Grooth В. G. d., van Gorkom H. J., Meiburg R. P. Electrochromic absorb-ance changes in spinach chloroplasts induced by external electrical field // Biochim. Biophys. Acta.- 1980.- V. 589.- № 2.- P. 299-314.

68. Hind G., Nakatani H. Y., Izawa S. Light-dependent redistribution of ions in suspensions of chloroplast thylakoid membranes // Proc. Natl. Acad. Sci USA.- 1974.- V. 71.- № 4.- P. 1484-1488.

69. Hodges M., Barber J. Analysis of chlorophyll fluorescence quenching by DBMIB as a means of investigating the consequences of thylakoid membrane phosphorylation // Biochim. Biophys. Acta.- 1984.- V. 767.- № 1.- P. 102-107.

70. Hodges M., Barber J. Analysis of chlorophyll fluorescence induction kinetics exhibited by DCMU-inhibited thylakoids and origin alpha- and beta-centers // Biochim. Biophys.Acta.- 1986.- V. 848.- № 2.- P. 239-246.

71. Hodges M., Packham N. K., Barber J. Modification of photosystem 2 activity by protein phosphorylation // FEBS Lett.- 1985.- V. 181.- № 1.- P. 8387.

72. Homman P. H. The light dependent quenching of chloroplast fluorescence by cofactors of cyclic electron flow around photosystem 1 // Photochem. and Photobiol.- 1979.- V. 29.- № 4.- P. 815-822.

73. Horton P. The effect of redox-potential on the knetics of fluorescence induction in pea chloroplasts // Biochim. Biophys. Acta.- 1981.- V. 637.- № 1.- P. 152-158.

74. Horton P., Black M. T. On the nature of the fluorescence decrease due to phosphorylation of chloroplast membrane proteins // Biochim. Biophys. Acta.- 1982.- V. 680.- № 1.- P. 22-27.

75. Joliot P., Joliot A. Slow electrogenic phase and intersystem electron transfer in algae // Biochim. Biophys. Acta.- 1985.- V. 806.- № 3.- P. 398-409.

76. Jones R. W., Selak M. A., Whitmarsh J. Electrogenic reactions of thechloroplast cytochrome b/f complex // Biochem. Soc. Transactions.- 1984.-V. 12.- P. 879-880.

77. Jones R. W., Whitmarsh J. Origin of the electrogenic reaction in the chloroplast cytochrome b/f complex // Photobiochem. Photobiophysics.- 1985.- V. 9.- P. 119-127.

78. Junge W. Membrane potentials in photosynthesis // Annual Reviews in Plant Physiology.- 1977.- V. 28.- P. 503-536.

79. Junge W. Electrogenic reactions and proton pumping in green plant photosynthesis // V. P. // Current Topics in Membrane Transport.- 1982.- V. 16.-P. 431-465.

80. Junge W. Protons, the thylakoid membrane, and the chloroplast ATP synthase // Bicarbonate, chloride, and proton transport systems. V. 574. / Edited by J. H. Durham, M. A. Hardy.- New York, The New York Academy of Sciences, 1989.- P. 268-286.

81. Junge W., Witt H. T. On the ion transport system of photosynthesis. Investigations on a molecular level // Z. Naturforsch.- 1968.- V. 23b.- № 2.- P. 244-254.

82. Junge W., Witt H. T. Analysis of electrical phenomena in membranes and interfaces by absorption changes // Nature.- 1969.- V. 222.- № 5198.- P. 1062-1067.

83. Jursinic P. A. Flash polarographic detection of superoxide production as a means of monitoring election flow between photosystem 1 and 2 // FEBS Lett.- 1978.- V. 90.- № 1.- P. 15-20.

84. Kell D. B. On the functional proton current pathway of electron transport phosphorylation // Biochim. Biophys. Acta.- 1979.- V. 549.- № 1.- P. 55-99.

85. Klimov V. V., Dolan E., Ke B. EPR properties of an intermediate electron acceptor (pheophytin) in photosystem 2 reaction centres at cryogenic temperatures // FEBS Lett.- 1980.- V. 112.- № 1.- P. 97-100.

86. Klimov V. V., Krasnovsky A. A. Pheophytin as a primary electron acceptor in photosystem 2 reaction centres // Photosynthetica.- 1981.- V. 15.- P. 592609.

