Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Изучение воздействия мет-энкефалина и дофамина на активность эстераз тканей

ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Балакина, Ольга Викторовна

ВВЕДЕНИЕ

Глава 1. Опиоидные пептиды и катехоламины как универсальные регуляторы (обзор литературы)

1.1. Строение и функции опиоидных пептидов

1.1.1. Опиоидные пептиды позвоночных животных

1.1.2. Опиоидные пептиды насекомых

1.1.3. Участие опиоидов в регуляции обмена веществ и активности ферментов

1.2. Строение и функции катехоламинов

1.2.1. Функции катехоламинов у насекомых и млекопитающих

1.2.2. Роль катехоламинов в регуляции синтеза и секреции гормонов

1.2.3. Влияние катехоламинов на активность ферментов и обмен веществ

1.3. Взаимодействие опиоидной и дофаминовой систем

1.3.1. Взаимосвязь опиоидной и дофаминовой систем у позвоночных животных

1.3.2. Взаимодействие опиоидной и дофаминовой систем у беспозвоночных животных

Глава 2. Материалы и методы

2.1. Объект исследования

2.2. Методика постановки эксперимента

2.3. Экстракция растворимых белков

2.4. Спектрофотометрический метод измерения эстеразной активности

2.5. Электрофоретический метод определения активности эстераз

2.6. Расчет относительной электрофоретической подвижности и измерение активности белковых фракций

2.7. Статистическая обработка полученных данных

Глава 3. Сравнительное исследование воздействия мет-энкефалина и дофамина на суммарную активность эстеразного комплекса ферментов трех тканей имаго американского таракана

3.1. Изучение динамики влияния мет-энкефалина и дофамина на активность эстераз тканей таракана

3.2. Исследование половой специфичности воздействия мет-энкефалина и дофамина на эстеразную активность тканей таракана

3.3. Изучение тканевой специфичности влияния мет-энкефалина и дофамина на активность эстераз таракана

Глава 4. Сравнительное исследование воздействия мет-энкефалина и дофамина на активность эстеразного комплекса ферментов тканей имаго американского таракана

4.1. Влияние мет-энкефалина и дофамина на индивидуальные эстеразы нервной цепочки таракана

4.2. Воздействие мет-энкефалина и дофамина на отдельные эстеразы жирового тела таракана

4.3. Влияние мет-энкефалина и дофамина на индивидуальные эстеразы грудных мышц таракана

Глава 5. Сравнительное исследование отдельного и совместного воздействия мет-энкефалина и дофамина на активность эстераз тканей имаго американского таракана

5.1. Изучение индивидуального и одновременного влияния мет-энкефалина и дофамина на активность эстераз нервной цепочки таракана

5.2. Исследование отдельного и совместного воздействия мет-энкефалина и дофамина на активность эстераз жирового тела таракана

Список сокращений

АХЭ - ацетилхолинэстераза;

АКГ - адипокинетический гормон;

АТФ - аденозинтрифосфорная кислота;

АцЭ - ацетилэстераза;

ГАМК - у-аминомасляная кислота;

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота;

ДОФА - диоксифенилаланин;

КЭ - карбоксилэстераза;

ПААГ - полиакриламидный гель;

РНК - рибонуклеиновая кислота; цАМФ - циклический аденозин-3, 5-монофосфат;

ЦНС - центральная нервная система;

ЮГ - ювенильный гормон.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Изучение воздействия мет-энкефалина и дофамина на активность эстераз тканей"

Актуальность темы. Установлено, что у млекопитающих и насекомых опиоиды и биогенные амины в той или иной степени регулируют функционирование опорно-двигательной, нервной, эндокринной, кровеносной, дыхательной, пищеварительной, выделительной, половой и иммунной систем (Ашмарин, Каразеева, 1996; Гомазков, 1997; Ali, 1997; Pfluger, Duch, 2000; Дьяконова, 2001; Носенко, Резников, 2001; Vaccarino, Kastin, 2001).

Опиоидные пептиды и катехоламины воздействуют на различные виды обмена веществ позвоночных животных, изменяя активность разнообразных ферментных систем (Микодина, 1999; Филиппович, 1999; Сергутина, 2000; Реброва и др., 2001; Горелова и др., 2002; Самсонова, 2002; Зайцева, 2002). У насекомых исследования по изучению влияния опиоидов и дофамина на активность ферментов единичны. Оценены лишь эффекты опиоидных пептидов и их аналогов на некоторые дегидрогеназы, фосфоглюкомутазу, кислую фосфатазу, монофенол-монооксигеназу и ДНК-полимеразу; эффекты дофамина - на тирозингидроксилазу и гликоген-фосфорилазу (Коничев и др., 1996; Park, "Keeley, 1998; Vie et al., 1999; Минькова, 1999; Семина, 2000; Самсонова, Филиппович, 2000; Грунтенко и др., 2001).

Известно, что энкефалины, характеризуются высоким содержанием аминокислотных остатков, несущих циклические боковые радикалы с повышенной гидрофобностью, среди них тирозин, метаболитом которого является дофамин (Замятнин, 1985; 1997). Как у млекопитающих, так и у насекомых многие функции опиоидов и дофамина сходны: инициация иммунных ответов, регуляция пищевого и полового поведения, агрессии, двигательных реакций, обучения и памяти (Nagabhushanam et al., 1995; Shiraishi et al., 1995; Раевский, 1998; Bloch et al., 2000; Stevenson et al., 2000; Грицай и др., 2000; 2001; Ашмарин, 2001). Однако в литературе отсутствуют данные по сравнению биохимического воздействия энкефалинов и катехо л аминов.

Взаимосвязь между опиоидной и дофаминовой системами изучена у различных представителей царства животных. Кроме того, рассматривается возможность коррекции с помощью опиоидных пептидов нарушений в функционировании систем дофамина (Маслова и др., 2001). Особый интерес представляют данные о колокализации опиоидных пептидов, дофамина и ацетилхолина в мозге млекопитающих (Гомазков, 1995) и насекомых (Milton et al., 1991; Cayre et al., 1999), что указывает на сложные функциональные отношения этих биологически активных веществ при реализации их гормонального контроля в большом спектре различных биохимических и физиологических процессов.

Известно, что в процессе передачи нервного импульса опиоидные пептиды, дофамин и его предшественник ДОФА, регулируют гидролиз ацетилхолина в синапсах, изменяя активность АХЭ головного мозга и скелетных мышц млекопитающих (Камышева, 1985; Haynes et al., 1986; Орлова, 1990; Доведова, 1990). Кроме того, продемонстрировано, что ацетилхолин вызывает снижение уровня катехоламинов в нервной системе американского таракана и крыс (Bose, 1991; Bose, Agarwal, 1996; Забродский, Германчук, 2001).

Тем не менее, в литературе практически отсутствуют сведения о влиянии опиоидных гормонов и биогенных аминов на эстеразный комплекс ферментов насекомых. Установлено, что эстеразы (3.1.1) данного класса беспозвоночных животных участвуют в передаче нервного импульса, липидном обмене, синтезе и транспорте кутикулярных восков, деградации ксенобиотиков и ЮГ, метаболизме компонентов пищи, контроле репродуктивных процессов и длительности диапаузы (Филиппович, Коничев, 1987; Soderlund, Bloomquist, 1990; Schomburg, 1991; Ефименко и др., 2001; Балакина и др., 2002). Поэтому сравнительный анализ индивидуального и совместного влияния опиоидных пептидов и катехоламинов на активность эстеразного комплекса ферментов имаго американского таракана позволит уточнить механизм скоординированного влияния пептидных гормонов и биогенных аминов на метаболические процессы и деятельность нервной системы насекомых.

Кроме того, в результате проведенного исследования представляется возможным сформулировать предположение о существовании у насекомых функционально непрерывной совокупности биологически активных веществ (Ашмарин, Обухова, 1986; Ашмарин, Каразеева, 1996). По-видимому, так называемый континуум у представителей данного класса беспозвоночных животных включает регуляторные пептиды, биогенные амины, стероидные и ювенильные гормоны. Подобный гормональный спектр обеспечивает у насекомых контроль биохимических процессов, в том числе деятельности разнообразных эстераз.

Цель и задачи исследования. Основная цель исследования состояла в сравнительном изучении влияния мет-энкефалина и дофамина на активность эстеразного комплекса ферментов тканей имаго американского таракана.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Изучить влияние мет-энкефалина и дофамина на активность эстераз имаго американского таракана спустя 1, 2 и 4 часа после их инъекции, что позволит проанализировать динамику эффективности воздействия опиоидного пептида и дофамина.

2. Осуществить сравнительное исследование воздействия экзогенных мет-энкефалина и дофамина на активность эстераз самок и самцов насекомого с тем, чтобы на основании полученных данных изучить половую специфичность влияния биологически активных соединений.

3. Сопоставить биохимические эффекты мет-энкефалина и дофамина по отношению к эстеразному комплексу ферментов нервной цепочки, жирового тела и грудных мышц насекомого для того, чтобы выявить тканевую специфичность влияния тестируемых веществ.

4. Исследовать влияние мет-эикефалииа и дофамина на индивидуальные эстеразы и оценить вклад опиоидных пептидов и биогенных аминов в регуляцию проведения нервного импульса, метаболизма ксенобиотиков, репродуктивных процессов и мобилизации липидов.

