Особенности генетической системы, контролирующей термальную адаптацию, у ряда видов отряда Diptera

Юшенова, Ирина Александровна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Особенности генетической системы, контролирующей термальную адаптацию, у ряда видов отряда Diptera
ВАК РФ 03.01.03, Молекулярная биология

Автореферат диссертации по теме "Особенности генетической системы, контролирующей термальную адаптацию, у ряда видов отряда Diptera"

На правах рукописи

Юшенова Ирина Александровна

Особенности генетической системы, контролирующей термальную адаптацию, у ряда видов отряда Díptera

03.01.03 - молекулярная биология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

1 0 [viАР 2011

Москва, 2011 г.

4840254

Работа выполнена в Лаборатории молекулярных механизмов биологической адаптации Учреждения Российской академии наук Института молекулярной биологии им. В. А. Энгельгардта РАН.

Научный руководитель: доктор биологических наук

Зацепина Ольга Георгиевна

Официальные оппоненты: доктор биологических наук, профессор

Михайлов Виктор Сергеевич

кандидат биологических наук Куприянова Наталья Сергеевна

Ведущая организация: Учреждение Российской академии наук

Институт цитологии РАН

Защита диссертации состоится 2011 г. в часов на заседании

Диссертационного совета Д 002.235.01 при Учреждении Российской академии наук Институте молекулярной биологии им. В. А. Энгельгардта РАН по адресу: 119991 г. Москва, ул. Вавилова, 32.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Учреждения Российской академии наук Институте молекулярной биологии им. В. А. Энгельгардта РАН по адресу: 119991 г. Москва, ул. Вавилова, 32.

Автореферат разослан 2011 г.

Ученый секретарь Диссертационного совета кандидат химических наук

Общая характеристика работы

Актуальность проблемы

Изучение механизмов адаптации организмов к различным условиям обитания, в том числе к температурным условиям окружающей среды, является актуальной проблемой современной биологической науки. Важную роль в адаптации организмов к изменяющимся природным условиям играет система генов теплового шока (hsp). Белки, кодируемые hsp, выполняют в клетке функции молекулярных шаперонов. Они играют важную роль как в обычных условиях существования, так и при стрессовых воздействиях, предотвращая агрегацию белков и помогая им вернуть нативную структуру. Особенно важна роль белков теплового шока с молекулярной массой 70 кДа (БТШ70). Эти белки весьма консервативны, гомология их последовательностей достигает 50% даже у таких далеких организмов, как Е. coli и человек. Высокая консервативность этих белков говорит об их исключительной значимости для выживания организмов. Достаточно хорошо изучена роль БТШ70 в адаптации видов Drosophila к различным условиям обитания. Показано, что именно белки БТШ70 играют ключевую роль в способности этих организмов приспосабливаться к разнообразным природным условиям и занимать разные природные ниши. Однако такие исследования проводились в основном на линиях мух, содержащихся в стабильных условиях лаборатории. Для природных популяций видов отряда Díptera, в том числе обитающих в экстремальных природных условиях (контрастные температурные режимы, высокая соленость, химически агрессивные компоненты и т.п.), этот вопрос практически не изучен. Именно такие исследования должны способствовать более глубокому пониманию механизмов биологической адаптации. Таким образом, представляло интерес исследовать роль БТШ70 в адаптации видов нескольких семейств Díptera (Stratiomyidae, Chironomidae, Tabanidae и Ceratopogonidae), взятых непосредственно из природных условий. Личинки этих видов населяют контрастные, в том числе с агрессивными параметрами, биотопы. Важную роль в координированной экспрессии и эволюции генов hsp играет их организация в виде кластеров. Соответственно, актуально было изучить различия в организации генов hsp70 у родственных видов, населяющих контрастные биотопы.

Цель работы

Сравнительный анализ структуры и экспрессии генов hsp70 у видов малоизученных семейств отряда Díptera, а также исследование возможной роли этих генов в формировании адаптации к разнообразным (в том числе экстремальным) условиям среды обитания.

Задачи исследования

1. Определить термоустойчивость родственных видов Díptera, обитающих в контрастных природных условиях;

2. Изучить экспрессию генов hsp70 и hsp83 на уровне транскрипции и трансляции у различных видов Díptera, определить паттерн белков, индуцируемых тепловым шоком;

3. Исследовать строение генов теплового шока и их геномную организацию для двух контрастных в отношении условий обитания и ответа на тепловой шок (ТШ) видов - Stratiomys singularior и Oxycera pardalina.

4. Провести филогенетический анализ последовательностей генов и белков семейства hsp70 для выявления путей адаптивной эволюции этой системы у различных групп двукрылых.

Научная новизна работы

В данной работе исследованы несколько видов семейства Stratíomyidae (Díptera): определена их температурная устойчивость, характер экспрессии генов hsp70 (индукция транскрипции, уровень синтеза белка, белковый паттерн при ТШ), строение и организация в геноме генов hsp70. Полученные результаты показали, что для всех видов Stratíomyidae характерна индуцибельная транскрипция генов hsp70, а также генов низкомолекулярных БТШ. У всех изученных видов данного семейства зарегистрировано конститутивно высокое содержание и высокая стабильность БТШ70. Это принципиально отличает данное семейство от других изученных семейств Díptera (в частности, от Drosophila). Таким образом, описан новый вариант эволюции генетической системы, обеспечивающей приспособление организмов к экстремальным условиям окружающей среды.

В ходе исследований показана организация генов hsp70 в виде компактного кластера у термоустойчивого вида Stratiomys singularior и дисперсное расположение hsp70 у холодолюбивого вида Oxycera pardalina. Эти результаты важны для понимания путей эволюции близкородственных видов в процессе адаптации к разнообразным условиям обитания.

В данной работе получены также новые данные об экспрессии генов hsp70 у других видов Díptera (семейства Chironomidae, Tabanidae и Ceratopogonidae), взятых из природных популяций с контрастными условиями обитания. Таким образом, полученные результаты можно обсуждать в сравнительном аспекте, что позволяет оценить эволюцию семейства генов hsp70 в отряде двукрылых. Кроме того, на описанной модели можно оценить роль семейства генов hsp70 в адаптации организмов к природным условиям.

Практическая ценность работы

Семейства, изученные в данной работе, широко распространены в различных регионах и занимают разнообразные экологические ниши. Полученные данные о функционировании генов Изр70 могут быть полезны для использования видов указанных семейств в биомониторинге. Некоторые представители этих семейств являются эктопаразитами сельскохозяйственных животных. Следовательно, детальное изучение функционирования такой важнейшей для выживания системы, как системы генов ТШ, может оказаться полезным для создания эффективных способов борьбы с паразитами.

В данном исследовании была обнаружена способность представителей семейства Б^айогг^ёае накапливать в клетках большое количество БТШ70, которое при этом не вызывает патологий развития, как описано, например, для БгозорЫ1а. Возможно, это связано со специфическим аминокислотным составом белков БТШ70 у Б1га1юту)с1ае. Таким образом, полученные данные могут быть полезны для создания трансгенных животных с повышенной или пониженной термоустойчивостью. Кроме того, учитывая важную роль БТШ70 в развитии многих заболеваний, а также использование этого белка для лечения некоторых патологий, результаты настоящей работы могут представлять определенный интерес для медицины.

Апробация работы

Результаты работы были представлены на конференции «Биоразнообразие и динамика генофондов» в 2008 году; 14-ой Пущинской международной школе-конференции молодых ученых «Биология - Наука XXI века» (Пущино, 19-23 апреля 2010 года); 2-й Московской международной конференции «Молекулярная филогенетика Мо1РЬу-2» (Москва, 18-21 мая 2010 года); XXI Съезде Физиологического общества им. И.П. Павлова (Калуга, 19-25 сентября 2010 г.); IV Международной школе молодых ученых по молекулярной генетике "Геномика и биология клетки" (Звенигород, 29 ноября - 3 декабря 2010 года).

Публикации

По теме диссертации опубликовано 10 печатных работ, 4 из которых -статьи в рецензируемых научных журналах.

Объем и структура диссертации

Диссертация состоит из следующих разделов: «Введение», «Обзор литературы», «Материалы и методы», «Результаты исследования», «Обсуждение результатов», «Выводы», «Список литературы», «Приложение». Работа изложена на страницах машинописного текста, содержит 3 таблиц . и 43 рисункайБиблиография включает 300 источников.

Результаты исследования 1. Определение термоустойчивости

Для сравнительного анализа были выбраны виды четырех семейств, относящихся к отряду Díptera, личинки которых развиваются в контрастных природных условиях. Для определения термоустойчивости личинок предварительно выдерживали 2-4 дня при стабильной температуре, соответствующей условиям их обитания в природе. Далее личинкам давали тепловой шок (ТШ) в течение 30 мин и после восстановительного периода (24 ч) подсчитывали процент выживших особей. Названия видов, условия их обитания, а также температуры 50%-ной летальности (ЬТ50) и критические температуры (ЬТюо - температура, при которой выживает менее 1% особей) приведены в Таблице 1.

Несмотря на значительную разницу в температуре среды обитания, личинки видов, относящихся к одному семейству, показывают близкие температуры LT50 и ЬТюо- Так, в семействе Stratiomyidae для вида, обитающего в родниковых водах при 5°С (Oxycera pardalina), ЬТюо=43°С. При этом для вида, обитающего в вулканических источниках с температурами до 40°С {Stratiomys japónica), ЬТюо=49°С. Наименьшая термоустойчивость среди видов Stratiomyidae у личинок Beris valíala (ЬТюо=34°С) - самого древнего в эволюционном отношении вида. Однако даже такое значение ЬТюо весьма высоко, учитывая, что в природе этот вид обитает при 5°С. У видов семейства Tabanidae ЬТюо отличаются всего на 1°С, несмотря на значительную разницу в условиях обитания.

Внутри семейства Ceratopogonidae личинки также обладают достаточно высокой термоустойчивостью по сравнению с температурами биотопов (табл. 1). Наиболее термочувствительным оказался вид, постоянно подвергающийся стрессу из-за смены условий окружающей среды (Dasyhelea flavoscutellatá), а наиболее термоустойчивым - вид из стабильных условий (Dasyhelea sp. ex. gr. cincta). Однако различия критических температур для личинок видов этого семейства могут объясняться тем, что основными стрессовыми факторами в данном случае являются холодовой шок и гипоксия, а не ТШ. Возможно, система генов ТШ не играет основную роль в адаптации видов этого семейства.

Для определения влияния условий предварительного содержания личинок перед ТШ (акклимации) на термоустойчивость, был проведен эксперимент на виде Stratiomys japónica (Stratiomyidae), обитающем в самых экстремальных условиях (термальные вулканические источники). Личинок этого вида разделили на две группы: одних перед ТШ содержали при температуре 31°С, а других - при 37°С. Полученные значения ЬТ50 и ЬТюо оказались практически равны и составили для обеих групп 47°С и 49°С, соответственно. Таким образом, предварительное содержание личинок Stratiomys japónica при разных температурах не оказывает заметного влияния на их термоустойчивость.

Чтобы понять, какими механизмами обусловлены обнаруженные различия в термоустойчивости, изучали экспрессию генов hsp70 и hsp83, играющих важную роль в устойчивости к стрессу. Анализировали также паттерн белков, синтезируемых при ТШ.

Таблица 1. Виды, используемые в работе, и их термоустойчивость.

Название вида Условия обитания Т(°С) акклимации ьт50 (°С) ЬТюо (°С)

Семейство 81тайоту1с1ае (мухи-львинки)

Б1гаНоту^ }аротса О. Кунашир (Курильские о-ва). Термальные вулканические источники, 31-40°С, низкий уровень общей минерализации (до 4,8 г/л), высокая концентрация сероводорода и минеральных кислот (кремниевой, борной). 31 или 37 47 49

51гаНотуз ят^апог Крым. Соленые озера, летом до 40°С, соленость - 200 г/л и более. 25 45,5 47

~Мето1е1т Ырипс1аШ$ 25 46,5 48

Охусега рагс1а1та Ленинградская обл. Родниковые выходы, 5°С. 5 41,2 43

Беги уа1Ыа 5 - 34

Семейство СМгопопи(1ае (комары-звонцы)

£>/д/ие,уа яр. Ленинградская обл. Родниковые выходы, 5°С. 5 - 35

Семейство ТаЬашёае (слепни)

Наета(оро(а рЫу^аИъ Крым. Соленые озера, летом до 40°С, соленость - 200 г/л и более. 25 - 44

Скгуьорь геИсШБ Северная Карелия, оз. Кривое. Пресные воды, 12°С. 5 - 43

Семейство Ceratopogonidae (мокрецы)

£)ж>'/ге/еа /1а\шси1еНа/а Северная Карелия, приливно-отливная зона Белого моря. Приповерхностный слой влажного субстрата. Колебания температуры, влажности, солености в течение дня. 5 34 36,5

ОавуИе1еа тос1е$1а Северная Карелия, литораль оз. Кривого. Пресные воды, летом - 12°С. 5 38 40

ВахуИе1еа хр. ех. gr. стс1а 5 43,2 44

Вег21а аппиИрез 5 40 42

2. Накопление белков группы БТШ70 при тепловом шоке

Разница в термоустойчивости разных видов может быть обусловлена уровнем содержания БТШ70 в клетках. БТШ70 детектировали методом иммуноблотгинга с антителами 7FB (реагируют только с индуцибельными БТШ70 D. melanogaster) и 7.10.3 (узнают как индуцибельные, так и конститутивные формы БТШ70, а также БТШ68).

Для определения количества БТШ70 у контрастных видов Stratiomyidae был сделан иммуноблоттинг белков, разделенных диск-электрофорезом по Лэммли (1Д), с антителами 7FB. Полученные результаты обсчитывали методом денситометрии радиоавтографа. Индуцибельный БТШ70 обнаруживается в клетках личинок всех видов в нормальных условиях (без ТШ) (рис. 1А) независимо от температуры их содержания и обитания (для S. japónica температура содержания в лаборатории (25°С) - гораздо ниже температуры среды обитания). После ТШ уровень синтеза БТШ70 увеличивался у S. japónica в 2-3 раза, причем максимальное увеличение обнаруживалось после 43 °С (рис. 1В). Падение уровня БТШ70 при более высоких температурах связано, по-видимому, с началом разрушения транскрипционных комплексов. Иммуноблоттинг с антителами 7.10.3 показал, что, помимо увеличения уровня синтеза индуцибельных БТШ70, происходило увеличение концентрации БТШ68 и конститутивных БТШ70 (кБТШ70). У S. singularior и N. bipunctatus индукция БТШ70 сразу после ТШ ниже, чем у S. japónica, а у холодолюбивого вида O.pardalina - почти не обнаруживается. Накопление БТШ70 в клетках личинок всех видов продолжается в течение нескольких часов после ТШ и выходит на плато примерно через 24-36 часов. Примечательно, что у О. pardalina БТШ70 экспрессируется медленнее и на более низком уровне, чем у других видов. Это может быть связано с различием в числе генов hsplO или их организации в геноме.

У имаго Stratiomyidae уровень БТШ70 в нормальных условиях похож на таковой у личинок (рис. 1С). Это говорит о принципиальной схожести ответа на ТШ на разных стадиях жизни - личинки и взрослого насекомого.

Для сравнения исследовали содержание БТШ70 в клетках личинок видов Ceratopogonidae. 1Д-иммуноблоттинг (рис. 2) показал наличие белков группы БТШ70 в нормальных условиях и увеличение количества белка после ТШ. У D. flavoscutellata БТШ70 в значительном количестве присутствует в клетках в нормальных условиях. Сравнение иммуноблоттинга с антителами 7.10.3 и 7FB доказывает наличие как конститутивных, так и индуцибельных БТШ70. После ТШ уровень БТШ70 возрастает незначительно, что может объясняться адаптацией данного вида к нестабильным условиям окружающей среды посредством конститутивного синтеза индуцибельных БТШ70.