87. Klimov V. V., Shuvalov V. A., Heber U. Photoreduction of pheophytin as a result of electron donation from the water-splitting system to photosystem II reaction centres // Biochim. Biophys. Acta.- 1985.- V. 809.- № 3.- P. 345350.

88. Krause G. H., Vemotte C., Briantais J. M. Photoinduced quenching of chlorophyll fluorescence in intact chloroplasts and algae. Resolution into two components // Biochim. Biophys. Acta.- 1982.- V. 679.- № 1.- P. 116-124.

89. Lavergne J., Etienne A. L. Prompt and delayed fluorescence of chloroplasts upon mixing with DCMU // Biochim. Biophys. Acta.- 1980.- V. 593.- № 1.-P. 136-148.

90. Li Q., Nothnagel E. A. Absence of variable fluorescence from guard cell chloroplasts of Stenotaphrum secundatum // Plant Physiol.- 1988.- V. 86.-№ 2.- P. 429-434.

91. Li X.-G., Duan W., Meng Q.-W., Zou Q., Zhao S.-J. The Function of Chloroplastic NAD(P)H Dehydrogenase in Tobacco during Chilling Stress under Low Irradiance // Plant Cell Physiol.- 2004.- V. 45.- № 1.- P. 103-108.

92. Malkin R., Niyogi K. Photosynthesis // Biochemistry & Molecular Biology of Plants. / Edited by R. Jones, Kluwer Academic Publishers, 2000.- P. 413429.

93. Malkin S., Кок B. Fluorescence induction studies in isolated chloroplasts. 1. Number of components involved in the reaction and quantum yields // Biochim. Biophys. Acta.- 1966.- V. 126.- № 3.- P. 413-432.

94. Marre E., Ballarin-Denti A. The proton pump of the plasmalemma and the tonoplast of higher plants // J. Bioenergetics and Biomembranes.- 1985.- V. 17.-№ l.-P. 1-21.

95. Matorin D. N., Venediktov P. S., Gashimov К. M., Rubin A. B. Millisecond delayed fluorescence activated by reduced DPIP in DCMU-treated chloroplasts // Photosynthetica.- 1976.- V. 10.- № 3.- P. 266-273.

96. Meiburg R. F., van Gorkom H. J., van Dorssen R. J. Excitation trapping and charge separation in photosystem II in the presence of an electrical field // Biochim. Biophys. Acta.- 1983.- V. 724.- № 3.- P. 352-358.

97. Meiburg R. F., van Gorkom H. J., van Dorssen R. J. Non-electrogenic charge recombination in photosystem 2 as a source of sub-millisecond luminescence // Biochim. Biophys. Acta.- 1984.- V. 765.- № 3.- P. 295-300.

98. Miller A. J., Sanders D. Depletion of cytosolic free calcium induced by photosynthesis //Nature.- 1987.- V. 326.- P. 397-400.

99. Mills J. D., Mitchel P., Schurman P. Modulation of coupling factor ATPase activity in intact chloroplasts // FEBS Letters.- 1980.- V. 112.- № 2.- P. 175177.

100. Mimura Т., Shimmen Т., Tazawa M. Adenine-nucleotide levels and metabolism-dependent membrane potential in cells of Nitellopsis obtusa Groves // Planta.- 1984.- V. 162.- № 1.- p. 77-82.

101. Mitchell P. Chemiosmotic coupling in an oxidative and photosynthetic phosphorylation // Biol. Rev.- 1966.- V. 41.- № 3.- P. 445-495.

102. Muniz J. J., Pottosin I. I., Sandoval L. Patch-clamp study of vascular plant chloroplasts: Ion channels and photocurrents // J. Bioenerg. Biomembr.-1995.- V. 27.- № 2.- P. 249-258.

103. Neubauer C., Schreiber U. The polyphasic rise of chlorophyll fluorescence upon onset of strong continuous illumination: Saturation characteristics and partial control by the photosystem II acceptor side // Z. Naturforsch.- 1987.-V. 42c.- P. 1246-1254.

104. Neumann J., Jagendorf A. T. Light-induced pH changes related to phosphorylation by chloroplasts // Arch. Biochem. Biophys.- 1964.- V. 107.- № 1.- P. 109-119.

105. Noctor G., Mills J. D. Control of C02 fixation during the induction period. The role of thiol-mediated enzyme activation in the alga Dunaliella // Biochim. Biophys. Acta.- 1987.- V. 984.- № 2.- P. 295-298.