5. Провести сравнительный анализ воздействия отдельно взятых мет-энкефалина и дофамина, а также их суммарного эффекта по отношению к эстеразному комплексу ферментов трех тканей американского таракана, сделать предположение о наличии у насекомых континуума биологически активных регуляторов и возможном триггерном механизме его запуска.

Научная новизна работы. Впервые проведено сравнительное изучение влияния мет-энкефалина и дофамина на активность эстераз нервной цепочки, жирового тела и грудных мышц имаго американского таракана. Данное исследование является первым биохимическим экспериментом, в результате которого удалось показать половую и тканевую специфичность эффектов опиоидных пептидов и катехоламинов в зависимости от временного интервала действия введенных препаратов.

В настоящей работе впервые установлено селективное влияние мет-энкефалина и дофамина на активность эстеразного комплекса ферментов насекомых, в том числе АХЭ, а, следовательно, на проведение нервного импульса. Так же впервые сформулировано предположение о том, что триггером данной системы являются эндогенные опиоиды, которые, повышая активность ферментов синтеза дофамина, запускают многоуровневый каскад последовательных изменений, затрагивающих, по-видимому, титры пептидных, стероидных и ювенильных гормонов. Таким образом, наше исследование представляет собой первую экспериментальную работу, в которой не только доказано существование у насекомых гуморального континуума, но и его взаимодействие с механизмами нервной регуляции.

Практическое значение работы. Настоящая работа вносит значительный вклад в развитие концепции механизма действия инсектицидов V поколения, к которым относятся нейропептиды, их агонисты и антагонисты, а также формамидины и другие препараты, взаимодействующие с рецепторами дофамина и октопамина. Экспериментальные данные демонстрируют существенное влияние опиоидных пептидов и катехоламинов на липидный обмен, метаболизм ксенобиотиков, проведение нервного импульса и репродуктивные процессы насекомых, что представляется возможным и целесообразным использовать для поиска мимиков и агонистов нейропептидов и биогенных аминов в качестве экологически безопасных препаратов контроля численности вредителей сельского хозяйства (Филиппович и др., 1988).

Полученные результаты свидетельствуют о том, что мет-энкефалин существенно и в течение продолжительного времени ингибирует активность эстераз - одного из основных ферментов, участвующих в формировании резистентности у членистоногих (Рославцева и др., 1993). Эти данные необходимо учитывать при целенаправленном поиске и конструировании ингибиторов ферментов детоксикации, применение которых может пролонгировать действие и увеличивать токсичность инсектицидов.

Обнаруженные в ходе экспериментальной работы функции опиоидных пептидов и катехоламинов соответствуют той роли, которую выполняют данные биологически активные вещества в организме млекопитающих (Розен, 1994; Носенко, Резников, 2001; Реброва и др., 2001; Уассаппо, КаБ1:т, 2001). На основании чего следует признать насекомых наиболее доступным биологическим материалом и прекрасным объектом для альтернативных исследований общих закономерностей осуществления гормональной регуляции, дающих возможность сократить количество экспериментальных теплокровных животных.

Кроме того, результаты диссертационной работы использованы при подготовке 2 научно-методических статей по основам психоэндокринологии и и воздействию психотропных веществ на организм человека, а также включены в лекционный курс по биохимии спорта и различных спецкурсов для студентов МПГУ.

Апробация работы. Материалы диссертации в виде докладов и тезисов были представлены на заседаниях семинара «Современные проблемы биохимии и молекулярной биологии» кафедры органической и биологической химии Mill У (Москва, Россия, 1999-2002), научных сессиях по итогам научно-исследовательской работы МПГУ (Москва, Россия, 2000, 2001) и VII Европейском Конгрессе Энтомологии (Салоники, Греция, 2002).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 6 работ и 2 статьи находятся в печати.

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Балакина, Ольга Викторовна

Выводы

1. Сопоставление динамики регуляции мет-энкефалином и дофамином активности эстеразного комплекса ферментов имаго американского таракана показало, что эффективность и направленность влияния тестируемых веществ зависит от длительности их действия. Обнаружено, что через определенные временные интервалы эффекты опиоида и дофамина практически совпадают.

2. Сравнительное исследование влияния мет-энкефалина и дофамина на активность эстераз самок и самцов таракана выявило половую специфичность действия биологически активных веществ: первый более эффективен по отношению к комплексу ферментов самцов, второй - самок. Отмеченная закономерность, возможно, связана с тем, что у самок и самцов насекомых по-разному осуществляется эндокринная регуляция репродуктивных процессов.

3. Впервые установлено, что мет-энкефалин и дофамин проявляют тканевую специфичность воздействия на активность эстераз американского таракана: исследуемые соединения наиболее активны в отношении ферментов нервной цепочки, по сравнению с эстеразами грудных мышц и жирового тела. Следовательно, опиоиды и биогенные амины играют значительную роль в контроле функционирования нервной системы насекомых.

4. Выявлено, что мет-энкефалин и дофамин селективно влияют на активность эстеразного комплекса ферментов трех тестируемых тканей таракана. По-видимому, разнообразие эффектов опиоидов и катехоламинов определяется различными функциями отдельных эстераз: участием в проведении нервного импульса, репродукции, метаболизме ксенобиотиков и липидов.

5. Результаты изучения воздействия мет-энкефалина и дофамина на АХЭ американского таракана свидетельствует о том, что опиоидный пептид и дофамин контролируют проведение нервного импульса. При этом опиоиды сходно изменяют активность АХЭ позвоночных и беспозвоночных животных, дофамин, напротив, у первых ингибирует, а у вторых

123 активирует АХЭ. Возможно, в нервной системе насекомых существует моноаминергический регуляторный механизм более тесно взаимосвязанный и взаимозависимый от холинергического.

6. Сравнительный анализ индивидуального и совместного влияния мет-энкефалина и дофамина на активность эстераз нервной цепочки, жирового тела и грудных мышц таракана показал отсутствие простого суммирования их одиночных эффектов, а, напротив, продемонстрировал их сложное взаимное влияние. Можно предположить, что у насекомых существует континуум регуляторов, включающий биогенные амины, пептидные, стероидные и ювенильные гормоны, триггером которого, по-видимому, являются эндогенные опиоиды.

7. Выявленная аналогия функций опиоидных пептидов и дофамина у позвоночных и беспозвоночных животных (липидный обмен, проведение нервного импульса и репродуктивные процессы) позволяет рекомендовать насекомых в качестве альтернативных моделей биохимических и физиологических исследований биологически активных веществ.

Заключение

Данная работа посвящена сравнительному исследованию воздействия мет-энкефалина и дофамина на активность эстеразного комплекса ферментов тканей имаго американского таракана.

Анализ литературных данных показал, что опиоиды и катехоламины играют важную роль в обеспечении жизнедеятельности насекомых. Однако данные о влиянии опиоидных пептидов и.дофамина на ферментативные системы данного класса беспозвоночных животных крайне фрагментарны (Коничев и др., 1996; Park, Keeley, 1998; Vie et al., 1999; Минькова, 1999; Семина, 2000; Самсонова, Филиппович, 2000; Грунтенко и др., 2001). Далеко не в полной мере изучены половая и тканевая специфичность, селективность и динамика воздействия опиоидов и катехоламинов в отношении активности ферментов насекомых.

В ходе настоящего исследования впервые удалось показать половую и тканевую специфичность, а также селективность влияния мет-энкефалина и дофамина в зависимости от длительности их воздействия на организм имаго американского таракана. Таким образом, примененный экспериментальный подход позволил объединить разрозненные сведения по этим характеристикам опиоидной и дофаминовой системам насекомых (Davenport, Evans, 1986; Stefano et al., 1989 a; Zabala, Gomez, 1991; Коничев и др., 1996; Vie et al., 1999; Семина, 2000; Грицай и др., 2001; Грунтенко и др., 2001).

Следует отметить, что в результате проведенной работы подтверждено участие опиоидных пептидов и катехоламинов в регуляции метаболизма липидов в жировом теле и грудных мышцах насекомых (Семина, 2000). Полученные данные также свидетельствуют о том, что регуляция активности эстеразного комплекса ферментов является одним из механизмов, благодаря которым опиоиды и дофамин контролируют локомоцию (Ford et al., 1986; Harris, Woodring, 1992; Раушенбах, Шумная, 1993; Komatsu, 1998) и репродуктивные процессы насекомых (Чудакова, Панов, 1985; Schoofs et al., 1988; Pastor et al., 1991; Hentschel, 1992).

Выявленная половая специфичность действия дофамина на активность эстеразного комплекса ферментов тканей имаго американского таракана подтверждает то, что дофамин воздействует на репродукцию и двигательную активность насекомых, контролируя метаболизм ЮГ (Чудакова, Панов, 1985; Pastor et al., 1991; Granger et al., 1996; 2000; Грунтенко и др., 2001).