Личинки Dasyhelea sp. ex. gr. cinta содержат наибольшее среди изученных Ceratopogonidae количество БТШ70 в нормальных условиях (рис. 2, дорожки 6 и 7). После ТШ БТШ70 накапливается в значительном количестве, причем уровень накопления максимален через 24 ч. Это может объяснять самую высокую термоустойчивость личинок данного вида внутри семейства (табл. 1).

Рисунок 1. (А) Иммуноблоттинг белков S. japónica, разделенных диск-электрофорезом по Лэммли. Антитела 7FB и 7. i0.3. Номера дорожек соответствуют подписям на рисунке В. Отмечены БТШ70, кБТШ70 и БТШ68. (В) и (С) Относительная концентрация БТШ70, рассчитанная методом денситометрии данных иммуноблоттинга, у разных видов Stratiomyidae (личинок и имаго). Данные считались по отношению к белку, выделенному из личинок, зафиксированных на о. Кунашир (S. japónica, К). Цифры перед скобками показывают температуру содержания, в скобках - температуру ТШ; после запятой дана продолжительность восстановительного периода. Указано стандартное отклонение в трех независимых экспериментах.

Для Dasyhelea modesta показано наличие БТШ70 в нормальных условиях и увеличение его содержание после ТШ. Видно, что БТШ70 у этого вида содержится в клетках на более низком уровне, чем у Dasyhelea sp. ex. gr. cinta, что объясняет меньшую термоустойчивость личинок D. modesta (табл. 1).

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Рисунок 2. Иммуноблоттинг белков личинок Ceratopogonidae, разделенных диск-электрофорезом по Лэммли. Антитела 7.10.3. 1 - Dasyhelea modesta: 1 и 2 - 5°С (контроль); 3 - 36°С (1ч); 4 - 36°С (24 ч); 5 - 38°С (24 ч). Dasyhelea sp. ex. gr. cinta: 6 и 7 - 5°C (контроль); 8 - 40°C (1 ч); 9 - 40°C (24 ч); 10 - 43°C (24 ч). Dasyhelea flavoscutellata: 11 - 5°C (контроль); 12 - 33°C (24 ч). В скобках указано время восстановительного периода, перед скобками - температура ТШ.

3. Изучение спектра белков, синтезируемых после теплового шока

Уровень синтеза белка в клетках является важнейшим показателем степени воздействия ТШ и любой другой формы стресса на организм. Для анализа спектра синтезируемых белков использовали метод включения 358-метионина в белки in vivo с последующим их разделением двумерным электрофорезом по О'Фарреллу (2Д) и радиоавтографией.

Для анализа выбрали вид Stratiomys japónica из семейства Stratiomyidae, который обитает в наиболее экстремальных условиях (термальные источники о. Кунашир) и проявляет самую высокую из всей группы термоустойчивость. Кроме того, исследовали три вида из семейства Ceratopogonidae, показавшие различия в критических температурах выживания несмотря на близкие температурные режимы среды обитания.

Для S. japónica после ТШ показан интенсивный синтез, по крайней мере, двух изоформ БТШ70, БТШ68, кБТШ70, группы низкомолекулярных БТШ (нмБТШ), а также некоторых неидентифицированных белков с изоэлектрической точкой (р!) в районе 4-4,5 (рис. 3). В нормальных условиях синтеза каких-либо БТШ не обнаружено.

В отличие от S. japónica, для видов семейства Ceratopogonidae зарегистрирован синтез белков группы БТШ70 в нормальных условиях. Между исследованными видами выявлены некоторые различия. У Dasyhelea sp. ex. gr. cincta не происходит значительного изменения паттерна синтеза белков при ТШ, а лишь наблюдается уменьшение синтеза всех белков, кроме группы БТШ. У двух других видов (Dasyhelea modesta и Dasyhelea flavoscutellata) при ТШ заметно меняется паттерн синтезируемых белков, усиливается синтез всех БТШ и некоторых неидентифицированных белков.

Все виды семейства Ceratopogonidae различаются по количеству изоформ БТШ70. При этом наименьшее количество изоформ обнаружено у личинок D. sp. ex. gr. cincta, обитающих в самых стабильных условиях.

зге

31 (-ore

|)I 4 5 6 7 4 5 6 7

г . * ■ . 1 г * * 1 • «"■ « - г \ ■ни г -ш « ' % Ж «я T». # itt * l . y. ' * kspM. , * В Mw, кДа —7Г1 I 7*

*«- i**' 0'í_40

» * "1 * у 1 " % y\ •

KÍ "'i ' "4'J-'">' 5 ■ 4 j - .Щ \ i i' 4 ^ ..... ш *• * Me f * (f —20

Рисунок 3. Паттерн белков, меченных 358-метионином, у S. japónica. Предварительно личинок содержали при 31 °С. Слева - белки личинок контрольной группы, справа - после ТШ 43°С (30 мин). Включение метки в белки происходило в течение 1 ч. Стрелками показаны индуцированные БТШ.

Чтобы подтвердить, что индуцируемые ТШ белки у семейств Stratiomyidae и Ceratopogonidae относятся к группе БТШ, использовали метод иммуноблоттинга белков, разделенных двумерным электрофорезом.

4. Изучение спектра изоформ БТШ70 и БТШ83 методом двумерного

электрофореза

Спектр изоформ БТШ изучали методом 2Д с последующим иммуноблоттингом с антителами 7.10.3 и 7FB. У видов Ceratopogonidae подтвердили наличие нескольких изоформ БТШ70. По молекулярному весу (Mw) и pí БТШ70 Ceratopogonidae сходны с индуцибельными БТШ70 Drosophila. Однако результаты, полученные методом включения in vivo ",:iS-метионина в белки, позволяют предположить наличие большего числа белков группы БТШ70, чем показано методом иммуноблоттинга. С антителами 7.10.3, по-видимому, не реагируют БТШ68 этих видов, что может говорить об иммунологических отличиях БТШ68 Ceratopogonidae от Drosophila.

Иммуноблоттинг показал, что индуцибельные БТШ70 Ceratopogonidae имеют некоторые различия между исследованными видами: БТШ70 D. modesta и D. sp. ex. gr. cincta взаимодействуют только с антителами 7.10.3, а БТШ70 D. flavoscutellata и В. annulipes - как с 7.10.3, так и с 7FB.

A S. japónica

Jl °C, 7I H

В S. japónica, jj (44) °c, 24 ч pi 4 5 6 7 7.5

Jl (43) C, 7IrB

Jl C, 7.(0.3

31 (43) C, 7.10.3

кДа 90_

60_ 40

7UC (IM)

С N. bipuncíatus, 25 (43) °C\ 244 DO. pardal ina, S (39) °C\ 24 ч pt 4 5 6 7 7.5 4 5 6 7 7.5

Рисунок 4. Анализ спектра белков S. japónica, N. bipunctaíus и O. pardalina.

(А) - Иммуноблоттинг с антителами 7FB и 7.10.3. 70i - индуцибельная форма БТШ70, 70С - конститутивная; 68 - БТШ68. (В) - (D) - Гель, окрашенный Кумасси-G250. Указаны температура содержания в лабораторных условиях, температура ТШ (в скобках) и время восстановления в часах. Номерами указаны белки, идентифицированные методом пептидного фингерпринтинга: 1 - БТШ70, 2 и 3 -кБТШ70, 4 - БТШ83, 5 - БТШ60, 6 - БТШ21, 7 - V-АТФаза субъединица А, 8 - (V-тип) Н+-АТФаза субъединица В, 9 - дигидролипоамидцегидрогеназа, 10 - eIF-4A, 11 -S-аденозил-Ь-гомоцистеингидролаза, 12 - креатинкиназа, 13 - триозофосфат-изомераза, 14 - фосфоглицератмутаза, 15 - трегалозо-6-фосфатаза, 16 -аргинин/креатинкиназа, 17 - Н+-АТФаза 26 кДа субъединица Е, 18 - SPAF (spermatogenesis associated factor), ti -тропомиозин-l, t2 - тропомиозин-2, а-актин.

Иммуноблоттинг белков с антителами, узнающими БТШ83 (HSP90 Monoclonal Antibody (16F1), Stressgen), показал иммунологическое различие белков БТШ83 у изучаемых видов Ceratopogonidae: очень хорошо реагировали белки D. modesta, хуже - В. annulipes, еще хуже - D. flavoscutellata и почти не реагировали D. sp. ex. gr. cincta. При этом синтез БТШ83 у всех видов Ceratopogonidae значительно усиливается при ТШ, что говорит о важной роли БТШ83 в защите от ТШ у видов этого семейства.

У S. japónica (Stratiomyidae) в нормальных условиях имеется одна изоформа БТШ70 (рис. 4А). Тот факт, что включения 358-метионина в белки БТШ70 при этом не наблюдается, позволяет сделать вывод о том, что у S.japónica БТШ70 присутствует в клетках постоянно. Это полностью согласуется с результатами 1 Д-иммуноблоттинга (рис. 1А) и может говорить о высокой стабильности БТШ70 у видов этого семейства.

Для выявления других белков, задействованных в ответе на ТШ, было решено провести более подробное изучение белкового паттерна у мух семейства Stratiomyidae.

5. Идентификация белков Stratiomyidae методом пептидного фингерпринтинга

Поиск белков, участвующих в клеточном ответе на ТШ, проводили методом 2Д с последующей окраской белков KyMaccH-G250. Паттерны белков изученных видов Stratiomyidae (S. japónica, N. bipunctatus и О. pardalind) похожи (рис. 4B-D). Только для О. pardalina найдены незначительные отличия.

Для 38 наиболее значительно представленных белков из контрастных видов S. japónica (исключительно термоустойчивый) и О. pardalina (холодолюбивый) был сделан пептидный фингерпринтинг. Сравнение полученных последовательностей с имеющимися в открытых базах данных позволило идентифицировать 20 белков (показаны стрелками на рис. 4B-D). Белки S. singularior и N. bipunctatus определили сравнением белковых карт с таковыми у S. japónica и О. pardalina. По паттерну изоформ БТШ70 все виды Stratiomyidae отличаются как друг от друга, так и от других описанных видов двукрылых, например, Drosophila.

То, что 18 протеинов так и не удалось идентифицировать, говорит о высокой степени дивергенции между белками видов Stratiomyidae и изученных к настоящему моменту представителей Díptera. Протеомный анализ показал, что БТШ70 видов Stratiomyidae гораздо ближе к термоустойчивому виду Aedes aegypti, чем к известным видам Drosophila.

6. Определение кинетики индукции мРНК hsp70 и hsp83

Данные по накоплению БТШ70 в клетках разных видов важно сопоставить с кинетикой синтеза мРНК соответствующих генов. Кинетика индукции мРНК hsp70 изучалась у представителей всех выбранных для исследования семейств (Stratiomyidae, Chironomidae, Tabanidae и Ceratopogonidae), так как представляло интерес сравнить ответ на ТШ на уровне транскрипции у различных семейств Díptera. Уровень транскрипции мРНК hsp в клетках

определяли методом Нозерн-гибридизации. В качестве зондов использовали кДНК hsp70 S. singularior, а также D. melanogaster-специфмчные зонды.

У личинок Stratiomyidae не удалось обнаружить мРНК hsp70, а также small hsp (smhsp) в нормальных условиях (рис. 5А). У S. japónica незначительный синтез мРНК hsp70 без ТШ выявили только методом ОТ-ПЦР (рис. 5В). При ТШ происходит быстрая индукция мРНК указанных hsp на высоком уровне (рис. 5А и В), причем наибольшее количество мРНК наблюдается при 43-45°С (совпадает с максимальным уровнем БТШ70 в клетках - рис. 1А и В). При 47°С (LT50 для 5. japónica) уровень транскрипции уменьшается, что, вероятно, соответствует началу повреждения транскрипционных комплексов. Синтезированная в ответ на ТШ мРНК hsp70 через 24 ч деградирует в значительной степени (рис. 6).

Остальные виды Stratiomyidae показали сходный характер синтеза мРНК hsp70:

• отсутствие или низкий уровень транскрипции в нормальных условиях;

• значительное увеличение синтеза мРНК при ТШ;

• деградация мРНК hsp70 в течение 20 - 24 ч.

Таким образом, можно сделать вывод об одинаковом паттерне транскрипции генов hsp70, специфичном для всего семейства Stratiomyidae (рис. 6). Этот результат представляет несомненный интерес, в особенности учитывая контрастность условий обитания данных видов. Температуры индукции синтеза мРНК у разных видов резко не различаются и находятся в интервале 38 - 45°С. Исключением в этом плане является только В. vallata (максимум при 30°С).

А ВС

1 2 3 4 5 6 7 12 3 4 1 2

ИМИ! Щ

— rRNA

'тфЩт -fcp27

Рисунок 5. (А) - Нозерн-гибридизация мРНК из личинок S. japónica. ТШ 30 мин при температуре: 1 - 25°С, 2 - 31°С, 3 - 37°С, 4 - 42°С, 5 - 43°С, 6 - 45°С, 7 - 47°С. (В) - Электрофореграмма кДНК, полученной ОТ-ПЦР с праймерами к гену hsp70 S. singularior. 1 - ЗГС, 2 - 31°С, отрицательный контроль (без добавления обратной транскриптазы), 3 - 42°С, 4 - 42°С (без добавления обратной транскриптазы). (С) -Гель-шифт-анализ связывания фактора транскрипции ТШ S. japónica с меченым фрагментом ДНК, содержащим HSE. 1 - 3 ГС (контроль), 2 - 42°С.

Личинки двух видов Бйайогг^ёае (5. вт^1агюг и N. ЫрипсШш) обитают в условиях высоко минерализованных озер, поэтому важно, как эти виды переносят повышенную соленость среды и сопровождается ли это увеличением содержания мРНК Изр70. Показано, что личинки способны пережить 24 ч в 5М растворе КаС1. При этом наблюдается индукция мРНК /ир70. Иными словами, в защите от повышенной минерализации также участвует система генов Изр70.

У изученных видов семейства Сега1оро§ошс1ае ответ на ТШ на уровне транскрипции также схож несмотря на разницу в условиях обитания и отличия на уровне белков БТШ70. Транскрипция Няр70 в нормальных условиях происходит на низком уровне и увеличивается при ТШ (рис. 6). Через 24 ч после ТШ мРНК Изр70 деградирует практически до контрольного уровня.

Кьхйготугйае СЫгопогтйае ТаЬатсЪе Сега1оро£от<Яае

1 2 3 12 3 1 2 3 1 2 3

Рисунок 6. Характерная для разных семейств Díptera картина нозерн-гибридизации мРНК hsp70. 1 - контроль; 2 - ТШ 30 мин (температура, вызывающая максимальную индукцию синтеза мРНК); 3 - ТШ, 24 ч восстановления.

Виды С. relictus и Н. pluvialis семейства Tabanidae, также как и контрастные виды Stratíomyídae, показывают сходный характер регуляции экспрессии генов hsp70 несмотря на разницу в температуре среды обитания (не выше 25°С у С. relictus летом и до 40°С при высокой концентрации соли у Н. pluvialis). Транскрипция генов hsp70 в нормальных условиях отсутствует либо происходит на чрезвычайно низком уровне, тогда как при ТШ (42°С) у обоих видов синтезируется значительное количество мРНК hsp7fí. Представляет интерес факт высокой стабильности мРНК hsp70 этих видов. У остальных описанных двукрылых (Drosophila, Stratiomyidae и проч.) мРНК hsp70 значительно деградирует через 24 ч после ТШ. У С. relictus и Н. pluvialis через 24 ч после ТШ заметной деградации мРНК hsp70 не наблюдается (рис. 6).