106. Oettmeier W., Soil H. J. Competition between plastoquinone and DCMU at the acceptor side of photosystem 2 // Biochim. Biophys. Acta.- 1983.- V. 724.-№ 1.- P. 287-290.

107. Ohmori M., Gimmler H., Schreiber U., Heber U. Relative insensitivity of photosynthesis to the dissipation of a transthylakoid proton gradient in intact chloroplasts //Physiologie Vegetale.- 1985.- V. 23.- P. 801-812.

108. Ort D. R., Dilley R. A. Photophosphorylation as a function of illumination time. 1. Effects of permeant cations and permeant anions // Biochim. Biophys. Acta.- 1976.- V. 449.- № 1.- P. 95-107.

109. Oxborough K., Lee P., Horton P. Regulation of thylakoid protein phosphorylation by high-energy quenching // Biochim. Biophys. Acta.- 1987.- V. 921.-№2.- P. 211-216.

110. Papageorgiou G. Chlorophyll fluorescence: An intrinsic probe of photosynthesis // Bioenergetics of photosynthesis. / Edited by Govindjee.- N.Y., Academic Press, 1975.- P. 319-371.

111. Peltier G., Ravenel J. Oxygen photoreduction and variable fluorescence during a dark-to-light transition in Chlorella pyrenoidosa // Biochim. Biophys. Acta.- 1987.- V. 894.- №» 3.- P. 543-547.

112. Plamondon В., Gagne S. Studies on electroosmotic effects in glass micro-electrodes // Transactions on Biomedical Engineering.- 1984.- V. 31.- № 7.-P. 512-519.

113. Plieth C., Sattelmacher В., Hansen U.-P. Light-induced cytosolic calcium transients in green plant cells. II. The effect on a K+ channel as studied by a kinetic analysis in Chara corallina // Planta.- 1998.- V. 207.- № 1.- P. 62-59.

114. Popovic Z. D., Kovacs G. J., Vincett P. S., Dutton P. L. Electric field modulation of charge transfer processes in reaction centres of photosynthetic bacteria // Chem. Physics. Lett.- 1985.- V. 116.- № 5.- P. 405-410.

115. Pottosin I. I. Single channel recording in the chloroplast envelope // FEBS Lett.- 1992.- V. 308.- № 1.- P. 87-90.

116. Pottosin I. I., Schonknecht G. Patch clamp study of the voltage-dependent anion channels in the thylakoid membrane // J. Membr. Biol.- 1995.- V. 148.-№ 143-156.-.

117. Rees D. G. Electrostatic influence on energetics of electron transfer reactions // Proc. Nat. Acad. Sci. USA.- 1985.- V. 82.- № 10.- P. 3082-3085.

118. Remis D., Bulychev A. A., Kurella G. A. The electrical and chemical components of the protonmotive force in chloroplast as measured with capillary and pH-sensitive microelectrodes // Biochim. Biophys. Acta.- 1986.- V. 852.-№ 1,- p. 68-73.

119. Remis D., Bulychev A. A., Kurella G. A. Photo-induced pH changes in the vicinity of isolated Peperomia metallica chloroplasts // Journal of Experimental Botany.- 1988.- V. 39.- № 202.- P. 633-640.

120. Remish D., Bulychev A. A., Kurella G. A. Light-induced changes of the electrical potential in chloroplasts associated with the activity of photosystem I and photosystem II // Journal of Experimental Botany.- 1981.- V. 32.-№ 130.- P. 979-987.

121. Renger G., Kayed A. Fluorescence decline as a function of redox potential and actinic light intensity in spinach thylakoids // Biochim. Biophys. Acta.-1987.- V. 894.- № 2.- P. 261-269.

122. Rich P. R. Electron and proton transfers through quinones and cytochrome be complexes // Biochim. Biophys. Acta.- 1984.- V. 768.- № 1.- P. 53-79.

123. Riznichenko G., Lebedeva G., Demin O., Rubin A. Kinetic mechanisms of biological regulation in photosynthetic organisms // Journal of Biological Physics.- 1999.- V. 25.- P. 177-192.

124. Ruban V. R., Horton P. An investigation of the sustained component of non-photochemical quenching of chlorophyll fluorescence in isolated chloroplasts and leaves of spinach // Plant Physiol.- 1995,- V. 108.- P. 721-726.