Впервые продемонстрировано, что опиоидные пептиды и дофамин оказывают существенное воздействие на нервную систему насекомых, влияя на проведение нервного импульса, метаболизм липидов и ксенобиотиков. Поскольку существование эндогенных опиатов, дофамина и их рецепторов показано в пределах нервной ткани различных энтомологических объектов (Филиппович, Кутузова, 1985; Davenport, Evans, 1986; Barreteau et al., 1991; Milton et al., 1991; Davis, Pitman, 1991; Stefano et al., 1989 a; Santoro et al., 1990; Грицай и др., 2001; Дьяконова, 2001), можно заключить, что выявленные функции опиоидных пептидов и катехоламинов действительно имеют место в организме насекомых.

Следует отметить, что также впервые обнаружено селективное и разнонаправленное действие мет-энкефалина и дофамина на АХЭ нервной цепочки имаго американского таракана. Разнообразное влияние опиоидов и дофамина на активность АХЭ нервной системы насекомых можно объяснить различиями в локализации и функциональной активности эстераз. Причем полученные результаты позволили предположить, что в нервной системе насекомых существует моноаминергическая регуляторная система, более тесно взаимодействующая с холинергической системой, по сравнению с таковой у позвоночных животных, т.к. у первых катехоламины повышают активность АХЭ, а у вторых - снижают (Орлова, 1990; Доведова, 1990).

Из литературных данных известно, что катехоламины являются специфическими «монопептидами», например, дофамин является метаболитом тирозина - аминокислоты, входящей с состав энкефалинов и отвечающей за их биологические эффекты (Замятнин, 1985; 1997; Микодина, 1999). Однако никогда ранее не проводилось сравнение биохимического воздействия этих биологически активных веществ.

Впервые сопоставив индивидуальное и совместное влияние мет-энкефалина и дофамина на активность эстеразного комплекса ферментов трех тканей имаго американского таракана, мы пришли к выводу о том, что данные соединения, по-видимому, являются звеньями единого континуума регуляторов. Кроме того, сформулировано предположение о том, что триггером данного сложного многоступенчатого механизма являются эндогенные опиоиды, которые, повышая активность ферментов синтеза дофамина, запускают многоуровневый каскад последовательных изменений, затрагивающих, по-видимому, титры пептидных, стероидных и ювенильных гормонов.

Взаимодействие и взаимосвязь между этими компонентами обеспечивает лабильную регуляцию многочисленных функций эстераз в зависимости от потребностей организма насекомого. Биологический смысл длительных регуляторных процессов, складывающихся из кратковременных звеньев, очевиден. В отличие от систем, основанных на долгоживущих регуляторах, такая система является более гибкой в меняющейся ситуации, при поступлении новых сигналов (Ашмарин, Каразеева, 1996).

Функции, контролируемые континуумом, включающим опиоиды и дофамин, у млекопитающих: обучение, память (Гецова и др., 1987; Орлова, 1989), питание (Vaccarino, Kastin, 2001) и локомоция (Makman, 1986) сходны с таковыми у насекомых. Поэтому логичен вывод о том, что зависимость данных процессов от быстро меняющихся факторов среды предопределила длительное эволюционное развитие цепных, каскадных механизмов их регуляции, сформированных уже у насекомых.

В результате проведенной работы показано сходство функций изучаемых биологически активных веществ у позвоночных и беспозвоночных животных в сферах липидного обмена (Лишманов и др.,

121

1992; Розен, 1994; Реброва й др., 2001), передачи нервного импульса (Камышева, 1985; НаупеБ е1 а1., 1986; Орлова, 1990; Доведова, 1990) и репродукции (Бабичев, 1998; Микодина, 1999; Носенко, Резников, 2001; Vaccari.no, Каэ^п, 2001). Эти сведения, по-видимому, представляют собой материал для филогенетических построений, касающихся эволюции опиоидной и дофаминовой систем, и могут способствовать применению насекомых в альтернативных исследованиях, дающих возможность сократить количество экспериментальных теплокровных животных.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Балакина, Ольга Викторовна, Москва

1. Абутидзе К.Д. Изучение физико-химических свойств опиатных рецепторов нервной ткани: солюбилизация и кинетические характеристики // Автореф. дисс. к.б.н. Тбилиси. Изд. «Мецниереба». 1987. 23 с.

2. Ашмарин И.П. Электрофизиологические доказательства медиаторного действия опиоидных пептидов // Химиотерапевтические средства. Сер. Фармакология. Итоги науки и техники ВИНИТИ. М. 1982. Т. 13. С. 194.

3. Ашмарин И.П. Сигнальные молекулы и социальное поведение // Нейрохимия. 2001. Т. 18. № 4. С. 243-250.

4. Ашмарин И.П., Каразеева Е.П. Нейропептиды // Нейрохимия (Ашмарин И.П., Стукалов П.В.). М.: Изд. Инст. биомед. химии РАМН. 1996. С. 246-295.

5. Ашмарин И.П., Каразеева Е.П., Стукалов П.В. Биохимические пути в исследовании механизмов психических и нервных болезней // Нейрохимия (Ашмарин И.П., Стукалов П.В.). М.: Изд. Инст. биомед. химии РАМН. 1996. С. 415-438.

6. Ашмарин И.П., Обухова М.Ф. Регуляторные пептиды, функционально-непрерывная совокупность // Биохимия. 1986. Т. 51. № 4. С. 531-545.

7. Бабичев В.Н. Нейроэндокринология репродуктивной системы // Пробл. эндокринологии. 1998. Т. 44. № 1. С. 3-12.

8. Бажанова Е.Д., Жуков Д.А., Порта С., Данилова O.A. Влияние избегаемого и неизбегаемого стресса на уровни катехоламинов в надпочечниках и кортикостерона в плазме крови молодых и старых крыс // Журн. эвол. биохимии и физиол. 2002. Т. 38. № 2. С. 181-184.

9. Балакина О.В., Кутузова Н.М., Филиппович Ю.Б. Характеристика и функции эстераз насекомых // Деп. в ВИНИТИ. № 965 В2002. М.: 2002. 39 с.

10. Вартанян М.Е., Лидерман Р.Р., Бурбаева Г.Ш., Зозуля A.A., Цуцульковская М.Я. Опиоидные пептиды как лиганды нейрональных рецепторов // Вопр. мед. химии 1984. Т. 30. № 3. С. 73-79.

11. Волков Е.М., Нуруллин Л.Ф., Никольский Е.Е., Блохина Г.И. Влияние норадреналина и адреналина на мембранный потенциал покоя клеток мышечной стенки дождевого червя Lumbricus terrestris // Бюлл. экспер. биол. 2001. Т. 132. №9. С. 244-246.

12. Волкова Р.И., Титова Э.В. Эстеразы нервных ганглиев таракана: множественные молекулярные формы и ингибиторная специфичность // Биохимия. 1985. Т. 50. №. 3. С. 475-484.

13. Глупов В.В. Гуморальная система // Патогены насекомых: Структур, и функцион. аспекты (Глупов В.В.). М.: Круглый год. 2001. С. 519-557.

14. Головко А.И., Коноплин Д.А., Некрасов Ю.А., Романенко О.И., Стрельский М.А. Нейрохимия опиатной наркомании // Нейрохимия. 2000. Т.17. № 1.С. 3-12.

15. Гомазков O.A. (составитель) Физиологически активные пептиды. Справочное руководство. М.: ИПГМ. 1995. С. 37-48.

16. Гомазков O.A. (составитель) Мозг и нейропептиды. Справочно-информационное издание. М.: Христ. изд-во. 1997. С. 35-109.

17. Горелова Е.А., Кутузова Н.М., Филиппович Ю.Б. Влияние опиоидных пептидов на некоторые биохимические параметры крови крыс // Научные труды Mili У. Серия: естественные науки. М.: Прометей. 2002. С. 277-279.

18. Греннер Д. Гормоны гипофиза и гипоталамуса. Гормоны мозгового вещества надпочечников // Биохимия человека (Марри Р., Греннер Д., Мейес П., Родуэлл В.). Т. 2. М.: Мир. 1993. С. 170-185, 221-227.

19. Грицай О. Б., Пилипенко В. Э., Дубынин В. А. Поведение таракана Periplaneta americana при тесте «горячая пластина» на фоне действия анальгетиков различных классов // Журн. эвол. биохим. и физиол. 1998. Т. 34. № 1. С. 28-36.

20. Грицай О.Б., Дубынин В.А., Пилипенко В.Э., Петров О.П., Андреева JI.A., Мясоедов Н.Ф. Влияние Р-казоморфина-7 и налоксона на локомоторную защитную реакцию таракана Periplaneta americana при электростимуляции // Докл. РАН. 2000. Т. 375. № 6. С. 837-839.

21. Грицай О.Б., Дубынин В.А., Пилипенко В.Э., Петров О.П. Воздействие налоксона и бета-казоморфина на опиоидную систему таракана Periplaneta americana при электрошоке // Вестн. Моск. Ун-та. Сер. 16. Биология. 2001. № 2. С. 7-12.

22. Грунтенко Н.Е., Монастириоти M., Раушенбах И.Ю. Биогенные амины контролируют метаболизм ювенильного гормона у имаго Drosophila melanogaster // Докл. РАН. 2001. Т. 376. № 3. С. 427-429.

23. Грунтенко Н.Е., Андренкова Е.В., Монастириоти М., Раушенбах И.Ю. Биогенные амины негативно регулируют активность синтезирующих их ферментов у имаго Drosophila // Докл. РАН. 2001. Т. 379. № 4. С. 567-569.

24. Гукасян Т.Г., Петросян A.A., Ширинян М.Э., Ширинян Э.А. Катехоламинергическая система мозга при ишемии // Нейрохимия. 2000. Т. 17. № 1. С. 13-22.

25. Дамбинова С.А., Каменская М.А. Молекулярные механизмы передачи импульса в мембранах нейронов. Ионные каналы, рецепторы // Нейрохимия (Ашмарин И.П., Стукалов П.В.). М.: Изд. Инст. биомед. химии РАМН. 1996. С. 296-333.

26. Дубынин В.А., Земская Н.Ю., Ивлева Ю.А., Каменский A.A., Шестакова C.B., Малиновская И.В., Андреева JI.A., Мясоедов Н.Ф. Отставленные эффекты Р-казоморфина-7, хронически вводимого новорожденным крысам // Докл. РАН. 1999. Т. 364. № 6. С. 839-842.

27. Дьяконова В.Е. Взаимодействие опиоидных пептидов и моноаминов в механизме управления респираторным поведением легочного моллюска: анализ на изолированных нейронах // ДАН СССР. 1989. Т. 308. № 5. С. 12641269.

28. Дьяконова В.Е. Роль опиоидных пептидов в поведении беспозвоночных // Журн. эвол. биохим. и физиол. 2001. Т. 37. № 4. С. 253261.

29. Егорова Т.А. Изучение полиморфизма ферментных систем тутового шелкопряда (В теоретических и практических аспектах) // Автореф. дисс. д.б.н. М.: Тип. МПГУ им. Ленина. 1983. 34 с.

30. Емельянова Т.Г., Усенко А.Б., Бонарцев А.П., Каменский A.A., Гузеватых Л.С., Андреева Л.А., Алфеева Л.Ю., Мясоедов Н.Ф. Влияние аналогов дерморфина на терморегуляцию крыс в различных температурных режимах // Изв. АН. Сер. биол. 2002. № 3. С. 348-354.

31. Ершов П.В., Угрюмов М.В., Калас А. Топографические взаимоотношения недофаминергических нейронов, экспрессирующих ферменты синтеза дофамина в гипаталамусе крыс // Докл. РАН. 2001. Т. 376. №4. С. 550-552.

32. Ефименко Т.М., Сундуков О.В., Исси И.В. Влияние микроспоридиоза на активность эстераз у гусениц озимой совки Agrotis segetum // Вестн. зоол. 2001. Т. 35. № 4. С. 45-50.

33. Животенко Е.Ю. Гормональная регуляция активности ферментов начального этапа катаболизма тирозина у комнатных мух и тутового шелкопряда // Автореф. дисс. к.б.н. М.: Тип. МПГУ им. Ленина. 1989. 16 с.

34. Забродский П.Ф., Германчук В.Г. Роль активации симпатико-адреналовой системы в реализации основных иммунных реакций при острой интоксикации фосфоорганическими соединениями // Бюлл. экспер. биол. 2001. Т. 132. № 10. С. 413-415.

35. Зайцева О.В. Биохимические особенности тканей и органов кеты Oncorhynchus keta (Walbaum) при патологических изменениях мышц // Автореф. дисс. к.б.н. М.: Тип. МПГУ. 2002. 16 с.

36. Замятины A.A. «Великое объединение» природных олигопептидных регуляторов // Нейрохимия. 1997. Т. 14. № 3. С. 313-315.

37. Золоев Г.К. Об участии лей-энкефалина в регуляции углеводного обмена//Бюлл. экспер. биол. и мед. 1987. Т. 103. №5. С. 515-517.

38. Ивантер Э.В., Коросев A.B. Основы биометрии: введение в статистический анализ биологических явлений и процессов. Пертозаводск: Тип. Петр. Ун-та. 1992. 164 с.

39. Каменская М.А. Синаптическая передача. Медиаторы // Нейрохимия (Ашмарин И.П., Стукалов П.В.). М.: Изд. Инст. биомед. химии РАМН. 1996. С. 207-245.

40. Коничев A.C., Гаверова Ю.Г., Пиункова С.А., Бородин С.А., Филиппович Ю.Б. Влияние даларгина на активность кислых фосфатаз и фосфоглюкомутазы в тканях и органах тутового шелкопряда // Деп. в ВИНИТИ. № 2839 В96. М.: 1996. 11 с.

41. Косенкова Н.С. Роль опиатных систем мозга в регуляции игровой борьбы у детенышей крыс // Физиология и биохимия медиаторныхпроцессов. Тез. докл. V Всесоюз. конф., посвящ. 90-летию Х.С. Коштоянца, Москва, окт. 1990. М.: Наука. 1990. С. 151.

42. Кутузова Н.М., Шамшина Т.Н., Голубева Е.Ю., Тищенко Г.Н., Хейфец

43. A.Е. Гормональная регуляция активности кислой фосфатазы и эстераз жирового тела тутового шелкопряда // Биохимия насекомых (Регуляция метаболизма): Межвузовский сб. научных трудов. М.: Тип. МПГИ им.

44. B.И. Ленина. 1985. С. 71-79.

45. Лебедько O.A., Тимошин С.С. Коррекция даларгином нарушений процессов синтеза ДНК и свободнорадикального окисления,индуцированных L-NAME, в органах дыхания новорожденных белых крыс // Бюлл. экспер. биол. и мед. 2002. Т. 133. № 5. С. 501-503.

46. Лишманов Ю.Б., Маслов Л.Н. Опиоидные нейропептиды, стресс и адаптационная защита сердца. Томск: Изд-во Томск. Ун-та. 1994. С. 35-36, 62-63.

47. Маклакова А. С., Дубынин В.А., Андреева Л.А., Алфеева Л.Ю., Каменский A.A. Нейротропное действие 3-казоморфина-7 на фоне фармакологического изменения состояния мозга крыс // Вестн. Моск. Ун-та. Сер. 16. Биология. 1999. № 1. С. 3-9.

48. Маклакова А. С., Каменский A.A., Алфеева Л.Ю., Назаренко И.В., Незавибатько Н.Ф. Влияние Р-казоморфина-7 на уровень пищевой и оборонительной мотивации при различных видах обучения // Журн. ВНД. 1995. Т. 45. №6. С. 1143-1150.

49. Максимова Е.М., Утина И.А. Дофаминергические нейроны в сетчатке позвоночных // Физиология и биохимия медиаторных процессов. Тез. докл. IV Всесоюз. конф., посвящ. 90-летию Х.С. Коштоянца, Москва, окт. 1990. М.: Наука. 1990. С. 175.

50. Микодина Е.В. Физиолого-биохимические основы регуляции функций у рыб пептидами энкефалинового ряда // Автореф. дисс. д.б.н. 1999. М. 49 с.

51. Минькова Н.О. Влияние лей-энкефалина и его синтетического аналога даларгина на метаболизм белков и нуклеиновых кислот у насекомых // Дисс. к.б.н. 1999. М. 151 с.

52. Михайлова М.О. Сравнение изменений уровня глутамата в прилежащем ядре мозга крыс в ходе потребления корма при блокаде Б1- и Б2-рецепторов дофамина // Рос. физиол. журн. им. И. М. Сеченова. 2002. Т. 88. № 1. С. 3-7.

53. Морозова М.А. Роль нервных и гуморальных факторов в срочной регуляции (3-адренореактивности миометрия человека и животных // Автореф. дисс. к.б.н. М.: Тип. МПГУ. 2000. 17 с.

54. Наволоцкая Е.В., Малкова Н.В., Заргарова Т.А., Лепихова Т.Н., Краснова С.Б., Липкин В.М. Действие синтетического (3-эндорфиноподобного пептида иммунорфина на Т-лимфоциты человека // Биохимия. 2002. Т. 67. № 3. С. 430-438.

55. Никитин С.О., Лапицкий В.П. Участие сегментарных октопаминергических нейронов в модуляции процессов сенсомоторной интеграции у сверчка Огу11ш Ьнпаси1а1ш // Журн. эвол. биохим. и физиол. 2000. Т. 36. №4. С. 310-314.

56. Носенко Н.Д., Резников А.Г. Пренатальный стресс и половая дифференциация моноаминергических систем головного мозга // Нейрофизиол. 2001. Т. 33. № 3. С. 225-234.

57. Орлова Н.В. Участие катехоламинертических систем головного мозга в механизмах действия нейропептидов на процессы обучения и памяти. Опиоидные пептиды // Нейрохимические основы обучения и памяти (Кругликов Р.И.). М.: Наука. 1989. С. 104-116.

58. Панченко Л.Ф., Теребилина H.H., Гуревич К.Г. Опиоидные рецепторы в патогенезе наркомании // Нейрохимия. 2002. Т. 19. № 1. С. 26-32.

59. Раевский К.С. Дофаминовые рецепторы мозга: структура, функциональная роль, модуляция психотропными веществами // Вопр. мед. химии. 1997. Т. 43. № 6. С. 553-565.

60. Раевский К.С. Функциональная роль и фармакологическая регуляция дофаминергических систем мозга//Вестник РАМН. 1998. Т. 8. № 1. С. 19-24.

61. Раевский К.С., Шеманов А.Ю., Кудрин B.C. Дез 1 - тирозин - гамма - эндорфин: оценка нейролептических свойств и влияние на синтез дофамина // Фармакол. и токсикол. 1982. Т. 45. № 5. С. 5-8.

62. Раушенбах И.Ю., Серова Л.И., Тимохина И.С., Шумная Л.В., Чепцова H.A., Бабенко В.Н. Генетический анализ различий в метаболизме дофамина у двух линий Drosophila virilis и при тепловом стрессе // Генетика. 1993. Т. 29. № 6. С. 935-949.

63. Раушенбах И.Ю., Шумная JI.B. Биогенные амины в реакции стресса у насекомых // Успехи соврем, биолог. 1993. Т. 113. № 3. С. 327-335.

64. Реброва Т.Ю., Маслов JT.H., Лишманов А.Ю., Там С.В. Стимуляцияи 8-опиатных рецепторов и устойчивость изолированного сердца к окислительному стрессу: роль NO-синтазы // Биохимия. 2001. Т. 66. № 4. С. 520-528.

65. Розен В.Б. Основы эндокринологии // М.: Изд. Моск. Университета. 1994. С. 114-122.

66. Рославцева С.А., Баканова Е.И., Еремина О.Ю. Эстеразы членистоногих и их роль в механизмах детоксикации инсектоакарицидов // Известия АН. Сер. Биол. 1993. № 3. С. 376-385.

67. Самсонова М.В. Алании- и аспартатаминотрансферазы как индикаторы физиологического состояния рыб // Автореф. дисс. к.б.н. М.: Тип. МПГУ. 2002. 18 с.

68. Самсонова М.В., Филиппович Ю.Б. Влияние лей-энкефалина и его синтетического аналога даларгина на активность монофенолмонооксигеназы личинок восковой моли // Научные труды МПГУ. Серия: естественные науки. М.: Прометей. 2000. С. 247-248.

69. Семина Н.В. Исследование влияния пептидных гормонов и биогенных аминов на активность ферментов углеводного и липидного обмена Periplaneta americana и Tenebrio molitor // Дисс. к.б.н. М. 2000. 151 с.

70. Сергеев П.В., Шимановский H.J1. Рецепторы физиологически активных веществ. М.: Медицина. 1987. С. 268.

71. Сергутина A.B. Пластичность мозга животных, различных по отношению к стрессу // Новое в изучение пластичности мозга: Материалы конф. Москва, 2000. М. 2000. С. 82.

72. Солнцева Е.И. Роль цАМФ в электрофизиологических эффектах морфина и энкефалинов // Журн. ВНД. 1993. Т. 43. № 5. С. 946-952.

73. Сторожева З.И., Афанасьев И.И., Прошин А.Т., Кудрин B.C. Динамика содержания внеклеточного дофамина в мозге крыс при формировании условного обстановочного страха и учащения акустической реакции вздрагивания // Журн. ВНД. 2002. Т. 52. № 2. С. 189-194.

74. Тигранян P.A. Гормонально-метаболический статус организма при экстремальных воздействиях. М.: Наука. 1990. С. 168-184, 223-256.

75. Угдыжекова Д.С. Опиатергическая модуляция устойчивости сердца к аритмогенным воздействиям // Патол. физиол. и экспер. терапия. 2002. Т. 1. № 1.С. 26-28.

76. Угрюмов М.В. Механизмы нейроэндокринной регуляции. М.: Наука. 1999. С. 81-111.

77. Усенко А.Б., Емельянова Т.Г., Мясоедов Н.Ф. Дерморфины -природные опиоиды с уникальной первичной структурой, определяющей специфику их биологической активности // Изв. АН. Сер. биол. 2002. № 2. С. 192-204.

78. Филиппович Ю.Б. Основы биохимии: Учеб. для хим. и биол. спец. пед. ун-тов и ин-тов. 4-е изд., перераб. и доп. М.: Изд. Агар. 1999. С. 459, 460.

79. Филиппович Ю.Б., Коничев A.C. Множественные формы ферментов насекомых и проблемы сельскохозяйственной энтомологии. М.: Наука. 1987. С. 74.

80. Филиппович Ю.Б., Кутузова Н.М. Гормональная регуляция обмена веществ у насекомых // Биологическая химия (Итоги науки и техники ВИНИТИ АН СССР). М. 1985. Т. 21. С. 134-141.

81. Филиппович Ю.Б., Рославцева С.А., Кутузова Н.М., Барыбкина М.Н., Перегуда Т.А., Иванова Г.Б. физиолого-биохимические основы действия средств борьбы с вредными членистоногими // Итоги науки и техники. ВИНИТИ. Сер. Энтомология. 1988. Т. 8. С. 115-124.

82. Филиппович Ю.Б., Щеголева Л.И. Исследование растворимых белков тканей тутового шелкопряда методом электрофореза в полиакриламидном геле // Докл. АН СССР. 1967. Т. 174. № 1. С. 240-242.

83. Хрунин A.B. Особенности взаимодействия эстераз насекомых и млекопитающих с производными 1,3,2-дигетерафосфоринана и тио- и дитиокислот фосфора, содержащими фрагменты N-ацилированных аминокислот // Автореф. дисс. к.б.н., М.: Тип. МГПУ. 2000. 16 с.

84. Чудакова И.В., Панов A.A. Дофаминергический контроль эндокринной системы насекомого // Физиология и биохимия медиаторных процессов. Тез. докл. IV Всесоюз. конф., посвящ. 85-летию Х.С. Коштоянца, Москва, окт. 1985. М.: Наука. 1985. Т. 2. С. 347.

85. Ш.Шаляпина В.Г., Ракицкая В.В, Родионов Г.Г. Участие дофаминергических процессов в стриатуме в действии кортиколиберина на поведение активных и пассивных крыс // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2002. Т. 88. № 2. С. 213-219.

86. Шамшина Т.Н. Участие неспецифических эстераз насекомых в обмене ювенильных гормонов и их аналогов // Дисс. к.б.н. М. 1986. 158 с.

87. Швец Е.К. Ацетилхолинэстераза персиковой тли Myzus persicae Sulz. тест-фермент для выявления антихолинэстеразного действия фосфорорганических и карбаматных афицидов // Автореф. дисс. к.б.н. С-Пб. 1996. 23 с.

88. Шимановский H.JL, Гуревич К.Г. Биохимическая фармакология опиоидных рецепторов //Нейрохимия. 2000. Т. 17. № 4. С. 259-266.

89. Шитин А.Г. Взаимодействие даларгина с центральными опиоидными рецепторами и с мембранами клеток внутренних органов // Автореф. дисс. к.б.н. М.: ВКНЦ АМН СССР. 1987. 18 с.

90. Яснецов В.В. Эндогенные опиоиды их антагонисты и шок; роль моноаминов // Опиоидные и моноаминовые механизмы регуляции функций организма в экстремальных условиях (Брагин Е.О., Яснецов В.В.). Сер.

91. Физиол. человека и животных. Итоги науки и техники ВИНИТИ. Т. 47. М. 1991. С. 96, 98.

92. Aiello Е., Hager Е., Akiwumi С., Stefano G.B. An opioid mechanism modulates central and not peripheral dopaminergic control of ciliary activity in the marine mussel Mytilus edulis // Cell. Mol. Neurobiol. 1986. V. 6. № 1. P. 17-30.

93. Ali D.W. The aminergic and peptidergic innervation of insect salivary glands // J. Exp. Biol. 1997. V. 200. № 14. P. 1941-1949.

94. Baines D., Downer R.G.H. Octopamine enchances phagocytosis in cockroach hemocytes: involvement of inositol triphosphate // Arch, of Insect Biochem. andPhisiol. 1994. V. 26. № 4. P. 249-261.

95. Bamji S.X., Orchard I. Pharmacological profile of octopamine and 5HT receptors on the lateral oviducts of cockroach Periplaneta americana // Arch. Insect Biochem. and Physiol. 1995. V. 28. № 1. P. 49-62.

96. Barreteau H., Perriere C., Brousse-Gaury P., Trouvin J.H., Binet P., Gayral P., Jacquot C., Goudey-Perriere F. Biogenic amines in newly-ecdysed cockroaches // Сотр. Biochem. and Physiol. C, 1991. V. 98. № 2-3. P. 399-405.

97. Belzunces L.P., Vandame R., Gu X. Modulation of honeybee thermoregulation by adrenergic compounds // NeuroReport. 1996. V. 7. № 10. P. 1601-1604.

98. Bicker G. Biogenic amines in the brain of the honeybee. Cellular distribution, development, and behavioral functions // Microsc. Res. Technique. 1999. V. 44. № 2-3. P. 166-178.

99. Blau C., Wegener G. Metabolic integration in locust flight. The effect of octopamine on fructose 2, 6-bisphosphate content of flight muscle in vivo // J. Сотр. Physiol. В. 1994. V. 164, № 1. P. 11-15.

100. Blenau W., Erber J. Behavioral pharmacology of dopamine, serotonin and putative aminergic ligands in the mushroom bodies of the honeybee (Apis mellifera) // Behav. Brain. Res. 1998. V. 96. № 1-2. P. 115-124.

101. Blenau W., Schmidt M., Faensen D., Schurmann F.W. Neurons with dopamine-like immunoreactivity target mushroom body Kenyon cell somata in the brain of some Hymenopteran insects // Int. J. Insect Morphol. Embryol. 1999. V. 28. №3. P. 203-210.

102. Bloch G., Simon T., Robinson G.E., Hefetz A. Brain biogenic amines and reproductive dominance in bumble bees (Bombus terrestris) // J. Comp. Physiol. A. 2000. V. 186. №3. P. 261-268.

103. Bose C. Malathion-induced changes in biogenicamine levels and acetylcholinesterase activity in cockroach Periplaneta americana // Cu rr. Sci (India). 1991. V. 6. № 12. P. 707-709.

104. Bose C., Agarwal R.A. Carbaryl induced changes in biogenic amine levels and acetylcholinesterase activity in the cockroach // Biog. Amine. 1996. V. 12. № l.P. 19-26.

105. Boundy V.A., Gold S.J., Messer C.J., Chen J., Son J.H., Joh T.H., Nestler E.J. Regulation of tyrosine hydroxylase promoter activity by chronic morphine in TH9.0-LacZ transgenic mice // J. Neurosci. 1998. V. 18. № 23. P. 9989-9995.

106. Cayre M., Buckingham S.D., Yagodin S., Sattelle D.B. Cultured insect mushroom body neurons express functional receptors for acetylcholine, GABA, glutamate, octopamine, and dopamine // J. Neurophysiol. 1999. V. 81. № 1. P. 114.

107. Chiang R.G., Chiang J.A., Davey K.G. A sensory input inhibiting heart rate in an insect, Rhodnius prolixus // Experientia. 1992. V. 48. № 11-12. P. 11221125.

108. Ciarcia G., Cardone A., Paolucci M., Botte V. In vitro effects of beta-endorphin on testicular release of androgens in the lizard Podarcis sicula raf // Mol. Reprod. and Dev. 1996. V. 45. № 3. P. 308-312.

109. Davenport A., Evans P. Sex-related differences in the concentration of Met-enkephalin-like immunoreactivity in the nervous system of an insect, Schistocerca gregaria, revealed by radioimmunoassay // Brain Res. 1986. V. 383. № 1/2. P. 319-322.

110. Davis J.R. Disk electrophpresis. Method and application to human serum proteins // Ann. N-Y. Acad. Sci. 1964. V. 121. № 2. P. 404-427.

111. Davis J.P.L., Pitman R.M. Characterization of receptors mediating the actions of dopamine on an identified inhibitory motoneuron of the cockroach // J. Exp. Biol. 1991. V. 155. № 1. P. 203-217.

112. Degen J., Gewecke M., Roeder T. The Pharmacology of a dopamine receptor in the locust nervous tissue // Eur. J. Pharmacol. 2000. V. 396. № 2-3. P. 59-65.

113. Diehljones W.L., Mandato C.A., Whent G., Downer R.G.H. Monoaminergic regulation of hemocyte activity // J. Insect Physiol. 1996. V. 42. № l.P. 13-19.

114. Dyakonova V.E., Schormann F.W., Sakharov D.A. Effects of serotonergic and opioidergic drugs on escape behaviors and sosial status of male crickets // Naturwissenschaften. 1999. V. 86. № 9. P. 435-437.

115. Dyakonova V.E., Schormann F.W., Sakharov D.A. Social aggressiveness of female and subordinate male crickets is released by opiate receptor antagonist // Acta Biol. Hung. 2000. V. 124. № 1. P. 51-55. .

116. Fields P., Woodring J.P. Octopamine mobilization of lipids and carbohydrates in the house cricket, Acheta domesticus // J. Insect Physiol. 1991. V. 37. №3. P. 193-199.

117. Goldstein R.S., Camhi J.M. Different effects of biogenic amines dopamine, serotonin and octopamine on the thoracic and abdominal portions of the escape circuit in the cockroach // J. Comp. Physiol. A. 1991. V. 168. № 1. P. 103-112.

118. Goudeyperriere F., Barreteau H., Perriere C., Gayral P., Jacquot C., Broussegaury P. Biogenic amine levels in the cockroach Blaberus craniifer burm nervous system // Comp. Biochem. Physiol. PT C. 1991. V. 100. № 3. P. 451-455.

119. Granger N.A., Ebersohl R., Sparks T.C. Pharmacological characterization of dopamine receptors in the corpus allatum of Manduca sexta larvae // Insect Biochem. Molec. Biol. 2000. V. 30. № 8-9. P. 755-766.

120. Granger N.A., Sturgis S.L., Ebersohl R., Geng C.X., Sparks T.C. Dopaminergic control of corpora allata activity in the larval tobacco hornworm, Manduca sexta // Arch. Insect Biochem. PhysioL 1996. V. 32. № 3-4. P. 449-466.

121. Harold J., Ottea J.A. Characterization of esterases associated with profenofos resistance in the tobacco budworm Heliothis virescens (F.) // Arch. Insect Biochem. and Physiol. 2000. V. 45. № 2. P. 47-59.

122. Harris J.W., Woodring J. Effects of stress, age, season, and source colony on levels of octopamine, dopamine and serotonin in the honeybee (Apis mellifera L.) brain // J. Insect Physiol. 1992. V. 38. № 1. P. 29-35.

123. Harrison L.M., Kastin A.J., Weber J.T., Banks W.A., Hurley D.L., Zadina J.E. The opiate system in invertebrates // Peptides. 1994. V. 15. № 6. P. 13091329.

124. Haynes L.W., Smith M.E., Li C. H. The regulation by (3-endorphin and related peptides of collagen-tailed acetylcholinesterase forms in the skeletal muscles of vertebrates // CRC Handbook of Comparative Opioid and Related

125. Neuropeptide Mechanisms (Stefano G.B.) V. 2. CRC Press, Boca Raton. Florida. 1986. P. 65-79.

126. Hentschel E.J. Catecholamines in the reproduction of insects // 19 Int. Congr. Entomol., Beijing, June 28 July 4, 1992: Proc.: Abstr. Beijing. 1992. P. 88.

127. Hirashima A., Eto M. Effect of stress on levels of octopamine, dopamine and serotonin in the american cockroach (Periplaneta americana L.) // Comp. Biochem. Physiol. C. 1993. V. 105. № 2. P. 279-284.

128. Hiruma K., Riddiford L.M. The hormonal regulation of dopa decarboxylase gene expression // 19 Int. Congr. Entomol., Beijing, June 28 July 4, 1992: Proc.: Abstr.-Beijing, 1992. P. 286.

129. Hodgetts R.B., Clark W.C., CTKeefe S.L., Schouls M., Grossgrove K., Guild G.M., von Kalm L. Hormonal induction of dopa decarboxylase in the epidermis Drosophila is mediated by the broad complex // Development. 1995. V. 12. № 11. P. 3913-3922.

130. Homberg U., Davis N.T., Hidebrand J.G. Peptide immunocytochemistry neurosecretory - cells in brain and retrocerebral complex sphinx moth Manduca sexta // J. Comp. Neurol. 1991. V. 303. № 1. P. 35-52.

131. Honkanen A., Ahtee L., Korpi E.R. Volunatary alcohol drinking selectively accelerates dopamine release in . the ventral striatum as reflected by 3-methoxytyramine levels //BrainRes. 1997. V. 774. № 1-2. P. 207-210.

132. Iba M., Nagao T., Urano A.The levels of biogenic amines in the corpora allata, corpora cardiaca and frontal ganglion in the cricket, Gryllus bimaculatus // Zool. Sci. 1996. V. 13. № 2. P. 213-217.

133. Ikemoto Y., Kawaii S., Mizutani J. Microdialysis for the analysis of insect hemolymph // Biosci. Biotechnol. Biochem. 1993. V. 57. № 3. p. 402-404.

134. Ismail S.M.M., Matsumura F. Studies on the biochemical mechanisms of anorexia caused by formamidine pesticides in the American cockroach, Periplaneta americana L. // Pestic. Biochem. and Physiol. 1991. V. 39. № 3. p. 219-231.

135. Jaffe K., Blanco M.E. Involvement of aminoacids, opioids, nitric oxide and NMDA receptors in learning and memory consolidation in cricket // Pharmacol. Biochem. Behav. 1994. V 47. № 4. P. 493-496.

136. Jaffe K., Zabala N.A., De Bellard M.E. Amino acids and memory consolidation in cricket. II. Effect of injected amino acids and opioids on memory // Pharmacol. Biochem. Behav. 1990. V. 35. № 1. P. 133-136.

137. Jiang Z., Meng X. Studies on the isoenzymes of common Fyralicae insect ests and their application in classification //19 I-nt. Congr. Entomol., Beijing, June 28 July 4, 1992: Proc.: Abstr. - Beijing, 1992. P. 128.

138. Kashon M.L., Ward O.B., Grisham W., Ward I.L. Prenatal p-endorphin can modulate some aspects of sexual differentiation in rats // Behav. Neurosci. 1992. V. 106. № 5. P. 555-562.

139. Kaubitzsch S., Hentschel E., Penzlin H. Molecular forms of acetylcholinesterase in the cerebral ganglion during ovulation of Periplaneta americana L. // Zool. Jb. Physiol. 1990. V. 94. № 1. P. 73-81.

140. Kavaliers M., Guglick M.A., Hirst M. Opioid involvement in control of feeding in an insect, the American cockroach // Life Sci. 1987. V. 40. № 7. P. 665672.

141. Kayser H., Meisel H. Stimulation of human peripheral blood lymphocytes by bioactive peptides derived from bovine milk proteins // FEBS Lett. 1996. V. 383. № 1-2. P. 18-20.

142. Kirchhof B.S, Homberg U., Mercer A. R. Development of dopamine -immunoreactive neurons associated with the antennal lobes of the honey bee, Apis mellifera // J. Compar. Neurol. 1999, V. 411. № 4. P. 643-653.

143. Kokay I.C., Ebert P.R., Kirchhof B.S., Merser A.R. Distribution of dopamine receptors and dopamine receptor homologs in the brain of the honey bee, Apis mellifera L. // Microsc. Res. and Techn. 1999. V. 44. № 2-3. P. 179-189.

144. Kokay I.C., Mercer A.R. Age related changes in dopamine receptor densities in the brain of the honeybee, Apis mellifera // J. Comp. Physiol. A. 1997. V. 181. №4. P. 415-423.

145. Komatsu A. Effects of inhibitors of biogenic amine syntesis on the locomotor activity of Drosophila melanogaster: Abstr. 69th Annu. Meet. Zool. Jap., Hiroshima, Sept. 26-28, 1998 //Zool. Sci. 1998. V. 15, Suppl. № 1. P. 117.

146. Kowalski J. Immunomodulatory action of fragments of methionine-enkephalin // Pol. J. Pharmacol. 1997. V. 49. № 2-3. P. 152.

147. Lang I., Walz B. Dopamine stimulates salivary duct cells in the cockroach Periplaneta americana // J. Exp. Biol. 1999. V. 202. № 6. P. 729-738.

148. Lowry O.H., Rosenbrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. V. 193. № 1. P. 265-272.

149. Lundell M.J., Hirsh J. Temporal and spatial development of serotonin and dopamine neurons in Drosophila CNS // Dev. Biol. 1994. V. 165. № 2. P. 385-396.

150. Makman M.H. Interaction of monoamines with opioids and related peptides // CRC Handbook of Comparative Opioid and Related Neuropeptide Mechanisms (Stefano G.B.) V. 1. CRC Press, Boca Raton. Florida. 1986. P. 263271.

151. Martinez E.A., Murray M., Leung M.K., Stefano G.B. Evidence for dopaminergic and opioid involvement in the regulation of locomotor activity in the land crab Gecarcinus lateralis // Comp. Biochem. Physiol. 1988. V. 90 C. № 1. P. 89-93.

152. Matsumoto H., Noguchi H., Hayakawa Y. Elevation of dopamine levels in dyind army worm larvae by insecticidal protein: Abstr. 69th Annu. Meet. Zool. Jap., Hiroshima, Sept. 26-28, 1998 //Zool. Sci. 1998. V. 15, Suppl. № 1. P. 43.

153. Merte J., Nichols R. Drosophila melanogaster FMRFamide-containing peptides: redundant or diverse functions? // Peptides. 2002. V. 23. № 1. P. 209220.

154. Mesce K.A., Delorme A.W., Brelje T.C., Klukas K.A. Dopamine-synthesizing neurons include the putative H-cell homolog in the moth Manduca sexta // J. Comp. Neurol. 2001. V. 430. № 4. P. 501-517.

155. Meyerfernandes J.R., Gondim K.C., Wells M.A. Developmental changes in the response of larval Manduca sexta fat body glycogen phosphorylase to starvation, stress and octopamine // Insect Biochem. Molec. Biol. 2000. V. 30. №5. P. 415-422.

156. Miles C.I., Booker R. Octopamine mimics the effects of parasitism on the foregut of tobacco hornworm Manduca sexta // J. Exp. Biol. 2000. V. 203. № 11. P. 1689-1700.

157. Mobius P., Penzlin H. Stress induced release of octopamine in the american cockroach Periplaneta americana L. // Acta. Biol. Hung. 1993. V. 44. № l.P. 4550.

158. Monastirioti M. Biogenig amine system in the fruit fly Drosophila melanogaster//Microsc. Res. and Techn. 1999. V. 45. № 2. P. 106-121.

159. Morris O.T., Duch C., Stevenson P.A. Differential activation of octopaminergic (DUM) neurones via propriocetors responding to flight muscle contractions in the locust // J. Exp. Biol. 1999. V. 202. № 24. P. 3555-3564.

160. Nagabhushanam R., Saraojini R., Reddy P.S., Devi M., Fingerman M. Opioid peptides in invertebrates localization, distribution and possible functional roles // Current science. 1995. V. 69. № 8. P. 659-671.

161. Nagao T., Tanimura T., Shimozawa T. Neurohormonal control of the mating interval in the male criket, Gryllus bimaculatus DeGreer // J. Comp. Physiol. 1991. V. 168. № 2. P. 159-164.

162. Negri L., Melchiorry P., Lattanzi R. Pharmacology of amphibian opiate peptides // Peptides. 2000. V. 21. № 11. P. 1639-1647.

163. Noguchi H., Hayakawa Y. Role of dopamine at the oneset of pupal diapause in the cabbage armyworm Mamestra brassicae // FEBS Lett. 1997. V. 413. № l.P. 157-161.

164. Noguchi H., Hayakawa Y. Dopamine is a key factor for the induction of egg diapause of the silkworm, Bombyx mori // Eur. J. Biochem. 2001. V. 268. № 3. P. 774-780.

165. Nunez J., Maldonado H., Miralto A., Balderrama N. The stinging response of honeybee: effects of morphine, naloxone and other opioid peptides // Pharmacol. Biochem. Behav. 1983. V. 19. № 9. P. 921-924.

166. Nykamp D.A., Lange A.B. Interaction between octopamine and proctolin on the oviducts of Locusta migratoria // J. Insect Physiol. 2000. V. 46. № 5. P. 809-816.

167. Orchard I., Martin R.J., Sloleu B.D., Downer R.G.H. The association of 5-hydroxytryptamine, octopamine and dopamine with the intrinsic (glandular) lobe of the corpus cardiacum of Locusta migratoria // Can. J. Zool. 1986. V. 64. № 1. P. 271-274.

168. Orchard I., Ramirez J.-M., Lange A.B. Multifunctional role for octopamine in locust flight // Annu. Rev. Entomol. 1993. V. 38. Palo Alto (Calif.). P. 227-249.

169. Pages M., Jimenez F., Ferrus A., Paralta E., Ramirez G., Gelpi E. Enkephalin-like immunoreactivity in Drosophila melanogaster // Neuropeptides. 1983. V. 4. № 1. P. 87-98.

170. Park J.H., Keeley L.L. The effect of biogenic amines and their analogs on carbohydrate metabolism in the fat body of the cockroach Blaberus discoidalis // Gen. Comp. Endocrinol. 1998. V. 110. № 1. P. 88-95.

171. Penzlin H. The role of octopamine in controlling visceral functions in insects // 1st Int. Conf. of Insects: Chemical, Physiol, and Environm. Aspects. Sept. 26-29, 1994 / Wroclaw Univ. Inst, of Chemistry. Ladek Zdroj, 1994. P. 10.

172. Pfluger H.J., Duch C. The functional role of octopaminergic neurons in insect motor behavior // Acta. Biol. Hung. 2000. V. 51. № 2-4. P. 343-348.

173. Phang T., Ji I., Ji Tae H. No need of acetic acid for processing polyacrylamide gels // Anal. Biochem. 1996. V. 234. № 1. P. 96-97.

174. Pintureau B. Enzymatic analysis of the genus Trichogramma (Hym.: Trichogrammatidae) in Europe//Entomophaga. '1993. V. 38. № 3. P. 411-431.

175. Polakiewicz R.D., Schieferl S.M., Gingras A.-C., Sonenberg N., Comb M.J. |u-opioid receptor activates signaling pathways implicated in cell survival and translational control // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. № 36. P. 23534-23541.

176. Prier K.R., Beckman O.H., Tublitz N.J. Modulating a modulator biogenic amines at subthreshold levels potentiate peptide mediated cardioexcitation of the heart of the tobacco hawkmoth Manduca sexta // J. Exp. Biol. 1994. V. 197. № 12. P. 377-391.

177. Pyza E., Golembiowska K., Antkiewiczmichaluk L. Serotonin, dopamine, noradrenaline and their metabolites levels in the brain of the house cricket

178. Acheta domesticus L) during a 24-hour period and after administration of quipazine-A 5-Ht2 receptor agonist // Comp. Biochem. Physiol. C. 1991. V. 100. № 3. P. 365-371.

179. Rafaeli A., Gileadi C. Inhibitory action of octopamine and analogs on pheromone biosinthesis // Phytoparasitica. 1997. V. 25. № 2. P. 168-169.

180. Ramirez J.-M., Orchard I. Octopaminergic modulation of the forewing stretch receptor in the Locusta migratoria // J. Exp. Biol. 1990. V. 149. № 1. P. 255-279.

181. Reale V., Hannan F., Hall L.M., Evans P.D. Agonist specific coupling of a cloned drosophila melanogaster Dl-like-dopamine-receptor to multiple 2nd-messenger pathways by synthetic agonists // J. Neurosci. 1997. V. 17. № 17. P. 6545-6553.

182. Richter K. Further phisiological evidence for nervous regulation of the prothoracic gland in the cockroach Periplaneta americana // Zool. Jahrb. Abt. Allg. Zool. and Phisiol. Tiere. 1993. V. 97. № 1. P. 31-46.

183. Riley D.G., Tan W.J., Wolfenbarger D. Activities of enzymes associated with inheritance of bifenthrin resistance in the silverleaf whitefly, Bemisia argentifolii // Southwestern entomologist. 2000. V. 25. № 3. P. 201-211.

184. Robbins T.W., Everitt B.J. Drug addiction: bad habits add up // Nature. 1999. V. 398. № 6675. P. 567-579.

185. Roelofs W.L. Chemistry of sex attraction // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. № 1. P. 44-49.

186. Rusin K.I., Moisés H.C. mu-Opioid receptor activation reduces multiple components of high threshold calcium current in" rat sensory neurons // J. Neurosci. 1995. V. 15. №6. P. 4315-4327.

187. Santoro C., Hall L.M., Zukin R. S. Characterization of two classes of opioid binding sites in Drosophila melanogaster head membranes // J. Neurochem. 1990. V. 54. № l.P. 164-170.

188. Scharrer B., Pacmen L., Smith E.M., Hughes T.K., Liu Y., Pope M., Stefano G.B. The presence and effects of Mammalian signal molecules inimmunocytes of the insect Leucophaea maderae // Cell and Tissue Res. 1996. V. 283. № i.p. 93-97.

189. Schomburg D. (editor) Enzime Handbook. 1991. V. 3. P. 6/c.

190. Schoofs L., Schooten S., Huybrechts R., De Loof A. Metionine-enkephalin immunoreactivity in the gonads and nervous system of two insect species: Locusta migratoria and Sarcophaga bullata // Gen. and Сотр. Endocrinol. 1988. V. 69. № 1. P. 1-12.

191. Schulz D.J., Robinson G.E. Biogenic amines in honeybee brain regions during adult behavioral development // 5th Int. Congr. Neuroethol, San Diego, Calif., Aug. 23-28, 1998: Program and Abstr. San Diego (Calif.). 1998. 6/c.

192. Shimizy Т., Takeda N. Aromatic amino acid and amine levels in the hemolymph of parasitized and unparasitized larvae of Mythimna separata // Z. Naturforsch. C. 1994. V. 49. № 9.10. P. 693-695.

193. Shiraishi M.A., Yamamoto T. Change of dopamine and serotonin contents in the supraesophageal ganglion after feeding in blowfly, Phormia regina: Pap. 62nd Annu. Meet. Zool. Soc. Japan., Okayama, Oct. 13-15, 1991 // Zool. Sci. 1991. V. 8. №6. P. 1046.

194. Shiraishi M.A., Yamamoto Т., Matsumoto Т., Kuroki T. Elevation of the brain dopamine level after the recurrent nerve cut in the blowfly, Phormia regina M. //Zool. Sci. 1995. V. 12. № 6, Suppl. P. 101.

195. Sinakevitch I.G., Geffard M., Pelhate M., Lapied B. Octopaminergic dorsal unpaired median (Dum) neurons innervating the colleterial glands of the female cockroach Periplaneta americana // J. Exp. Biol. "1995. V. 198. № 7. P. 1539-1544.

196. Small G.J., Hemingway J. Differential glycosylation produces heterogeneity in elevated esterases associated with insecticide resistance in the brown planthopper Nilaparvata lugens Stal // Insect Biochem. Molec. Biol. 2000. V. 30. № 6. P. 443-453.

197. Soderlund D.M., Bloomquist J.R. Molecular mechanisms of insecticide resistance // Pesticide resistance in arthopods (Roush R.T, Tabashnik B.E.). Routledge Chapman & Hall Inc. New York. 1990. P. 58-96.

198. Stefano G. B. Comparative aspects of opioid-dopamine interaction // Cell. Mol. Neurobiol. 1982. V. 2. № 1. P. 167-178.

199. Stefano G.B., Scharrer B., Leung M.K. Neurobiology of opioids in Leucophaea maderae // Cockroaches as Models for Neurobiology: Appications in Biomedical Research. 1989 a. CRC Press. Boca Raton. P. 85-102.

200. Stefano G.B., Scharrer B., Smith E.M., Magazine H.I., Bilfinger T.V., Hartman A.R., Fricchione G.L., Liu Y., Makman M.H. Opioid and opiateimmunoregulatory processes // Critical Rev. Immunol. 1996. V. 16. № 2. P. 109143.

201. Stevenson P.A., Hofmann H.A., Schoch K., Schildberger K. The fight and flight responses of crickets depleted of biogenic amines // J. Neurobiol. 2000. V. 43. №2. P. 107-120.

202. Sula J., Weyda F. Esterase polymorphism in several populations of the two-spotted spider mite, Tetranichus urticae Koch // Experientia. 1983. V. 39. № 1. P. 78-79.

203. Thorpe A., Duve H. Morphological, biochemical, and physiological studies on insect enkephalins // Progress in Comparative Endocrinology (Epple A., Scanes C.G., Stetson M.H.). Wiley-Liss. Inc. 1990. P. 293-299.

204. Tillet Y. Catecholaminergic neuronal systems in the diencephalon of mamals // Phylogeny and development of catecholamine systems in the CNS of vertebrates (Smeets W.J.A.J., Reiner A.). Cambridge: Cambridge Univ. press. 1994. P. 207-246.

205. Torfs H., Vanpoyer W., Poels J., Swinnen E., Deloof A., Vandenbroeck J. Tyramine injections reduce locust viability // Acta. Biol. Hung. 2000. V. 51. № 24. P. 349-354.

206. Vaccarino A.L., Kastin A.J. Endogenous opiates: 2000 // Peptides. 2001. V. 22. № 12. P. 2257-2328.

207. Van Asperen K. A study of housefly esterase by means of sensitive colorimetric method // J. Insect Physiol. 1962. V. 8. № 3. P. 401-416.

208. Verhaert P., De Loof A. Immunocytochemical localization of a Methionine-enkephalin-resembling neuropeptide in the central nervous system of the American cockroach, Periplaneta americana // J. Comp. Neurol. 1985. V. 239. № l.P. 54-61.

209. Vie A., Cigna M., Toci R., Birman S. Differential regulation of Drosophila tyrosine hydroxylase isoforms by dopamine binding and cAMP-dependent phosphorylation // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. № 24. P. 16788-16795.

210. Wegener G. Flying insects model systems in exercise physiology // Experientia. 1996. V. 52. № 5. P. 404-412.

211. Weiseleicher A., Haspel G., Libersat F. Vomen of a parasitoid wasp induces prolonged grooming in the cockroach // J. Exp. Biol. 1999. V. 202. № 8. P. 957-964.

212. Weiseleichler A., Libersat F. Neuromodulation of flight initiation by octopamine in the cockroach Periplaneta americana // J. Comp. Physiol. A. 1996. V. 179. № 1. P. 103-112.

213. Weiss A., Penzlin H. Effect of morfine and naloxone on shock avoidance learning in headless cockroaches (Periplaneta americana L.) // Physiol. Behav. 1987. V. 39. №4. P. 445-451.

214. Wendt B., Homberg U. Immunocytochemistry of dopamine in the brain of the locust Schistocerca gregaria // J. Comp. Neurol. 1992. V. 321. № 3. P. 387403.

215. Woodring J. P., McBride L.A., Fields P. The role of octopamine in handling and exercise induced hyperglycaemia and hyperlipaemia in Acheta domesticus // J. Insect Physiol. 1989. V. 35. № 8. P. 613-617.

216. Yamamoto D., Ishikawa S. Neuromodulator octopamine attenuates extrajunctional glutamate sensitivity in insect muscle // Arch. Insect Biochem. and Physiol. 1991. V. 18. № 4. P. 265-272.

217. Yao H.W., Jiang C.Y., Ye G.Y., Cheng J.A. Distribution patterns of carboxylesterase and acetylcholinesterase in the white-backed planthopper,170

218. Sogatella furcifera (Hemiptera: Delphacidae) // J. of Zhejiang Univ. (Agric. & Life Sci.). 2001. V. 27. № l.P. 5-10.

219. Yarygin K.N., Xi-Hong Z., Lee N.M. Non-opioid dynorphin binding site on secretory vesicles of a pituitary-derived cell line // Brain Res. 1998. V. 791. № 1-2. P. 99-107.

220. Zabala N.A., Gomez M.A. Morphine analgesia, tolerance and addiction in cricket Pteronemobius sp. (Orthoptera, Insecta) // Pharmacol. Biochem. Behav. 1991. V. 40. №8. P. 887-891.

221. Zabala N.A., Miralto A., Maldonado H., Nunez J.A., Jaffe K., Calderon L.C. Opiate receptor in praying mantis: effect of morphine and naloxon // Pharmacol. Biochem. Behav. 1984. V. 20. № 6. P. 683-687.

222. Zagon I.S., McLaughlin P. Identification of opioid peptides regulating proliferation of neurons and glia in the developing nervous system // Brain Res. 1991. V. 542. №3. P. 318-323.