Исследования ответа на ТШ у Chironomidae показывают совершенно другой характер экспрессии генов hsp70, чем у других исследованных двукрылых (Drosophila, Stratiomyidae, Tabanidae и проч.). Гены hsp70 Chironomidae характеризуются высоким уровнем транскрипции как при ТШ, так и в нормальных условиях (рис. 6). Похожие результаты известны для эволюционно отдаленного антарктического вида этого же семейства Bélgica

аЫагсйса. Следовательно, обнаруженный характер экспрессии генов Н$р70, вероятно, является специфичным для всего данного семейства.

Таким образом, внутри каждого семейства все изученные виды показали весьма характерную картину Нозерн-гибридизации мРНК кзр70.

В отличие от транскрипции Ыр70, транскрипция генов Изр83 у всех изученных нами видов 81гайоту1<1ае, СЫгопо!шс1ае и ТаЬашсЗае не различается и носит конститутивно-индуцибельный характер. Только у видов семейства Сега1:оро§ошс1ае обнаружены некоторые различия в характере транскрипции к$р83 (рис. 7).

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

тщт *» К * < ^

Рисунок 7. Нозерн-гибридизация мРНК видов семейства Ceratopogonidae. D. flavoscutellata: 1 - 4°С (контроль), 2 - 32°С, 3 - 32°С (24 ч). D. modesta: 4 - 4°С (контроль), 5 - 37°С, 6 - 37°С (24 ч). D. sp. ex. gr. cincta: 7 - 4°C (контроль), 8 - 42°C, 9 - 42°C (24 ч). В. annulipes: 9 - 4°C (контроль), 10 - 39°C, 11 - 40°C. Время ТШ - 30 мин. В скобках после температуры ТШ указано время восстановительного периода. В качестве зонда использовали смесь ПЦР-фрагментов генов hsp83 всех четырех видов.

мРНК hsp83 присутствует в нормальных условиях у всех видов, причем у D. flavoscutellata - в значительном количестве. При ТШ происходит усиление транскрипции hsp83 и появляются несплайсированные формы РНК, что говорит о повреждении системы сплайсинга (рис. 7). Через 24 ч после ТШ сплайсинг восстанавливается, уровень мРНК hsp83 в клетках снижается. Увеличение количества мРНК hsp83 при ТШ соответствует увеличению содержания в клетках белков БТШ83. Все это говорит о важной роли БТШ83 в защите от ТШ у видов семейства Ceratopogonidae,

7. Исследование ДНК-связывающей активности HSF у Stratiomyidae

Связано ли высокое конститутивное содержание БТШ70 в клетках Stratiomyidae с наличием активных форм фактора транскрипции ТШ (heat shock factor, HSF), изучали методом связывания и торможения в полиакриламидном геле ,2Р-меченного фрагмента ДНК (гель-шифт анализа), содержащего HSE (Heat shock element) - последовательность ДНК, ответственную за связывание с HSF.

У S. japónica нам не удалось обнаружить активных форм HSF в нормальных условиях (рис. 5С). При ТШ происходит связывание HSF с HSE (высокомолекулярная полоса на рисунке 5С), что соответствует активации генов hsp70 in vivo. У всех остальных изученных видов семейства Stratiomyidae также не удалось обнаружить в нормальных условиях активной формы HSF. Таким образом, обнаруженное высокое содержание в клетках Stratiomyidae белков БТШ70 в нормальных условиях не сопровождается наличием активных

форм HSF и высоким уровнем транскрипции соответствующих генов. По-видимому, у всех видов данного семейства происходит конститутивная транскрипция генов hsp70 на очень низком уровне, которая совместно с высокой стабильностью белка обеспечивает значительный уровень БТШ70 в клетках всех видов Stratiomyidae в контрольных условиях.

Для дальнейшей характеристики системы генов hsp70 подробно исследовали структуру и геномную организацию этих генов у представителей семейства Stratiomyidae.

8. Анализ библиотек кДНК

Гены hsp70 у семейства Stratiomyidae изучали у двух видов, обитающих в контрастных условиях - О. pardalina и 5. singularior. Из библиотек кДНК клонировали один из генов hsp70 S. singularior (EU523048), оказавшийся гомологичным генам hsp70 D. melanogaster на 72%.

Результаты З'-RACE анализа позволили сделать вывод о наличии, как минимум, четырех копий гена hsp70 в геноме S. singularior, отличающихся друг от друга по строению З'-нетранслируемых участков. Методом 5'-RACE анализа была показана высокая консервативность 5'-нетранслируемой области генов hsp70 S. singularior.

9. Анализ генов Itsp83 методом ПЦР

Методом ПЦР с использованием вырожденных праймеров получены фрагменты генов hsp83 всех исследуемых видов семейства Ceratopogonidae, соответствующих hsp83 D. melanogaster между позициями 1836-2548 п.н. Интересно, что по нуклеотидным последовательностям hsp83 виды рода Dasyhelea ближе к систематически более далекому роду Drosophila, чем к виду Bezzia annulipes, относящемуся к тому же семейству. Судя по гомологии этих фрагментов с hsp83 D. melanogaster, БТШ83 видов Stratiomyidae и Ceratopogonidae приблизительно равноудалены от БТШ83 Drosophilidae.

Также получили фрагмент hsp83 S. japónica (EU523049), гомологичный аналогичному фрагменту гена hsp83 D. melanogaster на 79%. Полученные фрагменты ДНК использовались как зонды для Нозерн- и Саузерн-гибридизаций.

10. Саузерн-анализ генов hsp70S. singularior и О. pardalina

Для определения числа копий гена hsp70 у двух контрастных по условиям обитания видов семейства Stratiomyidae (S. singularior и О. pardalina) использовали метод Саузерн-анализа геномной ДНК (рис. 8). Полученные результаты позволяют говорить о наличии в геноме S. singularior не менее пяти копий hsp70. Это подтверждается полученными ранее данными З'-RACE анализа. Сравнение результатов гибридизации геномной ДНК, выделенной из двадцати (рис. 8, дорожка 2) и из трех личинок (рис. 8, дорожка 3), а именно, появление дополнительных минорных полос гибридизации - позволяет сделать вывод о наличии значительного полиморфизма сайтов рестрикции или полиморфизма в структуре кластера генов hsp70 у этого вида. Результаты Саузерн-анализа геномной ДНК О. pardalina, а также сравнение этих

результатов с данными З'-ЯАСЕ анализа, дает основание говорить о наличии минимум четырех копий к.чр70. Данные, полученные в результате анализа геномных библиотек (см. далее), позволили соотнести полосы гибридизации геномной ДНК обоих видов с аллелями, содержащими индивидуальные гены кяр70.

1 2 3

52 '

РЗ- & "¡0Н'

¥ — ф

— 6

)|§ —4 Р4 — нщ

Р1&Р2- ~ 3

5.10, П. 33,81 &84 &£5 51

Рисунок 8. Саузерн-анализ геномной ДНК, обработанной эндонуклеазой рестрикции ШпсИН, видов 5. singulanor (1 - гибридизация с 32Р-5"-фрагментом Ияр70\ 2 и 3 - с 32Р-3'-фрагментом к$р70) и О. рагс1аНпа (4 - гибридизация с 32Р-Ъзр70). Слева показаны номеклатурные номера генов с указанием клонов (верхний индекс), из которых они были получены.

11. Определение структуры кластера генов 1кр70 у Я. singularior и

О. рагйаИпа

Для изучения строения и организации генов Изр70 сконструировали геномные библиотеки на основе рекомбинантных фагов X. Фаги, содержащие гены ¡гзр70, обрабатывали ферментами рестрикции и анализировали методом гибридизации по Саузерну с ,2Р-мечеными зондами к 5'- и 3'- участкам гена кзр70. Для секвенирования фрагменты переклонировали в фагмиду рЕНизспрг БК+.

Гены Изр70 Б. йт^агюг организованны в виде кластера, занимающего приблизительно 29 т.п.н. Кластер состоит из четырех генов в тандемной ориентации и пятого - в инвертированной к остальным ориентации. Гены обозначили 81-85, соответственно (рис. 9А). Общая структура кластера показана сверху на рис. 9А. Расстояние между разными копиями различается:

1.2 т.п.н. - между 81 и 82, 5,9 т.п.н. - между Б2 и ЭЗ, 4,7 т.п.н. - между 83 и 84,

5.3 т.п.н. - между 84 и 85. Особый интерес представляет различие между индивидуальными фагами, содержащими одни и те же участки генома. Так,

A. Stratiomys singularior

н HH я. SH Xfm R,H P Ss P„, diH X X S P« «-tf X PR, *,H X

151^1 Д.У ril^y^l 'т-тТ^| !

\ H МП _ H X.HI „,Н r , SS 1,1 «>1-1 л

\Щ1М Щ Д|| ГЦ

рв. „н j SS

[acc.JVi IIQ1S4404I

р Р

71 нн ...Г» хГ»»н р р„

♦■■♦i L»

VsT sT

с н Р, Л, ,,н Р Р.. „нх X SP,,

э .?Г Г Т ; I ' г . I ГП

Хн 5. „Н ? 55

Н р.,. SS р„.,нх X SP, .Нх

51 .тли_ц| I_щр

sT ' я

X X S р« .,Н X S ч

.....J_L

. - hsp70

НХ х 8Г««У

В. Oxycerapantalina

B2 „x нн x „ н„

|acc.№ HQ184405]

|acc.X» HM141535]

V "

„.X S* X R, „s 61 I ir, TI^TH

P3 S X XHR1 R,S 6 Ii 1 iI Li—k. i'l 1 X X l

[acc. № HM141536]

[acc.Xä HM141539]

J_" I?

lacc. №HM1415381

R1 R1 X H R1 H H R1 H

—u-■» 7 Г H SS

... . P4 hspfiS Kl x H Rl H H R! H s

7 kill IT

H SS

[acc. Ks HM 1415371

Рисунок 9. Общая организация и номенклатура генов hsp70 в геномах S. singularior (А) и О. pardalina (В). Схема кластера S. singularior дана наверху. Треугольниками на ней показаны места делеций, обнаруженные в различных фагах. Вертикальными прямоугольниками показаны места локализации МЭ Mariner. Гены обозначены горизонтальными стрелками, их номенклатурные номера приведены под стрелками. Слева указаны номера фагов. Пунктиром показаны секвенированные участки; номера в базе GenBank указаны под пунктиром. Сайты эндонуклеаз рестрикции: Н - Hindlll, Р - Pstl, RI - EcoRl, S - Sali, X - Xbal.

межгенные участки отличаются друг от друга как по размеру, так и по наличию/отсутствию сайтов рестрикции. В ряде случаев обнаружены делеции межгенных участков: в фаге 8 имеется делеция длиной 1 т.п.н. межгенного участка S4-S5, в фаге 33-2 т.п.н. межгенного участка S3-S5, в фаге 71-2 т.п.н. межгенного участка S2-S3. В межгенном регионе S2-S3 обнаружен фрагмент мобильного элемента (МЭ) Mariner длиной 314 п.н. Характерно, что этот элемент присутствует в 3'-области S2 генов во всех фагах, имеющих S2-S3 межгенный регион (фаги 5, 10, 52 и 71).

Кроме того, обнаружены значительные перестройки самого кластера. Так, в фаге 52 инвертированный повтор образован генами S1 и S3. В фагах 51 и 33 ген S5 расположен после гена S3, хотя сам межгенный регион соответствует региону S3-S4. Предположительные места перестроек указаны вертикальными стрелками на рис. 9А.

Общая организация генов hsp70 О. pardalina значительно отличается от таковой у S. singularior (рис. 9В). Большинство фагов содержит только одну копию гена. В целом, обнаружено четыре копии функциональных генов hsp70, названных Р1-Р4, Два гена (Р1 и Р2), расположены в виде характерного для Díptera инвертированного повтора, однако расстояние между ними составляет 4,6 т.п.н., то есть в 4 раза больше, чем между инвертированными генами S. singularior. Расстояние между остальными генами установить не удалось, но известно, что оно составляет более 9 т.п.н., так как перекрестная гибридизация концевых фрагментов всех фагов не дала положительного результата. Интересно, что выделенные из разных фагов аллели абсолютно гомологичны (на рисунке 9В обведены в прямоугольник). Кроме того, 5'-регионы всех генов гомологичны на 93% на протяжении приблизительно 600 п.н. выше старта транскрипции, тогда как для S. singularior такая гомология имеется только для 200 п.н. выше старта транскрипции.

Для О. pardalina обнаружено два псевдогена (фаги 8 и В1). Псевдоген в фаге В1 на 89% гомологичен Р1 гену, но содержит несколько коротких делеций, повреждающих рамку считывания. Псевдоген из фага 8 на 86% гомологичен Р1 гену, однако представляет собой сильно перестроенную копию. Он содержит делецию 306 п.н. и инверсию 677 п.н. в кодирующей области гена, а также у него отсутствует первый ATG кодон. Оба псевдогена не имеют HSEs и не показывают гомологии с функциональными генами в 5'-области.

У О. pardalina обнаружено расположение в тандемной ориентации на расстоянии 3,5 т.п.н. друг от друга генов hsp70-P4 и hsp68. Это единственный из известных нам случаев, когда гены hsp70 и hsp68 расположены в одном кластере.

Таким образом, количество копий hsp70 у двух изученных видов значительно не различается. Но при этом у S. singularior имеется пять функциональных копий hsp70, ay О. pardalina - четыре копии hsp70 и два псевдогена, а также ген hsp68. Сравнение данных анализа геномных библиотек в фагах X с данными Саузерн-анализа и З'-RACE анализа позволяет говорить о том, что нам удалось клонировать все имеющиеся аллели hsp70 для этих видов.

12. Анализ нуклеотидных последовательностей регуляторных областей генов hsp70 у S. singularior и О. pardalina

Нами найдены основные регуляторные элементы генов hsp70 обоих видов, а также гена hsp68 О. pardalina. На рисунке 10 показана структура промоторной области генов hsp70 S. singularior и О. pardalina, а также D. melanogaster (для сравнения). Видно, что промоторные области всех генов hsp70 у S. singularior значительно отличаются друг от друга, тогда как у О. pardalina имеются лишь единичные нуклеотидные замены (на рис. 10 показаны звездочками), не влияющие на общую структуру промотора.

ТАТА-бокс у S. singularior представлен нуклеотидами 5'-ТАТАТАТА-3\ тогда как у О. pardalina - 5-ТАТАААТА-З'. Сайт связывания GAGA-фактора (GAGA factor, GAF) классический, в обоих случаях представлен нуклеотидами GAGA или GAG.

У S. singularior расстояние между стартом транскрипции (AGT) и ТАТА-боксом составляет 24 п.н. Старт-кодон расположен в 230 п.н. от транскрипционного старта. Для генов S1 и S2 обнаружено два канонических и два неканонических HSE. Для гена S3 найдены два канонических и один неканонический HSE, а для генов S4 и S5 обнаружено по три канонических HSE. Сигнал полиаденилирования (ААТААА), установленный по данным 3'-RACE, у разных генов располагается на расстоянии 193 - 247 п.н. ниже стоп-кодона.

Ч ИЗ» I-

*+ ч—h

S. singularior 1-1

-G¡¡gj-|—g]—Г" si

ыап

-|£нЕ]-ГДЕ1-Д-Р«П—[t¡-Г" S2

Ч5ЁЗ-1—Н—ОЛИ—ПЗЩ—[3-1™" s3

Start

—fl-fHÜ3]-1-[Tiiil-g-fHsiTl-[т|-^ S4

-Mh-I-M—{xj—

_Г S5

[т] -TATA-ÓOKC

)HS64) - канонический HSE

|HSE4| - искано.....еский HSK

Start

J - старт транскрипции

. S. P1,P2, HsiTI—|т|-1 P3, P4

I I I [t]_f~ l,sP68

D. melanogaster —[та]-РЯ?Ь

ч—Г

чзжЯ—@Ш-|-[тЬ

Slart

_г

Аа,АЪ

Рисунок 10. Строение промоторной области генов hsp70 у видов S. singularior, О. pardalina и D. melanogaster.