125. Ruhin В. Т., Chow W. S., Barber J. Experimental and theoretical considerations of mechanisms controlling cation effects on thylakoid membrane stacking and chlorophyll fluorescence // Biochim. Biophys. Acta.- 1981.- V.634.-№ l.-P. 174-190.

126. Rumberg В. Field changes // Photosynthesis I. Photosynthetic electron transport and photophosphorylation. / Edited by A. Trebst, M. Avron.- Berlin, Springer, 1977.- P. 404-415.

127. Samson G., Prasil O., Yaakoubd B. Photochemical and thermal phases of chlorophyll a fluorescence // Photosynthetica.- 1999.- V. 37.- P. 163-182.

128. Satoh K. Mechanism of photoactivation of electron transport in intact Bry-opsis chloroplasts // Plant Physiol.- 1982.- V. 70.- № 5.- P. 1413-1416.

129. Satoh K. Protein-pigments and photosystem 2 reaction center // Photochem. and Photobiol.- 1985.- V. 42.- № 6.- P. 845-853.

130. Satoh K. Fluorescence induction and activity of ferredoxin-NADP+ reductase in Bryopsis chloroplasts // Biochim. Biophys. Acta.- 1981.- V. 638.- № 2.- P. 327-333.

131. Schansker G., Srivastava A., Govindjee, Strasser R. J. Characterization of the 820-nm transmission signal paralleling the chlorophyll a fluorescence rise (OJIP) in pea leaves // Functional Plant Biology.- 2003.- V. 30.- P. 785796.

132. Schlodder В., Witt H. T. Electrochromic absorption changes of a chloroplast suspension induced by an external electric field // FEBS Letters.- 1980.- V. 112.-№ l.-P. 105-113.

133. Schreiber U. ATP-induced increase in chlorophyll fluorescence. Characterization of rapid and slow induction phases // Biochim. Biophys. Acta.- 1984.-V. 767.-№ 1.- P. 70-79.

134. Schreiber U. Comparison of ATP-induced and DCMU-induced increases of chlorophyll fluorescence // Biochim. Biophys.Acta.- 1984.- V. 161.- № 1.-P. 80-86.

135. Schreiber U., Krieger A. Two fundamentally different types of variable chlorophyll fluorescence in vivo // FEBS Letters.- 1996.- V. 397.- P. 131135.

136. Schreiber U., Pfister K. Kinetic analysis of the light-induced chlorophyll fluorescence curve in the presence of DCMU. Dependence of slow-rise component on the degree of chloroplast intactness // Biochim. Biophys. Acta.- 1982.- V. 680.- № i. p. 60-68.

137. Schuurmans J. J., Casey R. P., Kraayenhof R. Transmembrane electrical potential formation in spinach chloroplasts. Investigation using rapidly-responding extrinsic probe // FEBS Letters.- 1978.- V. 94.- № 2.- P. 405409.

138. Shahak Y. Activation and deactivation of H+ ATPase in intact chloroplasts // Plant Physiol.- 1982.- V. 70.- № 1.- P. 87-91.

139. Sokolov Z. N., Matorin D. N., Aksyonov S. I., Bulychev A. A., Venediktov P. S. H20 for D20 substitution on stability and functional activity of photo-synthetic membranes of green plants // Studia biophysica.- 1982.- V. 87.- № 1.- P. 29-30.

140. Strasser R. J., Srivastava A., Govindjee Polyphasic chlorophyll a fluorescence transient in plants and cyanobacteria // Photochem. Photobiol.- 1995.-V. 61.- P. 32-42.

141. Strasser R. J., Srivastava A., Govindjee Polyphasic chlorophyll a fluorescence transient in plants and cyanobacteria // Photochem. Photobiol.- 1995.-V. 61.-№1.-P. 32-42.

142. Svintitskikh V. A., Andrianov V. K., Bulychev A. A. Photoinduced H+ transport between chloroplasts and the cytoplasm in a protoplasmic droplet of Characeae // Journal of Experimental Botany.- 1985.- V. 36.- № 170.- P. 1414-1429.

143. Symons M., Malkin S., Farkas D. Electric-field-induced luminescence emission spectra of photosystem I and photosystem II from chloroplasts // Biochim. Biophys.Acta.- 1987.- V. 894.- № 3. p. 578-582.

144. Trissl H.-W. Theory of fluorescence induction: an introduction 2002.-.

145. Trissl H.-W., Breton J., Deprez J., Leibl W. Primary electrogenic reactions of photosystem II as probed by the light-gradient method // Biochim. Biophys. Acta.- 1987.- V. 983.- № 2.- P. 305-319.

146. Trissl H.-W., Leibl W. Primary charge separation in photosystem II involves two electrogenic steps // FEBS Lett.- 1989.- V. 244.- № 1.- P. 85-88.

147. Van Kooten, Snel J. P. H., Vredenberg W. J. Photosynthetic free energy transduction related to the electric potential changes across the thylakoid membrane // Photosynthesis Research.- 1986.- V. 9.- № 1.- P. 211-227.

148. Vassiliev I. R., Jung Y.-S., Mamedov M. D., Semenov A. Y., Golbeck J. H. Near-IR absorbance changes and electrogenic reactions in the microsecond-to-second time domain in photosystem I // Biophysical Journal.- 1997.- V. 72.- P. 301-315.

149. Venediktov P. S., Goltsev V. N., Shinkarev V. P. The influence of the electric diffusion potential on delayed fluorescence light curves of chloroplaststreated with 3-(3,4-dichlorophenyl)-l,l-dimethylurea // Biochim. Biophys.

150. Acta.- 1980.- V. 593.- № 1.- P. 125-132.

151. Vermaas W. P. J., Govindjee The acceptor side of photosystem 2 in photosynthesis // Photochem. and Photobiol.- 1981.- V. 34.- № 6.- P. 775-793.

152. Vermaas W. P. J., Govindjee Bicarbonate effects on chlorophyll a fluorescence transients in the presence and the absence of diuron // Biochim. Biophys. Acta.- 1982.- V. 680.- № 2.- P. 202-209.

153. Vos M. H., Van Gorkom H. J. Thermodynamics of electron transport in Photosystem I studied by electric field-stimulated charge recombination // Biochim. Biophys. Acta.- 1988.- V. 934.- P. 299-302.

154. Vos M. H., Van Gorkom H. J. Thermodynamical and structural information on photosynthetic systems obtained from electroluminescence kinetics // Biophysical Journal.- 1990.- V. 58.- P. 1547-1555.

155. Vredenberg W. J. Chlorophyll a fluorescence induction and changes in the electrical potential of the cellular membranes of green plant cells // Biochim. Biophys. Acta.- 1970.- V. 223.- № 2.- P. 230-239.

156. Vredenberg W. J. Electrical interactions and gradients between chloroplastcompartments and cytoplasm // The Intact Chloroplast. V. 1. / Edited by J. Barber.- Amsterdam, Elsevier, 1976.- P. 53-88.

157. Vredenberg W. J., Bulychev A. A. Changes in the electrical potential across the thylakoid membranes of illuminated intact chloroplasts in the presence of membrane-modifying agents // Plant Science Letters.- 1976.- V. 7.- P. 101-107.

158. Vredenberg W. J., Bulychev A. A. Photo-electrochemical control of photosystem II chlorophyll fluorescence in vivo // Bioelectrochemistry.- 2002.- V. 57.-№ 1.- P. 123-128.

159. Vredenberg W. J., van Rensen J. J. S., Rodrigues G. C. On the sub-maximal tield and photo-electric stimulation of chlorophyll a fluorescence in single turnover excitations in plasts cells // Bioelectrochemistry.- 2005.- V. 68.- P. 83-90.

160. Witt H. T. Energy conversion in the functional membrane of photosynthesis. Analysis by light pulse and electric pulse methods. The central role of the electric field // Biochim. Biophys. Acta.- 1979.- V. 505.- № 3-4.- P. 355427.

161. Wraight C. A., Crofts A. R. Delayed fluorescence and the high-energy state of chloroplasts // Eur. J. Biochem.- 1971.- V. 19.- № 3.- P. 386-397.

162. Yamagishi A. The concentrations and thermodynamic activities of cations in intact Bryopsis chloroplast // Biochim. Biophys. Acta.- 1981.- V. 637.- № 2.- P. 252-264.

163. Yamagishi A., Satoh K., Katoh S. Fluorescence induction in chloroplasts isolated from green alga Bryopsis maxima. V. pH dependence of PS1-transient // Biochim. Biophys. Acta.-1981.- V. 637.- № 2.- P. 264-271.

164. Беляева H. E. Обобщенная модель первичных процессов фотосинтеза. Дисс.соиск. уч. ст. к. ф.-м. н. М.- 2004,- 166 с.

165. Бойченко В. А., Игнатьев Н. В., Ладыгин В. Г., Климов В. В. Перенос энергии возбуждения в нативных комплексах фотосистемы 2 с участием феофитина // Биофизика.- 1989.- Т. 34.- № 2.- С. 246-250.

166. Болдырев А. А. Биологические мембраны и транспорт ионов,- М.: Изд-воМГУ, 1985.- 208 с.

167. Булычев А. А. Ионный и энергетический обмен в хлоропластах // Итоги науки и техники. Т. 4. Физиология растений.- М., ВИНИТИ. 1980.-С. 126-174.

168. Булычев А. А. Изменения электрического потенциала на фотосинтетической и клеточной мембранах при действии света // Физиология растений.- 1989.- Т. 36.- № 3.- С. 479-486.

169. Булычев А. А., Андрианов В. К., Курелла Г. А. Трансмембранный потенциал клетки и хлоропласта высшего наземного растения // Физиология растений.- 1971.- Т. 18.- № 2.- С. 248-256.

170. Булычев А. А., Андрианов В. К., Курелла Г. А. Участие двух пигментных систем фотосинтеза в генерации фотоэлектрической реакции клеток листьев // Физиология растений.- 1972.- Т. 19.- № 2.- С. 449-451.

171. Булычев А. А., Денеш М. Интерпретация индукционной кривой флуоресценции хлорофилла с учетом потенциалзависимой стадии переноса электронов в фотосистеме 2 // Биофизика.- 1985.- Т. 30.- № 2.- С. 244248.

172. Булычев А. А., Курелла Г. А., Пучкова Т. В. Фотоиндуцированное поглощение феназинметосульфата тилакоидами изолированных хлоропластов // Физиология растений,- 1979.- Т. 26.- № 1.- С. 20-26.

173. Булычев А. А., Курелла Г. А., Туровецкий В. Б. Изменения мембранного потенциала растительной клетки, обусловленные световой активацией АТФазы хлоропластов // Докл. АН СССР.- 1983.- Т. 271.- № 5.- С. 1277-1280.

174. Булычев А. А., Пикуленко М. М. Фотогенерация потенциала действия в клетках Anthoceros и ее связь с нефотохимическим тушением флуоресценции хлорофилла.- Воронеж, 2004, Третий съезд биофизиков России, Тезисы докладов. Т. 2.- С. 402-403.

175. Булычев А. А., Туровецкий В. Б. Влияние трансмембранной разности электрических потенциалов на флуоресценцию хлорофилла в одиночном интактном хлоропласте // Докл. АН СССР.- 1984.- Т. 279.- № 2.- С. 495-498.

176. Бухов Н. Г. Динамическая световая регуляция фотосинтеза // Физиология растений.- 2004.- Т. 51.- № 6.- С. 825-837.

177. Бухов Н. Г., Рахимбердиева М. Г., Карапетян Н. В. Темновая релаксация переменной флуоресценции у листьев гороха // Физиология растений.- 1989.- Т. 36.- № 4.- С. 675-685.

178. Бухов Н. Г., Рахимбердиева М. Г., Карапетян Н. В. О природе медленных переходных явлений переменной и замедленной флуоресценции листьев // Физиология растений.- 1989.- Т. 36.- № 6.- С. 1045-1054.

179. Бухов Н. Г., Карапетян Н. В., Воскресенская Н. П. Различие в индукции флуоресценции листьев ячменя, выращенного на синем или на красном свету // Физиология растений.- 1983.- Т. 30.- № 5.- С. 938-943.

180. Ганаго И. Б., Климов В. В., Красновский А. А. Исследование спектральных и функциональных свойст реакционного центра фотосистемы 2 // Биофизика.- 1985.- Т. 30.- № 5.- С. 811-816.

181. Гнетов А. В., Качалов П., Ноздрачев А. Д. Стеклянный микроэлектрод.-Л.: Наука, 1986.- 103 с.

182. Гольд В. М., Белоног Н. П., Могильная О. А. Особенности организации фотосинтетического аппарата цветков семейства орхидных // Физиология растений.- 1982.- Т. 29.- № 6.- С. 849-853.

183. Грушевицкий И. В., Жилин С. Г. Мхи. Плауны. Хвощи. Папоротники // Жизнь растений. Т. 4. / Под ред. А. А. Федорова,- М.: Просвещение, 1978.-С. 56.

184. Ремиш Д. Изучение кинетики электрического потенциала хлоропласта в связи с функционированием электрон-транспортной цепи. Дисс.канд. биол. наук. М. 1981.- 113 с.

185. Ремиш Д., Булычев А. А. Изменения мембранного потенциала хлоропласта при раздельном функционировании двух фотосистем // Физиология растений.- 1981.- Т. 28.- № 4.- С. 711-717.

186. Ремиш Д., Булычев А. А. Электрические процессы на фотосинтетической мембране при освещении хлоропласта серией коротких вспышек // Докл. АН СССР.- 1981.- Т. 260.- № 1.- С. 224-227.

187. Ремиш Д., Булычев А. А., Соколов 3. Н., Рубин А. Б. Фотогенерация мембранного потенциала в интактных хлоропластах, помещенных всреды с Н20 и D20 // Биохимия.- 1981.- Т. 46.- №11.- С. 2092-2099.

188. Караваев В. А. Теоретическая модель взаимодействия световых и тем-новых процессов фотосинтеза // Физиология растений.- 1988.- Т. 35.- № 2.- С. 234-243.

189. Караваев В. А., Кукушкин А. К., Шагурина Т. JI. Медленная индукция флуоресценции листьев высших растений в различных условиях освещения в процессе роста // Физиология растений.- 1985.- Т. 32.- № 2.- С. 274-281.

190. Караваев В. А., Солнцев М. К., Шагурина Т. JI. Изменения индукции флуоресценции листьев высших растений в присутствии метилвиоло-гена и диурона // Биофизика.- 1985.- Т. 30.- № 4.- С. 661-665.

191. Караваев В. А., Шагурина Т. Л., Кукушкин А. К. Медленная индукция флуоресценции и перераспределение энергии возбуждения между фотосистемами // Физиология растений.- 1987.- Т. 34.- № 2.- С. 221.

192. Карапетян Н. В. Переменная флуоресценция хлорофилла при фотосинтезе // Успехи совр. биол.- 1977.- Т. 83.- № 3.- С. 370-386.

193. Карапетян Н. В., Бухов Н. Г. Переменная флуоресценция хлорофилла как показатель физиологического состояния растений // Физиология растений.- 1986.- Т. 33.- № 5.- С. 1013-1026.

194. Карапетян Н. В., Климов В. В., Ланг Ф., Красновский А. А. Исследование индукции флуоресценции листьев кукурузы в анаэробных условиях // Физиология растений.-1971.- Т. 18.- № 3.- С. 507-517.

195. Клейтон Р. Фотосинтез. Физические механизмы и химические модели.-М.: Мир, 1984.-350 с.

196. Климов В. В., Аллахвердиев С. И., Деметер Ш. Фотовосстановление феофитина в фотосистеме 2 хлоропластов в зависимости от окислительно-восстановительного потенциала среды // Докл. АН СССР.-1979.- Т. 249.- № 1.- С. 227-230.

197. Климов В. В., Карапетян Н. В., Красновский А. А. Действие детергента тритона Х-100 на фотоиндуцированные изменения выхода флуоресценции хлоропласта // Молек. биол.- 1975.- Т. 9.- № 2.- С. 219-225.

198. Климов В. В., Крахмалева И. Н., Шувалов В. А. Зависимость выходафлуоресценции хлоропластов и хроматофоров от состояния реакционных центров // Докл. АН СССР.- 1975.- Т. 221.- № 5. С. 1207-1210.

199. Климов В. В., Ланг Ф., Карапетян Н. В. Индукция флуоресценции в процессе зеленения этиолированных листьев нормальных и мутантных растений кукурузы // Физиология растений.- 1972.- Т. 10.- № 1.- С. 151159.

200. Климов В. В., Шувалов В. А., Крахмалева И. Н. Изменение выхода флуоресценции бактериохлорофилла при фотовосстановлении бакте-риофеофитина в хроматофорах пурпурных серных бактерий // Биохимия.- 1976.- Т. 41.- № 8.- С. 1435-1441.

201. Коваленко И. Б. Прямое многочастичное моделирование циклического транспорта электронов вокруг фотосистемы 1. Дисс.канд. физ.-мат. наук. М. 2004.- 127 с.

202. Крамер У., Крофтс Э. Транспорт электронов и протонов // Фотосинтез. / Под ред. Говинджи.- М.: Мир, 1987.- С. 540-632.

203. Кренделева Т. Е., Тулбу Г. В. Влияние мембраноактивных соединений на энергизованное состояние в условиях раздельного функционирования фотосистемы 1 и фотосистемы 2 хлоропластов гороха // Биофизика.- 1981.- Т. 26.- № 4.- С. 636-641.

204. Курелла Г. А. Электрохимические микрометоды // Методы изучения мембран растительных клеток. / Под ред. В. В. Полевого, Г. Б. Максимова, Н. Ф. Синютиной.- Л.: Изд. ЛГУ, 1986.- С. 78-96.

205. Лебедева Г. В., Беляева Н. Е., Дёмин О. В., Ризниченко Г., Рубин А. Б.

206. Кинетическая модель первичных процессов фотосинтеза в хлоропластах. Описание быстрой фазы индукции флуоресценции хлорофилла при различной интенсивности света. // Биофизика.- 2002.- Т. 47.- № 6.-С. 1044-1058.

207. Лебедева Г. В., Беляева Н. Е., Ризниченко Г., Рубин А. Б., Демин О. В. Кинетическая модель фотосистемы II высших растений // Журнал физ. химии.- 2000.- Т. 74.- № 10.- С. 1874-1883.

208. Маторин Д. Н., Венедиктов П. С., Рубин А. Б. Замедленная флуоресценция и ее использование для оценки состояния растительного организма // Изв. АН СССР, сер. биол.- 1985.- Т. 4.- С. 508-520.

209. Мейер К. И. Морфология и систематика высших растений. Ч. 1. Архе-гониальные растения.- М.: Советская наука, 1947.- С. 57-63.

210. Николе Д. Биоэнергетика. Введение в хемиосмотическую теорию.- М.: Мир, 1985.- 190 с.

211. Ниязова М. М., Булычев А. А. Обратимое снижение выхода флуоресценции хлорофилла а при генерации потенциала действия в клетках мха Anthoceros II Биофизика.- 1989.- Т. 34.- № 2.- С. 272-274.

212. Нокс П. П., Кононенко А. А., Рубин А. Б. Влияние дейтерирования на кинетику фотоиндуцированного переноса электрона в реакционных центрах пурпурных бактерий // Биофизика.- 1980.- Т. 25.- № 2,- С. 239241.

213. Парсон В. В., Ке Б. Первичные фотохимические реакции // Фотосинтез. Т. 1. / Под ред. Говинджи.- М.: Мир, 1987.- С. 472-539.

214. Первис Р. Микроэлектродные методы внутриклеточной регистрации и ионофореза.- М.: Мир, 1983.- 208 с.

215. Свинтицких В. А. Фотоэлектрические явления на мембране капли протоплазмы, изолированной из клетки. Дисс.канд. биол. наук. М. 1984.161 с.

216. Семенов А., Чаморовский С. К., Мамедов М. Д. Электрогенные реакции в комплексах фотосистемы 1 // Биофизика.- 2004.- Т. 49.- № 2.- С. 227-238.

217. Смуров А. В. Экологическая диагностика качества среды обитания на примере наземных сообществ района Южно-Уральского радиоктивно-го следа и донных сообществ залива Нячанг Южно-Китайского моря. Дисс. на соиск. уч. ст. д.б.н. 2003.- 51 с.

218. Рубин А. Б. Биофизика. Кн. 2. Биофизика клеточных процессов.- М.: Высшая школа, 1987.- 303 с.

219. Рубин А. Б. Биофизика.- Москва, Книжный дом "Университет", 2000.

220. Рубин А. Б. Биофизика фотосинтеза и методы экологического мониторинга // Технологии живых систем.- 2005.- Т. 2.- № 1-2.- С. 47-67.

221. Рубин А. Б., Кренделева Т. Е. Регуляция первичных процессов фотосинтеза // Успехи биологической химии.- 2003.- Т. 43.- № 1.- С. 225266.

222. Шагурина Т. Л. Спектроскопические исследования действия гербицидов и антиоксидантов на световые стадии фотосинтеза. Дисс.канд. физ.-мат. наук. М. 1985.- 170 с.

223. Юнге В., Джексон Д. Формирование разности электрохимических потенциалов // Фотосинтез. Т. 2. / Под ред. Говинджи.- М.: Мир, 1987.- С. 65-135.т

Информация о работе

Пикуленко, Марина Маиловна
кандидата биологических наук
Москва, 2005
ВАК 03.00.02

Диссертация

Фотоиндуцированная генерация электрических потенциалов в мембранах растительной клетки - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы