Структура и эволюция геномов полиплоидных пшениц и их дикорастущих сородичей: исследование с использованием макро- и микросателлитов

Салина, Елена Артемовна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Структура и эволюция геномов полиплоидных пшениц и их дикорастущих сородичей: исследование с использованием макро- и микросателлитов
ВАК РФ 03.00.15, Генетика

Автореферат диссертации по теме "Структура и эволюция геномов полиплоидных пшениц и их дикорастущих сородичей: исследование с использованием макро- и микросателлитов"

на правах рукописи

САЛИНА ЕЛЕНА АРТЕМОВНА

«СТРУКТУРА И ЭВОЛЮЦИЯ ГЕНОМОВ ПОЛИПЛОИДНЫХ ПШЕНИЦ И ИХ ДИКОРАСТУЩИХ СОРОДИЧЕЙ: ИССЛЕДОВАНИЕ С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ МАКРО- И МИКРОСАТЕЛЛИТОВ»

(03.00.15 - генетика)

Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

Новосибирск 2006

Работа выполнена в лаборатории молекулярной генетики злаков Института цитологии и генетики СО РАН, г. Новосибирск

НАУЧНЫЙ КОНСУЛЬТАНТ:

ОФИЦИАЛЬНЫЕ ОППОНЕНТЫ:

ВЕДУЩЕЕ УЧРЕЖДЕНИЕ:

академик РАН

Шумный Владимир Константинович Институт цитологии и генетики СО РАН, г. Новосибирск

доктор биологических наук Дорогина Ольга Викторовна Центральный сибирский ботанический сад, г. Новосибирск

доктор биологических наук Колесников Николай Николаевич Институт цитологии и генетики СО РАН, г. Новосибирск

доктор биологических наук, профессор Пухальский Виталий Анатольевич Институт общей генетики им. Н.И.Вавилова РАН, г. Москва

Институт молекулярной биологии им. В .А. Энгельгардта РАН, г. Москва

Защита диссертации состоится «/w » _ 2006 г. на

утреннем заседании диссертационного совета по защите диссертаций на соискание ученой степени доктора биологических наук (Д-003.011.01) в Институте цитологии и генетики СО РАН в конференц-зале Института по адресу:

630090, г. Новосиьирск-ЭО, проспект академика Лаврентьева 10, факс: (383) 333-12-78, e-mail: dissov@bionet.nsc.ru

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института цитологии и генетики СО РАН.

Автореферат разослан «

а » _2006 г.

Ученый секретарь Л

диссертационного совета ——"Г^-----

доктор биологических наук А.Д.Груздев

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Интерес к изучению генома культурных злаков в первую очередь связан с тем, что данные виды являются важнейшими сельскохозяйственными культурами. Как генетический объект пшеница (род Triticum) занимает особое положение среди злаков, и это обусловлено как различным уровнем плоидности пшениц, так и их широкой адаптацией в различных зколого-географических регионах мира. Многочисленные исследования по происхождению полиплоидных пшениц обеспечивают возможность сравнительного анализа геномов полиплоидных видов пшениц и их предполагаемых доноров, позволяют моделировать процессы эволюции.

Род Triticum включает в себя диплоидные, тетраплоидные и гексаплоидные виды с базовым числом хромосом кратным 7 (х = 7). Хлебная (мягкая) пшеница Triticum aestivum L. (2п = 42) является естественным аллополиплоидом с геномной формулой BBAADD (Feldman, 2001), в образовании которого принимали участие диплоидные виды Triticum и Aegilops. Triticum urartu Thum, является донором генома А, геном D ведет свое происхождение от Aegilops tauschii Coss., а наиболее вероятным донором генома В из пяти видов Aegilops секции Sitopsis язляется Ае. speltoides Tausch. Сире (Sears, 1954, 1966) показал, что хромосомы трех геномов мягкой пшеницы можно разбить на семь гомеологических групп, внутри которых одна хромосома в экстра- (тетра-) дозе компенсирует нарушения, обусловленные отсутствием другой. Способность гомеологичных хроКлосом служить буфером при потере хромосом или их фрагментов привело к созданию коллекций анеуплоидных и делеционных линий, что способствовало интенсивному развитию генетических и молекулярных работ по анализу генома пшеницы. Изучение генома пшениц проводилось также с использованием анализа мейотической конъюгации хромосом межвидовых гибридов, кариотипированием хромосом методами дифференциальной окраски и методами гибридизации in situ. Определенный вклад в развитие современных представлений о структуре генома пшеницы и ее сородичей внесли работы по сравнительному генетическому картированию хромосом. В начале 90-х годов в этом направлении исследований стали применять молекулярные маркеры. По последним данным на хромосомные карты пшеницы нанесено более 11 500 генов/маркеров (http://wheat.pw.usda.qov/). В то же время хромосомы ряда видов Triticum, имеющих важное значение как для изучения эволюции аллополиплоидных пшениц, так для их использования в качестве доноров хозяйственно ценных признаков, еще не картированы. Так, не построены молекулярно-генетические карты хромосом видов группы Timopheevi (Т. timopheevii Zhuk., Т. miiitinae Zhuk. et. Migusch., Г. araraticum Jakubz., геномная формула GGAW), представляющих одну их двух эволюционных линий рода Triticum.

Геном гексаплоидной пшеницы содержит около 17,3 * 109 пн ДНК, из которых 80% приходится на повторяющиеся последовательности (Smith, Flavell, 1975; Bennett, Leitch, 1995). Отдельные копии повторяющихся последовательностей могут иметь дисперсную локализацию в геноме, а могут кластеризоваться в протяженные тяжи тандемных повторов. К тандемным повторам относятся как микросателлиты (simple sequence repeats - SSR, длина мономера не превышает 6 пн), так и макросателлиты (или сателлитная ДНК, наиболее распространенная длина мономера в геноме злаков - от 150 до 400 пн). Варьирование числа мономеров в кластере тандемных повторов и высокий уровень дивергенции первичной структуры последовательностей ДНК

лежит в основе использования тандемных повторов в качестве высокополиморфных генетических маркеров. У трибы Triticeae, в состав которой входят виды из родов Triticum и Aegilops, наиболее изучена повторяющаяся ДНК рода Seeale (рожь). Кроме того, детально охарактеризованы тандемные повторы, локализующиеся преимущественно в субтеломерных и интеркалярных районах Ае. taushii и генома D Т. aestivum (Bebrook et а!., 1980; Rayburn, Gill, 1986; Vershinin et al., 1994, 1995). Структура и эволюция тандемных повторов других геномов аллополиплоидных пшениц и их диплоидных предшественников изучена недостаточно.

Полиплоидные серии видов Triticum, а также диплоидные виды Triticum и Aegilops, участвовавшие з их образовании, являются удобной моделью для анализа реорганизации структуры генома в процессе эволюции. Использование различных молекулярно-генетических и цитологических подходов позволило детально охарактеризовать хромосомные перестройки, произошедшие в процессе эволюции пшениц группы Emmer (тетраплоидов Т. dicoccoidos Koern., Т. dicoccum Schrank, Т. durum Desf. с геномной формулой ВВАА и гексаплоидной пшеницы Г. aestivum). Настоящая работа направлена на изучение структуры и эволюции геномов пшениц группы Timopheevi (Г. timopheevii и Т. militinae, геномная формула GGA'A1) и видов Aegiiops секции Sitopsis — предшественников геномов В и G полиплоидных пшениц. Данное исследование будет способствовать более глубокому пониманию процессов геномной дивергенции, связанных с видообразованием диплоидных и аллополиплоидных форм злаков.

1. Характеристика макросателлитных последовательностей ДНК Ае. speltoides. Изучение особенностей распределения выделенных повторов Speltl и Spelt52 в кариотипах видов Aegilops секции Sitopsis. Анализ популяционного полиморфизма последовательностей Speltl и Spelt52 у диплоидных видов Aegilops и Triticum.

2. Изучение динамики эволюционных преобразований семейств повторов Speitl и Spelt52, локализованных в субтеломерных районах хромосом, в процессе дивергенции видов секции Sitopsis.

3. Изучение распространенности и структурной организации субтеломерных тандемных повторов Speltl и Spelt52 у тетраплоидных и гексаплоидных видов Triticum. Анализ реорганизации данных семейств повторов в геномах экспериментально полученных полиплоидов Triticum-Aegilops на ранних стадиях образования амфиплоидного ядра.

4. Идентификация микросателлитных локусов мягкой пшеницы Т. aestivum в геноме Т. timopheevii. Оценка внутри- и межвидового полиморфизма по длине микросателлитных локусов у Т. aestivum и Т. timopheevii. Изучение уровня дивергенции последовательностей ДНК в районах, прилегающих к микросателлитному мотиву в процессе эволюции трибы Triticeae.

5. Анализ уровня изменчивости длины микросателлитов в зависимости от их структуры. Изучение воздействия стрессовых факторов в процессе отдаленной гибридизации и при культивировании in vitro на длину микросателлитов.

6. Использование SSR (микросателлитных) маркеров для построения молекулярно-генетических карт хромосом геномов G и А' Г. timopheevii и их сравнение с аналогичными картами хромосом геномов В и А полиплоидных пшениц. Изучение причин и времени возникновения нарушения коллинеарности (порядка расположения) маркеров на хромосомах в процессе эволюции рода Triticum.

7. Изучение эффективности использования микросателлитов для маркирования генов, для контроля и ускорения процессов создания новых генотипов злаков с необходимым комплексом признаков и для паспортизации сортов мягкой пшеницы.

Научная новизна работы. При выполнении настоящей работы получен ряд новых приоритетных результатов.

Выделено и изучено новое семейство тандемных повторов Triticeae -Speltl, составляющее до 2% генома Ае. speltoides, и детально охарактеризовано семейство Spe!t52, специфичное для геномов Ае. speltoides, Ае. longissima и Ае. sharonensis. Показано, что эволюция видов Aegilops секции Siiopsis сопровождалась изменениями в структурной организации, числе копий и локализации семейств повторов Speltl и Spe!t52 в дистальных районах хромосом. Впервые на экспериментально полученных аллополиплоидах выявлено, что повторы Speltl имеют тенденцию к элиминации, a Spelt52 - к амплификации на ранних стадиях образования полиплоидов. Показано, что различия в распределении макросателлитов у естественных аллополиплоидов связаны как с исходным распределением Speltl и Spelt52 у предковых диплоидных форм, так и с реорганизацией данных повторов на стадии образования полиплоидов и в ходе последующей эволюции.

Впервые проведена оценка амплификации 743 микросателлитных маркеров Т. aestivum в геноме Т. timopheevii. Выявлено, что более 60% микросателлитных локусов мягкой пшеницы Т. aestivum присутствуют в геноме Т. timopheevii. Показано, что микрссателлитные локусы, содержащие повтор CT(GA), имеют более высокий уровень изменчивости в геноме Т. timopheevii по сравнению с локусами, содержащими повтор CA(GT), а степень повторяемости динуклеотида, по-видимому, не влияет на полиморфизм локуса.

Использование микросателлитных маркеров позволило впервые построить молекулярно-генетические карты хромосом геномов G и А4 и сравнить их с аналогичными картами хромосом геномов В и А, соответственно. Показано, что образование и эволюция аллополиплоидных видов сопровождалась транслокациями, инверсиями и другими событиями, приводящими к изменению порядка расположения маркеров на хромосомах. Реорганизация хромосом происходила как при дивергенции диплоидных предшественников, так и при образовании тетраплоидных форм и их последующей эволюции. Практическая ценность работы. Создан банк данных, включающий информацию по составу и длине микросателлитных локусов пшеницы: 1) для сорта Саратовская 29 (321 локус) и для трех тестерных линий мягкой пшеницы - Чайниз Спринг (Chinese Spring; 692 локуса), Опата 85 (Opata 85; 635 локусов) и Синтетик W7984 (Synthetic W7984; 488 локусов); 2) для четырех образцов Т. timopheevii (743 локуса).

Показано, что микросателлиты являются идеальными маркерами для картирования генов и геномов, для контроля и ускорения процессов создания новых генотипов злаков с необходимым комплексом признаков, для паспортизации сортов.

Разработан образец геномного микросателлитного (SSR) паспорта для сортов мягкой пшеницы.

Основные положения диссертации, выносимые на защиту:

1. Семейства субтеломерных макросателлитов (Speltl и Spe!t52) возникают в процессе дивергенции диплоидных видов независимо друг от друга и при образовании одной или нескольких таксономических групп. Различия в распределении повторов Speltl и Spelt52 в аллополиплоидном геноме связаны как с распределением их у исходных предковых диплоидных форм, так и с реорганизацией тандемных повторов на стадии образования полиплоидов и в ходе последующей эволюции.

2. T. aestivum (геномная формула B8AADD) и T. timopheevii (GGAfAf) имеют общие SSR-локусы. Дивергенция ДНК в районах, прилегающих к микросателлитам, находится в прямой зависимости от времени расхождения диплоидных предшественников данных видов. Уровень полиморфизма SSR-локуса зависит от нуклеотидного состава микросателлитного повтора.

3. Порядок расположения (коллинеарность) маркеров на хромосомах сохраняется в гомеологичных геномах (G и В, А и А1) за исключением районов хромосом, вовлеченных в транслокации и инверсии у диплоидов и тетраплоидов.

4. Микросателлиты являются эффективными маркерами для картирования генов, для контроля и ускорения процессов создания новых генотипов злаков с необходимым комплексом признаков и для паспортизации сортов.

Апробация работы. Результаты исследования докладывались на 29 международных, всесоюзных и всероссийских съездах, симпозиумах, конгрессах, совещаниях и семинарах, в том числе на 3-й, 4-й и 6-й Исследовательских конференциях Гатерслебена (Мейсдорф-Гатерслебен, Германия, 1996, 1999, 2000); 5-й и 6-й Международных конференциях по пшенице (Анкара, Турция, 1996; Бухарест, Венгрия, 2000); 9-ом Международном симпозиуме по генетике пшеницы (Саскатун, Канада, 1998); 4-ом Съезде Общества физиологов растений России (Москва, 1999); 4-ом Международном симпозиуме по Triticeae (Кордова, Испания, 2001); 10-й, 11-й, 12-й, 13-й EWAC Конференциях Европейского общества по анеуплоидам пшеницы (Витербо, Италия, 1997; Новосибирск, Россия, 2000; Нсрвич, Англия, 2002; Прага, Чехия, 2005); 1-й и 3-й Конференциях по геномике растений (Берлин, Германия, 2002; Лион, Франция, 2004); Международной конференции по полиплоидии (Лондон, Великобритания, 2003); Третьем съезде ВОГиС (Москва, 2004). Публикации. Материал диссертации опубликован в 39 статьях в ведущих международных (15), отечественных (16) научных журналах и в реферируемых сборниках международных конференций (8).

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов, обсуждения, заключения, выводов, списка литературы и приложения. Материал диссертации изложен на 331 странице, включая 51 рисунок и 36 таблиц. Список литературы содержит 516 работ.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ Растительный материал. Виды Aegilops и Triticum, используемые для изучения популяционного полиморфизма повторов Speltl и Spelt52 были любезно предоставлены д. б. н. Н.П. Гончаровым (ИЦиГ СО РАН, Новосибирск). Изучено 86 образцов диплоидных видов Ае. speltoides, Ае. longissima,

Ae. sharonensis, Ае. bicornis, Ае. searsii, As. heldrechii, Ae. caudata, Ae. uniaristata, Ae. tauschii, T. boeoticum, Т. monococcum, T. urartu; 91 образец тетраплоидных видов Т. timopheevii, Т. militinae, Т. araraticum, Т. turanicum, Т. carthlicum, Т. polonicum, Т. aethiopicum, Т. dicoccoides, Т. dicoccum, Т. turgidum, Т. durum; 109 образцов гексаплоидных видов Т. compactem, Т. sphaerococcum, Т. spelta, Т. petropavlovskyi, Т. aestivum. Из диплоидных видов основное внимание работы было сосредоточено на видах Aegilops секции Sitopsis: Ае. speltoides, Ае. longissima, Ае. sharonensis, Ае. bicomis и Ае. searsii. Обозначение видов пшениц дано по Дорофееву с сотр. (1979), геномные формулы приведены по Фельдману (Feldman, 2001). Видовое название Aegilops и их геномные формулы даны по ван Слагерену (van Slageren, 1994).

Таблица 1. Аллополиплоиды и их родительские формы

Аллополиплоиды (геномный состав, уровень плоидности), поколение Родительские растения (образец, геномный состав)

Материнское Отцовское

CS-TS01 (BADS, 8х), S^j Т. aestivum' (CS, BAD) Ae. speltoides (TS01, S)

TS42-CS (SBAD, 8х), S, Ае. speitoides (TS42, S) T. aestivum'(CS, BAD)

T386-TD01 (SC, 4х), S, Ae. speltoides (TS86, S) Ae caudata (TD01, C)

TMB02-TS86 (AmS, 4х), Si T. monococcume (TMB02, Am) Ae. speltoides (TS86, S)

LDN-TS01 (BAS, 6х), Si T. durumc (LDU, BA) Ae. speltoides (TS01, S)

CS-TL01 (BADS', 8х), S,-S2 T. aestivum\CS, BAD) Ae. longissima (tL01, S1)

MutCS-TL01 (BADS', 8x), S,-S2 T. aestivum\CSphlb, BAD) Ae. longissima (TL01, S1)

CS-TL02 (BADS', 8x), S, T. aestivum'(CS, BAD) Ae. longissima (TL02, S1)

TH02-TMBG2 (S'Am, 4x), S, Ae. sharonensis (TH02, S') T. boeoticum (TMB02, Am)

Capp.-TH01 (BAS1, 6x), Si-Sa T. durum" (Capp, BA) Ae. sharonensis (TH01, S')

THC1-TU04 (S'U, 4x), S, Ae. sharonensis (TH01, S') Ae. umbeilulata (TU04, U)

TL05-TMU06 (S'AU, 4x) S2 Ae. longissima (TL05, S1) T. urartu (TMUOS, Au)

Т. aestivum cv. Chinese Spring (CS); "Т. aestivum cv. CS высоко-рекомбинационный мутант с депецией Ph1 гена {ph1b)\cT. durum cv. Langdon; "Т. durum cv. Cappelli

Экспериментально полученные аллополиплоиды Triticum-Aegilops и их родительские формы (табл. 1), а также ряд образцов видов Aegilops секции Sitopsis были любезно предоставлены проф. М. Фельдманом (М. Feldman, Вейсмановский институт науки, Израиль). Аллополиплоиды были получены путем колхицинирования гибридов Fi (стадия So). Семена, полученные от самоопыления растений So, т.е. после мейоза, и растения, выращенные из этих семян, обозначены как Si и S2.

В работе использовали ячменно-пшеничные Fi-гибриды Н. vulgare х Т. aestivum (2п = 28, геномная формула HABD) комбинаций сортов Неполегающий * Саратовская 29 (Н * С29) и Неполегающий * Пиротрикс 28 (Н х П28), а также растения первого беккросса (ВС1) Н х С29 х С29 и Н х С29 х П28 (2п = 49, геномная формула HAABBDD). Гибридный материал был любезно предоставлен проф. Л.А. Першиной (ИЦиГ СО РАН, Новосибирск).

Андрогенные регенеранты (Ro) и их потомство (Ri) были получены при культивировании пыльников сорта Саратовская 29 (С29) и пяти различных пшенично-ржаных замещенных линий (2л=42), у которых отдельные пары хромосом гексаплоидной пшеницы сорта С29 были замещены гомеологичными парами хромосом ржи (S. cereale L., геномная формула RR, 2л=14). Данные

растения были любезно предоставлены к.б.н. Добровольской О.Б. и проф. Першиной Л.А. (ИЦиГ, Новосибирск).

Скрещивание индуцированных сферококкоидных мутантных линий мягкой пшеницы (Г. aestivum) МС 3287 (генотип S1/S1), МС 1453 (генотип S3/S3) и МСК 2454 (генотип S2/S2) с сортом Новосибирская 67 (несферококкоидный тип) было выполнено к.б.н. Л.И. Лайковой (ИЦиГ СО РАН, Новосибирск). SSR-картирование S1 и S3 генов проводилось на 72 растениях, a S2 - на 96 растениях поколения F2.

Двенадцать растений из первого (BCi) и восемь из третьего беккросса (ВСз) от скрещивания замещенных линий Саратовская 29/Мироновская 808 5А и Диамант/Мироновская 808 5А с сортом озимой пшеницы Безостая 1 (Бз1) были любезно предоставлены для анализа к.б.н. Т.Т. Ефремовой. На каэадом этапе беккросирования с Бз1 в скрещивание включали яровые растения, выбранные случайным образом.

Семена Рг-поколения от скрещивания Г. timopheevii var. timopheevii х T. timopheevii var. typica и T. timopheevii K-38555 * T. militinae были получены к.б.н. T.T. Ефремовой. В SSR-анализ были взяты по 74 растения из каждой популяции F2.

ДНК-маркеры. В работе были использованы зонды Speltl и Spelt52, полученные в ходе данного исследования, а также последовательность pSc119.2, изолированная из генома Secale cereale (Mclntyre et al., 1990).

Для проведения полимеразной цепной реакции (ПЦР) были разработаны 123 праймера к случайно амплифицирующейся полиморфной ДНК (random amplified polymorphic DNA - RAPD) (синтезированные в ИЦиГ СО РАН) и 20 праймеров к субтеломерным последовательностям злаков (Life Tech Со, Япония). Праймеры к 743 SSR-маркерам Xgwm (Roeder et al., 1998, неопубликованные данные), Xgdm (Pestsova et al., 2000), Xwmc (Gupta et al., 2002), Xbarv (http://www.scabusa.org/ research_ bio.html) и Taglgap, Taglut (Devos et al., 1995b) были любезно предоставлены др. M. Родер (M. Roeder, Институт генетики и селекции растений, Гатерслебен, Германия).

Методы анализа. Выделение геномной ДНК осуществляли экспресс-методом (Plaschke et al., 1996) или методом с протеиназой К (Дрейпер и др., 1991). Плазмидную ДНК выделяли методом щелочного лизиса (Maniatis et al., 1982).

Для выделения нового семейства макросателлитов Speltl суммарная ДНК Ае. speitoides var. ligustica была гидролизована эндонуклеазой рестрикции Hpaîl. Фрагменты ДНК длиной более 15 тпн были выделены, подвергнуты гидролизу TaqI и встроены по С/а1-сайту в плазмиду pBluescript II SK+. Бактериальную трансформацию проводили по стандартной методике (Maniatis et al., 1982). Скрининг клонов проводили с помощью дот-гибридизации колоний на нитроцеллюлозных фильтрах (Grunstein, Hogness, 1975). Определение нуклеотидной последовательности клонированных фрагментов проводилось по методу Сэнгера (Sanger et al., 1977). Поиск сходства секвенированных нуклеотидных последовательностей с последовательностями, депонированными в банках данных GenBank, EMBL и DDBJ, осуществлялся при помощи программы BLASTN (Altchul et al., 1990). Последовательность Spe!t52 была клонирована из геномной ДНК Ае. speitoides (k-389/1) с использование пары праймеров, специфичных для внутреннего повтора последовательности pAesKB52 (Anamthawat-Jonsson, Heslop-Harrison, 1993). Для гибридизационных экспериментов проводили мечение ДНК-зондов с использованием модифицированных дезоксинуклеозидтрифосфатов (а32Р-дНТФ, биотин-16-

дАТФ, дигоксигенин-11-дУТФ и др.) с помощью реакции ник-трансляции (Rigby et al., 1997) или методом случайных праймеров (Feinberg, Vogelstein 1983).

Копийность и структурную организацию повторов Speitl и Spelt52 в геномах диплоидных, полиплоидных видов и экспериментально полученных аллополиплоидов определяли методами дот-гибридизации (Kafatos et al., 1979), 'squash'-дот-гибридизации (Hutchinson et al., 1985) и гибридизации по Саузерну (Maniatis et al., 1982).

Распределение макросателлитов на хромосомах изучали методом FISH (флуоресцентная in situ гибридизация) в соответствии с ранее опубликованной методикой (Leitch et al., 1994). Препараты анализировали с помощью микроскопа Axioskop 2 Plus (Zeiss, Германия).

Идиограммы хромосом Ае. speltoides, Ае. longissima и Ае. sharonensis, содержащие информацию о локализации повторов Speitl и Spelt52, были построены по результатам FISH-анализа с двумя комбинациями проб: 1)pSc119.2 + Speit52 (для идентификации хромосом, содержащих Spe!t52 сигнал) и 2) Speitl + Spe!t52 (для локализации Speitl и Spelt52 относительно друг друга). Идентификация хромосом, согласно стандартной генетической номенклатуре (Badaeva et al., 19Э6а) по данным гибридизации с зондом pSc119.2, была проведена др. Е.Д. Бадаевой (Институт молекулярной биологии, Москва).

RAPD-анализ образцов Aegilops и Triiicum с использованием 18 праймеров, выявляющих максимальное число полиморфных фрагментов, проводили как описано ранее (Williams et al., 1990). ПЦР-продукты разделяли электрофорезом в 2% агарозном геле. Образцы Triticum и,Aegilops были охарактеризованы на основании присутствия (1) или отсутствия (0) RAPD-фрагментов. Определение генетического расстояния по Нею (Nei, Li, 1979) проводили с использованием пакета программ PHYLIP (Feisenstein, 1989). Построение дендрограмм проводили по методу ближайших соседей (neighbor-joining) с использованием пакета программ MEGA v. 2.1 (Kumar et al., 2001). Для оценки достоверности построенных деревьев проводили бутстреп (bootstrap) анализ для 100 повторностей (Feisenstein, 1989).

Микросателлитный (SSR) анализ проводили согласно методике Родер с соавторами (Roeder et al., 1998). Фрагменты ДНК анализировали на автоматическом лазерном флуоресцентном секвенаторе (ALF, Pharmacia) в 6% денатурирующих гелях (0.35 мм толщиной). Размер фрагментов ДНК определяли относительно стандартных образцов ДНК известной длины.

Построение молекулярно-генетических карт проводилось с помощью компьютерной программы MAPMAKER 2.0 (Lander et al., 1987). Данные фенотипического и молекулярного анализа популяций F2 вводились в программу (согласно требованиям) в виде обозначений А (генотип родителя-1), В (генотип родителя-2), H (гетерозигота), D (А или Н), С (В или Н). Соответствие наблюдаемого в популяциях расщепления теоретически ожидаемому (3 : 1 или 1:2:1) определяли с помощью метода %2.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Общая характеристика семейств макросателлитов Ае. speltoides

Семейство повторов Speitl. Ае. speltoides, донор В и G геномов полиплоидных пшениц, имеет крупные блоки теломерного гетерохроматина. До настоящего момента была клонирована только одна тандемно организованная последовательность pAesKB52, которая локализуется в субтеломерных районах хромосом. Однако данное семейство повторов полностью не

охватывает все районы теломерного гетерохроматина. В связи с этим, нами была предпринята попытка клонирования нового тандемного семейства повторов, ассоциированного с теломерным гетерохроматином.

Среди клонированных последовательностей ДНК (см. «Материалы и методы») были выбраны четыре последовательности, дающие сильный гибридизационный сигнал с ДНК Ае. speltoides, которые были обозначены как Spelt1.1, Speltl .4, Spe!t1.10 и Spelt1.15. Саузерн-гибридизация и анализ первичной структуры показал, что все четыре клонированные последовательности

практически идентичны друг другу (гомология 98-100%) и являются членами одного нового семейства тандемных повторов злаков с длиной мономерной единицы около 170 пн. Мы обозначили данное семейство Speltl.

In situ гибридизация последовательности Speltl на хромосомы' Ае. speltoides (К-389) показала, что данное семейство повторов локализуется в районах теломерного гетерохроматина и присутствует практически на всех хромосомах данного образца Ае. speltoides (рис. 1).

Для изучения количественного содержания Speltl повторов в геномах диплоидных видов были использованы методы дот- и 'squash'-дот-гибридизации. Дот-гибридизация была проведена для 22 образцов злаков, входящих в состав 13 видов: 7. топососсит, Т. urartu, секция Sitopsis (Ае. speltoides, Ае. longissima, Ае. sharonensis, Ае. searsii, Ае. bicomis), Ае. tauschii, Ае. mutica, Ае. caudata и Ае. cylindrica, ячмень (Н. vulgare) и рожь (S. cereale). Наиболее детально была изучена секция Sitopsis. Большинство изученных образцов Ае. speltoides содержит 1,5-3,0x105 копий последовательности Speltl на гаплоидный геном за исключением образца TS01, у которого копийность составляет 4,0-8,0 х 105. По сравнению с Ае. speltoides число копий Speltl уменьшается у Т. топососсит в 400 раз, а у остальных исследованных видов в 1200-2400 раз или не определяется методами гибридизации. Существенные различия по числу копий между Ае. speltoides и другими изученными диплоидными видами указывают на высокую специфичность Speltl повторов для генома Ае. speltoides. Белее детальный анализ содержания повтора Speltl у 86 образцов диплоидных пшениц и эгилолсов (Ае. speltoides - 39 образцов, Т. топососсит - 5, Т. boeoticum - 4, Т. urartu - 4, Ае. tauschii - 10, Ае. bicomis - 3, Ае. searsii - 4, Ае. longissima - 5, Ае. sharonensis - 4, Ае. heldrechii - 4, Ае. caudata - 1, Ае. uniaristata — 3) методом 'squash'-дот-гибридизации (рис. 2) подтвердил полученные ранее результаты о специфичности семейства повторов Speltl для генома Ае. speltoides.

Саузерн-гибридизация образцов Ае. speltoides (К-389/1, К-21, TS01, TS05 и TS42), Ае. longissima (ТЮЗ, TL04, TL05 и TL09) и Ае. sharonensis (ТН01 и ТН02), обработанных эндонуклеазами рестрикции Rsa\, Тад\ и НаеIII, выявила одинаковую тандемную организацию с повторяющейся единицей около 170180 пн для всех образцов Ае. speltoides (рис.3). Отсутствие фрагментов

л«.«

Рис. 1. Гибридизация in situ зонда Speltl на хромосомы Ае. speltoides (К-389/1)

гибридизации 8реК1 с ДНК Ае. /опд^'та и Ае. зЬагопепэ!^ в данных экспериментальных условиях указывает на возможность использования ЗреИ1 в качестве видоспецифичного маркера для Ае. вреЯо/'с/ез.

12 3 4

п.н.

Рис.2. Гибридизация Speltl с раздавленными корешками различных видов злаков ('squash'-дот): 1, !1 - Ае. speltoides, Iii - Т. топососсит IV - Т. urartu, V - Т. boeoticum, VI - Ае. longissima.

Рис. 3. Саузерн-гибридизация Speltl с ДНК Aegilops, обработанной НаеIII: 1 и 2 -Ав. speltoides, К-389/1 и TS01; 3 - Ае. longissima, TL05; 4-Ав. sh3nonensis, ТН01.

При проведении ПЦР с использованием пары праймеров Эр1К и БрИ., специфичных к последовательности БреМ, были получены фрагменты ДНК не только у Ае. эреНоШез, но и у остальных 4 четырех видов секции ЭНорыз, у которых данный повтор не выявляется методами гибридизации (рис. 2, 3).

Клонирование девяти ПЦР-фрагментов пяти видов секции ЭНорз/э и их секвенирование не выявило различий в первичной структуре последовательностей вреМ, несмотря на существенные количественные различия: от 105 у Ае. 8реНо1с1ез до «следовых» количеств, не выявляемых методами гибридизации, у остальных видов (табл. 2). Мономеры внутри последовательностей Ае07, Ае26, Ае27 длиной 498 пн практически идентичны (табл. 2). Длина мономера семейства тандемных повторов ЗреК1 составляет 178 пн.

Таблица 2. Гомология последовательностей ДНК БреМ, изолированных из генома различных видов секции Эйсрвю.

Виды Последовательность ДНК Длина п.н. Гомология

Между мономерами (178 пн) с Ае07

Ае. speltoides, К-389/1 Ае07 498 98%

Ае. speltoides, К-389/1 Ае26 498 98% 98%

Ае. speltoides, К-389/1 Ае27 498 98% 98%

Ае. speltoides, К-21 Spelt1.1 150 99%

Ае. speltoides, TS01 рА5 171 98%

Ае. speltoides, TS05 рА4 171 98%

Ае. longissima, TL04 рВ4 171 97%

Ае. shamnensis, ТН02 рС1 171 97%

Ае. bicomis, ТВ05 рС5 171 97%

Ав. searsii, ТЕ 16 рОЗ 171 98%

Первичная структура последовательности Ае07 была помещена в базы данных ООЕМ, ЕМВ1., и СепВапк под номером АУ117402, вреК1.1 - под номером У09217.

Таким образом, семейство повторов Speitl состоит из тандемно организованных последовательностей ДНК с повторяющейся единицей длиной 178 пн. Данное семейство составляет 1-2% генома Ае. speltoides и практически не выявляется методами гибридизации в геномах других изученных диплоидных видов. В то же время первичная структура последовательности Speitl внутри секции Sltopsis высоко консервативна (97-99%).

Семейство повторов Spelt52. Последовательность Spe!t52 была выделена и клонирована из генома Ае. speltoides с использованием пары праймеров, разработанных для субповтора субтеломерной последовательности pAesKB52 (Anamthawat-Jonsson, Heslop-Harrison, 1993). Для изучения структуры мономеров семейства Spe!t52 и соседствующих с ним участков у Ае. speltoides был проведен ПЦР-анализ с различными комбинациями из 18 праймеров, разработанных для субтеломерных районов злаков, с последующей Саузерн-гибридизацией ПЦР-продукгов с зондом Spelt52. Всего было отобрано и клонировано восемь последовательностей, которые, как предполагалось, содержали повторы Spelt52 и соседствующие с ними участки, в том числе Speitl - и теломерные последовательности (табл. 3).

Анализ и сравнение нуклеотидной последовательности Ае70 и Ае71, содержащих только повтор Spe!t52, с последовательностями, опубликованными ранее (регистрационные номера в GenBank - Z21644, AY082346 и AY082347), позволило установить, что семейство Spelt52 состоит из двух типов мономеров (рис.4). Один мономер, который мы обозначили как Spelt52.1, состоит из консервативной области длиной 277-280 пн и последовательности, примыкающей к ней, длиной 110 пн. В состав мономера второго типа -Spelt52.2 - также входит консервативная область и последовательность длиной 96 пн, негомологичная последовательности ДНК Spe!t52.1. Общая длина мономера Spelt52.1 составляет 390 пн, a Spelt52.2 - 376 пн. Следует отметить, что гибридизация по Саузерну указывает на тандемную организацию семейства Spelt52 с мономером длиной около 380 пн. Гомология между консервативными областями последовательностей Spelt52, клонированных в данной работе и опубликованных ранее, составляет 84%. Остальные клонированные последовательности имеют различный уровень гомологии со Speitl, Spelt52 и теломерными последовательностями (табл. 3).

Таблица 3. Характеристика клонированных последовательностей ДНК

Последовательность Комбинация праймероз T° отж Длина, пн Гомология К с Область гомологии

Длина, пн %

*Ае70 *Ае71 Sp52R-Sp52L 55° 600 591 Spelt52 Spelt52 223 271 226 273/ 92 92 95 90

Ае069 Ае99 Sp1L—Sp52R 55° 176 139 Speitl Spe!t1 и Spelt52 163 56&83 92 100&94

Ае61 Ае5 TrsAR—Sp52R 55° 349 351 Spelt52 Ae71 Ae61 170 48 170*136 344 97 91 95л 88 96

Ае69 Ае67 Tel-52R 55е 225 231 Spelt52 Ae69 201 225 93 97

(л) - делеция 68 пн.относительно Ае71; (_) - инсерция; (&) - последовательности следуют друг за другом; Т'отж. - температура отжига.

*Ае70 и Ае71 помещены в СепВапк под номером АУ117400 и АУ117401, соответственно.

Для изучения структурной организации и вариантов чередования мономеров семейства повторов 8ре1152 у различных видов секции З/'/орз/э с помощью ПЦР были разработаны праймеры к гомологичным и негомологичным областям последовательностей 8ре1152.1 и ЭреК52.2 (рис. 4). В ПЦР в качестве матрицы была использована геномная ДНК Ае. вреПоМез (ТБСИ, ТБОб, Тв41, Тв42, Тв47), Ае. ¡опдяыта (Ш)3, Т1.04, Ш)5, Т1.09), Ае. зЬагопепзя (ТН01, ТН02), Ае.Ысот'ш (ТВ05) и Ае. веатИ (ТЕ12, ТЕ16). На первом этапе с помощью ПЦР и комбинации праймеров 8р52РМпз11_ и 8р521Ч/т521. выявили наличие обоих типов мономеров у всех изучаемых образцов. Использование пар праймеров только к негомологичным областям, а именно ¡ггеИ/тэНЗ, тэИ/тэгР, ¡пвгь/тэги и ¡пвг^пэНЧ, позволяет судить не только о присутствии 8реК52.1 и 8реК52.2 мономеров, но также и о вариантах чередования их меязду собой. Можно предположить несколько возможных комбинаций мономеров: вариант А - 8реК52.1 и 8реК52.2 следуют друг за другом; вариант Б - 8реК52.1 повторен от двух и более раз; вариант В - 8реК52.2 повторен от двух и более раз (рис. 4).

Д ,, 221644^УОЯгЗДб^-АУОЗгЗДТ-- АЕ71,

----- - --''V ! у

»паук

^ -<1— «1-— 5р52Ь шз!Ь 5р52Ь ии2Ь 5р52Ь ш®21.

Б рГ Л [.......-]

5' - 3» кэншжы г районы повторов

- 5' ТОГГМТТАСТТОТОАй.........ТОСААОТАТТТСААА

$р«К52Д - 5'ТСШШТАОтГГОАО.........АСЮАТГТТОАООАТТ 3*

8р«1»52.2 - 5* ТСКТЭТТАОТТШ^ЗАО.........СЮАССАССТТАТСАТ Т-

Рис. 4. Схематическое изображение повторов 8реИ52.1, 5ре!152.2 и трех возможных вариантов их чередования (А, Б и В).

Границы повторов 8реК52.1 и 8реК52.2 отмечены вертикальными линиями, их структура показана внизу схемы. Консервативные участки повторов обозначены как 8реИ52 и отмечены на схеме черной линией; негомологичные области повторов отмечены белой линией и штрихом для 8реК52.1 и ЭреИ52.2, соответственно. Положение праймеров указано стрелками. Расположение последовательностей из СепВапк (221644, АУ082346 и АУ082347), а также АЕ70 и АЕ71 относительно 8ре!152.1 и 8реК52.2 показано в верхней части схемы.

На рис. 5А показаны результаты ПЦР-анализа образца Ае. вреНо/с/ез Т805 с четырьмя комбинациями праймеров, указанных выше. Видно, что ПЦР-фрагменты ожидаемой минимальной длины, характерные для варианта Б

(340 пн; рис. 5А, дорожка 1) и для варианта В (450 пн; рис. 5А, дорожка 3), отсутствуют. В то же время присутствуют ПЦР-фрагменты длиной около 400 пн, указывающие на чередование мономеров 8реК52.1 и 8реК52.2, характерное для варианта А (рис. 4; рис. 5А, дорожки 2, 4). Структура ранее описанных последовательностей (221644, АУ082346 и АУ082347) также указывает на вариант А, т.е. чередование мономеров 8реК52, в геноме Ае. вреКоМез (рис. 4). Аналогичные результаты были получены и для других образцов Ае. зреПоШез за исключением Т801, для которого выявлены все возможные варианты чередования мономеров (рис. 5Б).

г 2 з 4 s

1 а 3 4 5 1 а а 4 s

Рис 5. ПЦР фрагменты п.я. образцов Aegilops:

A) Ав. speltoides, TS05, Б) Ае. speltoides, TS01,

B) Ае. longissima, TL05 полученные при использовании пар прай-

4оо меров

1. lns1L-lns1R

2. lns1L-lns2R,

3. lns2L-lns2R и

X Б В 4. !ns2L-lns1R;

5. маркер длины

Для образцов Ае. longissima, Ае. sharonensis и Ае. bicomis характерен тип чередования А и В (рис. 4 и 5В). Продукты амплификации для Ае. searsii (ТЕ12, ТЕ16) не были получены для указанных выше комбинаций, по-видимому, из-за дивергенции в районе расположения праймеров insIR и ins2R. Дот-гибридизация показала, что большинство изученных образцов Ае. speltoides содержат 1,5-3,0 * 105 копий последовательности Spe!t52 на гаплоидный геном. Число копий повтора Spelt52 варьирует от 1,0 * 104 до 2,5 * 105 у Ае. longissima и Ае. sharonensis и не определяется методами гибридизации у Ае. bicomis и Ae. searsii.

In situ локализация Speltl и Spelt52 на хромосомах видов Aegilops. В данных экспериментах использовались зонды Speltl, Spelt52 и pSc119.2. При отборе образцов Aegilops для FISH-анализа учитывали количественное содержание последовательностей Speltl и Speit52 в геноме. Образцы Ае. speltoides TS42 и TS05 содержали приблизительно равное количество повторов Speltl и Spelt52, в то время как образец Ае. speltoides TS01 имел более низкое содержание Speltl. Образцы Ае. speltoides TS42 и TS05 содержали приблизительно равное количество повторов Speltl и Spelt52, в то время как образец Ае. speltoides TS01 имел более низкое содержание Speltl. Ае. sharonensis ТН01 и Ае. longissima TL03 отличались от Ае. longissima TL05 и других изученных образцов данных видов более высоким содержанием последовательностей Spelt52. Результаты данных экспериментов суммированы на рисунке 6.

Несмотря на приблизительно равное число копий Spe!t52 у образцов Ае. speltoides TS01, TS05 и TS42, все эти три образца имеют характерные различия по локализации повторов Spelt52 на хромосомах (рис. 6). В образцах Ае. speltoides TS42 и TS05 повторы Spelt52 расположены на концах всех хромосом, но сигналы гибридизации при этом (за исключением хромосомы 4S) очень слабые. Наиболее сильные сигналы гибридизации Spelt52 выявляются в интерстициальных районах хромосом TS42 и TS05. Число участков

локализации повтора Spe!t52 у образца TS01 меньше, но сигналы гибридизации в большинстве случаев достаточно интенсивные. Следует отметить, что в ряде случаев выявляются различия в локализации повторов Spe!t52 на гомологичных хромосомах. Так, у TS42 такие различия наблюдались для хромосом 4SS и 5SL, а у TS05 - для хромосом 1SL и 5SL.

1 2 3 4 5 67 1234567

Рис. 6. Обобщенная идиограмма локализации ЭреШ (левый гомолог) и 8реК52 (правый гомолог) на хромосомах Ае. вреЛойев (образцы Т542, Т801, ТБОб). Идиограмма хромосом Ав. 1опд18з1та (образцы Т1_03, ТЮ5) и Ае. вЛаголелв/в (образец ТН01) дана для зонда ЗреИ52. Гетероморфные участки на гомологичных хромосомах показаны белой звездочкой на черном фоне, а черной звездочкой на белом фоне - непостоянные участки гибридизации.

В отличие от Spe!t52, Speitl локализуется только на концах хромосом в местах расположения теломерного гетерохроматина (рис. 6). По количеству позторов Speitl и по числу локусов на хромосомах среди образцов Ае. speltoides наблюдаются более контрастные различия, чем в случае Spe!t52. Так, можно выделить образцы только с двумя постоянными участками локализации на хромосомах Ае. speltoides (2л = 14), как у образца TS01, так и образцы, у которых число Speltl-локусов, выявляемых гибридизацией in situ, составляет от 22 до 26 на геном (TS05, TS42, К-389; рис. 1, 6).

Общее число участков локализации Spelt52 на хромосомах Ае. iongissima (TL03) (2/7=14) составляет 16, для Ае. Iongissima (TL05) - 8 и для Ае. sharonensis (ТН01) - 18 (рис. 7). Эти данные коррелируют с результатами по числу копий, полученными для изученных образцов ранее. Только две хромосомы у Ае. sharonensis и Ае. Iongissima имеют аналогичное расположение повторов Speit52: хромосома 3S1 с двумя или одним крупным субтеломерным блоком и хромосома 6S1, не содержащая 8реИ:52-локусов. Следует отметить, что в отличие от Ае. speltoides у данных видов повтор Spelt52 локализуется преимущественно на концах хромосом (рис. 6) за исключением отдельных минорных участков в дистальных районах хромосом. Также как и в случае Ае. speltoides выявляется гетероморфизм гомологичных хромосом по участкам локализации повторов.

Организация Speitl в геноме полиплоидных пшениц. Ранее проведенные исследования показали, что последовательности pAesKB52 и pGc1R-1 (гомологи Speit52) отсутствуют в полиплоидных видах Triticum с геномной формулой ВВАА и BBAADD и имеют ограниченное число участков

локализации в геноме Т. timopheevii (GGAW) (Anamthawat-Jonsson, Heslop-Harrison, 1993; Zhang et al., 2002). В данной части работы изучалась организация повторов Speltl у естественных полиплоидов и реорганизация обоих семейств повторов у экспериментально полученных аллополиплоидов Triticum-Aegifops. Оценка числа копий у пяти представителей полиплоидных форм (Г. dicoccoides, Т. durum, Т. timopheevii, Т. miiitinae, Т. aestivum) методом дот-гибридизации показала, что количество копий Speltl уменьшается у тетраплоидных пшениц в 40-60 раз по сравнению с Ае. speltoides (К-21), и не определяется у Т. aestivum сорта Чайниз Спринг. Для более широкого изучения межвидового и внутривидового разнообразия по количественному содержанию субтеломерного повтора Speltl был использован метод 'squash'-дот-гибридизации. Содержание повтора Speltl изучалось у 91 образца, относящихся к 11 видам тетраплоидных пшениц, и у 120 образцов, относящихся к 5 гексаплоидным видам (рис. 7). Образцы полиплоидных пшениц, взятые в анализ, принадлежали как к дикорастущим, так и культурным видам, произрастающим в Европе, Азии, Северной и Южной Америке. Оценка числа копий у изучаемых полиплоидов была проведена относительно образцов Ае. speltoides (К-21), Т. aestivum сорта Чайниз Спринг и Т. miiitinae (К-46007),

Рис. 7. Видовые вариации среднего числа копий Speltl по данным 'squash'-дот-гибридизации:

1 - Ае. speltoides var. speltoides (39)*,

2 - Т.miiitinae (1), 3 - Т. timopheevii (9), 4 — 7. araraticum (4), 5 -Т. turamcum (5), 6 - Т. carthlicum (8), 7 - Т. aethiopicum (9). 8 -Т. polonicum (3), 9 - Т. dicoccoides (1), 10 - T.dicoccum (9), 11 -Т. turgidum (7), 12-7. durum (35), 13

- T. compactum (3), 14 -T. sphaerococcum (1), 15 - T.spelta (16), 16 - T. petropavlovskyi (3), 17— T. aestivum (86).

*B скобках указано число изученных образцов. Min - минимальное и Мах

- максимальное число копий повтора, обнаруженное у изученного вида. N - число копий повтора на гаплоидный геном.

У большинства изученных видов наблюдаются широкие вариации в числе копий. Так, у Т. durum и у Т. aestivum содержание Speltl варьирует от менее чем 100 копий до 1,2 * 104 копий на геном (рис. 7). Корреляции между числом копий повтора и ареалом видов выявлено не было. Методом Саузерн-гибридизации ДНК 20 образцов пшениц, принадлежащих к пяти видам, с зондом Speltl не было обнаружено структурных перестроек в тандемной организации данного семейства повторов. В анализ были включены образцы пшениц с высоким содержанием повтора Speltl.

Сравнение полиплоидных видов пшеницы с образцами Ае. speltoides (донора генома B/G и повторов Speltl) указывает на возможную элиминацию повторов в момент образования аллополиплоидов. Однако чтобы однозначно ответить на данный вопрос, необходимо изучение данного процесса у

ранее изученных методом дот-гибридизации.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 1011 1213 141516 17

экспериментально полученных аллополиплоидов.

Реорганизация повторов 8ре111 и ЭреИ52 на ранних этапах образования аллополиплоидов пшеницы. Изучение реорганизации субтеломерных тандемных повторов при образовании полиплоидных форм проводилось у аллополиплоидов первого поколения, различающихся между собой по структуре геномов, по уровню плоидности и по направленности скрещивания (табл. 1). Количественное содержание БреШ и БреК52 повторов оценивалось методом дот-гибридизации у 11 аллополиплоидов и их родительских форм. Уровень гибридизации суммарной ДНК обоих родительских форм принимался за 100%. Для каждой комбинации аллополиплоидов было проведено по два независимых эксперимента для каждой изучаемой последовательности. В большинстве случаев имеет место изменение числа копий повтора у первых поколений (81, Эг) аллополиплоидов

относительно их родительских форм (рис. 8).

180 160 140 120 100 80 60 40 20

—-О-

~сг о

"о" о

~2Г

Ч-h

H-h

Si Sj SI Sa S* $t $т Sa Si

CS-1L01 MirtCS-lLOI CS- "m02- Care-THOI TH01-TL02 1MBS2 TUOt

Si Si Si S« S, Si CS-TS01 TS42- TS86- TMB02- LDN-CS TD01 TS86 TS01

Рис. 8. Содержание Speltl (■) и Spelt52 (О) y аллополиплоидов относительно их родительских форм, принятых за 100% и обозначенных пунктирной линией. Представлены результаты двух независимых экспериментов; в случае совпадения результатов указано одно значение.

Интересно, что повторы Speîtl преимущественно делетируются, a Spelt52 -амплифицируются на ранних этапах аллополиплоидизации. Так, копийность Speîtl уменьшается у трех комбинаций аллополиплоидов первого поколения самоопыления (S0 и не изменяется в двух случаях, в то время как Spe!t52 амплифицируется у девяти аллополиплоидов Si и не изменяется у двух. Во втором поколении (S2) число копий Speltl не изменяется, в то время как Speit52 амплифицируется у одних аллополиплоидов и элиминируется у других. Во всех случаях наблюдаемой элиминации повторов Speit52 в поколении S2, было отмечено увеличение копийности повтора в поколении Si данных аллополиплоидов. Следует отметить, что такое компенсационное изменение числа копий субтеломерных повторов наблюдается у трех из четырех

изученных комбинаций (рис. 9). В случае если образцы Aegilops имеет два субтеломерных повтора, то делеция Speltl в Si поколении приводит к амплификации повторов Spelt52 в S2ÍCS-TS01). Для комбинации TMB02-TS86 с более низким уровнем плоидности (4*) компенсационные изменения в содержании Speltl и Spelt52 происходят одновременно на первом этапе образования аллополиплоида. Плоидность ядра и направление скрещивания не влияют на основные тенденции в изменениях повторов Speltl и Spelt52 (элиминацию Speltl и амплификацию Spelt52) у аллополиплоидов. Элиминация или амплификация повторов приводит, соответственно, к уменьшению или увеличению числа локусов повторов на хромосомах, что было показано in situ гибридизацией зондов Speltl и Spelt52 на хромосомы аллополиплоида CS-TS01 и его родительских форм. Саузерн-гибридизация не выявила изменений в спектрах гибридизации между родителями и их аллополиплоидами.

Таким образом, во время образования аллополиплоида или сразу же после этого имеют место изменения копийности субтеломерных повторов. Направленность изменений различна для двух изученных тандемно повторяющихся последовательностей ДНК. Для Speltl наблюдается преимущественно сокращение, а для Spelt52 - увеличение копийности на ранних стадиях образования аллополиплоида, что было выявлено как дот-гибридизацией, так и in situ гибридизацией. Не исключено, что это может зависеть от различий в структуре мономерной единицы и от различий в локализации повторов относительно теломерного района хромосомы.

Реконструкция филогении образцов Aegilops и Tríticum, используемых при анализе повторов Speltl и Speít52. Высокий внутривидовой уровень вариации в содержании и в локализации повторов на хромосомах привел к необходимости уточнения филогенетических взаимоотношений образцов Ае. speltoides (TS01, TS05, TS41, TS42, TS47), Ае. longissima (ТЮЗ, TL04, TL05, TL09, TL15), Ае. sharonensis (ТН01, ТН02), Ае. bicomis (ТВ05) и Ае. searsii (ТЕ12, ТЕ16) между собой и относительно полиплоидных видов Т. dumm, Т. aestivum и Г. timopheevii. Для построения филогенетического древа из коллекции, содержащей 123 RAPD-праймера, было выбрано 18, с помощью которых выявляется максимальное число полиморфных ПЦР-фрагментов в образцах Tríticum и Aegilops. Всего при амплификации с ДНК из 18 образцов было выявлено 207 воспроизводимых RAPD-фрагментов, из которых 204 (98,5%) фрагмента были полиморфными.

По результатам RAPD-анализа была построена дендрограмма, выявляющая филогенетические взаимоотношения между изученными образцами. Схематическое изображение данной деидрограммы с учетом данных об участие диплоидных видов в образовании аллополиплоидов представлено в разделе «Обсуждение» (рис. 10). Дендрограмма, построенная по RAPD-данным, хорошо согласуется с ранее полученными данными по филогении секции Sitopsis, согласно которым вид Ае. speltoides занимает обособленное положение, а Ае. sharonensis и Ае. longissima наиболее близки друг к другу. Сопоставление данных по филогении отдельных образцов, с результатами анализа субтеломерных макросателлитов у этих же образцов позволило нам реконструировать эволюционные процессы в субтеломерных районах хромосом, которые имели место при формировании донора B/G геномов и при образовании полиплоидных пшениц (см. «Обсуждение»).

Характеристика микросателлитных (SSR) локусов пшеницы

Анализ межвидового и внутривидового полиморфизма SSR локусов у видов Triticum. SSR-локусы, выявляемые ПЦР-анализом, состоят из двух элементов, а именно, из микросателлитного мотива (тандемно повторенного элемента) и последовательностей, непосредственно примыкающих к микросателлиту, на основе которых разрабатываются SSR-праймеры. При изучении SSR-локусов посредством ПЦР-анализа можно оценить варьирование длины микросателлита и уровень дивергенции в районах, прилегающих к микросателлиту, у образцов различного происхождения.

Для характеристики SSR-локусов мягкой пшеницы (Г. aestivum) был выбран отечественный сорт Саратовская 29 (С29), ранее не изученный международным научным сообществом. В анализ также были включены тестерные линии сортов пшеницы Чайниз Спринг (CS), Опата 85 и экспериментально полученного гексаплоида Синтетик W7984. Всего были проанализированы длины 321 SSR-локуса у С29, 692 SSR-локусов у CS, 635 SSR-локусов у Опата 85 и 488 SSR-локусов у Синтетик W7984. В таблице 4 приведена длина для 17 SSR-локусов С29 и некоторых локусов тестерных линий, используемых в данной работе. Сравнительный анализ длины 306 SSR-локусов выявил высокий уровень полиморфизма (98%) между изученными образцами пшеницы.

Изучена амплификация ДНК четырех образцов T. timopheevii (включая Т. militinae) с использованием 645 Xgwm пар праймеров, разработанных для Т. aestivum. Результаты, полученные для 25 маркеров, представлены в таблице 4. Продукты амплификации Д|НК Т. timopheevii выявляются при использовании 392 пар праймеров, из них полиморфизм ме>кду четырьмя образцами выявляется при использовании 180 пар праймеров (46%).

В таблице 5 представлены результаты амплификации ДНК с использованием 528 пар праймеров (Xgwm), которые выявляют только по одному SSR-локусу у Т. aestivum и Т. timopheevii. Анализ длины и состава SSR-мотива у полиморфных и неполиморфных локусов показал, что длина SSR не влияет на уровень полиморфизма изученных микросателлитов у четырех образцов Т. timopheevii. В то же время можно предположить, что SSR-локусы, содержащие повтор CT(GA), имеют более высокий уровень изменчивости в микроэволюционных процессах по сравнению с локусами содержащими CA(GT). Так, только 32% SSR, содержащих мотив CA(GT), выявляют полиморфизм между образцами Т. timopheevii. Среди микросателлитов с мотивом CT(GA) процент полиморфных локусов у данного вида выше и соста вляет 46 %.

Стабильность SSR-локусов при гибридизации злаков и при культивировании in vitro. Стабильность длины SSR-локусов в процессе преобразования генома растений посредством гибридизации, а также в процессе культивирования in vitro, является важной характеристикой микросателлитов, так как их используют в качестве ДНК маркеров. В связи с этим изучалась стабильность длины SSR-локусов на ранних этапах образования отдаленных гибридов и при культивировании in vitro. При изучении длины SSR-локусов у отдаленных гибридов в анализ были взяты два гибрида Fi (2л = 28, геномная формула HBAD), два растения BCi, (2л = 49, геномная формула HBBAADD) от скрещивания Н. vulgare * Т. aestivum и их родительские формы.

Таблица 4. Характеристика вЗК-локусов сортов Т. аев^Уит (Чайииз Спринг (СБ), Саратовская 29 (С29), Опата 85) и экспериментально полученного гексаплоида Синтетик \ZV7984; образцов Т. НторЬееуи (мат. ИторЬееуи (Т.Шт.), уаг. (ур/'са, (ТА. &рюа), К- 38555 (ТА. 38555)), Т. тИШпае; приведена часть данных для первых 25 маркеров из 743 изученных.

SSR-маркор T, •c Мотив Число повторов * ^Хромосома CS С29 Опата Синтетик T.t tim. T.t typlca T.t 38555 Т. milWnae Хромосома

1 II

1 Xgwm2 50 CA 18 ITMI 30,ЗА 125 129b,2S1 а 119 119 ***

2 Xgwm3 55 CA 18 ITMI 3D 77 81 77 77 0 0 0 0

3 Xgwm4 55 CA, TA 13,28 ITMI 4A 238 238 238 164,207,238 •M *•* •*•

4 Xgwm5 50 TC.T.GT 23,4,12 ITMI ЗА 173 141,173 172 0 0 0 0

5 Xgwm6 55 GA 40 ITMI 4B 147 173 0 173 0

6 XgwmlO 50 AT, GT 5,15 ITMI 2А 130,134,140 •*• *#* ***

7 Xgwm11 50 Tai, CA, TA 8,19,6 ITMI 1В 187 183 0 0 0 0

8 Xgwm16 50 C, CA, GA 12 14 18 ITMI 7В, 5D, 2В шщ шшшк- 0 0 0 0 ЧШ-ШШШ.

йш fÊ&WW; m ШiM^i^hiiiï'i

10 Xgwm30 60 AT, GT 19,15 ITMI 2D, ЗА 127,207 199 127,135 160,166,173. 0 0 0 0

11 Xgwm32 55 GA 19 ITMI ЗА 0 0 0 0

pit; PUKi 1ЙЖ1 ifW тш is ¥№%: ¿Ш№\ ШШШ Wlffî'YÙ &ШШ ш т. «г.~

13 Xgwm37 60 Gai 30 ITMI 2D 159,188 161 159,174,188 159,177 0 0 0 0

14 Xgwm43 60 CA 22 ITMI 7В 144,152 147 144,152 138 144,151 **•

15 Xgwm44 60 GA 28 ITMI 7D 113,180 167 113,176 113,174 139,172 *«* **• ***

16 Xgwni46 ЩШШШ-г 60 Gai 36 шшщ ITMI 7В 187 177 187 180 0 0 0 0

Ш . 147 ШШЩ гщшшт\ ШШШ1 ». m

18 Xgwm52 60 GTimp 24 ITMI 3D 151 146 142 128 0 0 0 0

m mmm tiiffls\ 'Ф. шт шшш шшм< 154 "ШШШ' мтт Шг

20 Xgwm57 60 AAAAAimp NT 4АД1В, 6В) 220 201,220 *** — ***

21 Xgwm58 60 CA 17 NT 6B 115 120 125 **•

22 Xgwrn60 60 CA 30 ITMI 7А 200 210 190 0 0 0 0 0

23 Xgwm63 60 GAA,CA,TA 10,17,21 ITMI 7А 269 269 269 *** ***

24 Xgwm66 60 CA, TA 30,21 ITMI 5B.4B 0 0 216 0 0 0 0

25 Xgwm67 60 CA 10 ITMI 5В 83 90 91 89 0 0 0 0

В таблице приведена длина фрагментов амплификации ДНК образцов пшеницы с SSR-праймерами в пн. Серым цзетом выделены маркеры, используемые для анализа популяций F2 (I и II) Т. timopheevii. Длина аллелей SSR-локусов и их локализация на хромосомах Т. timopheevii выделена жирным шрифтом. О - фрагменты амплификации отсутствуют; *** - фрагменты амплификации одинаковой длины как у Т. timopheevii var. timopheevii; # - локализация маркеров на хромосомах Г. aestivum определена с помощью SSR-анализа популяции рекомбинантных инбредных линий ITMI (International Triticeae Mapping Initiative) и нулли-тетра линий (NT) (Roeder et al„ 1998; неопубликованные данные); Tm -температура отжига для SSR-праймеров; Imp. - микросателлит «несовершенной» структуры.

Таблица 5. SSR-локусы (Xgwm) геномов А, В и D Г. aestivum, выявленные у четырех образцов Т. timopheevii (геном GGA'A')

SSR-локусы Г. aestivum Число SSR-локусов у Т. timopheevii /% от SSR-локусов Т. aestivum Число изученных SSR-локусов у Т. aestivum

А-геном 124/78% 159

В-геном 107/54% 198

D-геном 65/38% 171

Всего было изучено 76 SSR-локусов из разных участков генома Г. aestivum. Изменений длины микросателлитов при образовании отдаленных гибридов и их последующем беккроссировании обнаружено не было. Стабильность SSR-локусов была показана также при изучении синтетического аллополиплоида TL05 х TMU06 (2п = 28) (табл. 1).

Длина SSR-локусов пшеницы была изучена у 23 растений поколения Ro и 11 растений поколения Ri, полученных при культивировании пыльников мягкой пшеницы (сорт Саратовская 29) и пяти различных пшенично-ржаных замещенных линий (1R(1D), 2R(2D1), 2R(2D2), 6R(6A), 3R(3B)). Среди регенерантов Ro были 21-хромосомные и 42-хромосомные растения. Всего было изучено 89 SSR-локусов мягкой пшеницы у регенерантов и родительских растений - доноров пыльников. Показано, что при культивировании пыльников растений с различным геномным составом в условиях in vitro не происходит изменений в длине микросателлитного мотива и в районах, фланкирующих данные последовательности.

Таким образом, SSR-локусы мягкой пшеницы, с одной стороны, имеют высокий уровень полиморфизма (до 98%), а с другой стороны, стабильны как при скрещивании образцов, принадлежащих одному виду, разным родам, разным подтрибам, так и при культивировании in vitro. Данные характеристики позволяют эффективно использовать SSR-маркеры для картирования генов и геномов, для анализа гибридных форм злаков различного происхождения. Кроме того, амплификация ДНК Т. timopheevii (GGA'A1) при использовании более 50% SSR-праймеров, разработанных для Г. aestivum (BBAADD), позволяет прогнозировать их широкое применение для аналогичных работ у различных близкородственных видов родов Triticum и Aegiiops.

Использование SSR в качестве ДНК-маркеров

Картирование генов, контролирующих сферококкоидный тип колоса Т. aestivum. Ранее с помощью моносомного анализа было показано, что гены, контролирующие сфероккокоидный тип колоса, являются доминантными и расположены на хромосомах 3D, ЗВ, ЗА мягкой пшеницы (S-D1, S-B1, S-A1) (Maystrenko et al., 1998). Для молекулярно-генетического картирования данных геноз на соответствующих хромосомах Т. aestivum было использовано 23 полиморфных SSR-маркера третьей гомеологической группы хромосом. SSR-анализ проводился для трех популяций F2l полученных от скрещивания сферококкоидных мутантных линий мягкой пшеницы, полученных на основе сортов Саратовская 29 и Скала, с Новосибирской 67. Анализ распределения родительских микросателлитных аллелей и изучаемого признака (в данном случае - округлая форма зерновки) у 72-96 растений каждой популяции F2

позволил локализовать гены S-D1, S-B1, S-A1 в прицентромерной области между маркерами короткого и длинного плеча.

SSR-анализ беккроссных потомков. Проведено изучение эффективности использования SSR-маркеров для оценки протяженности фрагмента хромосомы с геном, контролирующим определенный признак, переносимого от родителя-донора к реципиенту. В качестве модели были использованы растения беккроссных потомков (BCi и ВСз) от скрещивания яровых (Саратовская 29/Мироновская 808 5А и Диамант/Мироновская 808 5А) и озимой (Безостая 1) линий пшеницы. В беккросных поколениях отбирались растения с яровым образом жизни, который контролировался геном Vm-B1, локализованным между маркерами Xgwm408 и Xgwm604 на 5В хромосоме.

Анализ длины 11 микросателлитных локусов проводился у 20 растений первого и третьего беккросса (см. «Материалы и методы»). Сравнение длины аллелей SSR-маркеров родительских форм и их беккроссных потомков позволило идентифицировать протяженность участка хромосомы родителя-донора, содержащего ген Vm-B1, у беккроссных растений. У 12 растений BCi длина фрагмента хромосомы, наследуемого от родителя-донора, варьировала от 50 до 94% от длины хромосомы 5В родителя-реципиента. Различия, наблюдаемые между восемью растениями ВСз, были выше и составляли от 30 до 94%. Следует отметить, что растения с протяженным фрагментом хромосомы от родителя-донора (94%) встречаются как в BCi, так и в ВСз.

SSR-картирование генома Т. timopheevii. Необходимость картирования видов группы Timopheevi обусловлено тем, что они представляют одну из двух эволюционных линий рода Tríticum. Несмотря на масштабное картирование геномов наиболее эволюционно интересных и агрономически ценных видов, построение молекулярно-генетической карты Т. timopheevii проведено не было. Предварительный анализ, проведенный нами, показал, что 78, 54 и 38% SSR-маркеров, специфичных соответственно для геномов А, В и D мягкой пшеницы, амплифицируются в геноме Т. timopheevii (табл. 5), что позволяет использовать их для картирования хромосом данного вида.

Картирование проводили с помощью двух популяций, полученных от скрещивания четырех образцов, изученных ранее. F2 популяция, полученная от скрещивания двух образцов Т. timopheevii (Т. timopheevii var. timopheevii х Т. timopheeviivar. typica), в дальнейшем будет называться популяцией!, а популяция, полученная от скрещивания Т. timopheevii * Т. militinae (Т. timopheevii К-38555 х Т. militinae) - популяцией II. Картирование проводили на 74 индивидуальных растениях из каждой популяции F2. Всего, 96 микросателлитных маркеров (54 Xgdm, 15 Xwmc, 25 Xbarc, Xtaglgap и Xtagluf) были дополнительно привлечены для увеличения общего числа маркеров, выявляющих полиморфизм между родительскими формами, участвовавшими в получении популяций F2. Итого были проанализированы 743 маркера, из них 166 маркеров, выявляющих полиморфизм между родительскими парами образцов, были включены в SSR-анализ популяций F2. Помимо молекулярных маркеров в картирование был включен один морфологический признак — черная окраска чешуй (Вд), характерная для образца Т. militinae. По результатам анализа длины микросателлитных локусов у индивидуальных растений F2 популяций и их родительских форм были построены таблицы по 136 SSR-локусам для популяции I и для популяции II - по 116 SSR-локусам. Данные таблицы, содержащие суммарную информацию о наследовании SSR-аллелей, обрабатывались программой MAPMAKER 2.0 для выявления групп сцепления и

построения 14 хромосомных карт для популяций I и II. Результаты картирования хромосом геномов А{ и G Т. timopheevii сравнивались с картами хромосом геномов А и В мягкой пшеницы (Roeder et а!.. 1998), полученными при SSR-анализе популяции ITMI (International Tritlceae Mapping Initiative). Длина четырех SSR-локусоз, картированных на хромосомах GGA'A1 генома приведена в таблице 4.

Всего, 121 SSR-локус был картирован с использованием популяции I и 103 SSR-локуса и Вд с использованием популяции II (табл. 6). Для обеих популяций показано, что количество SSR-локусов генома А, картированных в геноме А' выше (26-29%), чем число SSR-локусов генома В в геноме G (14-16%), и только 5% SSR-локусов генома D Т. aestivum картировано в геноме Т. timopheevii.

Таблица 6. Количество SSR-маркеров, картированных на хромосомах GGA'A* генома с использованием популяции I (7*. timopheevii var. timopheevii х т. timopheevii var. typical) и популяции II (Г. timopheevii К-38555 * Т. militinae)

Геном Популяция 1 Популяция II Итого по двум популяциям1

Картировано в гомеологичных группах хромосом Картировано в негомеологичных группах хромосом Всего Картировано в гомеологичных группах хромосом Картировано в негомеологичных группах хромосом Всего

гомеоло-гичный геном2 негомео-логичный геном гомеоло-гичный геном2 негомео-логичный геном

А1 56 (82%) 4 (6%) 8 (12%) 68 63 (81%) 7 (9%) 8 (10%) 78 103

G 36 (68%) 9 (17%) 8 (15%) 53 20 (80%) 1 (4%) 4 (16%) 25 63

121 103 166

Неперекрывающиеся маркеры; 2гомеологичные геномы: А1 - А и G - В.

Одиннадцать маркеров для популяции I и такое же число маркеров для популяции II не выявили сцепления с какой-либо группой 5^-локусов, несмотря на то, что генотипирование индивидуальных растений F2 прошло успешно и отклонений от ожидаемых расщеплений 3: 1 или 1:2:1 не было обнаружено (за исключением маркера Хджт1220). Следует отметить, что для всех картированных маркеров только четыре аллеля в популяции I (2.4%) и шесть аллелей в популяции II (4.8%) показали значительное отклонение от ожидаемого расщепления (Р < 0.05). Три из шести локусов популяции II были картированы в области транслокации 4А1_/5А1_.

Результаты картирования двух популяций Т. t¡mopheevii и сравнение полученных данных с хромосомными картами Г. аез&Ушл, полученных на 1ТМ1 популяции, представлены для первой гомеологической группы хромосом на рисунке 9. Из микросателлитных локусов генома А1 всего 6% (популяция I) и 9% (популяция II) было картировано в негомеологичных геномах, а 12% (популяция I) и 10% (популяция II) в других, чем у Т. аев^ит, гомеологических группах хромосом. Для локусов генома <3 эти цифры равнялись 17 и 15% в случае популяции I и 4% и 16% в случае популяции II (табл. 6).

Рис.9: Молекулярно-генетические карты хромосом геномов А1 и G, построенные с помощью Ргпопуляций I (Т. timopheevii var. timopheevii * Т. timopheevii var. typica) и II (Г. timopheevii k38555 * Т. militinae). Проведено сравнение с соответствующими картами хромосом геномов А и В Т. aestivum (популяция ITMI; Roeder et al., 1998). В скобках указано положение маркеров в случае, если они были картированы на негомеологичных хромосомах у Т. aestivum или их локализация была определена только с использованием нулли-тетраплоидных линий (NT) сорта CS. Маркеры, для которых показано значительное отклонение от ожидаемого расщепления (Р < 0.05), отмечены звездочкой. Области предполагаемых транслокаций и инверсий выделены серым цветом. Приведен пример для одной гомеологической группы хромосом из семи.

1А*

1А

1А<

1В

К) ю

«м

маркер

—Xgml223 ----------

■XgwmOOS-------------

■XtofM

•Xgwm33-----

■ХдшпбЗЗ __________

■Xgwm1104

вв ■ 4.8 •

хяжтяз

—Xgwn905 ХджЗЗ* ■ - —Хд»mi 104

- ■ —Xwnc24 —

78.9 '

®4Л -

12.в •

5Т.5 •

20J> ■ 1.4 ■

-ХфтМ-----

23Л -

«/4

I с

- "V Xbsfc283 (1A) Хдят1104

—Xwmc24(1A)

-Х1млг»«1(1Л)'

- —ХднтбЗЗ .. —Xywrrt497a -

24 3 •

12.5 ■ 13.2 ■

----- - —XgrnnM

- ~Xgimli39e

________ •

■ Bg

XgtmSOS -Xgwm)223

. ХдшпЗЗ Xgwm№5(NT1A)

-ХряпвЭЗ

~ Xg»m27S ¡7) -ХдчгМ

ггХднтНЗ» XffimlHO

22Я

маркер

ХдятевЧЯ Хд*тЗвЦ7)

Xo«mJ26S{6D(

ХдЛпв4 (70)--------

Хгяпчв -----

Хо*т2ГЗа—

S.1 -

Xgtrnmib (7A.7B)

26.5 "

Популяция I

113.2-

Xgymia 4*iwm273' ■ Xe«mS03«'i _

Xgwm131t

XgdmMQB) XgtmlB ХдтйТЗ ХдмгООЗ

Популяция II

Xf/mtft

Популяциа1

Популяция ITMI Популяция II

Популяция ITMI

Из 39 маркеров, картированных в негомеологичных геномах или группах хромосом, для 14 (36%) было характерно присутствие множественных фрагментов амплификации в геномах Т. aestivum и Т. timopheevii и 8 (20%) были ранее картированы только в геноме D мягкой пшеницы.

Следует отметить, что не выявляется каких-либо закономерностей в распределении полиморфных маркеров по хромосомам. В ряде случаев они полностью охватывают всю хромосому, например, 1А!, 2Á\ 3G, 6А1 (если учитывать результаты картирования двух популяций). Для некоторых хромосом показано отсутствие полиморфных маркеров в центромерной и дистальной областях (6G), а для других - в интерстициальных районах (ЗА1, 5А1 и 7А1). Число маркеров на хромосому варьирует. Наибольшее число маркеров -свыше 15 - нанесено на хромосомы 1А\ 2А\ 5А\ 6А\ 7 А* и 2G; наименьшее (от 4 до 8) — на хромосомы 4А*. 1G, 4G и 6G (рис. 9). В рамках проведенного картирования можно говорить о том, что порядок расположения микросателлитных маркеров мягкой пшеницы, взятых в анализ, в большинстве случаев сохраняется для хромосом Г. timopheevii. Имеются отдельные случаи изменения порядка маркеров в пределах одной группы сцепления - 2В (на длинном плече) и 6А (на длинном плече). Кроме того, имеются случаи переноса из одной хромосомы в другую как группы маркеров (рис. 9, 1G), так и отдельных маркеров.

Таким образом, возможность использования микросателлитных маркеров мягкой пшеницы для анализа геномов близкородственных видов позволило нам впервые построить молекулярно-генетическую карту тетраплоидного генома GGA'A1. Более детально структурные перестройки хромосом в процессе эволюции полиплоидных видов будут обсуждены в следующей главе.

ОБСУЖДЕНИЕ

Speltl и Spelt52 — семейства тандемных повторов трибы Triticeae

Повторы Speltl и Spelt52 относятся к фракции тандемно организованных последовательностей ДНК трибы Triticeae. В настоящий момент, включая и полученные нами результаты для трибы Triticeae, можно описать не менее семи семейств тандемных повторов, каждое из которых объединяет гомологичные повторяющиеся последовательности ДНК, выделенные и изученные для разных видов злаков (Rayburn, Gill 1986; Mclntyre et al., 1990; Kishii, Tsujimoto, 2002; Vershinin et a!., 1995; Kilian, Kleinhofs, 1992; Anamthawat-Jonsson, Heslop-Harrison, 1993; Salina et a!., 2004). Для повторяющихся последовательностей Speltl и Spelt52 характерны общие черты, отмеченные ранее при изучении тандемных повторов из других семейств Triticeae: 1) длина мономера в пределах 170-185 пн (Speltl) и 350-380 пн (Spelt52) (рис. 3,4), что соответствует однократной или двукратной длине укладки ДНК вокруг нукпеосомы (Vershinin, Heslop-Harrison, 1998), хотя не все тандемные повторы растений укладываются в данные интервалы длины; 2) различная организация мономерных единиц от простой (отсутствуют субсемейства повторов), как у Speltl, до более сложноорганизованной, как у семейства Spelt52 (рис.4); 3) различный уровень гомологии внутри различных семейств тандемных повторов. Семейство Speltl высоко консервативно (табл. 2), в то время как Spe!t52 - более вариабельное семейство повторов, где гомология консервативной части мономеров не превышает 84%.

Таким образом, нами выделено и изучено новое семейство повторов Triticeae - Speltl и детально охарактеризовано семейство Spelt52. Показано,

что данные семейства повторов различаются между собой по характеру структурной организации и по степени дивергенции последовательностей. Данные различия отражают общий характер организации различных семейств тандемных повторов трибы Triticeae и других таксономических групп эукариот.

Геномная реорганизация в процессе эволюции диплоидных и полиплоидных видов Triticum и Aeailops

По имеющимся в литературе данным расхождение доноров геномов A, B/G и D полиплоидных пшениц произошло около 2.5-4.5 млн.л.н. (миллионов лет назад). Тетраплоидная пшеница Т. dicoccoides (ВВАА) образовалась более 0.5 млн.л.н., а дикая форма Т. timopheevii (GGA*А{) появилась позднее от 50 ООО до 300 000 лет назад (Mori et al., 1995; Huang et al., 2002; Levy, Feldman, 2002). Донором генома А являлась предковая форма Т. urartu\ доноры геномов B/G имели общего предка с Ае. speltoides. Ае. taushii является донором генома D гексаплоидной пшеницы; это событие произошло 8000-9500 лет назад.

Амплификация тандемных повторов. Сравнение содержания Speitl и Spelt52 у Ае. speltoides с другими изученными видами Triticum и Aegilops позволяет говорить, по крайней мере, о двух независимых актах амплификации повторов в субтеломерных районах хромосом в процессе эволюции Ае. speltoides.

В первую амплификацию, которая происходила у предковой формы Ае. Speltoides, были вовлечены последовательности Speitl (рис. 10). Данное событие происходило еще до образования полиплоидных форм пшениц. Во второй этап амплификации повторяющихся последовательностей Ае. speltoides были вовлечены также и Spe!t52 последовательности (рис. 10). Тот факт, что Spelt52 присутствует в геномах пшениц группы Timopheevi (Г. araraticum, Т. timopheevii, Т. militinae; геномная формула GGA'A4) и Ае. speltoides и отсутствует у пшениц группы Emmer (Г. dicoccoides, Т. durum, Т. turgidum и др.), позволяет говорить об амплификации Spelt52 у предковой формы Ае. speltoides в период между образованием аллополиплоидных пшениц группы Emmer и группы Timopheevi. Изучение динамики изменения повторов у экспериментально полученных аллополиплоидов (рис. 8) указывает на то, что отсутствие повтора Spelt52 у пшениц группы Emmer и его присутствие у пшениц группы Timopheevi, образовавшихся позднее, связано не с элиминацией повтора при образовании аллополиплоидов, а с различием в его содержании у предковых форм. Независимый акт амплификации повтора Spe!t52 имел место у общего предшественника видов Ае. sharvnensis и Ае. longissima (рис. 10).

Дивергенция ДНК в SSR-локусах. Использование SSR-маркеров, разработанных для одного вида, при изучении генома близкородственных видов (в пределах одной трибы) позволяет судить о дивергенции последовательностей в районе SSR-праймеров в процессе расхождения данных видов. Так, если продукт амплификации отсутствует у близкородственных видов, это указывает на дивергенцию в области праймера за счет процессов накопления точечных мутаций или делеций. В настоящей работе один и тот же набор маркеров использовался для сравнения SSR-локусов геномов А, А1, В, G, и D, имеющих общее происхождение и вошедших в состав полиплоидных форм. Геном D наиболее удален от геномов А' и G, так как расхождение предшественников этих геномов произошло 2.5-4.5 млн.л.н. Если судить по SSR-маркерам D-генома, амплифицирующимся в геномах А* и G (38%), то уровень дивергенции последовательностей, гомологичных районам праймеров SSR-локусов генома D, достаточно высок у Т. timopheevii (табл. 5).

Амплификация 8реК52

Ае. зЬагопвпв^

Ае. 1опд1$$1та Т41_/71.*

Ае. Ысогтв

Ае. зеагэН

Амплификация Эре!«

Амплификация вреК52

АА геном Т4Аи5А1.#*

Ае. вреНо/с/ев

Т. ИторЬееуН

ТЗА^/^БГ, ПСвЛЮв*. Т4А*1_/ЗАЧ.#Ж, Т408/4АЧ/, Т4А,/6А,5#, инверсия 6ЛН.#

АА геном Т4Аи5А1.*

Т. №гдШит

Т4Аи5АЦ7В8* инверсия 4А*

Т. аеэ^уит

00 геном

Рис.10. Схематическое изображение дивергенции видов АедИорэ секции ЭНорз/з и полиплоидных видов ТгШсит, полученное на основе 1ЧАР0-анализа. На рисунке выделены основные этапы амплификации последовательностей ДНК вреШ и 8реИ52, а также видоспецифичные транслокации (Т) и инверсии хромосом (*- показанные ранее; # -выявленные или изученные в данной работе).

Позже всех, около 0.5 млн.л.н., разошлись геномы А и А'; их дивергенция обусловлена процессами аллополиплоидизации и последующей эволюцией уже в составе тетраплоидного ядра. Количество ЭЗК-локусов генома А, выявленных у Г. иторЬееу'н - 78%; из них полиморфные локусы, локализованные в А4, составляют 26-29%. Расхождение геномов Вив происходило около 0.5-2.5 млн.л.н. Число БвК-локусов генома В, выявленных (54%) у Т. Итор(1ееуЦ и картированных (14-16%) на хромосомах генома в, занимает промежуточное положение по сравнению с тем, что обнаружено при сравнении О и АЧЗ, А и А1 геномов (табл. 5).

Таким образом, дивергенция ДНК в районах, прилегающих к ББИ-локусам геномов А, А1, В, в, й, вошедших в состав полиплоидных форм, находится в прямой зависимости от времени расхождения диплоидных предшественников данных геномов.

Хромосомные перестройки в процессе образования и дивергенции аллополиплоидных форм пшениц. Образование пшениц группы Emmer сопровождалось видоспецифической транслокацией 4А-5А-7В и последующими пара- и перицентрическими инверсиями хромосомы 4А (Naranjo et al., 1987, 1988). Геном пшениц группы Timopheevi характеризуется четырьмя видоспецифическими транслокациями (6A{S/1GS, 1GS/4GS, 4GS/4AlL, 4А*1_/ЗА*1_) (Rodriguez et al., 2000; рис.10). Построение SSR-карт хромосом Т. timopheevü и их сравнение с картами гомеологичных хромосом Т. aestivum подтверждают присутствие транслокации TÖA'S/IGS и позволяют картировать транслокацию на коротком плече 1G хромосомы (рис. 9). Помимо того, что было описано ранее при SSR-картировании обеих популяций (I и II), выявлена парацентрическая инверсия длинного плеча 6А* хромосомы (рис. 10). Кроме того, с использованием популяции I показано, что короткое плечо хромосомы 6А* содержит транслоцированный участок хромосомы 4А.

Сравнение хромосомных карт диплоидных и полиплоидных видов позволяет уточнить время возникновения транслокаций и инверсий, приводящих к нарушениям коллинеарности гомеологических хромосом злаков. Консервативный порядок маркеров на 5А и 5At хромосомах видов Т. aestivum и Г. timopheevii (рис. 10) подтверждает сходство данных хромосом и присутствие транслокации 4A,L/5AtL аналогичной 4AL/5AL, наследуемой от диплоидного предшественника А генома. Парацентрическая инверсия 6А(1_, по-видимому, произошла при образовании тетраплоидов или при последующей их эволюции, так как для генома Т. топососсит она не отмечена (Dubcovsky et al., 1996).

Таким образом, образование и эволюция аллополиплоидных видов сопровождались как направленными изменениями в численности субтеломерных повторов, так и транспскациями, инверсиями и другими хромосомными перестройками, приводящими к изменению порядка расположения (коллинеарности) маркеров и генов на хромосомах.

Варьирование SSR под воздействием стрессовых факторов и в процессе эволюции. Результаты нашей работы, а именно проведение сравнительного анализа длины, состава и уровня полиморфизма у 290 динуклеотидных SSR в геноме четырех образцов Т. timopheevii, не выявило статистически значимой корреляции между повторяемостью динуклеотида в SSR-локусах и их полиморфностью. В то же время показано, что частота встречаемости полиморфных SSR-локусов с СТ-мотивом статистически выше (на 14%) по сравнению с СА-локусами. На более высокий уровень полиморфизма SSR с СТ-мотивом по сравнению с CA также указывают работы по изучению SSR-локусов мягкой пшеницы (Huang et al., 2002). Изучение изменчивости SSR под воздействием стрессовых факторов, таких как отдаленная гибридизация растений и процессы культивировании in vitro, проводилась на а) 76 SSR-локусах у четырех гибридных растений (два Fi и два BCi) от скрещивания Н. vulgare * Т. aestivum; б) 23 SSR-локусах у аллополиплоида Ае. longissima * Т. urartu (2п = 28); в) 86 SSR-локусах у 34 андрогенных регенерантов мягкой пшеницы и пшенично-ржаных замещенных линий. Не выявлено изменений в длине SSR у изученного генетического материала относительно родительских форм растений. Суммируя полученные выше данные можно говорить о том, что SSR-маркеры, могут быть полезны для широкого использования в генетических и популяционных исследованиях.

Использование ЗЭК как маркеров для решения ряда задач генетики и селекции

Проведена оценка эффективности использования микросателлитов для картирования генов, для контроля и ускорения селекционных процессов и для паспортизации сортов.

На примере картирования генов, контролирующих сферококкоидный тип растения (короткий плотный колос, вертикально направленный флаг-лист, шаровидная форма зерновки и колосковых чешуй) показано, что ЭБР являются перспективными маркерами для локализации генов на молекулярно-генетические карты хромосом. Идентифицированы маркеры, тесно сцепленные с изучаемыми генами (Хд\мт456 для Б-01, Хдшт566 и Хд\л/т845 для Э-В1) или картированные на определенном расстоянии от гена (Хд\мт720 на расстоянии 6,8 сМ от Б-А1).

ЭвК-анализ хромосомы 5В у растений беккросных потомков (ВС1 и ВСз) от скрещивания озимой и яровой линий пшеницы позволил определить протяженность фрагмента хромосомы родителя-донора, несущего ген \Zm-Bi (ярового образа жизни), у каждого растения. Показано, что размер фрагмента хромосомы донора сильно варьирует по длине и составляет от 30 до 94% от размера хромосомы 5В у беккроссных потомков, причем у отдельных растений ВСз изучаемый фрагмент донора (94%) превышает таковой у растений ВС1 (50%) сестринской линии.

1 I 2_ 3 4 5 в 7 8 9 10 11 12

Хд\нт357-1А 119 ВИИ 123

Хду/т095-2А 116 118 120 мШЯ Шяё« ' 126

Хдч/т155-ЗА 129 141 КЕЭ 11111 147 149 I

Хд\ягт186-5А шк 122 124 126 128 130 134 136 138 140

Хд\ут631-7А 190 194 200 202 208

Хду*т018-1В 184 186, 190 196 206 I I

ХТад1дар-1В 211 214 217 235 250 253 280

Хд\лгт619-2В 0 135 137 141 147 149 171 173 ]

Хдлтп533-38 0 95 117 127 129 131 135 141 143 145

Хд\л/т389-33 0 116 118 120 128 132*. 134 136 138 140

Хднгт165-4В ЕШ 252 255 258 260 262 264

Хдигт513-4В КЕЯ 145 147

Хдшт408-5В 147 [171 ! 179 181

Хдшт680-6В 111 123 129 135

Хд*гт577-7В 0 128* 130 шш 152 1 160 162 164 166 168 170 218

Хдшт046-7В 163 171 173 175 179 шш • 187

Хдчет458-Ю 111 «ш 115

Хди/т261-20 161 1 185 189 193 197 215

ХдугтООЗ-ЗО 71 77 79 83

Хд\лгт165~40 195 вШи? 199 201 | 203

Хдигт190-Б0 202 204 210 212 214 I I

Хд\мт325-60 134 136 138 140 144 146 148 150

Хду*т437-70 91 тт ! юз 105 107 109 113 115 117

Рис. 11. Образец микросателлитного (ЗЭК) паспорта, разработанного для сортов мягкой пшеницы. Приведен пример для сортов Чайниз Спринг (черный цвет) и Саратовская 29 (серый цвет). Слева указан номер ввЯ-маркера и его локализация на хромосоме. Аллели БЭЯ-локусов, встречающиеся у различных сортов Т. аег^ит (КМе$1к1па е1 а1., 2004), обозначены порядковыми номерами от 1 до 12; длина аллелей приведена в пн. Звездочкой обозначены аллели, имеющие одинаковую длину у данных сортов пшеницы.

Полученные результаты указывают на то, что при отборе в процессе беккроссирования растений как по проявлению признака, так и с использованием SSR-анализа, можно было бы более эффективно отбирать растения с наименьшим участком хромосомы, переносимого от донора. Существенные различия по длине микросателлитных локусов хромосомы 5В между озимой и яровыми линиями пшеницы указывают на перспективность использования SSR-маркеров при интрогрессии гена Vm-B1 в озимые формы пшеницы.

Наиболее оптимальным для молекулярно-генетической характеристики сортов мягкой пшеницы считается использование от 20 до 23 SSR-маркеров, то есть примерно один маркер на хромосому Т. aestivum (2л = 42) (Huang et al., 2002). На примере сорта Саратовская 29 и Чайниз Спринг мы разработали образец геномного паспорта, который достаточно наглядно демонстрирует перспективность использования SSR-маркеров для ДНК-генотипирования сортов мягкой пшеницы (рис. 11).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В заключении обобщаются изложенные данные и проводится оценка современных молекулярно-генетических подходов для изучения эволюции геномов диплоидных и полиплоидных видов злаков.

ВЫВОДЫ

1. Выделено и изучено новое семейство тандемных повторов ТгШсеае -ЭреМ, составляющее до 2% генома Ае. зре/йэ/с^ез, и детально охарактеризовано семейство 8реК52, специфичное для геномов Ае. вре/Лж/еэ, Ае. 1опд1зз1та и Ае. зЬагопепв!^. Данные семейства повторов различаются между собой по структурной суборганизации мономера, по степени дивергенции последовательностей и по характеру распределения в субтеломерных районах хромосом.

2. Выявлено, по крайней мере, три независимых акта амплификации повторов в процессе эволюции видов секции вЯорз/з. В амплификацию, которая происходила у предковой формы Ае. $ре#о/с/ез, были вовлечены последовательности БреМ. Затем произошла амплификация последовательности 8реИ52 также у предшественника Ае. зреИо1с!ез после его участия в образовании тетрагшоидной пшеницы Г. сЛ'ссссо/'с/ез (геном ВВАА), но до образования пшениц группы ИторЬееу'! (геном (ЗСА'А4). Независимая амплификация последовательностей 8ре№52 происходила у общего предшественника видов Ае. зЬаюпепз1з и Ае, ¡опд'яз'тпа.

3. Семейство повторов ЭреМ широко распространено у обеих эволюционных линий пшениц ("ПторЬееу! и Еттег), в то время как 8реК52 встречается в ограниченном количестве у отдельных видов группы "ПторЬеем и отсутствует у пшениц группы Еттег. Наблюдаемые различия связаны как с распределением повторов 8реК1 и 8реК52 у исходных диплоидных форм, так и с реорганизацией тандемных повторов на стадии образования аллополиплоидов и в ходе последующей эволюции. Впервые на экспериментально полученных аллополиплоидах, показано, что последовательности БреШ имеют

тенденцию к элиминации, a Spelt52 к амплификации на ранних стадиях образования аллополиплоидов.

4. Сравнительный анализ амплификации SSR-маркеров мягкой пшеницы в геномах близкородственных видов показал, что более 60% микросателлитных локусоз мягкой пшеницы T. aestivum присутствуют в геноме Т. timopheevü. Уровень внутривидового полиморфизма микросателлитов уменьшается более чем в 2 раза для генома T. timopheevii по сравнению с Т. aestivum. Межвидовой полиморфизм Т. timopheevii и Т. aestivum значительно выше и достигает 98%. Дивергенция ДНК в районах, прилегающих к микросателлитам, находится в прямой зависимости от времени расхождения геномов диплоидных предшественников, вошедших в состав полиплоидных форм.

5. Показано, что микросателлитные локусы, содержащие CT(GA)-noBTop, имеют более высокий уровень изменчивости в геноме Т. timopheevii по сравнению с локусами содержащими CA(GT). Не обнаружено изменений в длине микросателлита под воздействием стрессовых факторов -отдаленной гибридизации и культивирования in vitro.

6. Использование микросателлитных маркеров позволило впервые построить молекулярно-генетические карты хромосом геномов G и А1 и сравнить их с аналогичными картами хромосом геномов В и А, соответственно. Показано, что образование и последующая эволюция аплополиплоидных видов сопровождалась транслокациями, инверсиями и другими хромосомными перестройками, приводящими к изменению порядка расположения (коллинеарности) маркеров и генов на хромосомах. Реорганизация хромосом происходила как при дивергенции диплоидных предшественников, так и при эволюции тетраплоидных форм.

7. На отдельных примерах, а именно 1) при микросателлитном картировании генов S-A1, S-B1 и S-D1, контролирующих сферококкоидный тип колоса T. aestivum, 2) при SSR-анализе беккроссных потомков (BCi и ВСз) от скрещивания озимой и яровой линий пшеницы и их родительских форм, 3) при изучении длины микросателлитных локусов у отдельных сортов мягкой пшеницы, показано, что микросателлиты являются эффективными маркерами для картирования генов, для контроля процессов создания новых генотипов злаков с необходимым комплексом признаков и для паспортизации сортов.

Список публикаций:

1. Салина Е.А., Песцова Е.Г., Вершинин A.B. "Speltl" - новое семейство тандемных повторов злаков // Генетика. 1997. Т.ЗЗ. С.437-442.

2. Salina Е.А., Efremova Т.Т., Adonina I.G., Maystrenko O.I. Molecular analysis of "silent" gene Sp1 in 5R(5A) alien substitution lines // EWAC Newsletter. 1998. P.135—138.

3. Salina E.A., Pestsova E.G., Adonina I.G., Vershinin A.V. Identification of a new family of tandem repeats in Triticeae genomes // Euphytica. 1998. V.100: 231237.

4. Майстренко О. Ефремова Т.Т., Салина Е.А., Шумный В.К. Открытие и изучение непроявления гена ярового образа жизни ржи Sp1 в линиях с чужеродным замещением хромосомы 5R(5A) // Докл. Акад. Наук. 1998. Т.360. С.574—576.

5. Pestsova E.G., Goncharov N.P., Salina E.A. Elimination of a tandem repeat of telomeric heterochromatin during evolution of wheat // Theor. Appl. Genet. 1998. V.97. P.1380-1386.

6. Бильданова Л., Першина Л.А., Салина Е.А., Шумный B.K. RAPD-анализ аллоплазматических линий пшеницы, полученных на основе ячменно-пшеничных гибридов //Докл. Акад. Наук. 1999. Т.367. С.697-701.

7. Хлёсткина Е., Салина Е.А., Леонова И., Лайкова Л.И., Коваль С.Ф. Использование RAPD- и STS-анализа для маркирования генов 5-й гомеологической группы хромосом мягкой пшеницы // Генетика. 1999. Т.35. С. 1349-1357.

8. Salina, Е., Воегпег, А., Leonova, I., Korzun, V., Laikova, L., Maystrenko, О., Roeder M.S. Comparative microsatellite mapping of the induced sphaerococcoid mutation genes in Triticum aestivum // Theor. Appl. Genet. 2000. V.100. P.686-689.

9. Pestsova E., Salina E., Börner A., Korzun V., Maystrenko O.I., Röder M.S. Microsateliites support the authenticity of inter-varietal chromosome substitution lines of wheat (Triticum aestivum L.) // Theor. Appl. Genet. 2000. V.101. P.95-99.

10. Хлёсткина E.K., Салина E.A., Пшеничникова T.A., Арбузова B.C., Коваль С.Ф. Анализ изогенных линий мягкой пшеницы, несущих доминантные аллели генов Вд, Нд и Rg1, с помощью микросателлитных и белковых маркеров // Генетика. 2000. Т.38. С. 1374-1379.

11. Salina Е.А., Ozkan Н., Feldman М., Shumny V.K. Subtelomeric repeat reorganization in synthesized amphiploids of wheat // Proc. Conf." Biodiversity and Dynamics of Ecosystems in North Eurasia". Novosibirsk, 2000. P. 102-105.

12. Leonova I.N., Kalinina N.P., Budashkina E.B., Roeder M.S., Salina E.A. Comparative molecular and genetic analysis of Triticum aestivum x Triticum timopheevii hybrid lines resistant to leaf rust // EWAC Newsletter. 2001. P.140-143.

13. Khlestkina E.K., Salina E.A. Genome-specific markers of tetraploid wheats and their putative diploid progenitor species // Plant Breeding. 2001. V.120. 227-232.

14. Bildanova L.L., Troubacheyeva N.V., Salina E.A., Pershina L.A. Molecular changes in the genome of backcrossed progeny of barley-wheat hybrids // EWAC Newsletter. 2001. P.92-94.

15. Salina E.A., Adonina I.G., Efremova T.T., Lapochkina I.F., Pshenichnikova T.A. 2001. The genome-specific subtelomeric repeats for study of introgressive lines T. aestivum xAe. speitoides И EWAC Newsletter. P.161-164.

16. Салина E.A., Леонова И.Н., Родер M., Лайкова Л.И., Майстренко О.И., Будашкина Е.Б., Шумный В.К. Микросателлиты пшеницы: перспективы использования для картирования генов и анализа реконструированных геномов // Физиология растений. 2001. Т.48. С.441—446.

17. Pershina L.A., Numerova O.M., Belova L.I., Devyatkina E.P., Salina E.A., Shumny V.K. The peculiarities of fertility restoration in euploids and aneuploids of barley-wheat hybrids progenies // EWAC Newsletter. 2001. P. 153-156.

18. Бильданова Jl.Л., Салина Е.А., Першина Л.А. Изучение беккросных потомков ячменно-пшеничных гибридов с использованием методов RAPD и RAMPO // Генетика. 2002. Т.38. С.332-339.

19. Леонова И.Н.. Родер М.С., Будашкина Е.Б., Калинина Н.П., Салина Е.А. Молекулярный анализ устойчивых к бурой ржавчине интрогрессивных линий, полученных при скрещивании гескаплоидной пшеницы Triticum aestivum с тетраплоидной пшеницей Triticum timopheevii // Генетика. 2002. Т.38. С.1648—1655.

20. Khlestkina Е.К., Petsova E.G., Salina E.A., Roeder M.S., Arbuzova V.S., Koval S.F., Börner A. Genetic mapping and wheat genes ising RAPD, STS and SSR markers // Cell. Mol. Biol. Lett. 2002. V.7. P.796-8C2.

21.Трубачеева H.B., Салина E.A., Нумерова O.M., Першина Л.А. Изучение характера интрогрессии генетического материала ячменя в геноме аллоплазматических линий пшеницы (Hordeum goniculatum А\UTriticum aestivum L.) с помощью RAPD-анализа // Генетика. 2003. Т.39. С.791-795.

22. Salina Е.А., Dobrovoiskaya О.В., Efremova Т.Т., Leonova I.N., Röder M.S. Microsatellite monitoring of recombination around of Vm-B1 locus of wheat during early backcross breeding // Plant Breeding. 2003. V. 122. P. 116-110.

23. Leonova I., Pestsova E., Salina E., Efremfova Т., Röder M., Börner A. Mapping of the Vm-B1 gene in Triticum aestivum using microsatellite markers // Plant Breeding. 2003. V.122. P.209-212.

24. Бильданова Л.Л., Салина E.A., Першина Л.А.. Изучение особенностей рекомбинации ядерного генома у беккроссных потомков ячменно-пшеничных гибридов Н. vulgare L. х Г. aestivum L. с использованием SSR-анализа // Генетика. 2003. Т.39. № 12. С. 1673-1679.

25.Adonina I.G., Salina Е.А., Efremova Т.Т., Pshenichnikova T.A. The study of introgressive lines of Triticum aestivum x Aegiiops speitoides by in situ and SSR analyses // Plant Breeding. 2004. V.123. P.220-224.

26. Salina E., Korzun V., Pestsova E., Roeder M„ Boerner A. The study of the authenticity of three sets of inter-varietal chromosome substitution lines of wheat (Triticum aestivum L.) // EWAC Newsletters. P.2&-31.

27. Бильданова Л.Л., Бадаева Е.Д., Першина Л.А., Салина Е.А. Молекулярно-генетический анализ и С-окрашивание хромосом аллоплазматических линий мягкой пшеницы, полученных на основе беккросных потомков ячменно-пшеничных гибридов // Генетика. 2004. Т.40. С. 1668-1677.

28. Нумерова О.М., Першина Л.А., Салина Е.А., Шумный В.К. Выявление хромосом ячменя с использованием метода геномной in situ гибридизации в геноме беккроссных потомков ячменно-пшеничных амфиплоидов [Н. genicuiatum All. (2п = 28) * Т. aestivum L. (2п = 42)] (2п = 70) // Генетика. 2004. Т.40. С. 1229-1233.

29.Хлёсткина Е.К., Салина Е.А., Шумный В.К. Генотипирование отечественных сортов мягкой пшеницы с использованием микросателлитных (SSR) маркеров // С.-х. биол. 2004. Т.5. С.44-52.

30. Щербань А.Б., Хлёсткина Е.К., Салина Е.А. Анализ ДНК маркеров, специфичных для G-генома пшеницы // Генетика. 2004. Т.40. С.372-379.

31.Leonova I., Boerner A., Budashkina Е., Kalinina N., Linger О., Roeder M., Salina E. Identification of microsatellite markers for a leaf rust resistance gene introgressed into common wheat from T. timopheevii // Plant Breeding. 2004. V.123. P.93—95.

32. Salina E., Adonina I., Vatolina Т., Kurata N. A comparative analysis of the composition and organization of two subtelomeric repeat families in Aegilops speltoides Tausch. and related species //Genetica. 2004. V.122. P.227-237.

33. Saiina E.A., Numerova O.M., Ozkan H., Feldman M. Alterations in subtelomeric tandem repeats during early stages of allopolyploidy in wheat // Genome. 2004. V.47. P.860-867.

34. Salina E.A., Adonina I.G., Lim Y.K., Shcherban A.B., Vatolina T.Yu., Leitch A. Evolution of diploid progenitors of common wheat as suggested by analysis of RAPD and subtelomeric repeats // Proc. 4th Inter. Conf. BGRS. Novosibirsk, 2004. V.2. P.225—228.

35. Леонова И.Н., Добровольская О.Б., Каминская Л.Н.,. Адонина И.Г., Корень Л.В, Хотылева Л.В., Салина Е.А. Молекулярный анализ линий тритикале, содержащих различные системы VRN генов, с помощью микросателлиных маркеров и гибридизации in situ // Генетика. 2005. Т.41. С.1236-1243.

36.Трубачева Н.В., Салина Е.А., ПершинаЛ.А. Изучение митохондриальных геномов аллоплазматических рекомбинантных линий пшеницы, полученных на основе ячменно-пшеничных гибридов Hordeum geniculatum All. (Н. marinum subsp. gussoneanum) (2n = 28) x Triticum aestivum L. (2/7 = 42), при использовании RELP- и ПЦР-анализа // Генетика. 2005. Т.41. С.349-355.

37. Adonina I.G., Salina Е.А., Pestsova E.G., Roeder M.S. Transferability of wheat microsatellites to diploid Aegilops species and determination of chromosomal localizations of microsatellites in the S genome // Genome. 2005. V.48. P. 959970.

38. Salina, E.A., Leonova, I.N., Efremova, T.T., Roeder, M.S. Wheat genome structure: translocations during the course of polyploidization // Funct. Integr. Genomics. 2006. V.6. P.71-80.

39. Salina, E.A., Lim, Y.K., Badaeva, E.D., Scherban, A.B., Adonina, I.G., Amosova, A.V., Samatadze, Т.Е., Vatolina, T.Y., Zoshchuk, S.A., Leitch, A. Genome organization and evolution in polyploid wheats and the Sitopsis group of Aegilops assessed by RAPD analysis and FISH with two families of subtelomeric repeats // Genome. 2006. (в печати).

Подписано к печати 18.04.2006

Формат бумаги 60 х 90 1/16. Печ. л. 2. Уч. изд. л. 1,7

Тираж 110 экз. Заказ 45

Ротапринт Института цитологии и генетики СО РАН 630090, Новосибирск, пр. акад. Лаврентьева 10

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Салина, Елена Артемовна

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Классификация родов Triticum L. и Aegilops L.

1.2. Эволюция рода Triticum.

1.2.1 .Диплоидные предшественники полиплоидных пшениц.

1.2.2. Дивергенция геномов тетраплоидных пшениц.

1.2.3. Этапы эволюции видов Triticum и Aegilops.

1.3. Методы анализа генома растений.

1.3.1. Цитологические методы анализа.

1.3.1.1. Изучение кариотипа злаковых культур.

1.3.1.2. Изучение уровня гомологии хромосом у видов Triticeae.

1.3.2. Биохимические методы анализа.

1.3.3. Молекулярно-генетический анализ.

1.3.3.1. Маркеры индивидуальных локусов.

1.3.3.2. Маркеры множественных локусов.

1.3.3.3. Основные критерии отбора молекулярных маркеров для генетических исследований.

1.3.3.4. Построение молекулярно-генетических карт.

1.4. Организация генома растений.

1.4.1. Основные классы повторяющихся последовательностей генома растений.

1.4.1.1. Дисперсные повторяющие последовательности.

1.4.1.2. Тандемные повторяющиеся последовательности.

1.4.1.2.1. Макросателлиты или сателлиты.

1.4.1.2.2. Гены рибосомальных РНК как семейство тандемных повторов.

1.4.1.2.3. Микросателлиты.

1.4.2. Сравнительное картирование ядерных геномов семейства Роасеае.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Структура и эволюция геномов полиплоидных пшениц и их дикорастущих сородичей: исследование с использованием макро- и микросателлитов"

Актуальность проблемы. Интерес к изучению генома культурных злаков в первую очередь связан с тем, что данные виды являются важнейшими сельскохозяйственными культурами. Как генетический объект пшеница (род Triticum) занимает особое положение среди злаков, и это обусловлено как различным уровнем плоидности пшениц, так и их широкой адаптацией в различных эколого-географических регионах мира. Многочисленные исследования по происхождению полиплоидных пшениц обеспечивают возможность сравнительного анализа геномов полиплоидных видов пшениц и их предполагаемых доноров, позволяют моделировать процессы эволюции.

Род Triticum включает в себя диплоидные, тетраплоидные и гексаплоидные виды с базовым числом хромосом кратным 7 (х = 7). Хлебная (мягкая) пшеница Triticum aestivum L. (2п - 42) является естественным аллополиплоидом с геномной формулой BBAADD (Feldman, 2001), в образовании которого принимали участие диплоидные виды Triticum и Aegilops. Triticum urartu Thum. является донором генома А, геном D ведет свое происхождение от Aegilops tauschii Coss., а наиболее вероятным донором генома В из пяти видов Aegilops секции Sitopsis является Ае. speltoides Tausch. Сире (Sears, 1954, 1966) показал, что хромосомы трех геномов мягкой пшеницы можно разбить на семь гомеологических групп, внутри которых одна хромосома в экстра- (тетра-) дозе компенсирует нарушения, обусловленные отсутствием другой. Способность гомеологичных хромосом служить буфером при потере хромосом или их фрагментов привело к созданию коллекций анеуплоидных и делеционных линий, что способствовало интенсивному развитию генетических и молекулярных работ по анализу генома пшеницы.

Первый этап таких работ был связан с использованием серии анеуплоидных линий мягкой пшеницы, которые позволили охарактеризовать хромосомы по их принадлежности к определенному геному (А, В или D) и к гомеологической группе. Это использовалось в дальнейших работах для изучения генетического вклада каждой хромосомы в наследование различных признаков пшеницы, для локализации и распределения маркеров и генов по группам сцепления, для анализа взаимодействия отдельных генов при формировании признаков (Майстренко и др., 1971; Plaschke et al., 1996).

Разработка новых коллекций, основанных на стабильности генома полиплоидных форм при потере отдельных участков хромосом, связана с созданием серии делеционных линий. Коллекции перекрывающихся делеционных линий по каждому хромосомному плечу были тщательно охарактеризованы цитологическими методами (http://www.ksu.edu/wgrc/ Germplasm/Deletions/). Создание такого генетического материала явилось необходимым инструментом для анализа генома растений. Во-первых, это позволило сопоставлять генетические и физические карты хромосом; во-вторых, стало основой для масштабной интеграции в хромосомные карты экспрессирующихся последовательностей ДНК. В качестве примера можно привести опубликованные в 2004 г. результаты по картированию 16099 EST (expressed sequence tag) локусов (Lazo et al., 2004). Эти работы являются стартовой точкой для развития исследований по структурно-функциональной геномике пшеницы, которые включают в себя сравнительный анализ структуры и эволюции хромосом злаков, изоляцию генов и позиционное секвенирование такого крупного генома, как геном пшеницы.

Интенсивное изучение генома пшениц проводилось также с использованием анализа мейотической конъюгации хромосом межвидовых гибридов, кариотипированием хромосом методами дифференциальной окраски и гибридизации in situ. Определенный вклад в развитие современных представлений о структуре генома пшеницы и ее сородичей внесли работы по сравнительному генетическому картированию хромосом. С использованием молекулярных маркеров данные работы стали развиваться, начиная с 1990 гг. По последним данным на хромосомные карты пшеницы нанесено более 11500 генов/маркеров (http://wheat.pw.usda.gov/). В то же время хромосомы ряда видов Triticum, имеющих важное значение как для изучения эволюции аллополиплоидных пшениц, так для их использования в качестве доноров хозяйственно ценных признаков, еще не картированы. Так, не построены молекулярно-генетические карты хромосом видов группы Timopheevi (Г. timopheevii Zhuk., Т. militinae Zhuk. et. Migusch., Т. araraticum Jakubz., геномный состав GGAlAl), представляющих одну их двух эволюционных линий рода Triticum.

Геном гексаплоидной пшеницы содержит около 17,3 х 109 пн ДНК, из которых 80% приходится на повторяющиеся последовательности (Smith, Flavell, 1975; Bennett, Leitch, 1995). Это объясняет тот факт, что большая часть семейств повторов видов Triticum и видов Aegilops, еще не изучена. Отдельные копии повторяющихся последовательностей могут иметь дисперсную локализацию в геноме, а могут тандемно повторяться, образуя протяженные области повторяющейся ДНК. К тандемньш повторам относятся как микросателлиты (simple sequence repeats - SSR, длина мономера не превышает 6 пн), так и макросателлиты (или сателлитная ДНК, наиболее распространенная длина мономера в геноме злаков - от 150 до 400 пн). Особенностью повторяющейся некодирующей фракции ДНК является ее более высокая скорость эволюционной изменчивости по сравнению с кодирующими последовательностями ДНК. Дивергенция геномов злаков сопровождается реорганизацией во фракции тандемных повторов, связанной с делециями и амплификациями различных семейств повторов, дивергенцией первичной структуры мономера и последующей его реамплификацией (Flavell et al., 1980). Варьирование числа мономеров в кластере тандемных повторов и высокий уровень дивергенции первичной структуры последовательностей ДНК лежит в основе использования тандемных повторов в качестве высокополиморфных генетических маркеров.

У трибы Triticeae, в состав которой входят виды рода Triticum и Aegilops, наиболее изучена повторяющаяся ДНК рода Secale (рожь). Кроме того, детально охарактеризованы тандемные повторы, локализующиеся преимущественно в субтеломерных и интеркалярных районах Ае. tauschii и D генома Т. aestivum (Bebrook et al., 1980; Rayburn, Gill, 1986; Vershinin et al., 1994, 1995). Структура и эволюция тандемных повторов других геномов аллополиплоидных пшениц и их диплоидных предшественников изучены недостаточно.

Полиплоидные серии видов Triticum, а также диплоидные виды Triticum и Aegilops, участвовавшие в их образовании, являются удобной моделью для анализа реорганизации структуры генома в процессе эволюции. Использование различных молекулярно-генетических и цитологических подходов позволило детально охарактеризовать хромосомные перестройки, произошедшие в процессе эволюции пшениц группы Emmer (тетраплоидов -Т. dicoccoides Koern., Т. dicoccum Schrank, Т. durum Desf. - с геномной формулой ВВАА и гексаплоидной пшеницы Т. aestivum). Настоящая работа направлена на изучение структуры и эволюции геномов пшениц группы Timopheevi {Т. timopheevii и Т. militinae, геномная формула GGA^) и видов Aegilops секции Sitopsis, предшественников В и G геномов полиплоидных пшениц. Данное исследование будет способствовать более глубокому пониманию процессов геномной дивергенции, связанных с видообразованием диплоидных и аллополиплоидных форм злаков.

Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы являлось изучение структуры и реорганизации геномов диплоидных видов Aegilops секции Sitopsis и аллополиплоидных пшениц в процессе эволюции с использованием макро- и микросателлитов. В работе были поставлены следующие задачи: 1. Характеристика макросателлитных последовательностей ДНК Ае. speltoides. Изучение особенностей распределения выделенных повторов Speltl и Spelt52 в кариотипах видов Aegilops секции Sitopsis.

Анализ популяционного полиморфизма последовательностей Spelt 1 и Spelt52 у диплоидных видов Aegilops и Triticum.

2. Изучение динамики эволюционных преобразований семейств повторов Spelt 1 и Spelt52, локализованных в субтеломерных районах хромосом, в процессе дивергенции видов секции Sitopsis.

3. Изучение распространенности и структурной организации субтеломерных тандемных повторов Spelt 1 и Spelt52 у тетраплоидных и гексаплоидных видов Triticum. Анализ реорганизации данных семейств повторов в геномах экспериментально полученных полиплоидов Triticum-Aegilops на ранних стадиях образования амфиплоидного ядра.

6. Использование SSR (микросателлитных) маркеров для построения молекулярно-генетических карт хромосом геномов G и А[ Т. timopheevii и их сравнение с аналогичными картами хромосом геномов В и А полиплоидных пшениц. Изучение причин и времени возникновения нарушения коллинеарности (порядка расположения) маркеров на хромосомах в процессе эволюции рода Triticum.

Научная новизна работы. При выполнении настоящей работы получен ряд новых приоритетных результатов.

Выделено и изучено новое семейство тандемных повторов Triticeae -Spelt 1, составляющее до 2% генома Ае. speltoides, и детально охарактеризовано семейство Spelt52, специфичное для геномов Ае. speltoides, Ае. longissima и Ае. sharonensis. Показано, что эволюция видов Aegilops секции Sitopsis сопровождалась изменениями в структурной организации, числе копий и локализации семейств повторов Spelt 1 и Spelt52 в дистальных районах хромосом. Впервые на экспериментально полученных аллополиплоидах выявлено, что повторы Spelt 1 имеют тенденцию к элиминации, a Spelt52 - к амплификации на ранних стадиях образования полиплоидов. Показано, что различия в распределении макросателлитов у естественных аллополиплоидов связаны как с исходным распределением Spelt 1 и Spelt52 у предковых диплоидных форм, так и с реорганизацией данных повторов на стадии образования полиплоидов и в ходе последующей эволюции.

Впервые проведена оценка амплификации 743 микросателлитных маркеров Т. aestivum в геноме Т. timopheevii. Выявлено, что более 60% микросателлитных локусов мягкой пшеницы Т. aestivum присутствуют в геноме Т. timopheevii. Показано, что микросателлитные локусы, содержащие повтор CT(GA), имеют более высокий уровень изменчивости в геноме Т. timopheevii по сравнению с локусами, содержащими повтор CA(GT), а степень повторяемости динуклеотида, по-видимому, не влияет на полиморфизм локуса.

Использование микросателлитных маркеров позволило впервые построить молекулярно-генетические карты хромосом геномов G и А1 и сравнить их с аналогичными картами хромосом геномов В и А, соответственно. Показано, что образование и эволюция аллополиплоидных видов сопровождалась транслокациями, инверсиями и другими событиями, приводящими к изменению порядка расположения маркеров на хромосомах. Реорганизация хромосом происходила как при дивергенции диплоидных предшественников, так и при образовании тетраплоидных форм и их последующей эволюции.

Практическая ценность работы. Создан банк данных, включающий информацию по составу и длине микросателлитных локусов пшеницы: 1) для сорта Саратовская 29 (321 локус) и для трех тестерных линий мягкой пшеницы - Чайниз Спринг (Chinese Spring; 692 локуса), Опата 85 (Opata 85; 635 локусов) и Синтетик W7984 (Synthetic W7984; 488 локусов); 2) для четырех образцов Т. timopheevii (743 локуса).

Разработан образец геномного микросателлитного (SSR) паспорта для сортов мягкой пшеницы.

Основные положения диссертации, выносимые на защиту:

1. Семейства субтеломерных макросателлитов (Speltl и Spelt52) возникают в процессе дивергенции диплоидных видов независимо друг от друга и при образовании одной или нескольких таксономических групп. Различия в распределении повторов Speltl и Spelt52 в аллополиплоидном геноме связаны как с распределением их у исходных предковых диплоидных форм, так и с реорганизацией тандемных повторов на стадии образования полиплоидов и в ходе последующей эволюции.

2. Т. aestivum (геномная формула BBAADD) и Т. timopheevii (GGA'A1) имеют общие SSR-локусы. Дивергенция ДНК в районах, прилегающих к микросателлитам, находится в прямой зависимости от времени расхождения диплоидных предшественников данных видов. Уровень полиморфизма SSR-локуса зависит от нуклеотидного состава микросателлитного повтора.

Апробация работы. Результаты исследования докладывались на 29 международных, всесоюзных и всероссийских съездах, симпозиумах, конгрессах, совещаниях и семинарах, в том числе на 50-ом симпозиуме по экспериментальной биологии (Норвич, Великобритания, 1995); 3-й, 4-й и 6-й исследовательских конференциях Гатерслебена (Германия, 1996, 1999, 2000); 5-й и 6-й международных конференциях по пшенице (Анкара, Турция, 1996; Бухарест, Венгрия, 2000); 9-ом международном симпозиуме по генетике пшеницы (Саскатун, Канада, 1998); Международной конференции "Молекулярная генетика и биотехнология" (Минск, 1998); Международном симпозиуме "Биотехнология и in vitro биология в 21 веке" (Кенес, Израиль, 1998); Всероссийском симпозиуме "Изучение генома и генетическая трансформация растений" (Иркутск, 1999); 4-ом съезде Общества Физиологов Растений России (Москва, 1999); Международной конференции «Биоразнообразие и динамика экосистем в северной Евразии» (Новосибирск,

2000); 4-ом международном симпозиуме по Triticeae (Кордова, Испания,

2001); Международной конференции «Генетические коллекции, изогенные и аллоплазматические линии» (Новосибирск, 2001); 10-й, 11-й, 12-й, 13-й EWAC конференциях (Витербо, Италия, 1997; Новосибирск, 2000; Норвич,

Англия, 2002; Прага, Чехия, 2005); Международном симпозиуме "Молекулярные механизмы генетических процессов и биотехнология" (Москва-Минск, 2001); 1-й и 3-й Конференциях по геномике растений (Берлин, Германия, 2002; Лион, Франция, 2004); Международном рабочем совещании «Применение молекулярных маркеров растений» (Варшава, Польша, 2002); 3-й и 4-й Конференциях BGRS (Новосибирск 2002, 2004); II конференции МОГиС (Москва, 2003); Международной конференции по полиплоидии (Лондон, Великобритания, 2003); III съезде ВОГиС (Москва, 2004); V международном совещании по кариологии, кариосистематике и молекулярной систематике растений (Санкт-Петербург, 2005); Международной конференции, посвященной Тимофееву-Рессовскому (Ереван, Армения, 2005).

Публикации. Материал диссертации опубликован в 39 статьях в ведущих международных (15), отечественных (16) научных журналах и в реферируемых сборниках международных конференций (8).

Заключение Диссертация по теме "Генетика", Салина, Елена Артемовна

238 ВЫВОДЫ

1. Выделено и изучено новое семейство тандемных повторов Triticeae -Speltl, составляющее до 2% генома Ае. speltoides, и детально охарактеризовано семейство Spelt52, специфичное для геномов Ае. speltoides, Ае. longissima и Ае. sharonensis. Данные семейства повторов различаются между собой по структурной суборганизации мономера, по степени дивергенции последовательностей и по характеру распределения в субтеломерных районах хромосом.

2. Выявлено, по крайней мере, три независимых акта амплификации повторов в процессе эволюции видов секции Sitopsis. В амплификацию, которая происходила у предковой формы Ае. speltoides, были вовлечены последовательности Speltl. Затем произошла амплификация последовательности Spelt52 также у предшественника Ае. speltoides после его участия в образовании тетраплоидной пшеницы Т. dicoccoides (геном ВВАА), но до образования пшениц группы Timopheevi (геном GGAlAl). Независимая амплификация последовательностей Spelt52 происходила у общего предшественника видов Ае. sharonensis и Ае. longissima.

3. Семейство повторов Speltl широко распространено у обеих эволюционных линий пшениц (Timopheevi и Emmer), в то время как Spelt52 встречается в ограниченном количестве у отдельных видов группы Timopheevi и отсутствует у пшениц группы Emmer. Наблюдаемые различия связаны как с распределением повторов Speltl и Spelt52 у исходных диплоидных форм, так и с реорганизацией тандемных повторов на стадии образования аллополиплоидов и в ходе последующей эволюции. Впервые на экспериментально полученных аллополиплоидах, показано, что последовательности Speltl имеют тенденцию к элиминации, a Spelt52 к амплификации на ранних стадиях образования аллополиплоидов.

4. Сравнительный анализ амплификации SSR-маркеров мягкой пшеницы в геномах близкородственных видов показал, что более 60% микросателлитных локусов мягкой пшеницы Т. aestivum присутствуют в геноме Т. timopheevii. Уровень внутривидового полиморфизма микросателлитов уменьшается более чем в 2 раза для генома Т. timopheevii по сравнению с Т. aestivum. Межвидовой полиморфизм Т. timopheevii и Т. aestivum значительно выше и достигает 98%. Дивергенция ДНК в районах, прилегающих к микросателлитам, находится в прямой зависимости от времени расхождения геномов диплоидных предшественников, вошедших в состав полиплоидных форм.

5. Показано, что микросателлитные локусы, содержащие СТ(ОА)-повтор, имеют более высокий уровень изменчивости в геноме Т. timopheevii по сравнению с локусами содержащими CA(GT). Не обнаружено изменений в длине микросателлита под воздействием стрессовых факторов - отдаленной гибридизации и культивирования in vitro.

6. Использование микросателлитных маркеров позволило впервые построить молекулярно-генетические карты хромосом геномов G и А1 и сравнить их с аналогичными картами хромосом геномов В и А, соответственно. Показано, что образование и последующая эволюция аллополиплоидных видов сопровождалась транслокациями, инверсиями и другими хромосомными перестройками, приводящими к изменению порядка расположения (коллинеарности) маркеров и генов на хромосомах. Реорганизация хромосом происходила как при дивергенции диплоидных предшественников, так и при эволюции тетраплоидных форм.

7. На отдельных примерах, а именно 1) при микросателлитном картировании генов S-Al, S-B1 и S-D1, контролирующих сферококкоидный тип колоса Т. aestivum, 2) при SSR-анализе беккроссных потомков (BCi и ВСз) от скрещивания озимой и яровой линий пшеницы и их родительских форм, 3) при изучении длины микросателлитных локусов у отдельных сортов мягкой пшеницы, показано, что микросателлиты являются эффективными маркерами для картирования генов, для контроля процессов создания новых генотипов злаков с необходимым комплексом признаков и для паспортизации сортов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Общей характеристикой видов Triticum является их большой размер генома, например для гексаплоидных пшениц гаплоидный геном составляет 17,3 х 109 пн ДНК (п = 21), из которых 80% приходится на повторяющиеся последовательности ДНК (Smith, Flavell, 1975; Bennett, Leitch, 1995). Для сравнения, гаплоидный геном человека составляет 2,9 х 109 пн (и = 23) (International Human Genome Consortium, 2001). Из злаковых культур геном гексаплоидной пшеницы наиболее крупный; небольшой геном у риса Oryza sativa (п = 12), величина которого в 40 раз меньше генома пшеницы (Bennett, Smith, 1991). Сложность анализа генома пшениц связана как с наличием огромного количества повторяющихся последовательностей ДНК (более 80%), так и с присутствием многократных дупликаций фрагментов ДНК. Дупликации генетического материала пшениц происходили как при образовании аллополиплоидных форм, так и на более ранних этапах в процессе эволюции диплоидных видов (Mori et al., 1995; Huang S. et al., 2002; Levy, Feldman, 2002; Akhunov et al., 2003).

Одним из подходов изучения организации и эволюции геномов сложных полиплоидных форм является изучение их диплоидных предшественников. Выделение и изучение семейств повторов Speltl и Spelt52 у Ае. speltoides -донора B/G геномов аллополиплоидных пшениц - позволило нам провести анализ реорганизации повторяющейся фракции ДНК в процессе эволюции диплоидных и аллополиплоидных форм. В результате проведенного исследования было показано несколько независимых актов амплификации семейств повторов Speltl и Spelt52 в процессе эволюции видов Aegilops и Triticum, которые сопровождались накоплением мутаций в структуре повторяющихся единиц и последующей реамплификацией новых вариантов.

Сопоставление данных по структурной организации генома природных аллополиплоидных форм и их диплоидных предшественников с данными по реорганизации геномов у экспериментально полученных амфиплоидов позволяют реконструировать процессы, которые происходили во время образования и эволюции аллополиплоидных форм пшениц. Так, изучение геномных перестроек у экспериментально полученных амфиплоидов показало, что имеет место изменение копийности субтеломерных повторов, а именно, последовательности Speltl частично делетируются, a Spelt52 -амплифицируются на ранних стадиях образования аллополиплоидов Triticum-Aegilops. Полученные результаты позволили нам реконструировать основные этапы амплификации повторов в процессе эволюции Ае. speltoides. В первую амплификацию, которая происходила на ранних этапах видообразования Ае. speltoides, были вовлечены последовательности Speltl. Вторая амплификация сопровождалась увеличением копийности последовательности Spelt52 у предковой формы Ае. speltoides после ее участия в образовании тетраплоидной пшеницы Т. dicoccoides (геном ВВАА), но до образования эволюционного ряда пшениц группы Timopheevi (геном GGA'A'). Показано, что внутривидовые и межхромосомные (гетероморфизм гомологов) вариации в интенсивности и числе участков гибридизации Speltl и Spelt52 у современных форм Ае. speltoides и аллополиплоидов, появившихся с их участием в процессе эволюции, являются следствием процессов амплификации и делеции, происходящих во фракции субтеломерных тандемных повторов и в настоящее время. Для более детального изучения геномной изменчивости в теломерных районах хромосом в процессе эволюции и при образовании аллополиплоидов необходимо изучение более протяженных участков генома (50,000150,000 пн) в составе ВАС-клонов методами сравнительного анализа организации в геномах диплоидов и полиплоидов, с привлечением методов секвенирования протяженных фрагментов ДНК и in silico анализом.

Важным моментом изучения генома полиплоидных пшениц является сравнительный анализ молекулярно-генетических карт хромосом диплоидных предшественников и аллополиплоидных видов Triticum, появившихся с их участием. Ранее было проведено построение и сравнение хромосомных карт Т. aestivum (геном BBAADD), Т. durum (геном ВВАА) Т. топососсит (геном АА) и Ае. tauschii (геном DD) между собой. В рамках данного исследования мы построили SSR-карты хромосом геномов G и At пшениц группы Timopheevi и сравнили их с соответствующими картами геномов В и А второй эволюционной группы пшениц - Emmer. В результате проведенных исследований было показано, что эволюция аллополиплоидных видов сопровождалась транслокациями, инверсиями и другими процессами, приводящими к изменению порядка расположения (коллинеарности) маркеров и генов на хромосомах. Часть процессов охватывала протяженные районы хромосом (как, например, транслокация участка 4А1 в короткое плечо хромосомы 6А1), в то же время имело место и нарушение коллинеарности только в районе локализации одного маркера. Реорганизация хромосом происходила как при дивергенции диплоидных предшественников (например, транслокация 4AL/5AL наследуется полиплоидными пшеницами от донора генома А), так и на тетраплоидном уровне (парацентрическая инверсия длинного плеча хромосомы 6А). К сожалению, отсутствие SSR карт хромосом диплоидных предшественников (Т. urartu и Ае. speltoides) не позволяет более детально исследовать реконструкцию хромосом, происходившую на стадии образования аллополиплоидов и во время эволюции их диплоидных предшественников.

Таким образом, проведенное Нами исследование показывает, что подходы, основанные на сравнительном анализе структуры геномов диплоидных видов и образованных с их участием амфиплоидов, являются эффективным инструментом изучения эволюционных процессов у таких сложных генетических объектов, как аллополиплоидные пшеницы.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Салина, Елена Артемовна, Новосибирск

1. Бадаева Е.Д. Молекулярно-цитогенетическое изучение хромосомного полиморфизма Aegilops crassa //Генетика 1997. Т.ЗЗ. № 5. С.635-643.

2. Бадаева Е.Д. Хромосомный анализ при исследовании происхождения В-(G-) геномов полиплоидных пшениц // Биологические мембраны. 2000. Т.18. № 3. С.216-229.

3. Вавилов Н.И. Научные основы селекции пшеницы // Теоретические основы селекции растений. Т.2. М.; JL: Сельхозгиз, 1935. С.3-244.

4. Вершинин А.В., Салина Е.А., Толстых В.А., Потапов В.А., Шумный В.К. Изучение рейтерирующих последовательностей ДНК некоторых видов злаков // Известия СО АН СССР, Серия Биол. науки, Вып.2. 1984. № 13. С.47-52.

5. Гончаров Н.П. Сравнительная генетика пшениц и их сородичей // Новосибирск: Сиб. унив. изд-во, 2002. 252 с.

6. Горюнова С.В. Молекулярно-генетический анализ полиморфизма рода Aegilops L. // Автореферат дис.канд. биол. наук. Москва, 2005.

7. Горюнова С.В., КочиеваЕ.З., ЧикидаН.Н., Пухальский В.А. RAPD-анализ внутривидовой изменчивости и филогенетических связей видов эгилопса (Aegilops L.), содержащих D-геном // Генетика. 2004. Т.40. № 5. С.642-651.

8. Гостимский С.А., КокаеваЗ.Г., Коновалов Ф.А. Изучение организации и изменчивости генома растений с помощью молекулярных маркеров // Генетика. 2005. Т.41. № 4. С.480-492.

9. ДедковаО.С., Бадаева Е.Д., Митрофанова О.П., Зеленин А.В., Пухальский В.А. Анализ внутривидовой дивергенции гексаплоидной пшеницы с помощью метода дифференциального окрашивания хромосом//Генетика. 2004. Т.40. № 10. С.1352-1369.

10. Добровольская О.Б. Характеристика пшенично-ржаных замещенных линий с использованием микросателлитных маркеров и изучение влияния отдельных хромосом ржи на показатели андрогенеза in vitro И Автореферат дис.канд. биол. наук. Новосибирск. 2003.

11. Дорофеев В.Ф., Филатенко А.А., Мигушова Э.Ф., Удачин Р.А., Якубцинер М.М. Пшеница // Культурная флора СССР. JL: Колос, 1979. T.I. С.7-31.

12. ДоуверД., Браун С., Коэн Э., Даллас Дж., СтрэченТ., ТрикМ. Динамика эволюции генома и дифференцировка видов // Эволюция генома. М.: Мир, 1986. С.329-356.

13. ДрейперД., Скотт Р., Армитидж Ф., УолденР. Генная инженерия растений // М.: Мир, 1991. С.245-248.

14. Картель Н.А., Макеева Е.Н., МезенкоА.М. Генетика: энциклопедический словарь // Минск: Тэхнолопя, 1999. 156 с.

15. Конарев А.В., Гаврилюк И.П., МигушоваЭ.Ф. Дифференциация диплоидных пшениц по данным иммунохимического анализа глиадина // Докл. ВАСХНИЛ. 1974. Т.6. С.12-14.

16. Конарев В.Г., Гаврилюк Э.П., ПеневаТ.И., Конарев А.В., Хакимова А.Г., Мигушова Э.Ф. О природе и происхождении геномов пшеницы по данным биохимии и иммунохимии белков зерна // С.-х. биология. 1976. Т.П. № 5. С.656-665.

17. Конарев А.В. Белки пшеницы // М.: Колос, 1980. 351 с.

18. Конарев В.Г. Белки растений как генетические маркеры // М.: Колос, 1983.320 с.

19. Корочкин Л.И., Серов О.Л., Манченко Г.П. Понятие об изоферментах // Генетика изоферментов. М.: Наука, 1977. С.5-17.

20. Левитский Г.А., Сизова М.А., Поддубная-Арнольди В.А. Сравнительная морфология хромосом пшеницы // Доклады АН СССР, 1939. Т.25. С.142-145.

21. Майстренко О.И., ТрошинаА.В., ЛбоваМ.И. Межсортовое замещение хромосом у мягкой пшеницы // Цитогенетика пшеницы и ее гибридов. М.: Наука, 1971. С.94-119.

22. Митрофанова О.П. Генетика признаков пшеницы. Биохимические признаки // Генетика культурных растений. Зерновые культуры. Л.: Агропромиздат, 1986. С. 111-117.

23. Разин С.В., Яровая О.В. Пространственная организация ДНК в ядре может определять позиции горячих точек рекомбинации // Мол. Биол. 2005. Т.4. С.633-638.

24. Салина Е.А., Тимофеева Л.Л., Вершинин А.В. Межвидовая изменчивость в организации повторяющихся последовательностей рода Hordeum //Генетика. 1989. Т.25. № 4. С.595-604.

25. Салина Е.А., ПесцоваЕ.Г., Вершинин А.В. «Speltl» новое семейство тандемных повторов злаков // Генетика. 1997. Т.ЗЗ. № 4. С.437-442.

26. Свиташев С.К., Вершинин А.В., Першина Л.А, Салина Е.А., Шумный В.К. Анализ геномов гибридов Hordeum X Secale 11 Доклады АН СССР. 1988. Т.298, № 2, С.483-486.

27. СинскаяЕ.Н. Происхождение пшеницы // Проблемы ботаники. 1955. Вып.2. С.5-73.

28. Созинов А.А. Полиморфизм белков и их значение в генетике и селекции // М.: Наука, 1985. 272 с.

29. Стегний В.Н. Архитектоника генома, системные мутации и эволюция // Новосибирск: Изд-во НГУ, 1993. 110 с.

30. Терновская Т.К., Вдовиченко Ж.В. Зависимость результатов генетического анализа самоопыляющихся видов злаков от природы картирующей популяции // Цитология и генетика. 2003. Т.З. С.67-79.

31. Фляксбергер К.А. Хлебные злаки, пшеница // Культурная флора СССР. М, Л.: Гос. изд-во совхозной и колхозной литературы, 1935. T.I. 434 с.

32. Хлёсткина Е.К, Салина Е.А, Леонова И.Н, Лайкова Л.И, Коваль С.Ф. Использование RAPD- и STS-анализа для маркирования генов 5 гомеологической группы хромосом мягкой пшеницы // Генетика. 1999. Т.35. С.1349-1357.

33. Хлёсткина Е.К, Салина Е.А, Пшеничникова Т.А, Арбузова B.C., Коваль С.Ф. Анализ изогенных линий мягкой пшеницы, несущих доминантные аллели генов Bg, Hg и Rgl, с помощью микросателлитных и белковых маркеров // Генетика. 2000. Т.З 6. С. 1374-1379.

34. Цвелев Н.Н. Злаки СССР. Л.: Колос, 1976.

35. Шкутина Ф.М. Мейоз у отдаленных гибридов и амфидиплоидов // Цитология и генетика мейоза. М.: Наука, 1975. С.293-311.

36. Щапова А.И. Кариотип и расположение хромосом в интерфазном ядре //Цитология. 1969. Т. 13. С. 1157-1164.

37. Щербань А.Б, Филиппова Г.И, Омельянчук Н.А, Вершинин А.В. Реорганизация высокоповторяющейся ДНК генома ячменя в условиях культивирования in vitro // Генетика. 1994. Т.ЗО. № 7. С.879-885.

38. Adams K.L, Wendel J.F. Exploring the genomic mysteries of polyploidy in cotton//Biol. J. Linnean Society. 2004. V.82. P.573-581.

39. Adhikari T.B, YangX, Cavaletto J.R, HuX, Buechley G, OhmH.W, ShanerG, Goodwin S.B. Molecular mapping of Stb 1, a potentially durable gene for resistance to septoria tritici blotch in wheat // Theor. Appl. Genet. 2004. V.109. № 5. P.944-953.

40. Ahn S, Anderson J.A, Sorrells M.E, Tanksley S.D. Homoeologous relationships of rice, wheat and maize chromosomes // Mol. Gen. Genet. 1993. V.245. P.483-490.

41. Alkhimova O.G, MazurokN.A, PotapovaT.A, Zakian S.M, Heslop-Harrison J.S, Vershinin A. V. Diverse patterns of the tandem repeats organization in rye chromosomes // Chromosoma. 2004. V.l 13. P.42-52.

42. AllabyR.G., BanerjeeM., Brown Т.A. Evolution of the high molecular weight glutenin loci of the A, B, D, and G genomes of wheat // Genome. 1999. V.42 P.296-307.

43. Altchul S.F., Gish W., Miller W. et al. Basic local alignment search tool // J. Biol. 1990. V.215. P.403-410.

44. Amos W., Sawcer S.J., Feakes R.W., Rubinsztein D.C. Microsatellites show mutational bias and heterozygote instability // Nat Genet. 1996. V.13. P.390-391.

45. Anamthawat-Jonsson K., Heslop-Harrison J.S. Isolation and characterization of genome-specific DNA sequences in Triticeae species // Mol. Gen. Genet. 1993. V.240. P.l 51—158.

46. Ananiev E.V., Phillips R.L., Rines H.W. A knob-associated tandem repeat in maize capable of forming fold-back DNA segments: are chromosome knobs megatransposons // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V.95. № 18. P. 1078510790.

47. Ananiev E.V., Vales M.I., Phillips R.L., Rines H.W. Isolation of A/D and С genome specific dispersed and clustered repetitive DNA sequences from Avena sativa//Genome. 2002. V.45. P.431-441.

48. Areshchenkova Т., Ganal M.W. Long tomato microsatellites are predominantly associated with centromeric regions // Genome. 1999. V.42. P.536-544.

49. Arumuganathan K., EarleE.D. Nuclear DNA content of some important plant species //Plant Mol. Biol. Rep. 1991. V.9. № 3. P.208-218.

50. Appels R., Gerlach W.L., Dennis E.S., Swift H., Peacock W.J. Molecular and chromosomal organization of DNA sequences coding for the ribosomal RNAs in cereals // Chromosoma. 1980. V.78. P.293-311.

51. Appels R., Dvorak J. The wheat ribosomal DNA spacer region: Its structure and variation in populations and among species // Theor. Appl. Genet. 1982a. V.63. P.337-348.

52. Appels R., Dvorak J. Relative rates of divergence of spacer and gene sequences within the rDNA region of species in the Triticeae: Implications for the maintenance of homogeneity of a repeated gene family // Theor. Appl. Genet. 1982b. V.63. P.361-365.

53. Appels R., Moran L.B., Gustafson J.P. Rye heterochromatin. I. Studies on clusters of the major repeating sequence and the identification of a new dispersed repetitive sequence element // Can. J. Genet. Cytol. 1986. V.28. P.645-657.

54. Appels R., Baum B.R., Clarke B.C. The 5S rDNA unit of bread wheat Triticum aestivum II Plant Syst. Evol. 1992. V.183. P.183-194.

55. AshikawaL, Kurata N., NagamuraY., MinobeY. Cloning and mapping of telomere-associated sequences from rice // DNA Res. 1994. V.l. P.67-76.

56. AusemusE.R., Harrington Y.B., Worzella W.S., ReitzR.L. A summary of genetic studies in hexaploid and tetraploid wheats // Jour. Amer. Soc. Agron. 1946. V.38. P.1082-1099.

57. BadaevaE.D., BudashkinaE.B., BadaevN.S., Kalinina N.P., ShkutinaF.M. General features of chromosome substitutions in Triticum aestivum x T. timopheevii hybrids // Theor. Appl. Genet. 1991. V.82. P.227-232.

58. Badaeva E.D., Badaev N.S., Gill B.S., Filatenko A.A. Intraspecific karyotype divergence in Triticum araraticum // Plant Syst. Evol. 1994. V.l92. № 1. P.l 17-145.

59. Badaeva E.D., Gill B.S. Spontaneous chromosome substitutions in hybrids of Triticum aestivum with T. araraticum detected by C-banding technique // Wheat Inf. Serv. 1995. V.80. № 1. P.26-31.

60. BadaevaE.D., FriebeB., Gill B.S. Genome differentiation in Aegilops. 1. Distribution of highly repetitive DNA sequences on chromosome of diploid species // Genome. 1996a. V.39. № 2. P.293-306.

61. BadaevaE.D., FriebeB., Gill B.S. Genome differentiation in Aegilops. 2. Physical mapping of 5S and 18S-26S ribosomal RNA gene families in diploid species // Genome. 1996b. V.39. № 6. P.l 150-1158.

62. Baenziger P.S., Keppenne V.D., Morris M.R., Peterson C.J., MatternP.J. Quantifying gametoclonal variation in wheat doubled haploids // Cereal. Res. Comm. 1991. V.l9. P.33-42.

63. Balcell C., Swinburne J., Coupland G. Transposons as tools for the isolation of plant genes // Trends Biotechnol. 1991. V.9. P.31-36.

64. BallouxF., EcoffeyE., FumagalliL., GoudetJ., Wyttenback A., HausserJ. Microsatellite conservation, polymorphism, and GC content in shrews of the genus Sorex ( Insectivora, Mammalia ) // Mol. Biol. Evol. 1998. V.15. P.473-475.

65. Bao S., Corke H., Sun M. Microsatellites in starch-synthesizing genes in relation to starch physicochemical properties in waxy rice (Oryza sativa L.) // Theor. Appl. Genet. 2002. V.105. P.898-905.

66. Barnes S.R., James A.M., Jamieson G. The organization, nucleotide sequence and chromosomal distribution of a satellite DNA from Allium сера II Chromosoma. 1985. V.92. P. 185-192.

67. Becker J., HeunM. Barley microsatellites: allele variation and mapping // Plant Mol. Biol. 1995. V.27. P.835-845.

68. Bedbrook J.R., Jones J, O'DellM., Thompson R.D., Flavell R.B. A molecular description of telomeric heterochromatin in Secale species // Cell. 1980. V.19. P.545-560.

69. BeismannH., Barker H.A., Karp A., Speck T. AFLP analysis sheds light on distribution of two Salix species and their hybrid along a natural gradient // Mol. Ecol. 1997. Vol.6. P.989-993.

70. Belostotsky D.A., AnanievE.V. Characterization of relic DNA from barley genome // Theor.Appl. Genet. 1990. V.80. P.374-380.

71. Belyaev A, Raskina O. Heterochromatin discrimination in Aegilops speltoides by simultaneous genomic in situ hybridization // Chromosome Res. 1998. V.6. № 7. P.559-565.

72. Ben Amer I.M., ВоЁгпегА., RoederM.S. Detection of genetic diversity in Libyan wheat genotypes using wheat microsatellite markers // Gen. Res. Crop Evol. 2001. V.48. P.579-585.

73. Benito C., Figueiras A.M., Gonzalez-Jaen M.T., Salinas J. Biochemical evidence of Homoeology between wheat and barley chromosomes // Z. Pflanzenzuchtg. 1985. V.94. P.3 07-320

74. Bennett M.D. Nuclear DNA content and minimum generation time in herbaceous plants // Proc. R. Soc. Lond. B. 1982a. V.181. P.109-135.

75. Bennett M.D. Nucleotypic basis of the spatial ordering of chromosomes in eukaryotes and the implication of the order for genome evolution and phenotypic variation // Genome Evolution. London: Academic Press, 1982b.

76. Bennett M.D., Smith J.B. Nuclear DNA amounts in angiosperms // Philos. Trans. R. Soc. Ser. B. London, 1991. V.334. P.309-345.

77. Bennett M.D., Leitch I.J. Nuclear DNA amounts in Angiosperms // Annals of Botany. 1995. V.76.P.113-176.

78. Bennetzen J.L. Transposable element contributions to plant gene and genome evolution // Plant. Mol. Biol. 2000. V.42. P.251-269.

79. Bennetzen J.L., Ma J., Devos K.M. Mechanisms of recent genome size variation in flowering plants // Ann. Botany. 2005. V.95. P.127-132.

80. Bhatia G.S. Cytology and genetics of some Indian wheats. II. The cytology of some Indian wheats // Ann. Bot. 1938. V.2. P.335-371.

81. BietzJ.A. Genetic and biochemical studies of nonenzymatic endosperm protein // Wheat and wheat improvement. Second edition. Madison; Wisconsin: Am. Soc. of Agron., 1987. P.215-241.

82. Blanco A., Bellomo M.P., Cenci A., De Giovanni C., D'Ovidio R., Iacono E., LaddomadaB., PagnottaM.A., PorcedduE., Sciancalepore A., SimeoneR., Tanzarella O.A. A genetic linkage map of durum wheat // Theor. Appl. Genet. 1998. V.97. P.721-728.

83. Blaszczyk L., Goyeau H., Huang X.Q., Roder M., Stepien L., Chelkowski J. Identifying leaf rust resistance genes and mapping gene Lr37 on the microsatellite map of wheat // Cell Mol Biol Lett. 2004. V.9. № 4B. P.869-878.

84. Bligh H.F., J. Larkin P.D., Roach P.S., Jones C.A, Fu H., Park W.D. Use of alternate splice sites in granule-bound starch synthase mRNA from low-amylose rice varieties // Plant Mol. Biol. 1998. V.38. P.407-415.

85. Bodenes C., Labbe Т., Pradere S., Kremer A. General vs. local differentiation between two closely related oak species // Mol. Ecol. 1997. Vol.6. P.713-724.

86. Bonierbale M.W., Plaisted R.L., Tanksley S.D. RFLP maps based on a common set of clones reveal modes of chromosomal evolution in potato and tomato // Genetics. 1988. V.120. P.1095-1103.

87. Bonjean A.P., Lacaze P. Molecular marker systems and bread wheat // The world wheat book: a history of wheat breeding. London, Paris; N.-Y.: Lavoisier Publ., 2001. P. 1049-1060.

88. Botstein D., White R.L., Scolnick M., Davis R.W. Construction of a genetic linkage map in man using restriction fragment length polymorphisms // Am. J. Human Genet. 1980. V.32. P.314-331.

89. Boulikas T. Chromatin domains and prediction of MAR sequences // Int. Rev. Cytol. 1995. V.162A. P.279-388.

90. BowcockA.M., Ruiz-Lineares A., TonfohrdeJ., MinchE., KiddJ.R., Cavalli-Sforza L.L. High resolution of human evolutionary trees with polymorphic microsatellites //Nature. 1994. V.368. P.455-457.

91. Bozzini A. Sphaerococcoid, a radiation-induced mutation in Triticum durum Desf. use of induced mutations in plant breeding // London: Pergamon Press, 1965. P.375-383.

92. Brady Т., Clutter M.E. Cytolocalization of ribosomal cistrons in plant polytene chromosomes // J. Cell Biol. 1972. V.53. № 3. P.827-832.

93. Britten R.J., Kohne D.E. Repeated sequence in DNA // Science. 1968. V.161. P.529-540.

94. Brown S.M, Szewc-McFadden A.K., Kresovich S. Development and application of simple sequence repeat (SSR) loci for plant genome analysis //

95. Methods in Genome analysis in Plants. Boca Raton: CRC Press, 1996. P. 147-162.

96. Brutlag D.L. Molecular arrangement and evolution of heterochromatic DNA // Annu. Rev. Genet. 1980. Y.14. P. 121-144.

97. Camara A.S. Efeitos dos raios-X nos cromosomas do Triticum monococcum sua analise na apreciacao de bilogenia do Trigo // Anais Inst. Super. Argon. 1935. Vol.7. P.5-38.

98. Camara A.S. Estudo comparativo de cariotypos no genero Triticum II Agron. Lusitana. 1943. V.5. № 1. P.95-117.

99. CastilhoA., Heslop-Harrison J.S. Physical mapping of 5S and 18S-25S rDNA and repetitive DNA sequences in Aegilops umbellulata // Genome. 1995. V.38. P.91-96.

100. Chakraborty R., KimmelM., Stivers D.N., Davison L.J., DekaR. Relative mutation rates at di-, tri-, and tetranucleotide microsatellite loci // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V.94. P. 1041-1046.

101. Chambers G.K., MacAvoy E.S. Microsatellites: consensus and controversy // Сотр. Biochem. Physiol. 2000. Vol.126. P.455-476.

102. ChantretN., Salse J., Sabot F. et al. Molecular basis of evolutionary events that shaped the hardness locus in diploid and polyploid wheat species (:Triticum and Aegilops) II Plant Cell. 2005. V.17. P.1033-1045.

103. ChaoS., Sharp P.J, WorlandA.J, WarhamE.J, Koebner R.M.D, GaleM.D. RFLP-based genetic maps of wheat homoeologous group 7 chromosomes // Theor. Appl. Genet. 1989. V.78. P.495-504.

104. Chapman V, Riley R. The allocation of the chromosomes of Triticum aestivum to the A and В genomes and evidence on genome structure // Canad. J. Genet. Cytol. 1966. V.8. P.57-63.

105. Charles worth В, SnegowskiP, StephanW. The evolutionary dynamics of repetitive DNA in eukaryotes // Nature. 1994. V.371. P.215-220.

106. Chen P.D, Gill B.S. The origin of chromosome 4A, and genomes В and G of tetraploid wheats // Proc. 6th Int. Wheat Genet. Symp. Kyoto, Japan, 1983. P.39-48.

107. ChenM, San-Miguel P, De OliveiraA.C. et al. Microcolinearity in sh2-homologous regions of maize, rice and sorghum genomes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V.94. P.3431-3435.

108. ChengZ, DongF, LangdonT. et. al. Functional rice centromeres are marked by a satellite repeat and a centromere-specific retrotransposon // Plant. Cell. 2002. V.14. P. 1691-1704.

109. Cheng Z.J, Murata M. A centromeric tandem repeat family originating from a part of Ty3/gypsy-retroelement in wheat and its relatives // Genetics. 2003. V.164. P.665-672.

110. Chennaveeraiah M.S. Karyomorphologic and Cytotaxonomic Studies in Aegilops //Acta Horti Gotob. 1960. V.23. P.85-186.

111. ChoY.G, McCouch S.R, KuiperM, KangM.R, Pot J, Groenen J.T.M, EunM.Y. Integrated map of AFLP, SSLP and RFLP markers using a recombinant inbred population of rice ( Oryza sativa L. ) // Theor. Appl. Genet. 1998. V.97. P.370-380.

112. ChoR.J, MindrinosM, Richards D.R. et al. Genome-wide mapping with biallelic markers in Arabidopsis thaliana II Nat. Genet. 1999. V.23. P.203-207.

113. CiaffiK.M, DominiciL, LafiandraD. Gliadin polymorphism in wild and cultivated eincorn wheats // Theor. Appl. Genet. 1997. V.94. P.68-74.

114. Coffee B, Zhang F, Ceman S, Warren ST, ReinesD. Histone modifications depict an aberrantly heterochromatinized FMR1 gene in fragile x syndrome // Am. J. Hum. Genet. 2002. V.71. P.923-932.

115. ConleyJ, NduatiV, Gonzalez-Hernandez J.L, MesfinA, Trudeau-Spanjers M et al. A 2600-Locus chromosome bin map of wheat homoeologous group 2 reveals interstitial gene-rich islands and colinearity with rice // Genetics. 2004. V.168. P.625-637.

116. Contento A, Heslop-Harrison J.S, Schwarzacher T. Diversity of a major repetitive DNA sequences in diploid and polyploid Triticeae // Cytogenet. Genome Res. 2005. V.109. P.34-42.

117. Cooper G, Rubinsztein D.C, AmosW. Ascertainment bias cannot entirely account for human microsatellites being longer than their chimpanzee homologues // Hum. Mol. Genet. 1998. V.7. P. 1425-1429.

118. Сох A.V, Bennett M.D, DyeT.A. Use of polymerase chain reaction to detect spacer size heterogeneity in plant 5S-rRNA gene clasters and to locate such clasters in wheat (Triticum aestivum L.) // Theor. Appl. Genet. 1992. V.83. P.684-690.

119. Crawford D.J. Enzyme electrophoresis and plant systematics // Isozymes in plant biology. Portland: Dioscorides Press, 1989. P.146-164.

120. Crawford A.M., Kappes S.M, PatersonK.A, deGotariM.J, DoddsK.G, Freking B.A, Stone R.T, Beattie C.W. Microsatellite evolution: testing the ascertainment bias hypothesis // J. Mol. Evol. 1997. V.46. P.256-260.

121. CuadradoA., Ceoloni С., JouveN. Variation in highly repetitive DNA composition of heterochromatin in rye studied by fluorescence in situ hybridization// Genome. 1995. V.38. P.1061-1069.

122. CulleyT.M., Wolfe D. Population genetic structure of the cleistogamous plant species Viola pubescens Aiton (Violaceae), as indicated by allozyme and ISSR molecular markers // Heredity. 2001. Vol.86. P.545-556.

123. Cullis C.A., Cleary W. DNA variation in flax tissue culture // Can. J. Genet. Cytol. 1986. V.28.P.247-251.

124. Cummings C.J., ZoghbiH.Y. Fourteen and counting: unraveling trinucleotide repeat diseases // Hum. Mol. Genet. 2000. V.9. P.909-916.

125. Dahl F., Baner J., Gullberg M. et al. Circle-to-circle amplification for precise and sensitive DNA analysis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V.101. P.4548-4553.

126. Davirewala A.P., Reddy A.P., Lagu M.D., Ranjekar P.K., Gupta V.S. Marker assisted selection of bacterial blight resistance genes in rice // Biochem. Genet. 2001. V.39. P.261-278.

127. Dennis E.S., GerlachW.L., Peacock W.J. Identical polypyrimidine polypurine satellite DNA in wheat and barley // Heredity. 1980. V.44. P.345-366.

128. Devos K.M., DubkovskyJ., Dvorak J., ChinoyC.N., Gale M.D. Structural evolution of wheat chromosomes 4A, 5A, and 7B and its impact on recombination // Theor. Appl. Genet. 1995a. V.91. P.282-288.

129. Dhaliwal H.S., Johnson B.L. Diploidization and chromosome pairing affinities in the tetraploid wheats and their putative diploid progenitors // Theor. Appl. Genet. 1982. V.61. P. 117-123.

130. Di RienzoA., Peterson A.C., Garza J.C., ValdesA.M., SlatkinM., FreimerN.B. Mutational processes of simple-sequence repeat loci in human populations //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V.91. P.3166-3170.

131. DongF., Miller J.T., Jackson S.A., Wang G.L., Ronald P.C., Jiang J. Rice (Oryza sativa) centromeric regions consist of complex DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V.95. P.8135-8140.

132. Dover G.A. Molecular drive: A cohesive mode of species evolution // Nature. 1982. V.299. P. 111-117.

133. DubcovskyJ., Dvorak J. Ribosomal RNA multigene loci : nomads of the Triticeae genomes // Genetics. 1995. V.140. P.1367-1377.

134. DubcovskyJ., LuoM.C., ZhongG.Y., BransteitterR., DesaiA., KilianA., Kleinhofs A., Dvorak J. Genetic map of diploid wheat, Triticum monococcum L., and its comparison with maps of Hordeum vulgare L. // Genetics. 1996. V.143. P.983-999.

135. Dvorak J., Appels R. Chromosome and nucleotide sequence differentiation in genomes of polyploid Triticum species // Theor. Appl. Genet. 1982. V.63. P.349-360.

136. Dvorak J., McGuire P.E., Cassidy B. Apparent sources of the A genomes of wheats inferred from polumorphism in abundance and restriction fragment length of repeated nucleotide sequences // Genome. 1988. V.30. P.680-689.

137. Dvorak J., Zhang H.B., Kota R.S., Lassner M. Organization and evolution of the 5S ribosomal RNA gene family in wheat and related species // Genome.1989. V.32. P.1003-1016.

138. Dvorak J., Zhang H.B. Variation in repeated nucleotide sequences sheds light on the origin of the wheat В and G genomes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.1990. V.87. P.9640-9644.

139. Dvorak J., di TerlizziP., Zhang H.B., RestaP. The evolution of polyploid wheats: identification of the A genome donor species // Genome. 1993. V.36. P.21-31.

140. Dvorak J., DubkovskyJ. Genome analysis of polyploid species employing variation in repeated nucleotide sequences // Methods in Genome analysis in Plants. Boca Raton: CRC Press, 1996. P.133-145.

141. EckardtN.A. A sense of self: The role of DNA sequence elimination in allopolyploidization // Plant Cell. 2001. V. 13. P. 1699-1704.

142. EigA. Monographisch-kritische Ubersicht der Gattung Aegilops II Report Spec. Nov. Reg. Veg. Beih. 1929. Bd.55. S. 1-228.

143. EllegrenH., Primmer C.R., Sheldon B.C. Microsatellite evolution: directionality or bias? // Nat Genet. 1995. V.l 1. P.360-362.

144. EllegrenH., Moore S., Robinson N., Byrne K., Ward W., Sheldon B.C. Microsatellite evolution a reciprocal study of repeat lengths at homologous loci in cattle and sheep // Mol. Biol. Evol. 1997. V.14. P.854-860.

145. Endo T.R., Gill B.S. The detection stocks of common wheat // J. of Heredity.1996. V.87. P.295-307.

146. FahimaT., RoederM.S., Grama A., NevoE. Microsatellite DNA polymorphism divergence in Triticum dicoccoides accessions highly resistant to yellow rust// Theor. Appl. Genet. 1998. V.96. P.187-195.

147. FarisJ.D., HaenK.M., Gill B.S. Saturation mapping of a gene-rich recombination hot spot region in wheat // Genetics. 2000. V.154. P.823-835.

148. FedoroffN., Wessler S., ShureM. Isolation of the transposable maize controlling elements Ac and Ds .// Cell. 1983. V.35. P.235-242.

149. Feinberg A.P., Vogelstein B.A. A technique for radiolabeling DNA restriction endonuclease fragments to high spesific activity // Anal. Biochem. 1983. V.132.P.6-13.

150. Feldman M. Identification of unpaired chromosomes in F. hybrids involving T. aestivum and T. timopheevii II Canad. J. Genet. Cytol. 1966. V.8. P. 144151.

151. Feldman M., Lupton F.G.H., Miller Т.Е. Wheats // Evolution of Crops. London: Longman Scientific, 1995. P. 184-192.

152. Feldman M., Liu В., Segal G., Abbo S., Levy A.A., VegaJ.M. Rapid elimination of low-copy DNA sequences in polyploid wheat: a possible mechanism for differentiation of homoeologous chromosomes // Genetics.1997. V.147. P.1381-1387.

153. Feldman M. The origin of cultivated wheat // The World Wheat Book. Paris: Lavoisier Publishing. 2001. P.3-58.

154. Felsenstein J. PHYLIP: Phylogeny Inference Package (Version 3.2) // Cladistics. 1989. V.5. P. 164-166.

155. Flavell R.B., Bennet M.D., Smith J.B. et al. Genome size and the proportion of repeated sequence DNA in plants // Biochem. Genet. 1974. V.l2. P.257-269.

156. Flavell R.B. The molecular characterization and organization of plant chromosomal sequences // Annu. Rev. Plant Physiol. 1980. V.31. P.569-596.

157. Flavell R.B. Amplification, deletion and rearrangement: major sources of variation during species divergence // Genome Evolution. London: Academic Press, 1982.

158. FlavellR. В. Repetitive DNA and chromosome evolution in plants // Phil. Trans. R. Soc. Lond. B. 1986a. V.312. P.227-242.

159. Flavell R.B., O'DellM, Sharp M., NevoE., BeilesA. Variation in the intergenic spacer of ribosomal DNA of wild wheat, Triticum dicoccoides in Israel // Mol. Biol. Evol., 1986b. V.3. P.547-558.

160. FlavellR.B, O'DellM., ThompsonW.F, VincentzM., SardanaR, Barker R.F. The differential expression of ribosomal RNA genes // Philos.Trans.R.Soc.Lond. В Biol.Sci, 1986c. V.314. P.385-397.

161. Flavell R.B., Bennett M.D., Hutchinson Brace J. Chromosome structure and organization // Wheat. London: Chapman and Hall, 1987. P.211-268.

162. Flavell A.J., Dunbar E., Anderson R. et. al. Ту 1 copiagroup retrotransposons are ubiquitous and heterogenous in higher plants // Nucl. Acids. Res. 1992. V.20. P.3639-3644.

163. Fominaya A., Heuros G., Loarce Y., Ferrer E. Chromosomal distribution of a repeated DNA sequence from C- genome heterochromatin and the identification of a new ribosomal DNA lous in the Avena genus // Genome. 1995. V.38.P.548-557.

164. Friebe В., TuleenN., Jiang J., GillB.S. Standard karyotype of Triticum longissimum and its cytogenetic relationship with T. aestivum // Genome. 1993. V.36.P.731-742.

165. Friebe В., GillB.S. Chromosome banding and genome analysis in diploid and cultivated polyploid wheats // Methods in Genome analysis in Plants. Boca Raton: CRC Press, 1996. P.39-60.

166. Friebe B. et al. Development of a complete set of Triticum aestivum-Aegilops speltoides chromosome addition lines // Theor. Appl. Genet. 2000. V.101. P.51-58.

167. Fukuoka S., Inoue Т., MiyaoA., MonnaL., ZhongH.S., Sasaki T.,Minobe Y. Mapping of sequence-tagged sites in rice by sinle-strand conformation polymorphism // DNA Res. 1994. V.l. P.271-277.

168. Gal S., PisanB., Hohn Т., GrimsleyN., HohnB. Genomic homologous recombination in planta // The EMBO Journal. 1991. V.l0. №6. P. 15711578.

169. GaleM.D., Devos K.M. Comparative genetics in the grasses // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V.95. P. 1971-1974.

170. Gall J.G,Pardue M.L. Formation and detection of RNA-DNA hybrid molecules in cytological preparations // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1969. V.63. P.378-383.

171. GanalM.W., Lapitan N.L.V, Tanksley S.D. Macrostructure of the tomato telomeres // The Plant Cell. 1991. V.3. P.87-94.

172. GaoL.F, TangJ.F, Li H.W, Jia J.Z. Analysis of microsatellites in major crops assessed by computational and experimental approaches // Mol. Breed. 2003. V.12.P.245-261.

173. Garza J.C, SlatkinM, FreimerN.B. Microsatellite allele frequencies in humans and chimpanzees with implications for constraints on allele size // Mol. Biol. Evol. 1995. V.612. P.594-603.

174. Gerlach W.L, BedbrookJ.R. Cloning and characterization of ribosomal RNA genes from wheat and barley // Nucl. Acid Res. 1979. V.7. P. 18691885.

175. Gerlach W.L, Dyer T.A. Sequence organization of the repeated units in the nucleus of wheat which contains 5S-rRNA genes // Nucl. Acids Res. 1980. V.8. P.4851-4865.

176. GillB.S. Evolutionary relationships based on heterochromatin bands in six species of the Triticinae // J. Hered. 1981. V.72. P.391-394.

177. GillB.S, ChenP.D. Role of cytoplasm-specific introgression in the evolution of polyploid wheat // Proc Natl. Acad. Sci. USA. 1987. V.84. P.6800-6804.

178. Gill B.S, Friebe B, Endo T.R. Standard karyotype and nomenclature system for description of chromosome bands and structural aberrations in wheat (Triticum aestivum) II Genome. 1991. V.34. P.830-839.

179. GillK.S, GillB.S, Endo T.R, BoykoE.V. Identification and high-density mapping of gene-rich regions in chromosome group 5 of wheat // Genetics. 1996a. V.143. P.1001—1012.

180. Gill K.S, GillB.S, Endo T.R, Taylor T. Identification and high-density mapping of gene-rich regions in chromosome group 1 of wheat // Genetics. 1996b.V.144. P.1883-1891

181. Gindullis F, Desel C, Galasso I, Schmidt T. The largescale organization of the centromeric region in Beta species // Genome Res. 2001. V.ll. P.253-265.

182. GiorgiB, BozziniA. Kyriotype analysis in Triticum. IV. Analysis of (Ae. speltoides-T. boeoticum) amphiploid and a hypothesis on the evolution of tetraploid wheats // Caryologia. 1969. Vol.22. P.289-306.

183. Godwin I.D., AitkenE.A., Smith L.W. Application of inter simple sequence repeat (ISSR) markers to plant genetics // Electrophoresis. 1997. V.l8. P.1524-1528.

184. GrelletF., DelcassoD., Panabieres F., DelsenyM. Organization and evolution of higher plant alphoid like satellite DNA sequence // J. Mol. Biol. 1986. V.187. P.495-507.

185. Grunstein M., Hogness D. Colony hybridization: A method for the isolation of cloned DNAs that contain a specific gene // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1975. V.75. P.3961-3965.

186. Gupta P.K., FedakG., MolnarS.J., Wheatcroft R. Distribution of a Secale cereale DNA repeat sequence among 25 Hordeum species // Genome. 1989. V.32. P.383-388.

187. Gupta P.K., Balyan H.S., Sharma P.C., Ramesh B. Microsatellites in plants: a new class of molecular markers // Current Science. 1996. V.70. № 1. P.45-53.

188. Gupta P.K., Varshney R.K., Sharma P.C., Ramesh B. Molecular markers and their applications in wheat breeding // Plant Breed. 1999. V.l 18. P.369-407.

189. Gupta P.K., Balyan H.S., Edwards K.J., Isaac P., KorzunV. et al. Genetic mapping of 66 new microsatellite (SSR) loci in bread wheat // Theor. Appl. Genet. 2002. V.l05. P.413-422.

190. Gupta P.K. Rustgi S., Sharma S., Singh R., Kumar N., Balyan H.S. Transferable EST-SSR markers for the study of polymorphism and genetic diversity in bread wheat // Mol. Genet. Genomics. 2003. V.270. P.315-323.

191. Hammer K. Vorarbeiten zur monographischen Darstellung von Wildpflanzensortimenten: Aegilops L // Die Kulturpflanze. 1980. Bd.28. S.33-180.

192. HarberdN., Flavell R., Thompson R. Identification of a transposable-like insertion in a Glu-1 allele of wheat // Mol. Gen. Genet. 1987. V.209. P.326-332.

193. Harr В., Zangerl В., Brem G., Schlotterer C. Conservation of locus specific microsatellite variability across species: a comparison of two Drosophilasibling species D. melanogaster and D. simulans // Mol. Biol. Evol. 1998. V.15. P.176-184.

194. HartG.E. Genome analysis in the Triticeae using isozymes // Methods in Genome analysis in Plants. Boca Raton: CRC Press, 1996. P. 195-204.

195. Hentschel C.C. Homocopolymer sequences in the spacer of a sea urchin histone gene repeat are sensitive to SI nuclease // Nature. 1982. V.295. P.714-716.

196. Heslop-Harrison J.S. Comparative genome organization in plants: from sequence and markers to chromatin and chromosomes // Plant Cell. 2000. V.12. P.617-635.

197. Heslop-Harrison J.S., Schwarzacher T. Genomic southern and in situ hybridization // Methods in genome analysis in plants. Boca Ration: CRC Press. 1996. P.163-180.

198. Heslop-Harrison J.S, MurataM., OguraY, Schwarzacher T, MotoyoshiF. Polymorphisms and genomic organization of repetitive DNA from centromeric regions of Arabidopsis chromosomes // Plant Cell. 1999. V.ll. P.31-42.

199. Heslop-Harrison J.S, Brandes A, Schwarzacher T. Tandemly repeated DNA sequences and centromeric chromosomal regions of Arabidopsis species // Chromosome Res. 2003. V.ll. P.241-253.

200. Hiatt E.N, Kentner E.K, Dawe R.K. Independently regulated neocentromere activity of two classes of tandem repeat arrays // Plant Cell. 2002. V.14. P.407-420.

201. HillisD.M, MoritzC, Porter C.A, Baker R. Evidence for biased gene conversion in concerted evolution of ribosomal DNA // Science. 1991. V.251. P.308-310.

202. HossainK.G, Kalavacharla V, Lazo G.R. et al. A chromosome bin map of 2148 expressed sequence tag loci of wheat homoeologous group 7 // Genetics. 2004. V.168. P.687-699.

203. HourcadeD, Dressier D, WolfsonJ. The amplification of ribosomal RNA genes involving a rolling circle intermediate // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1973. V.70. P.2926-2930.

204. Hsiao C, Chatterton N.J, AsayK.H, Jensen K.B. Phylogenetic relationships of 10 grass species: an assessment of phylogenetic utility of the inetrnal transcribed spacer region in nuclear ribosomal DNA of monocots // Genome. 1994. V.37. P.l 12-120.

205. HuH, XiZ, OuyangS, Hao S, HeM, XuZ, ZouM. Chromosome variation of pollen mother cell of pollen-derived plants in wheat (Triticum aestivum L.) // Sci. Sin. 1980. V.6. P.905.

206. Huang X.Q., Borner A., Roder M.S., Ganal M.W. Assessing genetic diversity of wheat (Triticum aestivum L.) germplasm using microsatellite markers //Theor. Appl. Genet. 2002. V.105. P.699-707.

207. Hudakova S., MichalekW., Presting G.G. et al. Sequence organization of barley centromeres //Nucl. Acids Res. 2001. V.29. P.5029-5035.

208. Hulbert S.H., Richter Т.Е., Axtell J.D., Bennetzen J.L. Genetic mapping and characterization of sorghum and related crops by means of maize DNA probes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V.87. P.4251-4255.

209. Hutchinson J., Lonsdale D.M. The chromosomal distribution of cloned highly repetitive sequences from hexaploid wheat // Heredity. 1982. V.48. P.371-376.

210. Hutchinson J., Abbott A., O'DellM., Flavell R.B. A rapid screening technique for the detection of repeated DNA sequences in plant tissues // Theor. Appl. Genet. 1985. V.69. P.329-333.

211. HutterC.M., SchugM.D., Aquadro C.F. Microsatellite variation in Drosophila melanogaster and Drosophila simulans: a reciprocal test of the ascertainment bias hypothesis // Mol. Biol. Evol. 1998. V.15. P.1620-1636.

212. International Human Genome Consortium. Initial sequencing and analysis of the human genome //Nature. 2001. V.409. P.860-921.

213. Ito H., Nasuda S., Endo T.R. A direct repeat sequence associated with the centromeric retrotransposons in wheat // Genome. 2004. V.47. P.747-756.

214. Jaaska V. Electrophoretic survey of seedling esterases in wheats in relation to their phylogeny // Theor. Appl. Genet. 1980. V.56. P.273-284.

215. Jaaska V. Aspartate aminotransferase and alcohol dehydrogenase isoenzymes: intraspecific defferentiation in Aegilops tauschii and the origin of the D genome polyploids in the wheat group // PL Syst. Evol. 1981. V.137. P.259-273.

216. JarmanA.P., Wells R.A. Hyrpervariable minisatellites: recombinators or innocent bystanders? // Trends Genet. 1989. V.5. № 11. P.367-371.

217. JauharP.P., JoppaL.R. Chromosome pairing as a tool in genome analysis: merits and limitations // Methods in Genome analysis in Plants. Boca Raton: CRC Press, 1996. P.9-37.

218. JeinS.M., De Klerk G.J. Somaclonal variation in breeding and propagation of ornamental crops // Plant Tiss. Cult. Biotech. 1998. Y.4. P.63-75.

219. Jiang J., Gill B.S. New 18S-26S ribosomal RNA gene loci: chromosomal landmarks for the evolution of polyploid wheats // Chromosoma. 1994a. V.103. P.179-185.

220. Jiang J., Gill B.S. Different species-specific chromosome translocation in Triticum timopheevii and T. turgidum support diphyletic origin of polyploid wheats // Chromosome Res. 1994b. V.2. P.59-64.

221. Jiang J., Gill B.S. Nonisotopic in situ hybridization and plant genome mapping: the first 10 years // Genome. 1994c. V.37. № 5. P.717-725.

222. Jiang J., Birchler J.A., ParrottW.A., DaweR.K. A molecular view of plant centromeres // Trends Plant Sci. 2003. V.8. № 12. P.570-575.

223. JinW.W., MeloJ.R., NagakiK., TalbertP.B., HenikoffS., DaweR.K., Jiang J.M. Maize centromeres: organization and functional adaptation in the genetic background of oat // Plant Cell. 2004. V.l 6. P.571-581.

224. JohnH., Birnsteil M.L., Jones K.W. RNA-DNA hybrids at cytological levels //Nature. 1969. V.223. P.582-587.

225. Johnson B.L. Protein electrophoretic profiles and the origin of the В genome of wheat// Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1972. V.69. P.1398-1402.

226. Jones R.W., Taylor N.W., SentiF.R. Electrophoresis and fractionation of wheat gluten // Arch. Biochem. Biophys. 1959.V.84. P.363-376.

227. Jones K. Aspects of chromosome evolution in higher plants // Advances in Botanical Research. NY: Academic Press, 1978. V.6. P.l 19-193.

228. Jones J.D.G., Flavell R.B. The mapping of highly-repeated DNA families and their relationship to C-bands in. chromosomes of Secale cereale // Chromosoma. 1982. V.86. P.595-612.

229. Kafatos T.C., Jopes C.W., Efstratiadis A. Determination of nucleic acid sequence homologies and relative concentrations by dot-hybridization procedures//Nucl. Acids Res. 1979. V.7. P. 1541-1552.

230. KagawaF. On the phylogeny of some cereals and related plants as considered from the size and shape of chromosomes // Ibid. 1929. V.4, P.363-383.

231. Kam-Morgan L.N.W., Gill B.S., Muthukrishnan S. DNA restriction fragment length polymorphism : a strategy for genetic mapping of D genome of wheat // Genome. 1989. V.32. P.724-732.

232. Kantety R.V, Kantety R.V, La Rota M, Matthews D.E, Sorrells M.E. Data mining for simple sequence repeats in expressed sequence tags from barley, maise, rice, sorghum and wheat // Plant Mol. Biol. 2002. V.48. P.501-510.

233. Kasarda D.D, Lafiandra D, Morris R, Shewry P.R. Genetic relationships of wheat gliadin proteins // Proc. 3rd Symp. Seed Proteins (Gatersleben, GDR). Kulturpflanze. Berlin, 1984. V.32. P.41-61.

234. Kashi Y, Soller M. Functional roles of microsatellites and minisatellites // Microsatellites: evolution and applications. Oxford: Oxford University Press, 1999. P. 10-23.

235. KerbyK, KuspiraJ. The phylogeny of the polyploid wheats Triticum aestivum (bread wheat) and Triticum turgidum (macaroni wheat) // Genome. 1987. V.29. P.722-737.

236. KerbyK, KuspiraJ, JonesB.L. Biochemical data bearing on the relationship between the genome of Triticum urartu and the В genomes of the polyploid wheats // Genome. 1988. V.30. P.576-581.

237. Khlestkina E.K, SalinaE.A. Genome-specific markers of tetraploid wheats and their putative diploid progenitor species // Plant Breeding. 2001. V.l20. P.227-232.

238. Khlestkina E.K, RoderM.S, EfremovaT.T, Borner A, Shumny V.K. The genetic diversity of old and modern Siberian varieties of common spring wheat determined by microsatellite markers // Plant Breed. 2004a. V.l23. P.122-127.

239. Khlestkina E.K, Than M.H.M, PestsovaE.G, RoderM.S, Malyshev S.V, Korzun V, Borner A. Mapping of new 99 new microsatellite loci in rye (Secale cereale L.) including 39 expressed sequence tags // Theor. Appl. Genet. 2004b. V.l09. P.725-732.

240. KiharaH. Considerations on the evolution and distribution of Aegilops species based on the analyser-method // Cytologia. 1954. V.19. P.336-357.

241. Kihara H. The origin of wheat in the light of comparative genetics // Japan. J. Genet. 1965. V.40. №1. P.45-54.

242. KiharaH, TanakaM. Attendum to the classification of the genus Aegilops by means of genome analysis // Wheat Inf. Serv. 1970. V.30. P. 1-2.

243. Kilian A, Kleinhofs A. Cloning and mapping of telomere associated sequences from Hordeum vulgare L // Mol. Gen. Genet. 1992. V.235. P. 153156.

244. Kimber G, Sears E.R. Evolution in the genus Triticum and the origin of cultivated wheat // Wheat and wheat improvement. Madison, Wisconsin: Am. Soc. Agron. Publ, 1987. P.154-164.

245. KimuraM, OthaT. Stepwise mutation model and distribution of allelic frequencies in a finite population // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1978. V.75. P.2868-2872.

246. Kirkness E.F., Bafna V, Halpern A.L, et al. The dog genome: survey sequencing and comparative analysis // Science. 2003. V.301. P. 1898-1903.

247. KishiiM, NagakiK, TsujimotoH, SasakumaT. Exclusive localization of tandem repetitive sequences in subtelomeric heterochromatin regions of Leymus racemosus (Poaceae, Triticeae) 11 Chromosome Res. 1999. V.7. P.519-529.

248. Kishii M, Nagaki K, Tsujimoto H. A tandem repetitive sequence located in the centromeric region of common wheat (Triticum aestivum) chromosomes // Chromosome Res. 2001. V.9. P.417-428.

249. KishiiM, TsujimotoH. Genus-specific localization of the Tail family of tandem-repetitive sequences in either the centromeric or subtelomeric regions in Triticeae species (Poaceae) and its evolution in wheat // Genome. 2002. V.45. P.946-955.

250. Koba T, Tsunewaki K. Mapping of the s and Ch2 genes on chromosome 3D of common wheat // Wheat Inform. Serv. 1978. V.45-46. P. 18-20.

251. Kong X.Y, Gu Y.Q, You F.M, Dubcovsky J, Anderson O.D. Dynamics of the evolution of orthologous and paralogous portions of a complex locus region in two genomes of allopolyploid wheat // Plant Mol Biol. 2004. V.54. № 1. P.55-69.

252. Konieczny A, Ausubel F.M. A procedure for mapping Arabidopsis mutations using codominant ecotype-specific PCR-based markers // Plant J. 1993. V.4,P.403-410.

253. Kornike F. Der Weizen // Handbuch des Getreidebaues. Berlin: Verlag von Paul Parey, 1985. Bd.l. S.22-114.

254. Korzun V, Boerner A, Worland A.J, Law C.N, Roeder M.S. Application of microsatellite markers to distinguish inter-varietal chromosome substitution lines of wheat (Triticum aestivum L.) // Euphytica. 1997. V.95. P. 149-155.

255. Korzun V, Roeder M.S., WendehakeK, Pasqualone A, Lotti C, Ganal M.W, Blanco A. Integration of dinucleotide microsatellites fromhexaploid bread wheat into a genetic linkage map of durum wheat // Theor. Appl. Genet. 1999. V.98. P.1202-1207.

256. Kosambi D.D. The estimation of map distances from recombination values // Ann. Eugen. 1944. V.l2. P. 172-175.

257. Kota R.S., GillK.S., Gill B.S., EndoT.R. A cytologically based physical map of chromosome IB in common wheat // Genome. 1993. V.36. P.548-554.

258. KovarikA., MatyasekR., LimK.Y., SkalickaK., KoukalovaB., Knapp S., Chase M., Leitch A.R. Concerted evolution of 18-5.8-26S rDNA repeats in Nicotiana allotetraploids // Biol. J. Linnean Society. 2004. V.82. P.615-625.

259. KruglyakS., DurretR.T., SchugM., Aquadro C.F. Equilibrium distributions of microsatellite repeat length resulting from a balance between slippage events and point mutations // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V.95. P. 10774-10778.

260. Kubis S., Schmidt Т., Heslop-Harrison J.S. Repetitive DNA elements as a major component of plant genomes // Annals of Botany. 1998. V.82A. P.45-55.

261. KumarS., TamuraK., Jakobsen I.B., NeiM. MEGA2: Molecular Evolutionary Genetics Analysis software // Arizona State University, USA, 2001.

262. Kumekawa N., Ohmido N., Fukui K., Ohtsubo E. A new gypsy-type retrotransposon, RIRE7: preferential insertion into tandem repeat sequence TrsD in pericentromeric heterochromatin regions of rice chromosomes // Mol. Gen. Genomics. 2001. V.265. P.480-488.

263. Kurata N., Moore G., Nagamura Y., Foote Т., Yano M., Minobe Y., Gale M. Conservation of genomic structure between rice and wheat // Bio. Technol. 1994. V.l2. P.276-278.

264. Lagudah E.S., Appels R., Brown A.H.D., Mcneil D. The molecular-genetic analysis of Triticum tauschii, the D-genome donor to hexaploid wheat // Genome. 1991. V.34. P.375-386.

265. Lander E.S., Green P., Abrahamson J., Barlow A., Daly M.J. et al. MARMAKER : an interactive computer package for constructing primary genetic linkage maps of experimental and natural populations // Genomics. 1987. V.l. P.174-181.

266. Lao W.D., Zhang C.S., HuG.F., Zhang X.C., Wei Y.Y. Multiple cis-acting sequences implicate function diversity in nuclear matrix attachment regions of bovine mammary gland // Yi Chuan Xue Bao. 2003. V.30. №> 5. P.397-406.

267. LarkinP.J, Scowcroft W.R. Somaclonal variation a novel source of variability from cell cultures for plant improvement // Theor. Appl. Genet. 1981. V.60.P.197-214.

268. La RotaM, KantetyR.V, YuJ.K, Sorrells M.E. Nonrandom distribution and frequencies of genomic and EST-derived microsatellite markers in rice, wheat, and barley // BMC Genomics. 2005. V.6. № 1. P.23.

269. Lapitan N.L.V. Organization and evolution of higher plant nuclear genomes // Genome. 1992. V.35. P.171-181.

270. LeeJ.S, HanfordM.G, GenovaJ.L, FarberR.A. Relative stabilities of dinucleotide and tetranucleotide repeats in cultured mammalian cells // Hum Mol Genet. 1999. V.8. P.2567-2572.

271. Leitchl.J, Heslop-Harrison J.S. Detection of digoxigenin-labeled DNA probes hybridized to plant chromosomes in situ // Protocols for nucleic acid analysis by nonradioactive probes. Meth. Mol. Boil. Humana, Totowa, New Jersey, 1994. V.28. P.177-186.

272. LeonovaL, PestsovaE, Salina E, EfremovaT, RoderM, BornerA. Mapping of the VrnBl gene in Triticum aestivum using microsatellite markers // Plant Breeding. 2003. V.122 P.209-212.

273. Levinson G, Gutman G.A. Slipped-strand mispairing: a major mechanism for DNA sequence evolution // Mol. Biol. Evol. 1987. V.4. № 3. P.203-221.

274. Levy A.V, Feldman M. The impact of polyploidy on grass genome evolution //Plant Physiology. 2002. V.130. P.1587-1593.

275. Lilienfeld F., KiharaH. Genomanalyze bei Triticum und Aegilops. V. Triticum timopheevi Zhuk // Cytologia. 1934. Bd.6. S.87-122.

276. LilienfeldF.A, KiharaH. Genome-analysis in Triticum and Aegilops. X. Concluding review//Cytologia. 1951. V.16. P.101-123.

277. LimK.Y, MatyasekR, KovarikA, LeitchA.R. Genome evolution in allotetraploid Nicotiana //Biol. J. Linnean Society. 2004. V.82. P.599-606.

278. Linkiewicz M., Qi L.L., Gill B.S. et al. A 2500-Locus bin map of wheat homoeologous group 5 provides insights on gene distribution and colinearity with rice // Genetics. 2004. V.l68. P.665-676.

279. Liu C.J., Atkinson M.D., ChinoyC.N., Devos K.M., Gale M.D. Nonhomoeologous translocations between group 4, 5 and 7 chromosomes within wheat and rye // Theor. Appl. Genet. 1992. V.83. P.305-312.

280. Liu В., Vega J.M., Segal G., Abbo S, RodovaM., Feldman M. Rapid genomic changes in newly synthesized amphiploids of Triticum and Aegilops. I. Changes in low-copy noncoding DNA sequences // Genome. 1998a. V.41.P.272-277.

281. Liu В., Vega J.M., Feldman M. Rapid genomic changes in newly synthesized amphiploids of Triticum and Aegilops. II. Changes in low-copy coding DNA sequences // Genome. 1998b. V.41. P.:272-277.

282. Long E.O., Dawid I.B. Repeated genes in eukaryotes // Annu. Rev. Biochem. 1980. V.49. P.727-764.

283. Louis E.J., Vershinin A.V. Chromosome ends: different sequences may provide conserved functions // Bioessays. 2005. V.27. P.685-697.

284. LovettS.T. Encoded errors: mutations and rearrangements mediated by misalignment at repetitive DNA sequences // Mol. Microbiol. 2004. V.52. №5. P. 1243-1253.

285. Maan S.S. Cytoplasmic and cytogenetic relationship among tetraploid Triticum species // Euphytica. 1973. V.22. № 2. P.287-300.

286. MacasJ., PozarkovaD., Navratilova A., NouzovM., NeumanP. Two new families of tandem repeats isolated from genus Vicia using genomic self-priming PCR// Mol Gen Genet. 2000. V.263. P.741-751.

287. Mac Key J. Species relationships in Triticum // Proc. 2nd Int. Wheat Genet. Symp., Lund, Sweden, 19-24 August 1963. Lund: Berlingska Boktryckeriet, 1966.

288. MaestraB., NaranjoT. Structural chromosome differentiation between Triticum timopheevii and T. turgidum and T. aestivum // Theor. Appl. Genet. 1999. V.98. № 5. P.744-750.

289. Maniatis Т., Fritsch E.F., Sambrook J. Molecular cloning. A laboratory manual.USA // Gold Spring Harb. Lab. 1982. P.362.

290. Manninen I., SchulmanA. BARE-1, a copia-like retroelement in barley {Hordeum vulgare L.) // Plant. Mol. Biol. 1993. V.22. P.829-846.

291. Manzanero S., Puertas M.J. Rye terminal neocentromeres: characterisation of the underlying DNA and chromatin structure // Chromosoma. 2003. V.lll. P.408-415.

292. Marino C.L., Nelson J.C., LuY.H., Sorrells M.E., LeroyP. et al. Molecular genetic maps of the group 6 chromosomes of hexaploid wheat (Triticum aestivum L. em. Thell) // Genome. 1996. V.39. P.359-366.

293. Masojc P., MyskowB., Milczarski P. Extending a RFLP-based genetic map of rye using random amplified polymorphic DNA (RAPD) and isozyme markers // Theor. Appl. Genet. 2001. V.102. P.1273-1279.

294. MaughanP.J., Saghai MaroofM.A., Buss G.R., Huestis G.M. Amplified fragment length polymorphism (AFLP) in soybean: species diversity, inheritance, and near-isogenic line analysis // Theor. Appl. Genet. 1996. Vol.93. P.392-401.

295. Maystrenko O.I., LaikovaL.I., Arbuzova V.S., MelnikV.M. The chromosomal location of the SI, S2 and S3 genes of induced sphaerococcoid mutations in common wheat // EWAC Newsletter. 1998. P. 127-130.

296. Mcintosh R. A., Yamazak Y., Devos K.M., Dubcovsky J., Rogers J., Appels R. Catalogue of Gene Symbols for Wheat // www.grs.nig.ac.jp/wheat/komugi/genes/. 2003.

297. Mclntyre C.L., Clarke B.C., Appels R. DNA sequence analyses of the ribosomal spacer regions in the Triticeae // Plant Syst. Evol. 1988. V.160. P.91-104.

298. Mclntyre C.L., Pereira S., MoranL.B., Appels R. New Secale sereale (rye) DNA derivatives for the detection of rye chromosome segments in wheat // Genome. 1990. V.33. P.317-323.

299. McNeil D., LagudahE.S., HohmannU., Appels R. Amplification of DNA sequences in wheat and its relatives:the Dgas44 and R350 families of repetitive sequences // Genome. 1995. V.37. P.320-327.

300. Meksem K., Leister D., PelemanJ., ZabeauM., Salamini F., GebhardtC. A high resolution map of the vicinity of the R1 locus on chromosome V of potato based on RFLP and AFLP markers // Mol. Gen. Genet. 1995. V.249. P.74-81.

301. Meksem K., Ruben E., HytenD., Triwitayakorn K., Lightfoot D.A. Conversion of AFLP bands into high-throughput DNA markers // Mol. Genet. Genomics. 2001. V.265. P.207-214.

302. Metzlaff M., Troebner W., Baldauf F., Schlegel R., Cullum J. Wheat specific repetitive DNA sequences construction and characterization of four different genomic clones // Theor. Appl. Genet. 1986. V.72. P.207-210.

303. MichalakisY, VeuilleM. Length variation of CAG/CAA trinucleotide repeats in natural populations of Drosophila melanogaster and its relation to the recombination rate // Genetics. 1996. V.143. P.1713-1725.

304. Miftahudin, RossK, MaX.F, MahmoudA.A, LaytonJ et al. Analysis of expressed sequence tag loci on wheat chromosome group 4 // Genetics. 2004. V.168. P.651-663.

305. Mochida K, Yamazaki Y, Ogihara Y. Discrimination of homoeologous gene expression in hexaploid wheat by SNP analysis of contigs grouped from a large number of expressed sequence tags // Mol. Gen. Genomics. 2003. V.270. P.371-377.

306. Moore G, Cheung W, Schwarzacher T, Flavell R. BIS 1, a major component of the cereal genome and a tool for studing genomic organization // Genomics. 1991. V.10. P.469-476.

307. Moore G, Foote T, Helentjaris T, Devos K, KurataN, Gale M. Was there a single cereal chromosome? // Trends Genet. 1995. V.l 1. № 3. P.81-82.

308. Moore G, Roberts M, Aragon-Alcaide L, Foote T. Centromeric sites and cereal chromosome evolution// Chromosoma. 1997. V.35. P.17-23.

309. Moore G. Cereal Chromosome Structure, Evolution, and Pairing // Plant Mol. Biol. 2000. V.51.P.195-222.

310. Morgan Т.Н. Random segregation versus coupling in mendelian inheritance //Science. 1911. V.36. P.718-719.

311. Morgante M, Olivieri A.M. PCR amplified microsatellites as markers in plant genetics // The Plant Journal. 1993. V.3. № 1. P. 175-182.

312. Morgante M, HanafeyM, Powell W. Microsatellites are preferentially present with non-repetitive DNA in plant genomes // Nat. Genet. 2002. V.30. P. 194-200.

313. MoriN, Liu Y.-G, TsunewakiK. Wheat phylogeny determined by RFLP analysis of nuclear DNA. 2. Wild tetraploid wheats // Theor. Appl. Genet. 1995. V.90.P.129-134.

314. Mouse Genome Sequencing Consortium Initial sequencing and comparative analysis of the mouse genome // Nature. 2000. V.420. P.520-562.

315. Muehlbauer G.J, SpechtJ.E, Thomas-Compton M.A, StaswickP.E, Bernard R.L. Near-isogenic lines a potential resource in the integration of conventional and molecular marker linkage maps // Crop Sci. 1988. V.28. P.729-735.

316. MukaiY, NakaharaY, YamamotoM. Simultaneous discrimination of the three genomes in hexaploid wheat by multicolor fluorescence in situ hybridization using total genomic and highly repeated DNA probes // Genome. 1993. V.36. P.489-494.

317. MukaiY. Multicolor fluorescence in situ hybridization: a new strategy for plants: their merits and piffals // Methods in Genome analysis in Plants. Boca Raton: CRC Press, 1996. P. 181-194.

318. MullerA.E., Kamisugi Y., GrunebergR., NiedenhofL, HoroldRJ., Meyer P. Palindromic sequences and A + T elements promote illegitimate recombination in Nicotiana tabacum //J. Mol. Biol. 1999. V.291. P.29-46.

319. Munkvold J.D., Greene R.A., Bermudez-Kandianis C.E. et al. Group 3 chromosome bin maps of wheat and their relationship to rice chromosome 1 // Genetics. 2004. V.l68. P.639-650.

320. MurigneuxA., BarloyD., LeroyP., BeckertM. Molecular and morphological evaluation of doubled-haploid lines in maize. 1. Homogeneity within DH lines // Theor. Appl. Genet. 1993. Vol.86. P.837-842.

321. Nadir E., Margalit H., Gallily Т., Ben-Sasson S.A. Microsatellie spreading in the human genome: evolutionary mechanisms and structural implications // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V.93. P.6470-6475.

322. Nagaki K.,Tsujimoto H., IsonoK., SasakumaT. Molecular characterization of a tandem repeat, Afa family, and its distribution among // Triticeae. 1995. V.38. P.479-486.

323. Nagaki K., Tsujimoto H., Sasakuma T. A novel repetitive sequence of sugar cane. SCEN family, locating on centromeric regions // Chromosome Res. 1998a. Vol.6. P.295-302.

324. NagakiK., TsujimotoH., SasakumaT. H genome specific repetitive sequence, pEt2, of Elymus trachycaulus in part of Afa family of Triticeae // Genome Feb. 1998b. V.41. № 1. P.134-136.

325. Nagaki K., TalbertP.B, Zhong C.X., Dawe R.K., HenikoffS., Jiang J. Chromatin immunoprecipitation reveals that the 180-bp satellite repeat is key functional DNA element of Arabidopsis thaliana centromeres // Genetics. 2003a. V.163. P.1221-1225.

326. Nagaki K., Song J., StuparR.M., Parokonny A.S., YuanQ., Ouyang S. et.al. Molecular and cytological analysis of large tracks of centromeric DNA reveal the structure and evolutionary dynamics of maize centromeres // Genetics. 2003b. Vol.163. P.759-770.

327. Nakajima R., Noma K., Ohtsubo H., Ohtsubo E. Identification and characterization of two tandem repeat sequences (TrsB and TrsC) and a retrotransposon (RIRE1) as genome-general sequences in rice // Genes Genet. Syst. 1996. V.71. P.373-382.

328. Naranjo Т., Lacadena J.R. Interaction between wheat chromosomes and rye telomeric heterochromatin on meiotic pairing of chromosome pair 1R of rye in wheat-rye derivatives // Chromosoma. 1980. V.81. P.249-261.

329. Naranjo T, Roca A, Goicoecha P.G, Giraldez R. Arm homoeology of wheat and rye chromosomes // Genome. 1987. V.29. P.873-882.

330. Naranjo T, Roca A, Goicoecha P.G, Giraldez R. Chromosome structure of common wheat: Genome reassignment of chromosomes 4A and 4B // Proc. 7th Int. Wheat Genet. Symp. Cambridge: IPSR, 1988. P.l 15-120.

331. NasudaS, HudakovaS, Schubert I, HoubenA, Endo T.R. Stable barley chromosomes without centromeric repeats // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. V.102. P.9842-9847.

332. NautaM.J, WeissingF.J. Constraints on allele size at microsatellite loci: implications for genetic differentiation // Genetics. 1996. V.143. P. 10211032.

333. NeiM, Li W.H. Mathematical model for studing genetic variation in terms of restriction endonucleases // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. V.76. P.5269-5273.

334. Nelson J.C, Van DeynzeA.E, AutriqueE. et al. Molecular mapping of wheat: homoeologous group 2 // Genome. 1995a. V.38. P.516-524.

335. Nelson J.C, Van DeynzeA.E, AutriqueE. et al. Molecular mapping of wheat: homoeologous group 3 // Genome. 1995b. V.38. P.525-533.

336. Nelson J.C, SorrellsM.E, Van DeynzeA.E. et al. Molecular mapping of wheat: major genes and rearrangements in Homoeologous groups 4, 5, and 7 // Genetics. 1995c. V.141. P.721-731.

337. Neuer-Nitsche B, LuX, Werner D. Functional role of highly repetitive DNA sequence in anchorage of the mouse genome // Nucl. Acids Res. 1988. V.16.P.8351-8360.

338. NishikawaK. Species relationship of wheat and its putative ancestors asf-hviewed from isozyme variation // Proc. 6 Int. Wheat Genet. Symp. Kyoto, 1983. P.59-63.

339. NoliE, Salvi S, TuberosaR. Comparative analysis of genetic relationships in barley based on RFLP and RAPD markers // Genome. 1997. V.40. P.607-616.

340. NomaK, ObtsuboE, OhtsuboH. Non-LTR retrotransposon ( LINEs ) are ubiquitous components of plant genomes // Mol. Gen. Genet. 1999. V.261. P.71-79.

341. OhmidoN, Fukui K. Visual verification of close disposition between a rice A genome-specific DNA sequence (TrsA) and the telomere sequence // Plant Mol. Biol. 1997. V.35. P.963-968.

342. OhtsuboH., UmedaM., OhtsuboE. Organization of DNA sequences highly repeated in tandem in rice genomes // Jpn. J. Genet. 1991. V.66. P.241-254.

343. Ohtsubo H., Ohtsubo E. Involvement of transposition in dispersion of tandem repeat sequences (TrsA) in rice genomes // Mol. Gen. Genet. 1994. V.245. P.449-455.

344. Olson M., Hood L., Cantor C., Dotstein D. A common language for physical mapping of the human genome // Science. 1989. V.245. P. 1434-1435.

345. OkadaT., GondoY., Goto J., KanazawaL, Hadano S., IkedaJ.E. Unstable transmission of the RS447 human megasatellite tandem repetitive sequence that contains the USP17 deubiquitinating enzyme gene // Hum. Genet. 2002. V.l 10. № 4. P.302-313.

346. Okamoto M. Identification of the chromosomes of common wheat belonging to the A and В genomes // Can. J. Genet. Cytol. 1962. V.4. P.31-37.

347. Orgel L., Crick F. Selfish DNA: the ultimate parasite // Nature. 1980. V.284. P.604-607.

348. OritaM., IwahanaH., KanasawaH., Hayashi K., SekiyaT. Detection of polymorphisms of human DNA by gel electrophoresis as single-strand conformation polymorphism // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. V.86. P.2766-2770.

349. OsbornT.B. The proteins of the wheat kernel // Carnegie Institute of Washington, Washington DC, 1907.

350. Ozkan H., Levy A.A., Feldman M. Allopolyploidy-induced rapid genome evolution in the wheat (Aegilops-Triticum) group // Plant Cell. 2001. V.13. РЛ735-1747.

351. Palombi M.A., Damiano C. Comparison between RAPD and SSR molecular markers in detecting genetic variation in kiwifruit (Actinidia deliciosa A. Chev.) // Plant Cell Rep. 2002. V.20. P.1061-1066.

352. Panzer S., Kuhl D.P., Caskey C.T. Unstable triplet repeat sequences: a source of cancer mutations? // Stem Cells. 1995. V.13. № 2. P.146-157.

353. ParanL, Michelmore R.W. Development of reliable PCR-based markers linked to downy mildew resistant genes in lettuce // Theor. Appl. Genet. 1993. Vol.85. P.985-993.

354. Pardue M.L., Gall J.G. Chromosomal localization of mouse satellite DNA // Science. 1970. V.168. P.1356-1358.

355. PaullJ.G., ChalmersK.J., KarakousisA., KretschmerJ.M., Mannings., Langridge P. Genetic diversity in Australian wheat varieties and breeding material based on RFLP data// Theor. Appl. Genet. 1998. V.96. P.435-446.

356. PeilA, KorzunV., Schubert V., Schumann E., Weber W.E., RoederM.S. The application of wheat microsatellites to identify disomic Triticumaestivum Aegilops markgrafii addition lines // Theor. Appl. Genet. 1998. V.96. P.138-146.

357. Peng H, Zadeh H, Lazo G.R. et al. Chromosome bin map of expressed sequence tags in homoeologous group 1 of hexaploid wheat and homoeology with rice and arabidopsis // Genetics. 2004. V.168. P.609-623.

358. Percival J. The wheat plant: A monograph // L.: Duckworth and Co. 1921. 463 p.

359. PestsovaE.G, Goncharov N.P, Salina E.A. Elimination of a tandem repeat of telomeric heterochromatin during the evolution of wheat // Theor. Appl. Genet. 1998. V.97. P.1380-1386.

360. PestsovaE, GanalM.W, Roeder M.S. Isolation and mapping of microsatellite markers specific for the D genome of bread wheat // Genome. 2000. V.43. P.689-697.

361. PlaschkeJ, GanalM.W, Roeder M.S. Detection of genetic diversity in closely related bread wheat using microsatellite markers // Theor. Appl. Genet. 1995. V.91. P. 1001-1007.

362. PlaschkeJ, Borner A, WendehakeK, GanalM.W, RoderM.S. The use of wheat aneuploids for the assignment of microsatellite loci // Euphytica. 1996. V.89. P.33-40.

363. Prasad M, VarshneyR.K, RoyJ.K, BalyanH.S, Gupta P.K. The use of microsatellites for detecting DNA polymorphism, genotype identification and genetic diversity in wheat // Theor. Appl. Genet. 2000. V.100. P.584-592.

364. PupkoT, GraurD. Evolution of microsatellites in the yeast Saccharomyces cerevisiae: role of length and number of repeated units // J. Mol. Evol. 1999. V.48. P.313-316.

365. QiL.L., EchalierB., Friebe В., Gill В.S. Molecular characterization of a set of wheat deletion stocks for using in chromosome bin mapping of ESTs // Funct. Integr. Genomics. 2003. V.3. P.39-55.

366. Qi L.L., EchalierB., ChaoS. et al. A chromosome bin map of 16,000 expressed sequence tag loci and distribution of genes among the three genomes of polyploid wheat// Genetics. 2004. V.168. P.701—712.

367. Rahman M.H., Rajora O.P. Microsatellite DNA somaclonal variation in micropropagated trembling aspen (Populus tremuloides) // Plant Cell Rep. 2001. V.20.P.531-536.

368. Randhawa H.S., Dilbirligi M., SidhuD. et al. Deletion Mapping of Homoeologous Group 6-Specific Wheat Expressed Sequence Tags // Genetics. 2004. V.168. P.677-686.

369. Rao M.V.P. Mapping of the sphaerococcum gene's' on chromosome 3D of wheat// Cer. Res. Comm. 1977. V.5. P. 15-17.

370. Rauscher J.T., Doyle J.J., Brown A.H. Multiple origins and nrDNA internal transcribed spacer homeologue evolution in the Glycine tomentella (Leguminosae) allopolyploid complex // Genetics. 2004. V.166. P.987-998.

371. RayburnA.L., GillB.S. Isolation of a D-genome specific repeated DNA sequence from Aegilops squarrosa //Plant. Mol. Biol. Rep. 1986. V.4. № 2. P.102-109.

372. Reeder R.H. Enhancers and ribosomal RNA gene spacers // Cell. 1984. V.38. P.39-44.

373. Rees H., Walters M.R. Nuclear DNA and the evolution of wheat // Heredity. 1965. V.20.№ 1. P.73-82.

374. Richards E.J., Ausubel F.M. Isolation of a higher eukaryotic telomere from Arabidopsis thaliana//Cdl 1988. V.53. P.127-136.

375. Rigby D.W.J., DieermannM., Rhodes C., BergP. Labeling DNA to high spesific activity in vitro by nick-trans-laton with DNA polimerase.I // J. Mol. Biol. 1977. V.113.P.237-251.

376. Rivin C.J., Cullis C.A., Walbot V. Evaluating quantitative variation in the genome of Zea mays//Genetics. 1986. V.36. P.899-905.

377. Rode A., Hartmann C., Benslimane A., Picard E., Quetier F. Gametoclonal variation detected in the nuclear ribosomal DNA from doubled haploid lines of a spring wheat (Triticum aestivum L., cv. "Cesar") // Theor. Appl. Genet. 1987. V.74. P.31-37.

378. Rodriguez S., PereraE., MaestraB., DiezM., Naranjo T. Chromosome structure of Triticum timopheevii relative to T, turgidum // Genome. 2000. V.43. P.923-930.

379. Rodriguez Lopez C.M., WettenA.C., Wilkinson M.J. Detection and quantification of in vitro-culture induced chimerism using simple sequencerepeat (SSR) analysis in Theobroma cacao (L.) // Theor. Appl. Genet. 2004. V.110. P.157-166.

380. Roeder M.S., Lapitan N.L.V, SorrellsM.E, Tanksley S.D. Genetic and physical mapping of barley telomeres // Mol. Gen. Genet. 1993. V.238. P.294-303.

381. Roeder M.S., PlaschkeJ, Koenig S.U, BoernerA, SorrellsM.E, Tanksley S.D, Ganal M.W. Abundance, variability and chromosomal location of microsatellites in wheat // Mol. Gen. Genet. 1995a. V.246. P.327-333.

382. Roeder M.S., Sorrells M.E, Tanksley S.D. Pulsed field gel analysis of 5S and satellite DNA in barley // Genome. 1995b. V.38. P. 153-157.

383. Roeder M.S., Korzun V, Wendehake K, Plaschke J, Tixier M.-H, Leroy P, Ganal M.W. A microsatellite map of wheat // Genetics. 1998. V.149. P.2007-2023.

384. Roeder M.S., Wendehake K, Korzun V. et al. Construction and analysis of a microsatellite-based database of European wheat varieties // Theor. Appl. Genet. 2002. V.106. P.67-73.

385. Rose O, Falush D. A threshold size for microsatellite expansion // Mol. Biol. Evol. 1998. V.15. P.613-615.

386. Rosenberg A. Cytologische und morphologische Studien an Drosera longifolia x rotundifolia II Kungl. Sv. Vetensk. Acad. Handl. 1909. Bd.43. S.l-64.

387. RousselV, Koenig J, BeckertM, BalfourierF. Molecular diversity in French bread wheat accessions related to temporal trends and breeding programmes //Theor. Appl. Genet. 2004. V.108. P.920-930.

388. SakamuraT. Kurze Mitteilung uber die chromosomenzahlen und die Verwantschaftsverhaltnisse der Triticum-Artm II Bot. Mag. Tokyo. 1918. V.32. P.151-154.

389. SalinaE.A, PestsovaE.G, Adoninal.G, Vershinin A.V. Identification of new family of tandem repeats in Triticeae genomes // Euphytica. 1998. V.100. P.231-237.

390. SalinaE, Adoninal, VatolinaT, KurataN. A comparative analysis of the composition and organization of two subtelomeric repeat families in Aegilops speltoides Tausch and related species // Genetica. 2004a. V.122. P.227-237.

391. SalinaE.A, NumerovaO.M, OzkanH, FeldmanM. Alterations in subtelomeric tandem repeats during early stages of allopolyploidy in wheat // Genome. 2004b. V.47. P. 860-867.

392. SalinaE.A, LimY.K, BadaevaE.D, ScherbanA.B, Adoninal.G, AmosovaA.V, SamatadzeТ.Е., VatolinaT.Y, ZoshchukS.A. LeitchA.

393. Genome organization and evolution in polyploid wheats and the Sitopsis group of Aegilops assessed by RAPD analysis and FISH with two families of subtelomeric repeats // Genome. 2006. (в печати).

394. Sanger F, Nicklen S, CoulsonA.R. DNA sequencing with chain -terminating inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. V.74. P.5463-5467.

395. SanghuD, GillK.S. Gene-containing regions of wheat and the other grass genomes // Plant Physiol. 2002. V.128. № 3. P.803-811.

396. SanMiguelP, TikhonovA, JinY.-K, Motchoulskaia N, ZakharovD, Melake Berhan A, Springer P.S, Edwards K.J, Lee M, Avramova Z, Bennetzen J.L. Nested retrotransposons in the intergenic regions of the maize genome // Science. 1996. V.274. P.765-768.

397. SanMiguel P.J, Ramakrishna W, Bennetzen J.L, Busso C.S, DubcovskyJ. Transposable elements, genes and recombination in a 215-kb contig from wheat chromosome 5A(m) // Funct. Integr. Genomics. 2002. V.2. № 1-2. P.70-80.

398. Sano H, Imokawa M, Sager R. Derection of heavy methylation in human repetitive DNA subsets by a monoclonal antibody against 5-methylcytosine //Biochim. etBiophys. Acta. 1988. V.951. P.157-165.

399. SasanumaT, Miyashita N.T, TsunewakiK. Wheat phylogeny determined by RFLP analusis of nuclear DNA. 3. Intra- and interspecific variations of fivq Aegilops Sitopsis species // Theor. Appl. Genet. 1996. V.92. P.928-934.

400. Schlotterer C, TautzD. Slippage synthesis of simple sequence DNA // Nucleic Acids Res. 1992. V.20. P.211-215.

401. Schlotterer C. Are microsatellites really simple sequences? // Curr Biol. 1998. V.8.P.132-134.

402. Schlotterer C. Evolutionary dynamics of microsatellite DNA // Chromosoma. 2000. V.109. P.365-371.

403. Schmidt J.Ch, Schubert V, Bluthner W.D. Use of isozymes to characterize Triticum aestivum Aegilops markgrafii addition lines // Biochem. Physiol. Pflanzen. 1993. V.188. P.385-392.

404. Schmidt T, Heslop Harrison J.S. The physical and genomic organization of microsatellites in sugar beet // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V.93. P.8761-8765.

405. Schmidt Т., Heslop-Harrison J.S. Genomes, genes, and junk: The large-scale organization of plant chromosomes // Trends Plant Sci. 1998. Vol.3. P. 195199.

406. Schmidt T. LINEs, SINEs and repetitive DNA: non-LTR retrotransposons in plant genomes // Plant Mol. Biol. 1999. V.40. P.903-910.

407. Schneider A., Line G., Molnar-Lang M. Fluorescence in situ hybridization polymorphism using two repetitive DNA clones in different cultivars of wheat // Plant Breeding. 2003. V.122. P.396—400.

408. Schug M.D., Hutter C.M., Noor M.A.F., Aquardo C.F. Mutation and evolution of microsatellites in Drosophila melanogaster // Genetica. 1998. V.102/103. P.359-367.

409. SchulzA. Die Geschichte der Kultiwierten Getreide // Halle am Saale: Neubert Verlag. 1913. P. 134.

410. Schwartz-Sommer Z., LeclercqL., Gobel D., SaedlerH. Cin4, an insert altering the structure of the Al gene in Zea mays, exhibits properties of nonviral retrotransposons //EMBO J. 1987. V.6. P.3873-3880.

411. Sears E.R. The sphaerococcum gene in wheat // Genetics. 1947. V.32. P. 102103.

412. Sears E.R. The cytology and genetics of the wheats and their relatives // Advances in Genet. 1948. V.2. P.239-270.

413. Sears E.R. The aneuploids in common wheat // Mo. Agric. Exp. Sth. Res. Bull. 1954. V.572. P.2-58.

414. Sears E.R. Nullisomic-tetrasomic combinations in hexaploid wheat // Chromosome manipulations and Plant Genetics. London: Oliver and Boyd, 1966. P.29-45.

415. Shan X., Blake Т.К., Talbert L.E. Conversion of AFLP markers to sequence-specific PCR markers in barley and wheat // Theor. Appl. Genet. 1999. V.98. P.1072-1078.

416. Sharma H.C., Benlhabib O., Ohm H.W. Anther culture and chromosome reduction in wheat x Thinopyrun wide crosses // Plant Cell Tiss Org. Cult. 2000. V.57. P.2415-2418.

417. Sharma S., Raina S.N. Organization and evolution of highly repeated satellite DNA sequences in plant chromosomes // Cytogenet Genome Res. 2005. V.109. P.15-26.

418. ShenL., CourtoisB., McNallyK.L., RobinS., Li Z. Evaluation of near-isogenic lines of rice introgressed with QTLs for root depth through marker-aided selection// Theor. Appl. Genet. 2001. V.103. P.75-83.

419. Skalicka K., Lim K.Y., MatyasekR., Matzke M., LeitchA.R., KovarikA. Preferential elimination of repeated DNA sequences from the paternal,

420. Nicotiana tomentosiformis genome donor of a synthetic, allotetraploid tobacco // New Phytologist. 2005. V.166. P.291-303.

421. Smith D.B, FlavellR.B. Characterization of the wheat genome by renaturation kinetics // Chromosoma. 1975. V.50. P.223-242.

422. Smith G.P. Evolution of repeated DNA sequences by unequal crossing over // Science. 1976. V.191. P.528-535.

423. Smith J.S.C, ZabeauM, WrightS. Associations among inbred lines as revealed by RFLPs and by a thermocycling methodology, amplified fragment length polymorphisms (AFLPs) // Maize Genet. Newsl. 1993. V.68. P.62-64.

424. SnapeJ.W, SitchL.A, Simpson E, Parker B.B. Tests for the presence of gametoclonal variation in barley and wheat doubled haploids produced using the Hordeum bulbosum system // Theor.Appl.Genet. 1988. V.75. P.509-513.

425. Somers D.J, Kirkpatrick R, Moniwa M, Walsh A. Mining single-nucleotide polymorphisms from hexaploid wheat ESTs // Genome. 2003. V.49. P.431-437.

426. SongK, LuP, TangK, OsbornT.C. Rapid genome change in synthetic polyploids of Brassica and its implications for polyploid evolution // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V.92. P.7719-7723.

427. SorrellsM.E, La RotaM, Bermudez-Kandianis C.E. et al. Comparative DNA sequence analysis of wheat and rice genomes // Genome Research. 2003. V.13. P.1818-1827.

428. Sourdille P, Singh S, Cadalen T. et al. Microsatellite-based deletion bin system for the establishment of genetic-physical map relationships in wheat (Triticum aestivum L.) // Funct. Integr. Genomics. 2004. V.4. P. 12-25.

429. StachelM, Lelley T, Grausgruber H, VollmannJ. Application of microsatellites in wheat (Triticum aestivum L.) for studing genetic differentiation caused by selection for adaptation and use // Theor. Appl. Genet. 2000. V.100. P.242-248.

430. Strand M, ProllaT.A, LiskayR.M, Petes T.D. Destabilization of tracts of simple repetitive DNA in yeast by mutations affecting DNA mismatch repair //Nature. 1993. V.365. P.274-276.

431. Streisinger G, Owen J.E. Mechanisms of spontaneous and induced frameshift mutation in bacteriophage T4 // Genetics. 1985. V.109. P.633-659.

432. StrussD., PlieskeJ. The use of microsatellite markers for detection of genetic diversity in barley populations // Theor. Appl. Genet. 1998. V.97. P.308-315.

433. Sturtevant A.H. The linear arrangement of six sex-linked factors in Drosophila, as shown by their mode of association // J. Exp. Zool. 1913. V.14. P.43-59.

434. Suoniemi A., NarvantoA., SchulmanA.H. The BARE1 retrotransposon is transcribed in barley from an LTR promoter active in transient assays // Plant. Mol. Biol. 1996. V.31. P.295-306.

435. Suoniemi A., Tanskanen J., Schulman A.H. Gypsy-like retrotransposon are widespread in the plant kingdom // Plant J. 1998. V. 13. P.699-705.

436. Svitashev S., Bryngelsson Т., Vershinin A., PedersenC. et al. Phylogenetic analysis of the genus Hordeum using repetitive DNA sequences // Theor. Appl. Genet. 1994. V.89. P.801-810.

437. TakedaS., AndoH., TakedaK., Harrison G.E., Heslop Harrison J.S. The distribution, organization and evolution of two abundant and widespread repetitive DNA sequences in the genus Hordeum // Theor. Appl. Genet. 2000. V.100. P.169-176.

438. Takumi S., NasudaS., LiuY.-G., TsunewakiK. Wheat phylogeny determined by RFLP analysis of nuclear DNA. 1. Einkorn wheat // Jap. J. Genet. 1993. V.68. P.73-79.

439. Talbert L.E., Blake N.K., Chee P.W., Blake Т.К., Magyar G.M. Evaluation of sequence-tagget-site PCR products as molecular markers in wheat // Theor. Appl. Genet. 1994. V.87. P.789-794.

440. TanakaM. Chromosome pairing in hybrids between Aegilops sharonensis and some species of Aegilops and Triticum И Wheat Inf. Serv. 1955. V.2. P.7-8.

441. Tanksley S.D., Young N.D., Paterson A.H., Bonierbale M.W. RFLP mapping in plant breeding: new tools for an old science // BioTechnology. 1989. V.7. P.257-264.

442. Tautz D., Renz M. Simple sequences are ubiquitious repetitive component of eukaryotic genomes //Nucl. Acid. Res. 1984. V.12. P.4127-4137.

443. Trifonov E.N. Curved DNA // CRC Crit Rev Biochem. 1985. V.19. P.89-106.

444. Tsunewaki K. Plasmon analysis as the counterpart of genome analysis // Methods in Genome analysis in Plants. Boca Raton: CRC Press, 1996. P.272-299.

445. Van den BroeckD., Maes Т., SauerM., ZethofJ., Keukeleire P.D. et al. Transposon-display identifies individual transposable elements in high copy number lines // Plant J. 1998. Vol.13. P. 121-129.

446. Varshney R.K. Thiel Т., Stein N., Langridge P., Graner A. In silico analysis on frequency and distribution of microsatellites in ESTs of some cereal species // Cell. Mol. Biol. Lett. 2002. V.7. P.537-546.

447. Varshney K., Graner A., Sorrells M.E. Genie microsatellite markers in plants:features and applications // Trends in Biotechnology. 2005. V.23. P.48-55.

448. Vershinin A.V., SalinaE.A., Svitashev S.K., ShumnyV.K. The occurrence of Ds-like sequences in cereal genomes // Theor.Appl.Genet. 1987. V.73. P.428-432.

449. VershininA.V., SalinaE.A., SolovyovV.V., TimofeyevaL.L. Genomic organization, evolution, and structural peculiarities of highly repetitive DNA of Hordeum vulgare // Genome. 1990. V.33. P.441-449.

450. Vershinin A.V., Svitashev S., Gummesson P.O., Salomon В., BothmerR., Bryngelsson T. Characterization of a family of tandemly repeated DNA sequences in Triticeae // Theor. Appl. Genet. 1994. V.89. P.217-225.

451. Vershinin A.V., Schwarzacher Т., Heslop Harrison J.S. The lange - scale genomic organization of repetitive DNA families at the telomeres of rye chromosomes // The Plant Cell. 1995. V.7. P.1823-1833.

452. Vershinin A.V., AlkhimovaE.G., Heslop Harrison J.S. Molecular diversification of tandemly organized DNA sequences and heterochromatic chromosome regions in some Triticeae species // Chromosome Res. 1996. V.4. P.515-525.

453. Vershinin A.V., Heslop-Harrison J.S. Comparative analysis of the nucleosomal structure of rye, wheat and their relatives // Plant Mol. Biol. 1998. V.36. P.149-161.

454. Vos P., Hogers R., Reijans M., Van de Lee Т., Homes M., Friters A., Pot J., PelemanJ., KupierM., ZabeauM. AFLP: a new technique for DNA fingerprinting //Nucl. Acids Res. 1995. V.23. P.4407-4414

455. WangY.H., Thomas C.E., DeanR.A. A genetic map of melon (Cucumis melo L.) based on amplified fragment length polymorphism (AFLP) markers // Theor. Appl. Genet. 1997. V.95. P.791-798.

456. Wang D.G., Fan J.B., Siao C.J. et al. Large-scale identification, mapping, and genotyping of single-nucleotide polymorphisms in the human genome // Science. 1998. V.280. P.1077-1082.

457. Wang G.-Z., Matsuoka Y., Tsunewaki K. Evolutionary features of chondriome divergence in Triticum (wheat) and Aegilops shown by RFLP analysis of mitochondrial DNAs // Theor. Appl. Genet. 2000. V.100. P.221-231.

458. Wagenaar E.B. Studies on the genome composition of Triticum timopheevii Zhuk. I. Evidence for genetic control of meiotic irregularities in tetraploid hybrids // Canad. J. Genet. Cytol.1961. V.3. № 1. P.47-60.

459. Wagenaar E.B. Cytological studies of the development of metaphase I in Triticum hybrids. II. The behaviour of univalents in meiotic cell division // Canad. J. Genet. Cytol. 1966. V.8. P.204-225.

460. Weber J.L., Wong C. Mutation of human short tandem repeats // Hum. Mol. Genet. 1993. V.2. P. 1123-1128.

461. Weissenbach J. The Human Genome Project: from mapping to sequencing // Clin. Chem. Lab. Med. 1998. V.36. № 8. P.511-514.

462. WendelJ.F, SchnabelA, SeelananT. Bidirectional interlocus concerted evolution following allopolyploid speciation in cotton ( Gossypium ) // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V.92. P.280-284.

463. Wendel J.F. Genome evolution in polyploids // Plant Mol. Biol. 2000. V.42. P.225-249.

464. Werner J.E, Kota R.S, Gill B.S, Endo T.R. Distribution of telomeric repeats and their role in healing of broken chromosome ends in wheat // Genetics. 1992. V.35. P.844-848.

465. Williams J.G.K, Kubelik A.R, Livak K.J, Rafalski J.A, Tingey S.V. DNA polymorphisms amplified by arbitary primers are useful as genetic markers // Nucl. Acids Res. 1990. V.18. P.6531-6535.

466. Wilson W.A, Harrington S.E, Woodman W.L, LeeM, SorrellsM.E, McCouch S.R. Can we infer the genome structure of progenitor maize through comparative analysis of rice, maize, and the domesticated panicoids? // Genetics. 1999. V.153. P.453^173.

467. Wimber D.E, Duffey P.A, Steffensen D.M, Prensky W. Localization of the 5S RNA genes in Zea mays by RNA-DNA hybridization in situ // Chromosoma. 1974. V.47. № 4. P.353-360.

468. WuK.-S, Tanksley S.D. Genetic and physical mapping of telomeres and macrosatellites of rice // Plant Mol Biol. 1993. V.22. P.861-872.

469. Wu J, Mizuno H, Hayashi-Tsugane M, et al. Physical maps and recombination frequency of six rice chromosomes // Plant J. 2003. V.36. № 5. P.720-30.

470. Wu J, YamagataH, Hayashi-Tsugane M, et al. Composition and structure of the centromeric region of rice chromosome 8 // Plant Cell. 2004. V.16. № 4. P.967-76.

471. YanL, LoukoianovA, Tranquilli G, HelgueraM, FahimaT, Dubcovsky J. Positional cloning of the wheat vernalization gene VRN1 // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2003. V.100. P.6263-6268.

472. YanL, LoukoianovA, BlechlA, Tranquilli G, Ramakrishna W, SanMiguel P, Bennetzen J.L, Echenique V, Dubcovsky J. The wheat VRN2 gene is a flowering repressor down-regulated by vernalization // Science. 2004. V.303. P.1640-1644.

473. Yang Y.-C, TuleenN.A, HartG.E. Isolation and identification of Triticum aestivum L. em Thell. cv. Chinese Spring T. peregrinum Haeckel disomic chromosome addition lines // Theor. Appl. Genet. 1996. V.92. № 5. P.591-598.

474. Yen J, Baenziger P.S, Morris R. Genomic constitution of bread wheat: Current status // Methods in Genome analysis in Plants. Boca Raton: CRC Press, 1996. P.359-373.

475. YuJ.K, DakeT.M., Singh S, Benscher D, Li W, GillB, SorrellsM.E. Development and mapping of EST-derived simple sequence repeat (SSR) markers for hexaploid wheat // Genome. 2004. V.47. P.805-818.

476. Zhang H, Reader S.M, LuiX, JiaJ.Z, Gale M.D, DevosK.M. Comparative genetic analysis of the Aegilops longissima and Ae. sharonensis genomes with common wheat // Theor. Appl. Genet. 2001. V.l03. P.518-525.

477. Zhang P, Friebe B, Gill B.S. Variation in the distribution of a genome-specific DNA sequences on chromosomes reveals evolutionary relations in the Triticum and Aegilops complex // Plant Syst. Evol. 2002. V.235. P. 169179.

478. Zhang L, LiuD, YanZ, et al. Rapid changes of microsatellite flanking sequence in the allopolyploidization of new synthesized hexaploid wheat // Sci. China C. Life Sci. 2004. V.47. № 6. P.553-561.

479. Zhang P, Li W, Fellers J. et al. BAC-FISH in wheat identifies chromosome landmarks consisting of different types of transposable elements // Chromosoma. 2004. V.l 12. P.288-299.

480. Zhang Y, Huang Y, Zhang L, et al. Structural features of the rice chromosome 4 centromere // Nucl. Acids Res. 2004. V.32. P.2023-2030.

481. Zhao X, Wu T, Xie Y, Wu R. Genome-specific repetitive sequences in the genus Oryza II Theor. Appl. Genet. 1989. Vol.78. P.201-209.

482. ZhaoX, Ganal M.W. Applications of repetitive DNA sequences in plant genome analysis // Genome mapping in plants. NY: Academic Press, 1996. P.lll-125.

483. ZhimulevI.F. Polytene chromosomes, heterochromatin, and position effect variegation // Advances in genetics. London, New York: Academic Press, 1997. V. 37. P.238-282.

484. Zietkiewicz E, RafalskiA, LabudaD. Genome fingerprinting by simple-sequence repeat (SSR)-anchored polymerase chain reaction amplification // Genomics. 1994. Vol.20. P.176-183.

485. ZoharyD, FeldmanM. Hybridization between amphidiploids and the evolution of polyploids in the wheat (Aegilops Triticum) group // Evolution. 1962. V.16. P.44-61.

Информация о работе

Салина, Елена Артемовна
доктора биологических наук
Новосибирск, 2006
ВАК 03.00.15

Диссертация

Структура и эволюция геномов полиплоидных пшениц и их дикорастущих сородичей: исследование с использованием макро- и микросателлитов - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Структура и эволюция геномов полиплоидных пшениц и их дикорастущих сородичей: исследование с использованием макро- и микросателлитов - тема автореферата по биологии, скачайте бесплатно автореферат диссертации

Похожие работы