Промоторы некоторых генов содержат перестройки: S352 содержит промотор S2 гена, S533 - промотор S4 гена. В фаге 71 делеция межгенного участка S2-S3 включает в себя промоторную область гена и часть 5'-транскрибируемой области, однако рамка считывания гена не затронута. В результате ген S371 либо стал нефункциональным, либо транскрибируется на очень низком уровне благодаря наличию в 5"-области элементов, подобных HSE, ТАТА-боксу и сайтам связывания фактора GAGA.

У О. pardalina расстояние от транскрипционного старта до ТАТА-бокса составляет также 24 п.н., а старт-кодон расположен на 227 п.н. ниже транскрипционного старта. У всех генов первый HSE неканонический, а три другие - канонические. Сайт полиаденилирования располагается в районе от 183 до 186 п.н. ниже стоп-кодона. Промоторная область гена hsp68 из О. pardalina также содержит ТАТА-бокс (5'-TATAAATG-3'), несколько сайтов связывания GAF и четыре HSE.

Общая структура промоторов hsp 70 S. singularior и О. pardalina по составу регуляторных элементов сходна с hsp70A геном D. melanogaster. Это позволяет говорить о том, что промоторы обоих видов Stratiomyidae являются функциональными промоторами генов ТШ.

13. Анализ нуклеотидных последовательностей и филогенетические отношения генов hsp70 S. singularior и О. pardalina

Кодирующая последовательность (CDS) hsp70 О. pardalina составляет 1920 п.н. Интронов нет, что характерно для индуцибельных hsp70. Гомология между разными аллелями (PI, РЗ и Р4) составляет 98,4%; имеется 20-27 незначащих и 5-10 значащих замен. 5'-нетранслируемые области у разных аллелей составляют 252-260 п.н. и гомологичны друг другу на 91%.

Для S. singularior получены полные последовательности 16 генов: 3 аллеля S1, 2 аллеля S2, 5 аллелей S3, 2 аллеля S4 и 5 аллелей S5. Гены гомологичны на 98,7%, не содержат интронов, CDS состоит из 1917 п.н. Характерно, что не выявлено ни одного псевдогена для этого вида.

Анализ с помощью МакДональд-Крейтман теста, а также метода Rozas&Aguade, позволил сделать вывод о функционировании у S. singularior механизма генной конверсии для CDS. Среди З'-нстранслирусмых регионов только у генов S2 и S3 были обнаружены треки генной конверсии.

Используя программу Vector NTI, мы определили аминокислотные последовательности всех найденных генов. БТШ70 S. singularior состоят из 638 а.о., а БТШ70 О. pardalina - из 639 а.о. Расчетные аминокислотные последовательности для обоих видов совпали с данными пептидного фингерпринтинга.

Для S. singularior расчетные значения Mw составили 69,89 - 70,18 кДа, a pi - 5,48 - 5,75. Для О. pardalina эти значения составили 69,89 - 69,96 кДа и 5,45 -5,46, соответственно. Для БТШ68 О. pardalina Mw составляет 69,14 кДа, a pi -5,36. Эти значения коррелируют с данными, полученными методом двумерного электрофореза белков.

Гомология полученных белковых последовательностей между БТШ70 S. singularior составляет 99,5%, между БТШ70 О. pardalina - 99%, а между этими видами - 93%. Гомология белков БТШ70 5. singularior и О. pardalina с D. melanogaster составляет 85%. Характерно, что большинство аминокислотных замен локализовано в С-терминальном домене БТШ70, который является, как известно, наименее консервативным. Все характерные для индуцибельных БТШ70 последовательности найдены для обоих видов.

Обсуждение результатов

В данной работе изучалась роль системы генов ТШ в адаптации к разнообразным природным условиям на примере видов четырех семейств Díptera. Виды были взяты из разнообразных биотопов: пресных озер и родников, гипергалинных озер и термальных источников. При этом из каждого биотопа брались виды, относящиеся к разным семействам.

Важно, что все виды внутри каждого семейства, несмотря на разнообразие условий обитания, показывают сходный тип ответа на ТШ. Это свидетельствует о том, что механизмы защиты были сформированы на ранних стадиях эволюции семейств. В пользу этого говорит и то, что все виды обладают высокой термоустойчивостью несмотря на адаптацию к различным условиям обитания (от родников до термальных источников).

Отсутствие влияния акклимации на термоустойчивость S. japónica может объясняться тем, что этот вид в природе адаптирован к экстремальным условиям, а, следовательно, обладает высоким порогом активации HSF. Подобное известно, например, для улиток Tegula: более термоадаптированные виды обладают меньшей способностью модифицировать ответ на ТШ.

Наши результаты говорят о широком разнообразии механизмов регуляции экспрессии генов ТШ у двукрылых. Виды Stratiomyidae в этом аспекте характеризуются индуцибельной транскрипцией генов hsp70 и генов smhsp, конститутивно высоким содержанием и высокой стабильностью БТШ70. Семейство Chironomidae показывает конститутивную транскрипцию генов hsp70. Для семейства Tabanidae характерны индуцибельный характер транскрипции генов hsp70 и высокая стабильность их мРНК. Для семейства Ceratopogonidae показана конститутивная экспрессия генов hsp70 на низком уровне, а также выявлена важная роль hsp83.

Известно, что разные виды семейства Drosophilidae также обладают сходным характером ответа на ТШ (индуцибельная экспрессия генов ТШ, короткий период полужизни мРНК и белка БТШ70 и полное отсутствие белка БТШ70 в клетках в нормальных условиях). Вместе с нашими данными это означает, что адаптация к неблагоприятным условиям окружающей среды может идти различными путями у разных семейств независимо с эволюционной точки зрения.

Обнаруженное для всех видов семейства Stratiomyidae высокое содержание БТШ70 в клетках в нормальных условиях принципиально отличает данное семейство от других изученных представителей Díptera (Drosophilidae, Chironomidae и т.д.). Известно, например, что искусственно вызванная путем

введения трансгенных конструкций экспрессия БТШ70 у D. melanogaster вызывает нарушения развития, по-видимому, вследствие того, что БТШ70 является сильным ингибитором апоптоза. В случае Stratiomyidae БТШ70 таким эффектом не обладает. Этот факт может свидетельствовать как об отличиях структуры и свойств БТШ70 Drosophila и Stratiomyidae, так и о системных отличиях клеточной физиологии этих видов. Сравнение аминокислотных последовательностей БТШ70 двух видов Stratiomyidae с БТШ70 других организмов позволило выявить характерные отличия, однако утверждать, что именно они приводят к высокой стабильности БТШ70 Stratiomyidae, на данном этапе нельзя.

Обнаруженную разницу в скорости индукции и уровне синтеза БТШ70 при ТШ у S. singularior и О. pardalina можно объяснить различиями в структурной организации hsp70 в геноме. Хотя по числу генов hsp70 эти виды отличаются незначительно (пять копий у S. singularior и четыре - у О. pardalina), именно компактное устройство кластера в случае S. singularior обусловливает кооперированную и быструю индукцию экспрессии генов. О. pardalina обитает в стабильно-холодных условиях, в которых отсутствует необходимость в быстром ответе на ТШ. Вероятно, поэтому в ходе эволюции произошло удаление генов hsp70 друг от друга вследствие различных рекомбинационных событий. Кроме того, первый HSE в промоторе этого вида неканонический, то есть обладает меньшим сродством к HSF, что также может влиять на скорость индукции транскрипции hsp70 у О. pardalina.

В 3'-фланкирующей области генов hsp70 у S. singularior обнаружен фрагмент МЭ Mariner. Наличие МЭ во фланкирующих областях генов hsp70 ранее было показано на видах Drosophila. Предполагается, что МЭ могут играть важную роль в эволюции кластера этих генов. Так, у видов группы virilis (D. virilis, D. lummei, D. montana) в 3'-фланкирующей области был обнаружен фрагмент МЭ SGM. Показано, что этот МЭ расположен в 3'-фланкирующей области всех тандемно расположенных генов hsp70. Выдвинута гипотеза об участии этого МЭ в эволюции кластера hsp70 у группы virilis. Следовательно, можно предположить, что в эволюции кластера hsp70 у 5. singularior также играл роль МЭ Mariner, хотя его фрагмент был обнаружен только в межгенной области генов S2-S3.

Отсутствие в геноме S. singularior псевдогенов hsp70, то есть поддержание функциональности всех копий этого гена, обеспечивается работой механизма генной конверсии, причем эффективность этого механизма ослабевает с увеличением расстояния между копией гена и копиями, составляющими инвертированный повтор. Различия в строении 5'- и З'-нетранслируемых участков hsp70 могут объясняться необходимостью поддержания генетического разнообразия процессов регуляции экспрессии hsp70 в условиях постоянного агрессивного действия факторов окружающей среды (ТШ, соленость и т.д.).

Обнаруженный высокий полиморфизм кластера hsp70 S. singularior можно объяснить большим размером популяций и отсутствием изолированности между разными популяциями этого вида. При этом такой полиморфизм не характерен для лабораторных линий Díptera, в частности, Drosophila. Для всех

изученных видов Д те1апо£а$1ег, Д \nrilis, Д 1итте1 показан высокий консерватизм кластера как по числу генов \\sp7Q, так и по устройству гомологичных межгенных участков в пределах линии. Однако полиморфизм кластера /к/>7(? известен для природной популяции Д то^тетгй. Следовательно, можно предположить, что подобное явление характерно именно для природных популяций и является инструментом, позволяющим популяции выживать в меняющихся условиях внешней среды.

В случае О. рагйаИпа механизм генной конверсии не работает, что объясняет большое количество нуклеотидных замен между разными копиями кзр70. По-видимому, генная конверсия у этого вида отсутствует из-за слишком больших расстояний между разными копиями 11яр70. Полная идентичность последовательностей гомологичных аллелей Н5р70 и прилегающих межгенных областей, обнаруженная при анализе гомологичных фагов, является следствием малого размера и изолированности популяции О. рагс1аИпа, а также стабильности условий окружающей среды.

Выводы

1. Уровень БТШ70 в клетках различных семейств Díptera может регулироваться на уровне транскрипции, трансляции, а также за счет различной стабильности этого белка.

2. Для всех видов семейств Stratiomyidae, Tabanidae и Ceratopogonidae, независимо от условий обитания, характерна высокая термоустойчивость.

3. Молекулярные механизмы регуляции экспрессии системы генов hsp70 сходны для всех видов внутри каждого из изученных семейств.

4. Все изученные виды Stratiomyidae обладают высоким конститутивным уровнем БТШ70 в обычных условиях обитания.

5. У видов, адаптированных к агрессивным воздействиям окружающей среды, гены hsp70 организованы в компактный кластер, тогда как у видов, живущих в стабильных условиях, гены hsp70 расположены на больших расстояниях друг от друга.

6. Для вида S. singularior, обитающего в постоянно изменяющихся условиях среды, обнаружен полиморфизм кластера генов hsp70, а также действие генной конверсии для этих генов в природной популяции.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

1. Юшенова И.А.. Зацепина О.Г., Пржиборо А.А., Евгеньев М.Б., Гарбуз Д.Г. Сравнительный анализ системы генов hsp70 у двух видов семейства Stratiomyidae (Díptera). Вестник Московского университета. Серия 16. Биология. 2010, №4. С. 58 - 61.

2. Garbuz D.G., Zatsepina O.G., Przhiboro А.А., Yushenova I., Guzhova I.V. and Evgen'ev M.B. Larvae of related Díptera species from thermally contrasting habitats exhibit continuous up-regulation of heat shock proteins and high thermotolerance. Mol. Ecol. 2008,17(21). P. 4763 - 77.

3. Garbuz D.G., Zatsepina O.G., Yushenova I.. Przhiboro A., Evgen'ev M.B. Different Mechanisms Responsible for Stress Resistance Operate in the Same Insect Order (Diptera). In: Handbook of Molecular Chaperones: Roles, Structures and Mechanisms. Nova Pub. 2010. P. 479 - 495.

4. Гарбуз Д.Г., Юшенова И.А.. Евгеньев М.Б., Зацепина О.Г. Сравнительный анализ структуры кластера генов бтш70 у видов Drosophila группы virilis. Мол. Биол. 2009,43 (1). С. 44 - 52.

5. Юшенова И.А.. Зацепина О.Г. Изучение механизмов термоустойчивости видов, обитающих в экстремальных природных условиях. Вопросы физико-химической биологии в ветеринарии: Сборник научных трудов -М.: ФГОУ ВПО МГАВМиБ. 2009. С. 106 - 116.

Тезисы конференций

6. Зацепина О.Г., Гарбуз Д.Г., Зеленцова Е.С., Шилова Ю.В., Юшенова И.А. Исследование механизмов термоустойчивости: эволюция генетических локусов и мутагенез. Материалы отчетной конференции «Биоразнообразие и динамика генофондов». Москва, 2008. С. 132 - 135.

7. Yushenova I.A., Zatsepina O.G., Przhiboro А.А., Evgen'ev M.B., Garbuz D.G.. A comparative analysis of the hsp70 genes system in two species of the family Stratiomyidae (Diptera). Molecular Phylogenetics: Contributions to the 2nd Moscow International Conference "Molecular Phylogenetics" (Moscow, Russia, May 18-21,2010). P. 189.

8. Юшенова И.А.. Зацепина О.Г., Пржиборо A.A., Евгеньев М.Б., Гарбуз Д.Г. Изучение молекулярных механизмов экспрессии БТШ70 у видов, обитающих в экстремальных природных условиях. БИОЛОГИЯ - НАУКА XXI ВЕКА: 14-я Пущинская международная школа-конференция молодых ученых (Пущино, 19 - 23 апреля 2010 года). С. 205.

9. Гарбуз Д.Г., Юшенова И.А.. Евгеньев М.Б., Зацепина О.Г. Разнообразие механизмов термальной адаптации у видов, обитающих в неблагоприятных климатических условиях. XXI Съезд Физиологического общества им. И.П.Павлова. Тезисы докладов. - М. - Калуга: Типография ООО "БЭСТ-принт", 2010. С. 137.

10. Юшенова И.А.. Зацепина О.Г., Пржиборо А.А., Евгеньев М.Б., Гарбуз Д.Г. Сравнительный анализ кластеров генов hsp70 у видов Diptera, обитающих в контрастных условиях. IV Международная школа молодых ученых по молекулярной генетике "Геномика и биология клетки" (Звенигород, 29 ноября - 3 декабря 2010 года). С. 228 - 229.

Заказ № 14-а-03/02/2011 Подписано в печать 03.02.2011 Тираж 100 экз. Усл. п.л. 1,2

. ООО "Цифровинок", тел. (495) 649-83-30

www.cfr.ru; е-таИ: info@cfr.ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Юшенова, Ирина Александровна

Список сокращений.

Введение.

Глава 1. Обзор литературы.

1.1. Общая характеристика ответа на тепловой шок на молекулярном уровне.

1.2. Классификация и функции белков теплового шока.

1.3. Структура и эволюция генов теплового шока.

1.4. Регуляция экспрессии генов теплового шока.

1.5. Роль системы генов теплового шока в адаптации к условиям внешней среды и эволюции организмов.

1.6. Молекулярные механизмы защиты от термального стресса, не связанные с шаперонами.

Глава 2. Материалы и методы.

2.1. Материалы.

2.1.1. Виды Diptera.

2.1.2. Штаммы Е. coli.

2.1.3. Ферменты рестрикции.

2.1.4. Олигонуклеотиды для анализа связывания факторов транскрипции с элементами теплового шока.

2.1.5. Антитела.

2.2. Методы.

2.2.1. Условия теплового шока.

2.2.2. Определение термоустойчивости.

2.2.3. Включение in vivo 358-метионина в белки.

2.2.4. Двумерный электрофорез белков по О'Фарреллу.

2.2.5. Диск-электрофорез белков с ДДС-Na (по Лэммли).

2.2.6. Окрашивание гелей Кумасси G-250.

2.2.7. Иммуноблоттинг.

2.2.8. Идентификация белков методом пептидного фингерпринтинга.

2.2.9. Выделение тотальной РНК.

2.2.10. Электрофорез РНК.

2.2.11. Нозерн-гибридизация.

2.2.12. Включение радиоактивной метки в ДНК.

2.2.13. Анализ связывания факторов транскрипции с элементами теплового шока.

2.2.14. Создание и скрининг кДНК библиотек.

2.2.15. 5Л- и З'-RACE анализ.

2.2.16. Выделение геномной ДНК методом Holmes-Bonner.

2.2.17. Выделение геномной ДНК.

2.2.18. Расщепление ДНК эндонуклеазами рестрикции.

2.2.19. Электрофорез ДНК.

2.2.20. Перенос и гибридизация по Саузерну.

2.2.21. Получение геномных фаговых библиотек.

2.2.22. Скрининг геномных фаговых библиотек.

2.2.23. Выделение ДНК бактериофага X.

2.2.24. Построение рестриктных карт рекомбинантных фагов.

2.2.25. Выделение фрагментов ДНК.

2.2.26. Клонирование фрагментов ДНК.

2.2.27. Трансформация компетентных клеток.

2.2.28. Выделение плазмидной ДНК методом щелочного лизиса.

2.2.29. ПЦР-анализ.

2.2.30. Секвенирование ДНК.

2.2.31. Анализ нуклеотидных и аминокислотных последовательностей.

2.2.32. Статистическая обработка результатов.

Глава 3. Результаты исследования.

3.1. Определение термоустойчивости.

3.2. Накопление белков группы БТШ70 при тепловом шоке.

3.3. Изучение спектра белков, синтезируемых после теплового шока.

3.4. Изучение спектра изоформ БТШ70 и БТШ83 методом двумерного электрофореза.

3.5. Идентификация белков Stratiomyidae методом пептидного фингерпринтинга.

3.6. Определение кинетики индукции мРНК hsp70 и hsp83.

3.7. Исследование ДНК-связывающей активности HSF у Stratiomyidae.

3.8. Анализ библиотек кДНК.

3.9. Анализ генов hsp83 методом ПЦР.

3.10. Саузерн анализ генов hsp70 S. singularior и О. pardalina.

3.11. Определение структуры кластера генов hsp70 у S. singular ior и

О. pardalina.

3.12. Анализ нуклеотидных последовательностей регуляторных областей генов hsp70 у S. singularior и О. pardalina.

3.13. Анализ нуклеотидных последовательностей и филогенетические отношения генов hsp70 S. singularior и О. pardalina.

Глава 4. Обсуждение результатов.

Выводы.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Особенности генетической системы, контролирующей термальную адаптацию, у ряда видов отряда Diptera"

Механизмы адаптации организмов к условиям окружающей среды, в том числе экстремальным, продолжают привлекать внимание исследователей. Особенно интересна и недостаточно изучена адаптация на молекулярном уровне. Известно, что одним из основных звеньев ответа на стрессовые воздействия на молекулярном уровне у всех изученных на данный момент организмов является система генов теплового шока (Аз/?).

Впервые феномен действия теплового шока (ТШ) на молекулярном уровне был обнаружен в 1962 году Ф. Ритоссой (Якозва, 1962). Исследователем было замечено, что воздействие повышенной температуры вызывает у Вго$орЫ1а образование специфических пуфов на политенных хромосомах слюнных желез. В 1974 году было обнаружено, что образование этих пуфов связано с синтезом специфических белков СПввйгев Л а1., 1974), которые получили название белки теплового шока (БТШ). После этого началось активное изучение БТШ, а также генов, кодирующих эти белки. Было установлено, что синтез БТШ в клетках активируется воздействием не только ТШ, но и ряда других факторов (рис. 1).

Мтзобцд окружающей среды

Активные Аналоги формы аминокислот кислорода

Тепловой шок \

Тяжелые металлы

Н5Е г/

НБАТЗНОСК

РЯОТЕЮ

Нестрессоыш условия } ^ Развитие*

Клеточный Факторы дифференциация

Ингибиторы энергетичесгаго обмена

Патофизиологи ческие состояния Люорадка и воспаление Нейрогормональный стресс Гипертрофия Окислительный стресс Ишемия

Противоопухолевая терапия Вирусные и бактериальные инфекции Нейрональные повреяжения Тканевые повреждения и репарация Старение

Онввгеныи протоонюгены цикл роста

Рисунок 1. Факторы, активирующие систему генов ТШ (МоппкЛо ЯЛ., 1998).

Наибольшую роль в защите от ТШ играют белки ТШ с молекулярной массой 70 кДа (БТШ70). Эти белки выполняют в клетке функции молекулярных шаперонов, помогая вновь синтезируемым белкам приобретать правильную нативную структуру, а также восстанавливать ее после повреждений. Об исключительно важной роли этих белков в клетке говорит и то, что последовательность БТШ70 у разных организмов чрезвычайно консервативна. Даже у таких отдаленных видов, как Е. coli и человек, БТШ70 гомологичны на 50%, а некоторые домены показывают гомологию до 96% (Schlesinger, 1990).

Важную роль в быстром ответе на ТШ и прочие стрессовые воздействия играет организация генов ТШ в виде кластера. Кластеры генов hsp70 достаточно хорошо изучены у Drosophila. Однако организация и структура этих генов у видов, обитающих в природе в экстремальных условиях, изучена достаточно слабо.

В данной работе был использован подход, предложенный М.Б. Евгеньевым, для изучения молекулярно-биологических механизмов адаптации у нескольких групп видов Díptera. Суть его состоит в изучении ответа на ТШ у видов, принадлежащих к близким таксономическим группам, однако обитающих в контрастных природных условиях. Для работы были выбраны виды Díptera, принадлежащие к четырем семействам: Stratiomyidae, Chironomidae, Tabanidae и Ceratopogonidae. Для данного исследования эти семейства интересны тем, что личинки этих видов обитают в природе в разнообразных биотопах, в том числе с агрессивными условиями окружающей среды. Таким образом, имеется возможность исследовать ответ на ТШ у особей, взятых непосредственно из природных популяций, а, кроме того, оценить роль системы hsp в эволюции данных семейств.

Целью данной работы было провести сравнительный анализ структуры и экспрессии генов hsp70 у видов малоизученных семейств Díptera, а также исследовать возможную роль этих генов в формировании адаптации к разнообразным (в том числе экстремальным) условиям среды обитания.

В соответствии с целями исследования были сформулированы следующие задачи:

1. Определить термоустойчивость родственных видов Díptera, обитающих в контрастных природных условиях;

2. Изучить экспрессию генов кзр70 и Ьхр83 на уровне транскрипции и трансляции у различных видов 01р1ега, определить суммарный паттерн белков, индуцируемых тепловым шоком;

3. Исследовать строение генов теплового шока и их геномную организацию для двух контрастных в отношении условий обитания и ответа на тепловой шок (ТШ) видов - ЗтШотуя ят^1агюг и Охусега рагйаИпа.

4. Провести филогенетический анализ последовательностей генов и белков семейства Ь$р70 для выявления путей адаптивной эволюции этой системы у различных групп двукрылых.

Заключение Диссертация по теме "Молекулярная биология", Юшенова, Ирина Александровна

Выводы t

4. Все изученные виды Stratiomyidae обладают высоким конститутивным уровнем БТШ70 в обычных условиях обитания.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Юшенова, Ирина Александровна, Москва

1. Abravaya K., Myers M.P., Murphy S.P., Morimoto R.I. 1992. The human heat shock protein hsp70 interacts with HSF, the transcription factor that regulates heat shock gene expression. Genes Dev. 6 (7): 1153-1164.

2. Ahn J.H., Ко Y.G., Park W.Y., Kang Y.S., Chung H.Y., Seo J.S. 1999. Suppression of Ceramide-mediated Apoptosis by HSP70. Mol. Cells. 9 (2): 200 206.

3. Akerfelt M., Trouillet D., Mezger V., Sistonen L. 2007. Heat shock factors at a crossroad between stress and development. Ann N Y Acad Sci. 1113: 15-27.

4. A1 Refaii A., Alix J.H. 2009. Ribosome biogenesis is temperaturedependent and delayed in Escherichia coli lacking the chaperones DnaK or DnaJ. Mol. Microbiol. 71:748-762.

5. Ali A., Bharadwaj S., O'Carroll R., Ovsenek N. 1998. Hsp90 interacts with and regulates the activity of heat shock factor 1 in Xenpous oocytes. Mol. Cell. Biol. 18 (9): 4949-4960.

6. Amin J., Ananthan J., Voellmy R. 1988. Key features of Heat Shock Regulatory Elements. Molecular and Cell Biology. 8 (9): 3761-3769.

7. Amin J., Nestril R., Schiller P., Dreano M., Voellmy R. 1987. Organization of the Drosophila melanogaster hsplO regulation unit. Mol. Cell. Biol. 7 (3): 1055-1062.

8. Ananthan J., Goldberg A.L., Voellmy R. 1986. Abnormal proteins serve as eukaryotic stress signals and trigger the activation of heat shock genes. Science. 232 (4749): 522-4.

9. Ayme A., Tissieres A. 1985. Locus 67B of Drosophila melanogaster contains seven, not four, closely related heat shock genes. EMBO J. 4 (11): 2949-2954.

10. Bahn Y.S., Geunes-Boyer S., Heitman J. 2007. Ssk2 mitogen-activated protein kinase kinase kinase governs divergent patterns of the stress-activated Hogl signaling pathway in Cryptococcus neoformans. Eukaryot Cell. 6 (12): 2278-89.

11. Balakrishnan K., De Maio A. 2006. Heat shock protein 70 binds its own messenger ribonucleic acid as part of a gene expression self-limiting mechanism. Cell stress Chaperones. 11 (1): 44-50.

12. Barends T.R., Werbeck N.D., Reinstein, J. 2010. Disaggregases in 4 dimensions. Curr. Opin. Struct. Biol. 20 (1): 46-53.

13. Basehoar A.D., Zanton S.J., Pugh B.F. 2004. Identification and distinct regulation of yeast TATA box-containing genes. Cell. 116 (5): 699-709.

14. Batelli G., Vers lues P.E., Agius F. et al. 2007. SOS2 promotes salt tolerance in part by interacting with the vacuolar H+-ATPase and upregulating its transport activity. Molecular Cell Biology. 27: 7781-7790.

15. Beckmann R.P., Lovett M., Welch W.J. 1992. Examining the function and regulation of hsp70 in cells subjected to metabolic stress. The Journal of Cellular Biology. 1176.: 1137-1150.

16. Belikov S.V., Karpov V.L. 1996. Mapping Protein-DNA Interaction with CIS-DDP: Chromatine Structure of Promoter Region of D. melanogaster HSP70 Gene. Biochem. Mol. Biol. Int. 38 (5): 997-1002.

17. Benedict M.Q., Cockburn A.F., Seawright J.A. 1993. The Hsp70 heat-shock gene family of the mosquito Anopheles albimanus. Insect. Mol. Biol. 2 (2): 93-102.

18. Benedict M.Q., Levine B.J., Ke Z.X., Cockburn A.F., Seawright J.A. 1996. Precise limitation of concerted evolution to ORFs in mosquito Hsp82 genes. Insect. Mol. Biol. 5 (1): 73-79.

19. Benoit J.B., Lopez-Martinez G., Phillips Z.P., Patrick K.R., Denlinger D.L. 2010. Heat shock proteins contribute to mosquito dehydration tolerance. J Insect Physiol. 56 (2):151-6.

20. Bettencourt B.R., Feder M.E. 2001. Hsp70 duplication in the Drosophila melanogaster species group: how and when did two become five? Mol Biol Evol. 187.: 1272-1282.

21. Bettencourt B.R., Feder M.E. 2002. Rapid concerted evolution via gene conversion at the Drosophila hsp70 genes. J. Mol. Evol. 54 (5): 569-586.

22. Bonisch C., Temme C., Moritz B., Wahle E. 2007. Degradation of hsp70 and other mRNAs in Drosophila via the 5" 3' pathway and its regulation by heat shock. J Biol Chem. 282 (30): 21818-28.

23. Bonner J.J., Berninger M., Pardue M.L. 1978. Transcription of polytene chromosomes and of the mitochondrial genome in Drosophila melanogaster. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 42 (2): 803-814.

24. Bonner J.J., Pardue M.L. 1977. Polytene chromosome puffing and in situ hybridization measure different aspects of RNA metabolism. Cell. 12 (1): 227-234.

25. Brammer C.A., von Dohlen D. 2007. Evolutionary history of Stratiomyidae (Insecta: Diptera): the molecular phylogeny of a diverse family of flies. Molecular Phylogenetics and Evolution. 43, 660-673.

26. Brennecke T., Gellner K., Bosch T.C. 1998. The lack of a stress response in Hydra oligactis is due to reduced hsp70 mRNA stability. Eur J Biochem. 255 (3): 703-9.

27. Brown J.R., Lupas A.N. 1998. What makes a thermophile? Trends Microbiol. 6: 349-350.

28. Buckley B.A., Gracey A.Y., Somero G.N. 2006. The cellular response to heat stress in the goby Gillichthys mirabilis: a cDNA microarray and protein-level analysis. J Exp Biol. 209 (Pt 14): 2660-77.

29. Buckley B.A., Owen M.E., Hofmann G.E. 2001. Adjusting the thermostat: the threshold induction temperature for the heat-shock response in intertidal mussels (genus Mytilus) changes as a function of thermal history. J Exp Biol. 204 (Pt 20): 3571-9.

30. Buckley B.A., Owen M.E., Hofmann G.E. 2001. Adjusting the thermostat: the threshold induction temperature for the heat-shock response in intertidal mussels (genus Mytilus) changes as a function of thermal history. J Exp Biol. 204 (Pt 20): 3571-9.

31. Buckley B.A., Place S.P., Hofmann G.E. 2004. Regulation of heat shock genes in isolated hepatocytes from an Antarctic fish, Trematomus bernacchii. J Exp Biol. 207 (Pt 21): 3649-56.

32. Biigl B., Staker B.L., Zheng F., Kushner S.R., Saper M.A., Bardwell J.C., Jakob U. 2000. RNA methylation under heat shock control. Mol. Cell. 6: 349-360.

33. Carver J.A., Guerreiro N., Nicholls K.A., Truscott R.J. 1995. On the interaction of alpha-crystallin with unfolded proteins. Biochim. Biophys. Acta. 1252 (2): 251-260.

34. Chen Q., Ma E., Behar K.L., Xu T., Haddad G.G. 2002. Role of trehalose phosphate synthase in anoxia tolerance and development in Drosophila melanogaster. J. Biol. Chem. 277 (5): 3274-3279.

35. Clark M.S., Fraser K.P., Peck L.S. 2008. Antarctic marine molluscs do have an HSP70 heat shock response. Cell Stress Chaperones. 13 (1): 39-49.

36. Clos J., Rabindran S., Wisniewski J., Wu C. 1993. Induction temperature of human heat shock factor is reprogrammed in a Drosophila cell environment. Nature. 364 (6434): 252-5.

37. Corces V., Holmgren R., Freund R., Morimoto R., Meselson M, 1980. Four heat shock proteins of Drosophila melanogaster coded within a 12-kilobase region in chromosome subdivision 67B. Proc. Nati. Acad. Sci. USA. 77 (9): 5390-539.

38. Cotto J. J., Morimoto R.I. 1999. Stress-induced activation of the heat-shock response: cell and molecular biology of heat-shock factors. Biochem Soc Symp. 64: 105-18.

39. Cowen L.E., Lindquist S. 2005. Hsp90 potentiates the rapid evolution of new traits: drug resistance in diverse fungi. Science. 309 (5744): 2185-9.

40. Craig C.R., Fink J.L., Yagi Y., Ip Y.T., Cagan R.L. 2004. A Drosophila p38 orthologue is required for environmental stress responses. EMBO Rep. 5 (11): 1058— 63.

41. Craig E.A., Jacobsen K. 1984. Mutations of the heat inducible 70 kilodalton genes of yeast confer temperature sensitive growth. Cell. 38 (3): 841-849.

42. Cuesta R., Laroia G., Schneider R.J. 2000. Chaperone hsp27 inhibits translation during heat shock by binding eIF4G and facilitating dissociation of cap-initiation complexes. Genes Dev. 14 (12): 1460-1470.

43. Cunningham C.N., Krukenberg K.A., Agard D.A. 2008. Intra- and intermonomer interactions are required to synergistically facilitate ATP hydrolysis in Hsp90. J Biol Chem. 283 (30): 21170-8.

44. D'Amico S., Collins T„ Marx J.C., Feller G., and Gerday C. 2006. Psychrophilic microorganisms: challenges for life. EMBO Rep. 7: 385-389.

45. De Jong W.W., Caspers G.J., Leunissen J.A. 1998. Genealogy of the alpha-crystallin--small heat-shock protein superfamily. Int J Biol Macromol. 22 (3-4): 151-62.

46. Diamant S., Eliahu N., Rosenthal D., Goloubinoff P. 2001. Chemical chaperones regulate molecular chaperones in vitro and in cells under combined salt and heat stresses. J. Biol. Chem. 276 (43): 39586-39591.

47. Ditzel L., Lowe J., Stock D., Stetter K., Huber H., Huber R., Steinbacher S. 1998. Crystall Structure of the thermosome, the Archaeal chaperonin and homolog of CCT. Cell. 93 (1): 125-138.

48. Doyle S.M., Shorter J., Zolkiewski M., Hoskins J.R., Lindquist S., Wickner S. 2007. Asymmetric deceleration of. ClpB or Hspl04 ATPase activity unleashes protein-remodeling activity. Nat. Struct. Mol. Biol. 14 (2): 114-122.

49. Dragon E., Sias S., Kato E., Gabe J. 1978. The genome of Trypanosoma cruzi containes a constitutively expressed, tandemly arranged multicopy gene homologous to a major heat shock protein. Mol. Cell. Biol. 7 (3): 1271-1275.

50. Duncan R.F., Cavener D.R., Qu S. 1995. Heat Shock Effects on Phosphorilation of Protein Sintesis Initiation Factor Proteins eIF4E and eIF2-alpha in Drosophila. Biochemistry. 34 (9): 2985-2997.

51. Ekengren S., Hultmark D.A. 2001. family of Turandot-related genes in the humoral stress response of Drosophila. Biochem Biophys Res Commun. 284 (4): 998-1003.

52. Ellis R.J., van der Vies S.M., Hemmingsen S.M. 1989. The molecular chaperone concept. Biochem. Soc. Symp. 55: 145-153.

53. Evgen'ev M., Levin A., Lozovskaya E. 1979. The analysis of a temperature-sensitive (ts) mutation influencing the expression of heat shock-inducible genes in Drosophila melanogaster. Mol. Gen. Genet. 176 (2): 275-280.

54. Fan C.Y., Lee S., Cyr D.M. 2003. Mechanisms for regulation of hsplO function by hspAO. Cell stress Chaperones. 8 (4): 309-316.

55. Feder M. 1997. Necrotic fruit: a novel model system for thermal ecologists. J. Therm. Biol. 22 (1): 1-9.

56. Feder M.E., Hofmann G.E. 1999. Heat-shock proteins, molecular chaperones, and the stress response: evolutionary and ecological physiology. Annu. Rev. Physiol. 61: 243-282.

57. Fernandes M., Xiao H., Lis J.T. 1994. Fine structure analyses of the Drosophila and Saccharomyces heat shock factor-heat shock element interactions. Nucleic Acids Res. 22 (2): 167-73.

58. Fernando P., Heikkila J.J. 2000. Functional characterization of Xenopus small heat shock protein, Hsp30C: the carboxyl end is required for stability and chaperone activity. Cell Stress Chaperones. 5 (2): 148-59.

59. Flajnik M.F., Canel C., Kramer J., Kasahara M. 1991. Which came first, MHC class I or class II? Immunogenetics. 33 (5-6): 295-300.

60. Fornace A.J. Jr, Alamo I. Jr, Hollander M.C., Lamoreaux E. 1989. Ubiquitin mRNA is a major stress-induced transcript in mammalian cells. Nucleic Acids Res. 17 (3): 1215-30.

61. Freeman B.C., Myers M.P., Schumacher R., Morimoto R.I. 1995. Identification of a regulatory motif in Hsp70 that affects ATPase activity, substrate binding and interaction with HDJ-1. EMBO J. 14 (10): 2281-92.

62. Freeman B.C., Yamamoto K.R. 2002. Disassembly of transcriptional regulatory complexes by molecular chaperones. Science. 296 (5576): 2232-35.

63. Frydman J. 2001. Folding of newly translated proteins in vivo: the role of molecular chaperones. Annu. Rev. Biochem. 70: 603-649.

64. Fujikake N., Nagai Y., Popiel H.A., Kano H., Yamaguchi M., Toda T. 2005. Alternative splicing regulates the transcriptional activity of Drosophila heat shock transcription factor in response to heat/cold stress. FEBS Lett. 579 (17): 3842-8.

65. Gebauer M., Zeiner M., Gehring U. 1998. Interference between proteins Hap46 and Hop/p60, which bind to different domains of the molecular chaperone hsplO/hsclQ. Mol. Cell. Biol. 18 (11): 6238-6244.

66. Gehring W.J., Wehner R. 1995. Heat shock protein synthesis and thermotolerance in Cataglyphis, an ant from the Sahara desert. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92 (7): 2994-2998.

67. Gellner K., Praetzel G., Bosch T.C. 1992. Cloning and expression of a heat-inducible hsp70 gene in two species of Hydra which differ in their stress response. Eur J Biochem. 210(3): 683-91.

68. Glass D.J., Polvere R.I., Van der Ploeg L.H. 1986. Conserved sequences and transcription of the hsp70 gene family in Trypanosoma brucei. Mol. Cell. Biol. 6 (12): 4657-4666.

69. Goloubinoff P., De Los Rios P. 2007. The mechanism of Hsp70 chaperones: (entropic) pulling the models together. Trends Biochem. Sci. 32 (8): 372-380.

70. Grallert H., Buchner J. 2001. Review: a structural view of the GroE chaperone cycle. J. Struct. Biol. 135 (2): 95-103.

71. Gray N.K., Wickens M. 1998. Control of translation initiation in animals. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 14:399-458.

72. Gross T.L., Myles K.M., Adelman Z.N. 2009. Identification and characterization of heat shock 70 genes in Aedes aegypti (Díptera: Culicidae). J Med Entomol. 46 (3): 496-504.

73. Guettouche T., Boellmann F., Lane W.S., Voellmy R. 2005. Analysis of phosphorylation of human heat shock factor 1 in cells experiencing a stress. BMC Biochem. 6: 4.

74. Gusev O., Cornette R., Kikawada T., Okuda T. 2011. Expression of heat shock protein-coding genes associated with anhydrobiosis in an African chironomid Polypedilum vanderplanki. Cell Stress Chaperones. 16 (1): 81-90.

75. Harris S.F., Shiau A.K., Agard D.A. 2004. The crystal structure of the carboxy-terminal dimerization domain of htpG, the Escherichia coli Hsp90, reveals a potential substrate binding site. Structure. 12 (6): 1087-97.

76. Hart C., Zhao K., Laemmli U. 1997. The scs' boundary element: characterization of boundary element-associated factors. Mol. Cell. Biol. 17 (2): 999-1009.

77. Hartl F.U., Hayer-Hartl M. 2002. Molecular chaperones in the cytosol: from nascent chain to folded protein. Science. 295 (5561): 1852-8.

78. Haslbeck M., Franzmann T., Weinfurtner D., Buchner J. 2005. Some like it hot: the structure and function of small heat-shock proteins. Nat. Struct. Mol. Biol. 12 (10): 842-846.

79. Heat Shock: from Bacteria to Man. 1982. Editors Schlesinger M.J. et al; New York, Cold Spring Harbor Lab 440.

80. Hernandez G., Vazquez-Pianzola P., Sierra J.M., Rivera-Pomar R. 2004. Internal ribosome entry site drives cap-independent translation of reaper and heat shock protein 70 mRNAs in Drosophila embryos. RNA. 10 (11): 1783-1797.

81. Heschl M.F., Baillie D.L. 1989. Characterization of the hsp70 multigene family of Caenorhabditis elegans. DNA. 8 (4): 233-243.

82. Heschl M.F., Baillie D.L. 1990. The HSP70 multigene family of Caenorhabditis elegans. Comp. Biochem. Physiol. B. 96 (4): 633-637.

83. Hofmann G.E., Buckley B.A., Airaksinen S., Keen J.E., Somero G.N. 2000. Heat-shock protein expression is absent in the antarctic fish Trematomus bernacchii (family Nototheniidae). J Exp Biol. (Pt 15): 2331-9.

84. Holmgren R., Livak K., Morimoto R.I., Frend R., Meselson M. 1979. Studies of cloned sequences from four Drosophila heat shock loci. Cell. 18 (4): 1359-1370.

85. Hong Y., Rogers R., Matunis M., Mayhew C., Goodson M., Park-Sarge O., Sarge K. 2001. Regulation of heat shock transcription factor 1 by stress-induced SUMO-1 modification. J. Biol. Chem. 276 (43): 40263-40267.

86. Horwich A.L., Farr G.W., Fenton W.A. 2006. GroEL-GroES-mediated protein folding. Chem. Rev. 106 (5): 1917-1930.

87. Horwitz J. 2003. Alpha-crystallin. Exp. Eye Res. 76: 145-153.

88. Hubl S.T., Owens J.C., Nelson H.C. 1994. Mutational analysis of the DNA-binding domain of yeast heat shock transcription factor. Nat Struct Biol. 1 (9): 615-20.

89. Huisinga K.L., Pugh B.F. 2004. A genome-wide housekeeping role for TFIID and a highly regulated stress-related role for SAGA in Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell. 13 (4): 573-85.

90. Hunt C., Morimoto R.I. 1985. Conserved features of eukaryotic hsp70 genes revealed by comparison with the nucleotide sequence of human hsp70. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 82 (19): 6455-6459.

91. Hunt C.R., Gasser D.L., Chaplin D.D., Piers J.C., Kozak C.A. 1993. Chromosomal localization of five murine HSP70 gene family members: Hsp70-1, Hsp70-2, Hsp70-3, Hsp70t and Grp78. Genomics. 16 (1): 193-198.

92. Ish-Horowicz D., Leigh Brown A J. 1981. Evolution of the 87A and 87C heat-shock loci in Drosophila. Nature. 290 (5808): 677-682.

93. Jakob U., Muse W., Eser M., Bardwell J.C. 1999. Chaperone activity with a redox switch. Cell. 96 (3): 341-352.

94. Jantschitsch C., Trautinger F. 2003. Heat shock and UV-B-induced DNA damage and mutagenesis in skin. Photochem. Photobiol. Sci. 2: 899-903.

95. Johnson R.N., Kucey B.L. 1988. Competitive inhibition of hsp70 expression causes thermosensitivity. Science. 242: 1551-1554.

96. Kampinga H.H., Craig E.A. 2010. The HSP70 chaperone machinery: J proteins as drivers of functional specificity. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 11 (8): 579-592.

97. Kapitonov V.V., Jurka J. 2003. Molecular paleontology of transposable elements in the Drosophila melanogaster genome. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (11): 6569-6574.

98. Karpov V.L., Preobrazhenskaya O.V., Mirzabekov A.D. 1984. Chromatin structure of hsplO genes, activated by heat shock: selective removal of histones from the coding region and their absence from the 5' region. Cell. 36 (2): 423-431.

99. Kellett M., McKechnie S.W. 2005. A cluster of diagnostic Hsp68 amino acid sites that are identified in Drosophila from the melanogaster species group are concentrated around beta-sheet residues involved with substrate binding. Genome. 48 (2): 226-33.

100. Kidwell M.G., Lisch D.R. 2002. Transposable elements as sources of genomic variation. In Mobile DNA II, edited by N.L. Craig et. al. ASM Press, Washington.

101. Kim D., Ouyang H., Yang S.H., Nussenzweig A., Burgman P., Li G.C. 1995. A constitutive heat shock element-binding factor is immunologically identical to the Ku autoantigen. J Biol Chem. 270 (25): 15277-84.

102. Kim J., Tchernyshyov I., Semenza G.L., Dang C.V. 2006. HIF-1-mediated expression of pyruvate dehydrogenase kinase: A metabolic switch required for cellular adaptation to hypoxia // Cell Metabolism.3 (3): 177-185.

103. Kirkegaard T., Roth A.G., Petersen N.H., Mahalka A.K., Olsen O.D., Moilanen I., Zylicz A., Knudsen J., Sandhoff K., Arenz C., Kinnunen P.K., Nylandsted J., Jaattela

104. M. 2010. Hsp70 stabilizes lysosomes and reverts Niemann-Pick disease-associated lysosomal pathology. Nature. 463 (7280): 549-53.

105. Knowlton A.A., Grenier M., Kirchhoff S.R., Salfity M. 2000. Phosphorylation at tyrosine-524 influences nuclear accumulation of HSP72 with heat stress. Am. J. Physiol. Heart. Circ. Physiol. 278 (6): H2143-9.

106. Knowlton A.A., Salfity M. 1996. Nuclear localization and the heat shock proteins. J Biosci. 21: 123-132.

107. Konstantopoulou I., Nikolaidis N., Scouras Z.G. 1998. The hsplO locus of Drosophila auraria (montium subgroup) is single and contains copies in a conserved arrangement Chromosoma. 107 (8): 577-586.

108. Kosano H., Stensgard B., Charlesworth M.C., McMahon N., Toft D. 1998. The assembly of progesterone receptor-hsp90 complexes using purified proteins. J. Biol. Chem. 273 (49): 32973-32979.

109. Krebs R.A., Feder M.E. 1997. Deleterious consequences of Hsp70 overexpression in Drosophila melanogaster larvae. Cell Stress Chaperones. 2 (1): 60-71.

110. Kriehuber T., Rattei T., Weinmaier T., Bepperling A., Haslbeck M., Buchner J. 2010. Independent evolution of the core domain and its flanking sequences in small heat shock proteins. FASEB J. 24 (10): 3633-3642.

111. Kruger C., Benecke B.J. 1981. In vitro translation of Drosophila heat-shock and non-heat-shock mRNAs in heterologous and homologous cell-free systems. Cell. 23 (2): 595-603.

112. Kumsta C., Jakob U. 2009. Redox-regulated chaperones. Biochemistry. 48: 46664676.

113. Lai B.T., Chin N.W., Stanek A.E., Keh W., Lanks K.W. 1984. Quantitation and intracellular localization of the 85K heat shock protein by using monoclonal and polyclonal antibodies. Mol Cell Biol. 4 (12): 2802-10.

114. Lambowitz A.M., Kobayashi G.S., Painter A., Medoff G. 1983. Possible relationship of morphogenesis in pathogenic fungus, Histoplasma capsulatum, to heat shock response. Nature 303: 806-808.

115. Lee G.J., Roseman A.M., Saibil H.R., Vierling E. 1997. A small heat shock protein stably binds heat-denatured model substrates and can maintain a substrate in a folding-competent state. EMBO J. 16 (3): 659-671.

116. Lee H., Kraus K., Wolfner M., Lis J. 1992. DNA sequence requirements for generating paused polymerase at the start of hsp70. Genes. Dev. 6 (2): 284-295.

117. Lerman D.N., Michalak P., Helin A.B., Bettencourt B.R., Feder M.E. 2003. Modification of heat-shock gene expression in Drosophila melanogaster populations viatransposable elements. Mol. Biol. Evol. 20 (1): 135-144.

118. Li F., Mao H.P., Ruchalski K.L., Wang Y.H., Choy W., Schwartz J.H., Borkan S.C. 2002. Heat stress prevents mitochondrial injury in ATP-depleted renal epithelial cells. Am J Physiol Cell Physiol. 283 (3): C917-C926.

119. Li J., Richter K., Buchner J. 2011. Mixed Hsp90-cochaperone complexes are important for the progression of the reaction cycle. Nat. Struct. Mol. Biol. 18 (1): 616.

120. Librado P., Rozas J. 2009. DnaSP a software for comprehensive analysis of DNA polymorphism data. Bioinformatics. 25: 1451-1452.

121. Lindquist S, Kim G. 1996. Heat-shock protein 104 expression is sufficient for thermotolerance in yeast. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93 (11): 5301-5306.

122. Lindquist S. 1980. Translational efficiency of heat-induced messages in Drosophila melanogaster cells. J. Mol. Biol. 137 (2): 151-158.

123. Lindquist S. 1980. Varying patterns of protein synthesis in Drosophila during heat shock: implications for regulation. Dev. Biol. 77:463—479.

124. Lindquist S. 1986. The heat-shock response. Annu. Rev. Biochem. 55: 1151-1191.

125. Lindquist S., Craig E.A. 1988. A heat shock proteins. Ann. Rev. Genet. 22: 631-667.

126. Lindquist S., Kim G. 1996. Heat-shock protein 104 expression is sufficient for thermotolerance in yeast. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 93 (11): 5301 5306. ,

127. Loones M.T., Rallu M., Mezger V., Morange M. 1997. HSP Gene Expression and HSF2 in Mouse Development. Cell. Mol. Life Science. 53 (2): 179-190.

128. Lopez-Martinez G., Denlinger D.L. 2008. Regulation of heat shock proteins in the apple maggot Rhagoletis pomonella during hot summer days and overwintering diapause. Physiological Entomology. 33 (4): 346-352.

129. Lopez-Maury L., Marguerat S., Bahler J. 2008. Tuning gene expression to changing environments: from rapid responses to evolutionary adaptation. Nat Rev Genet. 9 (8): 583-93.

130. Marchler G., Wu C. 2001. Modulation of Drosophila heat shock transcription factor activity by the molecular chaperone DROJ1. EMBO J. 20 (3): 499-509.

131. Marcillat O., Zhang Y., Davies K.J. 1989. Oxidative and non-oxidative mechanisms in the inactivation of cardiac mitochondrial electron transport chain components by doxorubicin. Biochem J. 259 (1): 181-189.

132. Marin R., Tanguay R.M. 1996. Stage-specific localization of the small heat shock protein Hsp27 during oogenesis in Drosophila melanogaster. Chromosoma. 105 (3): 142-9.

133. Maside X., Bartolome C., Charlesworth B. 2002. S-element insertions are associated with the evolution of the HsplO genes in Drosophila melanogaster. Curr. Biol. 12 (19): 1686-1691.

134. Mayer M.P. 2010. Gymnastics of molecular chaperones. Mol. Cell. 39: 321-331.

135. Mayer M.P., Bukau B. 2005. Hsp70 chaperones: cellular functions and molecular mechanism. Cell. Mol. Life Sci. 62 (6): 670-684.

136. McHaourab H.S., Godar J.A., Stewart P.L. 2009. Structure and mechanism of protein stability sensors: chaperone activity of small heat shock proteins. Biochemistry. 48 (18): 3828-3837.

137. Mehlen P., Schulze-Osthoff K., Arrigo A.P. 1996. Small stress proteins as novel regulators of apoptosis. Heat shock protein 27 blocks Fas/APO-1- and staurosporine-induced cell death. J Biol Chem. 271 (28): 16510-16514.

138. Menon V., Thomason D.B. 1995. Heat-down Tilt Increases Rat Cardiac Muscle eIF2a Phosphorilation. American Journal of Physiology. 269 (3): 802-804.

139. Mercier P.A., Winegarden N.A., Westwood J.T. 1999. Human heat shock factor 1 is predominantly a nuclear protein before and after heat stress. J Cell Sei. 112 (Pt 16): 2765-74.

140. Milgrom E., Diab H., Middleton F., Kane P.M. 2007. Loss of vacuolar proton-translocating ATPase activity in yeast results in chronic oxidative stress. Journal of Biological Chemistry. 282: 7125-7136.

141. Milner C.M., Campbell R.D. 1990. Structure and expression of the three MHC-linked HSP70 genes, lmmunogenetics. 32 (4): 242-251.

142. Milner C.M., Campbell R.D. 1992. Polymorphic analysis of three MHC-linked HSP70 genes. lmmunogenetics. 36 (6): 357-362.

143. Mogk A., Schlieker C., Friedrich K.L., Schönfeld HJ., Vierling E., Bukau B. 2003. Refolding of substrates bound to small Hsps relies on a disaggregation reaction mediated most efficiently by ClpB/DnaK. J. Biol. Chem. 278 (33): 31033-31042.

144. Morange M. 2006. HSFs in development. Handb Exp Pharmacol. (172): 153-69.

145. Morimoto R.I. 1998. Regulation of heat shock transcriptional response: cross talk between a family of heat shock factors, molecular chaperones and negative regulators. Genes and Development. 12 (24): 3788-3796.

146. Morimoto R.I., Tissieres A., Georgopoulos C. 1990. The Stress Response, Function of the Proteins, and Perspectives. Stress Proteins in Biology and Medicine. Cold Spring Harbor Laboratory Press. 1-32.

147. Morrow G., Heikkila J J., Tanguay R.M. 2006. Differences in the chaperone-like activities of the four main small heat shock proteins of Drosophila melanogaster. Cell. Stress Chaperones. 11 (1): 51-60.

148. Morrow G., Inaguma Y., Kato K., Tanguay R.M. 2000. The small heat shock protein Hsp22 of Drosophila melanogaster is a mitochondrial protein displaying oligomeric organization. J Biol Chem. 275 (40): 31204-31210.

149. Muhich M., Boothroyd J. 1989. Synthesis of Trypanosome hsp70 mRNA is resistant to disruption of trans-splicing by heat shock. J. Biol. Chem. 264 (13): 7107-7110.

150. Nakai A., Tanabe M., Kawazoe Y., Inazawa J., Morimoto R.I., Nagata K. 1997. HSF4, a new member of the human Heat Shock Factor family which lacks properties of a transcriptional activator. Molecular and cellular biology. 17 (1): 469-481.

151. Nelson R.J., Ziegelhoffer T„ Nicolet C., Werner-Washburne M., Craig E.A. 1992. The Translation Machinery and 70kd Heat Shock Protein Cooperate in Protein Synthesis. Cell. 71 (1): 97-105.

152. Neupert W., Hartl F.U., Craig E.A., Pfanner N. 1990. How Do Polypeptides Cross the Mitochondrial Membranes? Cell. 63 (3): 447-450.

153. Nikolaidis N., Nei M. 2004. Concerted and nonconcerted evolution of the Hsp70 gene superfamily in two sibling species of nematodes. Mol Biol Evol. 21 (3): 498505.

154. Nollen E.A., Morimoto R.I. 2002. Chaperoning signaling pathways: molecular chaperones as stress-sensing 'heat shock' proteins. J Cell Sci. 115 (Pt 14): 2809-16.

155. O'Brien, Lis J.T. 1991. RNA polymerase II pauses at the 5'-end of the transcriptionally induced Drosophila hsp70 gene. Mol. Cell. Biol. 11 (10): 52855290.

156. O'Farrell P.H. 1975. High resolution two-dimentional electrophoresis of proteins. Journal of Biological Chemistry. 250: 4007-4021.

157. Obermann W.M., Sondermann H„ Russo A.A., Pavletich N.P., Hartl F.U. 1998. In vivo function of Hsp90 is dependent on ATP binding and ATP hydrolysis. J Cell Biol. 143 (4): 901-10.

158. Ostling P., Bjork J.K., Roos-Mattjus P., Mezger V., Sistonen L. 2007. Heat shock factor 2 (HSF2) contributes to inducible expression of hsp genes through interplay with HSF1 J Biol Chem. 282 (10): 7077-86.

159. Papaconstantinou M., Wu Y., Pretorius H.N., Singh N., Gianfelice G., Tanguay R.M., Campos A.R., Bedard P.A. 2005. Menin is a regulator of the stress response in Drosophila melanogaster. Mol Cell Biol. 25 (22): 9960-72.

160. Papadimitriou E., Kritikou D., Mavroidis M., Zacharopoulou A., Mintzas A.C. 1998. The heat shock 70 gene family in the Mediterranean fruit fly Ceratitis capitata. Insect Mol Biol. 7 (3): 279-90.

161. Parsell D.A., Kowal A.S., Lindquist S. 1994. Saccharomyces cerevisiae Hspl04 protein. Purification and characterization of ATP-induced structural changes. J Biol Chem. 269 (6): 4480-7.

162. Parsell D.A., Kowal A.S., Singer M.A., Lindquist S. 1994. Protein disaggregation mediated by heat-shock protein Hspl04. Nature. 372 (6505): 475 478.

163. Parsell D.A., Lindquist S. 1993. The function of heat-shock proteins in stress tolerance: degradation and reactivation of damaged proteins. Annu Rev Genet. 27: 437-96.

164. Patriarca E.J., Maresca B. 1990. Acquired thermotolerance following heat shock protein synthesis prevents impairment of mitochondrial ATPase activity at elevated temperatures in Saccharomyces cerevisiae. Exp. Cell Res. 190: 57-64.

165. Pearl L.H., Prodromou C. 2006. Structure and mechanism of the Hsp90 molecular chaperone machinery. Annu. Rev. Biochem. 75: 271-294.

166. Petesch S.J., Lis J.T. 2008. Rapid, transcription-independent loss of nucleosomes over a large chromatin domain at Hsp70 loci. Cell. 134 (1): 74-84.

167. Petricorena Z.L., Somero G.N. 2007. Biochemical adaptations of notothenioid fishes: comparisons between cold temperate South American and New Zealand species and Antarctic species. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 147 (3): 799-807.

168. Petrov D., Hartl D.H. 1998. High rate of DNA loss in the Drosophila melanogaster and Drosophila virilis species group. Mol.Biol.Evol. 15: 293-302.

169. Picard D. 2002. Heat-shock protein 90, a chaperone for folding and regulation. Cell. Mol. Life Sci. 59 (10): 1640-1648.

170. Place S.P., Zippay M.L., Hofmann G.E. 2004. Constitutive roles for inducible genes: evidence for the alteration in expression of the inducible hsp70 gene in Antarctic notothenioid fishes. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 287 (2): 429-436.

171. Podrabsky J.E., Lopez J.P., Fan T.W., Higashi R., Somero G.N. 2007. Extreme anoxia tolerance in embryos of the annual killifish Austrofundulus limnaeus: insights from a metabolomics analysis. J Exp Biol. 210 (Pt 13): 2253-66.

172. Podrabsky J.E., Somero G.N. 2007. An inducible 70 kDa-class heat shock protein is constitutively expressed during early development and diapause in the annual killifish Austrofundulus limnaeus. Cell Stress Chaperones. 12 (3): 199-204.

173. Portner HO, Peck L, Somero G. 2007. Thermal limits and adaptation in marine Antarctic ectotherms: an integrative view. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 362 (1488): 2233-58.

174. Pratt W.B., Toft D.O. 2003. Regulation of signaling protein function and trafficking by the hsp90/hsp70-based chaperone machinery. Exp. Biol. Med. (Maywood) 228 (2): 111-133.

175. Prodromou C., Roe S.M., O'Brien R., Ladbuiy J.E., Piper P.W., Pearl L.H. 1997. Identification and structural characterization of the ATP/ADP-binding site in the Hsp90 molecular chaperone. Cell. 90 (1): 65-75.

176. Queitsch C., Sangster T.A., Lindquist S. 2002. Hsp90 as a capacitor of phenotypic variation Nature. 417 (6889): 618-24.

177. Raboy В., Sharon G., Parag H.A., Shochat Y., Kulka R.G. 1991. Effect of stress on protein degradation: role of the ubiquitin system. Acta Biol Hung. 42 (1-3): 3-20.

178. Richter К., Haslbeck M., Buchner J. 2010. The heat shock response: life on the verge of death. Mol Cell. 40 (2): 253-66.

179. Rinehart J.P., Li A., Yocum G.D., Robich R.M., Hayward S.A., Denlinger D.L. 2007. Up-regulation of heat shock proteins is essential for cold survival during insect diapause. Proc Natl Acad Sei USA. 104 (27): 11130-7.

180. Ritossa F. 1962. A new puffing pattern induced by heat shock and DNP in Drosophila. Experientia. 18: 571-573.

181. Rozas J., Aguade M. 1994. Gene conversion is involved in the transfer of genetic information between naturally occurring inversions of Drosophila. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 91: 11517-11521.

182. Rubin D.M., Mehta A.D., Zhu J., Shoham S„ Chen X., Wells Q.R., Palter K.B. 1993. Genomic structure and sequence analysis of Drosophila melanogaster HSC70 genes. Gene. 128(2): 155-163.

183. Rubin G.M., Hogness D.S. 1975. Effect of heat shock on the synthesis of low molecular weight RNAs in drosophilia: accumulation of a novel form of 5S RNA. Cell. 6 (2): 207-213.

184. Rudolph В., Gebendorfer K.M., Buchner J., Winter J. 2010. Evolution of Escherichia coli for growth at high temperatures. J. Biol. Chem. 285: 19029-19034.

185. Rutherford S.L., Lindquist S. 1998. Hsp90 as a capacitor for morphological evolution. Nature. 396 (6709): 336-342.

186. Sakurai H., Takemori Y. 2007. Interaction between heat shock transcription factors (HSFs) and divergent binding sequences: binding specificities of yeast HSFs and human HSF1. J Biol Chem. 282 (18): 13334-41.

187. Salter-Cid L., Kasahara M., Flajnik M.F. 1994. Hsp70 genes are linked to the Xsnopus major histocompatibility complex. Immunogenetics. 39 (1): 1—7.

188. Sambrook J., Russel D.W. 2001. Molecular Cloning. A Laboratory Manual. Cold Spring Harbor Laboratory Press, New York.

189. Sanchez Y., Parsell D.A., Taulien J., Vogel J.L., Craig E.A., Lindquist S. 1993. Genetic evidence for a functional relationship between Hspl04 and Hsp70. J Bacteriol. 175 (20): 6484-6491.

190. Sanchez Y., Taulien J., Borkovich K.A., Linquist S. 1992. Hspl04 is required for tolerance to many forms of stress. The EMBO journal. 11 (6): 2357-2364.

191. Sangster TA, Salathia N, Undurraga S, Milo R, Schellenberg K, Lindquist S, Queitsch C. 2008. HSP90 affects the expression of genetic variation and developmental stability in quantitative traits. Proc Natl Acad Sci USA. 105 (8): 2963-8.

192. Saraste M., Sibbald P.R., Wittinghofer A. 1990. The P-loop: a common motif in ATP-and GTP-binding proteins. Trends Biochem Sci. 11: 430-434.

193. Sato S., Fujita N., Tsuruo T. 2000. Modulation of Akt kinase activity by binding to Hsp90. Proc Natl Acad Sci USA. 97 (20): 10832-7.

194. Schaupp A., Marcinowski M., Grimminger V., Bosl B., Walter S. 2007. Processing of proteins by the molecular chaperone Hspl04. J. Mol. Biol. 370 (4): 674-686.

195. Schirmer E.C., Glover J.R., Singer M.A., Lindquist S. 1996. HSPlOO/Clp proteins: a common mechanism explains diverse functions. Trends Biochem. Sci. 21 (8): 289296.

196. Schlesinger. 1990. Heat shock proteins. J Biol Chem. 265 (21): 12111^1.

197. Schrader E.K., Harstad K.G., Matouschek A. 2009. Targeting proteins for degradation. Nat. Chem. Biol. 5 (11): 815-822.

198. Segal R., Ron E.Z. 1996. Regulation and organization of the groE and dnaK operons in Eubacteria. FEMS Microbiol Lett. 138 (1): 1-10.

199. Sejerkilde M., Sorensen J.G., Loeschcke V. 2003. Effects of cold- and heat hardening on thermal resistance in Drosophila melanogaster. J Insect Physiol. 49 (8): 719-26.

200. Semenza G.L. 1999. Regulation of mammalian O2 homeostasis by hypoxia-inducible factor 1. Annu Rev Cell Dev Biol. 15: 551-578.

201. Shapira M., Pinelli E. 1989. Heat-shock protein 83 of Leishmania mexicana amazonensis is an abundant cytoplasmic protein with a tandemly repeated genomic arrangement. Eur. J. Biochem. 185 (2): 231-236.

202. Sheikh M.S., Fornace A.J. Jr. 1999. Regulation of Translation Following Stress. Oncogene. 18 (45): 6421-6128.

203. Shi Y., Kroeger P., Morimoto R. 1995. The Carboxyl-Terminal Transcription Domen of Heat Shock Factor 1 Is Negatively Regulated and Stress Responsive. Molecular and Cellular Biology. 15 (8): 4309-4318.

204. Shi Y., Mosser D.D., Morimoto R.I. 1998. Molecular Chaperones as HSF1-specific Transcriptional Repressors. Genes and Development. 12 (5): 654-666.

205. Shiau A.K., Harris S.F., Southworth D.R., Agard D.A. 2006. Structural Analysis of E. coli hsp90 reveals dramatic nucleotide-dependent conformational rearrangements. Cell. 127 (2): 329-40.

206. Shopland L.S., Hirayoshi K., Fernandes M., Lis J.T. 1995. HSF access to heat shock elements in vivo depends critically on promoter architecture defined by GAGA-factor, TFIID, and RNA-polymerase II binding sites. Genes Dev. 9 (22): 2756-2769.

207. Smith D.F. 1998. Sequence motifs shared between chaperone components participating in the assembly of progesterone receptor complexes. Biol. Chem. 379 (3): 283-288.

208. Sokal R.R., Rohlf F.J. 1994. Biometry: the principles and practice of statistics in biological research., 3rd edition. New York: Freeman.

209. Sorensen J.G., Kristensen T.N., Loeschke V. 2003. The evolutionary and ecological role of heat shock proteins. Ecology Letters. 6 (11): 1025-1037.

210. Southgate R., Mirault M., Ayme A., Tissieres A. 1985. Organization, sequences and induction of heat shock genes. In: Changes in eukaryotic gene expression in response to environmental stress, Academic Press, New-York. 3-30.

211. Szalay M.S., Kovacs I.A., Korcsmaros T., Bode C., Csermely P. 2007. Stress-induced rearrangements of cellular networks: Consequences for protection and drug design. FEBS Lett. 581: 3675-3680.

212. Taipale M., Jarosz D.F., Lindquist S. 2010. HSP90 at the hub of protein homeostasis: emerging mechanistic insights. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 11 (7): 515-528.

213. Takai K., Nunoura T., Sako Y., Uchida A. 1998. Acquired thermotolerance and temperature-induced protein accumulation in the extremely thermophilic bacterium Rhodothermus obamensis. J. Bacteriol. 180: 2770-2774.

214. Tamura K., Dudley J., Nei M., Kumar S. 2007. MEGA4: Molecular Evolutionary Genetics Analysis (MEGA) software version 4.0. Molecular Biology and Evolution. 24: 1596-1599.

215. Terlecky S.R., Chiang H.L., Olson T.S., Dice J.F. 1992. Protein and Peptide Binding and Stimulation of In Vitro Lysosomal Proteolysis by the 73-kDa Heat Shock Cognate Protein. The Journal of Biological Chemistry. 267 (13): 9202-9209.

216. Thompson J.D., Gibson T.J., Plewniak F., Jeanmougin F., Higgins D.G. 1997. The CLUSTAL X windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools. Nucleic Acids Res. 25: 4876-4882.

217. Tian S., Haney R.A., Feder M.E. 2010. Phylogeny disambiguates the evolution of heat-shock cisregulatory elements in Drosophila. PLoS One. 5:e 10669.

218. Tissieres A., Mitchell H.K., Tracy U.M. 1974. Protein synthesis in salivary glands of Drosophila melanogaster: relation to chromosome puffs. J Mol Biol. 84 (3): 389-98.

219. Todd M.J., Viitanen P.V., Lorimer G.H. 1994. Dynamics of the chaperonin ATPase cycle: implications for facilitated protein folding. Science 265 (5162): 659-666.

220. Toivola D.M., Strnad P., Habtezion A., Omary M.B. 2010. Intermediate filaments take the heat as stress proteins. Trends Cell Biol. 20: 79-91.

221. Tomanek L. 2005. Two-dimensional gel analysis of the heat-shock response in marine snails (genus Tegiila): interspecific variation in protein expression and acclimation ability. J Exp Biol. 208 (Pt 16): 3133-43.

222. Tomanek L. 2008. The importance of physiological limits in determining biogeographical range shifts due to global climate change: the heat-shock response. Physiol Biochem Zool. 81 (6): 709-17.

223. Tomanek L. 2010. Variation in the heat shock response and its implication for predicting the effect of global climate change on species' biogeographical distribution ranges and metabolic costs. J Exp Biol. 213 (6): 971-9.

224. Torres F.A., Bonner J.J. 1995. Genetic identification of the site of DNA contact in the yeast heat shock transcription factor. Mol Cell Biol. 15 (9): 5063-70.

225. Tsukiyama T., Becker P.B., Wu C. 1994. ATP-dependent nucleosome disruption at a heat-shock promoter mediated by binding of GAGA transcription factor. Nature. 367 (6463): 525-532.

226. Udvardy A., Maine E., Schedl P. 1985. The 87A7 chromomere. Identification of novel chromatin structures flanking the heat shock locus that may define the boundaries of higher order domains. J Mol Biol. 185 (2): 341-358.

227. Ulmasov H.A., Karaev K.K., Lyashko V.N., Evgen'ev M.B. 1993. Heat-shock response in camel (Camelus dromedarius) blood cells and adaptation to hyperthermia. Comp. Biochem. Physiol. B. 106 (4): 867-872.

228. Ulmasov K.A., Shammakov S., Karaev K., Evgen'ev M.B. 1992. Heat shock proteins and thermoresistance in lizards. Proc Natl Acad Sci USA. 89 (5): 1666-1670.

229. Van Montfort R., Slingsby C., Vierling E. 2001. Structure and function of the small heat shock protein/alpha-crystallin family of molecular chaperones. Adv. Protein Chem. 59: 105-156.

230. Velazquez J.M., Lindquist S. 1984. Iisp70 nuclear concentration during environmental stress and cytoplasmic storage during recovery. Cell. 36 (3): 655-62.

231. Velikodvorskaia V.V., Lyozin G.T., Feder M.E., Evgen'ev M.B. 2005. Unusual arrangement of the hsp68 locus in the virilis species group of Drosophila implicates evolutionary loss of an hsp68 gene. Genome. 48 (2): 234-40.

232. Venetianer A., Dubois Marie-Francoise, Nguyen Van Trung, Bellier S., Seo S.J., Bensaud O. 1995. Phosphorilation State of the RNA Polymerase II C-terminal Domen (CTD) in Heat Shocked Cells. Possible Involvement of the Stress-Activated

233. Mitogen-Activated Protein (MAP) Kinases. The European Journal of Biochemistry. 233 (1): 83-92.

234. Vigh L., Nakamoto H., Landry J., Gomez-Munoz A., Harwood J.L., Horvath I. 2007. Membrane regulation of the stress response from prokaryotic models to mammalian cells. Ann. NY Acad. Sei. 1113:40-51.

235. Voellmy R. 2004. On mechanisms that control heat shock transcription factor activity in metazoan cells. Cell Stress Chaperones. 9 (2): 122-133.

236. Vogel J.L., Parsell D.A., Lindquist S. 1995. Heat-shock proteins Hspl04 and Hsp70 reactivate mRNA splicing after heat inactivation. Curr Biol. 5 (3): 306-17.

237. Voit E.O., Radivoyevitch T. 2000. Biochemical systems analysis of genome-wide expression data. Bioinformatics 16: 1023-1037.

238. Vries R.G., Flynn A., Patel J.C., Wang X„ Denton R.M., Proud C.G. 1997. Heat Shock Increases the Assotiation of Binding Protein-1 with Initiation Factor 4E. The Journal of Biological Chemistry. 272 (52): 32779-32784.

239. Walter L., Rauh F., Gunther E. 1994. Comparative analysis of the three major histocompatibility complex-linked heat shock protein 70 (hsp70) genes of the rat. Immunogenetics. 40 (5): 325-330.

240. Wandinger S.K., Richter K., Buchner J. 2008. The Hsp90 chaperone machinery. J. Biol. Chem. 283 (27): 18473-18477.

241. Weber-Ban E.U., Reid B.G., Miranker A.D., Horwich A.L. 1999. Global unfolding of a substrate protein by the HsplOO chaperone ClpA. Nature. 401 (6748): 90-93.

242. Welch W. J., Feramisco J.R. 1982. Purification of the major mammalian heat shock proteins. J. Biol. Chem. 257 (24): 14949-14959.

243. Welch W.J., Suhan J.P. 1986. Cellular and biochemical events in mammalian cells during and after recovery from physiological stress. J. Cell Biol. 103: 2035-2052.

244. Westerheide S.D., Anckar J., Stevens S.M. Jr., Sistonen L., Morimoto R.I. 2009. Stress-indueible regulation of heat shock factor 1 by the deacetylase SIRT1. Science. 323 (5917): 1063-1066.

245. Westwood J.T., Wu C. 1993. Activation of Drosophila heat shock factor: conformational change associated with a monomer-to-trimer transition. Mol Cell Biol. 13 (6): 3481-6.

246. Wilkerson D.C., Skaggs H.S., Sarge K.D. 2007. HSF2 binds to the Hsp90, Hsp27, and c-Fos promoters constitutively and modulates their expression. Cell Stress Chaperones. 12 (3): 283-90.

247. Wilkins R.C., Lis J.T. 1997. Dynamics of potentiation and activation: GAGA factor and its role in heat shock gene regulation. Nucleic Acids Res. 25 (20): 3963-3968.

248. Wilkins R.C., Lis J.T. 1998. GAGA factor binding to DNA via a single trinucleotide sequence element. Nucleic Acids Res. 26 (11): 2672-8.

249. Wisniewski J., Orosz A., Allada R., Wu C. 1996. The C-terminal region of Drosophila heat shock factor (HSF) contains a constitutively functional transactivation domain. Nucleic Acids Res. 24 (2): 367-374.

250. Wu C. 1995. Heat Shock Transcription Factors: Structure and Regulation. Annual Review of the Cellular and Development Biology. 11: 441—469.

251. Wullschleger S., Loewith R., Hall M.N. 2006. TOR signaling in growth and metabolism. Cell. 124 (3): 471-84.

252. Xiao H., Lis J.T. 1989. Heat shock and developmental regulation of the Drosophila melanogaster hsp83 gene. Mol Cell Biol. 9 (4): 1746-53.

253. Xu Y., Lindquist S. 1993. Heat-shock protein hsp90 governs the activity of pp60v-src kinase. Proc. Natl. Acad. Sci. US. 90 (15): 7074-7078.

254. Yamamoto A., Mizukami Y., Sakurai H. 2005. Identification of a Novel Class of Target Genes and a Novel Type of Binding Sequence of Heat Shock Transcription Factor in Saccharomyces cerevisiae. J. Biol. Chem. 280: 11911-11919.

255. Yang S.H., Hussenzweig A., Li L., Kim D., Ouyang H., Burgman P., Li G.C. 1996. Modulation of thermal induction of hsplO expression by Ku autoantigen or its individual subunits. Mol. Cel. Biol. 16 (7): 3799-3806.

256. Yano M, Nakamuta S, Wu X, Okumura Y, Kido H. 2006. A novel function of 14-3-3 protein: 14-3-3zeta is a heat-shock-related molecular chaperone that dissolves thermal-aggregated proteins. Mol Biol Cell. 17 (11): 4769-79.

257. Yao J., Munson K.M., Webb W.W., Lis J.T. 2006. Dynamics of heat shock factor association with native gene loci in living cells. Nature. 442 (7106): 1050-3.

258. Yost H.J., Lindquist S. 1986. RNA splicing is interrupted by heat shock and is rescued by heat shock protein synthesis. Cell. 45: 185-193.

259. Yueh A., Schneider R.J. 2000. Translation by ribosome shunting on adenovirus and hsp70 mRNAs facilitated by complementarity to 18S rRNA. Genes Dev. 14 (4): 414421.

260. Zhao K., Hart C.M., Laemmli U.K. 1995. Visualization of chromosomal domains with boundary element-associated factor BEAF-32. Cell. 81 (6): 879-889.

261. Zou J., Guo Y., Guettouche Т., Smith D.F., Voellmy R. 1998. Repression of heat shock transcription factor HSF1 activation by Hsp90 (FIsp90 complex) that forms a stress-sensitive complex with HSF1. Cell. 94 (4): 471-480.

262. Бельченко JI.A. 2001. Адаптация человека и животных к гипоксии разного происхождения. СОЖ. 7: 33-39.

263. Гарбуз Д.Г., Молодцов В.Б., Великодворская В.В., Евгеньев М.Б., Зацепина О.Г. 2002. Эволюция ответа на тепловой шок внутри рода Drosophila. Генетика. 38(8): 1097-1109.

264. Гусев Н.Б., Богачева Н.В., Марстон С.Б. 2002. Структура и свойства малых белков теплового шока (sHsp) и их взаимодействие с белками цитоскелета. Биохимия. 67 (5): 613-623.

265. Евгеньев М.Б., Мнджоян Е.И., Зеленцова Е.С., Шостак Н.Г., Лёзин Г.Т., Великодворская В.В., Полуэктова Е.В. 1998. Мобильные элементы и видообразование. Молекулярная биология. 32 (1): 184-192

266. Евгеньев М.Б., Шейнкер В.ILL, Левин А.В. 1987. Молекулярные механизмы адаптации к гипертермии у высших организмов. I. Синтез белков теплового шока в клетках культуры различных видов шелкопряда и гусеницах. Молекулярная биология. 21: 484^494.

267. Козеко Л.Е. 2010. Белки теплового шока 90 кДа: разнообразие, структура и функции. Цитология. 52 (11): 893-910.

268. Лозовская Е.Р., Евгеньев М.Б. 1984. Тепловой шок у дрозофилы и регуляция активности генома. Молекулярная биология. 20: 142—185.

269. Маргулис Б.А., Гужова И.В. 2000. Белки стресса в эукариотической клетке. Цитология. 42(4): 323-342.

270. Ульмасов Х.А., Каррыева Б.Ч., Караев К. 1993. Стрессовые белки и адаптация. Ашхабад, «Ылым». 212.

271. Ульмасов Х.А., Овезмухаммедов А., Караев К.К., Евгеньев М.Б. 1988. Молекулярные механизмы адаптации к гипертермии у высших организмов. III. Индукция белков теплового шока у двух видов лейшманий. Молекулярная биология. 22 (6): 1583-1589.

272. Хлебодарова Т.М. 2002. Как клетки защищаются от стресса? Генетика. 38 (4): 437-452.

Информация о работе

Юшенова, Ирина Александровна
кандидата биологических наук
Москва, 2011
ВАК 03.01.03

Диссертация

Особенности генетической системы, контролирующей термальную адаптацию, у ряда видов отряда Diptera - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы