Генетические и ферментные системы деструкции ароматических соединений бактерий порядка Actinomycetales

Шумкова, Екатерина Сергеевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Генетические и ферментные системы деструкции ароматических соединений бактерий порядка Actinomycetales
ВАК РФ 03.00.07, Микробиология

Автореферат диссертации по теме "Генетические и ферментные системы деструкции ароматических соединений бактерий порядка Actinomycetales"

На правах рукописи

и V-»-'

ШУМКОВА Екатерина Сергеевна

ГЕНЕТИЧЕСКИЕ И ФЕРМЕНТНЫЕ СИСТЕМЫ ДЕСТРУКЦИИ АРОМАТИЧЕСКИХ СОЕДИНЕНИЙ БАКТЕРИЙ ПОРЯДКА А СТШОМУСЕТЛЬЕХ

03.00.07 Микробиология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Пермь-2009

003465575

Работа выполнена в лаборатории химического мутагенеза Института экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН, Пермь

Научный руководитель:

кандидат биологических наук Плотникова Елена Генриховна

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук Куюкпна Мария Станиславовна доктор медицинских наук Несчисляев Валерий Александрович

Ведущая организация: Институт биологии УНЦ РАН, Уфа

Защита состоится « 3 » 2009 г. в часов на заседании диссертационного

совета ДМ004.019.01 в Институте экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН по адресу: 614081, г. Пермь, ул. Голева, д. 13. Факс: (342) 2446711.

Автореферат диссертации размещен на сайте Института экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН (http://www.iegm.ru).

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН.

Автореферат разослан « / » лк\ь**а 2009 г. Ученый секретарь диссертационного совета,

кандидат биологических наук

Максимова Юлия Геннадьевна

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Среди ароматических углеводородов, входящих в число распространенных химических загрязнителей окружающей среды, имеются вещества, образующиеся в природных биохимических процессах (фенолы, бифенил), а также соединения исключительно антропогенного происхождения (галогепзамещенные бифеиилы и бензойные кислоты - продукты их расщепления, галофенолы) (Bedard, 2003; Bajaj et al., 2008). Благодаря устойчивости к физическим и химическим воздействиям (галоген)ароматические соединения слабо подвержены абиотическому разложению. Их высокая токсичность, способность накапливаться в организме человека приводят к развитию ряда заболеваний, в том числе онкологических (Faroon et al., 2003), что является причиной поиска эффективных способов обезвреживания подобных поллютантов. Известно, что бактерии играют основную роль в разложении (галоген)ароматических углеводородов в природе и, таким образом, становятся все более перспективными объектами для создания биотехнологий восстановления природной среды (Wood, 2008; Gomez-De Jessus, 2009).

К настоящему времени хорошо исследованы грамотрицательные бактерии-деструкторы (галоген)ароматических соединений (Pieper, 2005; Field, Sierra-Alvarez, 2008). Грамположительные бактерии, в частности представители порядка Actinomycetales (класс Actinobacteria) (Stackebrandt et al., 1997), изучены в гораздо меньшей степени, хотя обладают обширным потенциалом в отношении разложения устойчивых ксенобиотиков, широко распространены в природных и антропогенных почвах, сохраняют метаболическую активность в разных диапазонах температур, pH и минерализации среды (Нестеренко, 1985; Ившина, 1997; Martinkova et al., 2009). Среди них описаны деструкторы бифенила/полихлорированных бифенилов (ПХБ), хлорбензойных кислот, фенольных соединений. Наиболее полно биохимические и генетические особенности катаболизма таких веществ исследованы у представителей рода Rhodococcus (Соляникова, 2007; Häggblom et al., 1988; Labbe et al. 1997; Takeda et al., 2004). Информация о биодеградативных свойствах актиномицетов других родов, в том числе Arthrobacter, Dietzia, Janibacter, ограничена (Sierra et al., 2003; Abraham et al, 2005).

Большинство бифенилдеградиругощих бактерий способны разлагать бифенил/ПХБ только до (хлор)бензойных кислот (рис. 1), дальнейшее разложение которых осуществляется другими группами бактерий (Unterman, 1996; Wiegel, Wu, 2000). Известно всего несколько природных штаммов грамотрицательиых бактерий родов Burkholderia, Enterobacter, Pseudomonas, Ralstonia, осуществляющих полную деструкцию хлорированных бифенилов (Kim, Picardal, 2000, 2001; Adebusoye et al., 2007, 2008), а также активный деструктор моно(поли)ароматических углеводородов Rhodococcus ruber Р25(=ИЭГМ 896), выделенный сотрудниками нашей лаборатории (Плотникова и др., 2006). Изучение молекулярных основ разложения хлорированных бифенилов и хлорбензойных кислот у штамма R. ruber Р25 представляет несомненный интерес. С другой стороны, в качестве одного из распространенных интермедиатов расщепления ароматических соединений, в том числе хлор(метил)замещенных бифенилов, бензойных кислот и фенольных соединений, выступает (замещенный)пирокатехин, раскрытие ароматического кольца которого является ключевой реакцией, осуществляемой дециклизующими диоксигеназами -пирокатехин диоксигеназами (Shlomann, 1994). Информация о ферментах орто-расщепления метилзамещенных пирокатехинов и биохимических путях орто-расщепления фенола у грамположительных бактерий весьма ограничена (Bruce, Cain, 1988; Cha et al., 1998; Solyanikova, Golovleva, 2004).

Цель настоящей работы - изучение молекулярно-генетических и биохимических основ де1радации ароматических соединений разного строения -фенола, бифенила, хлор- и метилбензойных кислот бактериями порядка Actinomycetales, выделенными из техногешюзагрязненных почв.

Основные задачи исследования

1. Определить таксономическое положение бактерий-деструкторов бифенила/хлорбифенилов, выделенных из техногешюзагрязненных почв Пермского края.

2. Изучить разнообразие генов, кодирующих большую субъединицу диоксигеназ, гидроксилирующих бензольное кольцо ароматических соединений, бактерий-деструкторов бифенила/хлорбифенилов.

3. Исследовать гены бактерий родов Rhodococcus и Arthrobacter, контролирующие дегалогепирование пара-хлорбензойной кислоты — промежуточного продукта разложения и ¿ра-хлорированных бифенилов.

4. Изучить биохимические пути деструкции /горя-метилбензойной кислоты у штамма Rhodococcus ruber Р25(=ИЭГМ 896).

5. Исследовать ключевые ферменты разложения фенола у штамма Rhodococcus opacus 1G.

Научная новизна. Определено таксономическое положение грамположительных бактерий-деструкторов бифенила/хлорбифешигав, выделенных из техногенных почв Пермского "края. У бактерий родов Arthrobacter, Dietzia, Janibacter, Rhodococcus, способных к разложению бифешша, определены нуклеотидные последовательности, кодирующие каталитическую субъединицу диоксигеназ, гидроксилирующих бензольное кольцо ароматических соединений. На основании результатов исследования структуры и полиморфизма исследуемых фрагментов ДНК вьивлены уникальные нуклеотидные последовательности, отличающиеся от гомологичных последовательностей известных бактерий-деструкторов ароматических соединений. Впервые у бактерий рода Rhodococcus обнаружены и охарактеризованы гены, кодирующие компоненты 4-хлорбензоат-дегалогеназы. Впервые у бактерий рода Rhodococcus выявлен новый тип ферментов, осуществляющих о/няо-расщепление ароматического кольца - метшширокатехин 1,2-диоксигеназа. Выделены и охарактеризованы ключевые ферменты орто-расщепления фенола из клеток R. opacus 1G, отличающегося высокой биодеградативной активностью по отношению к этому соединению.

у грамположительных бактерий. Особенности ключевых ферментов деструкции фенола штамма R. opacus 1G позволяют использовать его в системах очистки промышленных стоков, содержащих фенольные соединения, в качестве перспективного деструктора. На основании полученных данных разработан метод разложения фенола иммобилизованными клетками R. opacus 1G в установке колоночного типа (Шумкова и др., 2009). Полученные знания о новых генетических элементах и биохимических путях разложения устойчивых ксенобиотиков могут приметаться при создании генноинженерных штаммов, обладающих необходимым метаболическим потенциалом, или получении ферментов с заданными свойствами для возможного их применения в биотехнологических целях. Материалы диссертации используются в лекционных курсах на кафедрах микробиологии и иммунологии, ботаники и генетики растений Пермского государственного университета.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Бактерии-деструкторы бифенила/хлорированных бифенилов, выделенные из техногешюзагрязненных почв Пермского края, принадлежат к родам Artlirobacter, Dietzia, Janibacter и Rhodococcus порядка Actinomycetales.

2. Бактерии порядка Actinomycetales характеризуются разнообразием генов, контролирующих начальный этап деструкции ароматических соединений -гидроксилирование бензольпого кольца. Выявленные нуклеотидные последовательности представителей рода Rhodococcus гомологичны на 98-99% bphAl генам подсемейства бифенил/толуол диоксигеназ известных бактерий-деструкторов бифенила/ПХБ этого рода, тогда как бактерии родов Arthrobacter и Janibacter содержат уникальные последовательности, отличающиеся от гомологичных генов известных диоксигеназ данного подсемейства.

3. Деструктор хлорбифенилов Rhodococcus ruber Р25(=ИЭГМ 896) содержит Ус6-гены, контролирующие дегалогенирование иаря-хлорбензойной кислоты, не описанные ранее у бактерий этого рода. Сходство генов fcbA и fcbB с гомологичными нуклеотидными последовательностями известных деструкторов иора-хлорбензойной кислоты рода Arthrobacter составляет 98% и 99%, соответственно.

1,2-диоксигеназы, осуществляющие ор/яо-расщепление ароматического кольца. В клетках штамма Rhodococcus ruber Р25(=ИЭГМ 896) обнаружен фермент нового типа - метилпирокатехин 1,2-диоксигеназа, не описанный ранее для грамположительных бактерий.

Апробация работы и публикации. Основные положения диссертационной работы были представлены на 10-й, 11-й и 12-й международной школе-конференции молодых ученых «Биология - наука XXI века», г. Пущино (2006, 2007, 2008); молодежной конференции «Актуальные аспекты современной микробиологии», г. Москва (2007); международной научной конференции "Микроорганизмы и биосфера", г. Москва (2007); региональной конференции молодых ученых «Современные проблемы экологии, микробиологии и иммунологии», Екатеринург-Пермь (2007); III международной конференции «Микробное разнообразие: состояние, стратегия сохранения, биотехнологический потенциал, ICOMID 2008», г. Пермь (2008) и международной научной конференции «Современное состояние и перспективы развития микробиологии и биотехнологии», г. Минск (2008).

По теме диссертации опубликовано 14 научных работ, в том числе 1 статья в рецензируемом журнале.

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на /<У страницах печатного текста, иллюстрирована 35 рисунками и 19 таблицами; состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, четырех глав экспериментальных исследований, заключения, выводов, списка цитируемой литературы, включающего 287 наименований, и приложений.

Связь работы с научными программами. Диссертационная работа выполнена в соответствии с планом НИР Института экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН и является частью исследований, проводимых по теме «Биохимические и генетические системы трансформации сложных органических соединений бактерий, перспективных для биотехнологии» (номер государственной регистрации НИР 0120.0406511). Исследования поддержаны грантами РФФИ (№ 04-04-96042-р_урал_а, №07-04-97625-р_урал_офи), Программой интеграционных фундаментальных исследований, выполняемых в УрО РАН совместно с учеными СО РАН (проект «Микробные сообщества экстремальных экосистем»).

Список принятых сокращений. АКО - аминокислотный остаток, Б/Т ДО -бифенил/толуол диоксигеназы, МБК - метилбензойная кислота, МПК -метилпирокатехин, МЦИ - муконатциклоизомераза, ПК 1,2-ДО - пирокатехин 1,2-диоксигеназа, ПХБ - полихлорбифенилы, ХБК - хлорбензойная кислота, ХПК -хлорпирокатехин.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Бактериальные штаммы. В работе использовали бактерии-деструкторы бифенила/хлорбифенилов и деструкторы хлорбензойных кислот, изолированные ранее из почв, загрязненных галогенированными ароматическими соединениями (г. Пермь); из почв и ила, загрязненных отходами химических и соледобывающих производств (г. Березники, Пермский край) (Плотникова и др., 1998; Рыбкина, 2003); бактерии-деструкторы фенола/хлорфенолов из рабочей коллекции лаборатории энзиматической деградации органических соединений ИБФМ им. Г.К. Скрябина РАН (г. Пущино, Московская область). Для сравнения bph-теиов бактерий порядка Actinomycetales с гомологичными генами грамотрицательных бактерий использовали бактерии рода Pseudomons, выделенные из почв, загрязненных ПХБ (г. Серпухов, Московская область) (Плотникова и др., 1998). При исследовании fcb-тепоъ использовали штамм-деструктор 4-хлорбензойной кислоты (4ХБК) Arthrobacter globiformis КЗТ1 (Zaitscv et ah, 1991).

Среды и условия культивирования. Культивирование бактерий проводили в жидких и на агаризованных минеральных средах К1 (Зайцев, Карасевич, 1981), G (Горлатов и др., 1989) при 28' С. В качестве единственного источника углерода и энергии добавляли одно из соединений: бифенил, 4ХБК, 4-метилбензойную кислоту (4МБК), фенол. Для получения биомассы с целью выделения и очистки ферментов проводили культивирование бактерий в 10-ти литровом биореакторе в минеральной среде G, используя 4МБК или фенол в качестве единственного источника углерода и энергии. Для оценки чистоты культур бактерии выращивали на полноценной среде Luria-Bertrani (Маниатис и др., 1984).

Ростовые характеристики бактерий-деструкторов изучали в периодических культурах при выращивании в колбах объемом 750 мл на орбитальном шейкере (160 об/мин) при 28° С. Определение биомассы проводили путем измерения

оптической плотности (OD5W) культуралыюй жидкости на спектрофотометре Shimadzu UV-160 (Япония) в кювете с длиной оптического пути 1 см. Расчет удельной скорости роста (р.), времени удвоения (tj), длительности lag-фазы (Ti) проводили по стандартным формулам (Перт, 1978). Способность бактерий-деструкторов бифенила к росту на феноле, бензоле, толуоле оценивали при культивировании на агаризованиых минеральных средах с добавлением одного из субстратов.

Определение таксономического положения микроорганизмов.

Морфологические и физиолого-биохимические признаки бактерий исследовали согласно стандартным методикам (Методы общей бактериологии, 1983). Изомер диаминопимелиновой кислоты в продуктах гидролиза клеточных стенок определяли методом бумажной хроматографии (Вескег, 1964). Анализ Сахаров гидролизатов целых клеток и клеточных стенок проводили по методике (Lechevalier, 1968). Препараты клеточных стенок получали по методу, описанному (Schleifer, Kandler, 1972). Предварительную группировку штаммов бактерий осуществляли методом REP-ПЦР (Versalovic et al., 1994). Для амплификации генов 16S рРНК использовали эубактериальные праймеры Í27 и rl493 (Tiirola et al., 2002).

Исследование функциональных генов. Выделение ДНК проводили по стандартной методике (Wilson, 1995). Обработку ДНК эндонуклеазами рестрикции, электрофорез в агарозном геле проводили в соответствии с рекомендациями (Маниатис и др., 1984). Для амплификации fcb-теаоз использовали праймеры, сконструированные на основе гомологичных последователпостей feb-генов штаммов Arthrobacter sp. SU и A. globiformis КЗТГ(Rodrigues et al., 2001). Для амплификации bph-тетв использовали вырожденные праймеры, подобранные к участкам генов, кодирующих а-субъединицы известных ферментов подсемейства бифенил/толуол диоксигеназ (Witzig et al., 2006).

Определение и анализ нуклеотидных последовательностей. Определение нуклеотидных последовательностей гена 16S рРНК и функциональных генов проводили с применением набора реактивов CEQ Dye Terminator Cycle Sequencing Kit на автоматическом секвенаторе MegaBASE 1000 в соответствии с рекомендациями производителя (JSC GE Healthcare, США). Трансляцию определенных нуклеотидных последовательностей функциональных генов

осуществляли с помощью программы VectorNTI 10 (https://catalog.invitrogen.com). Нуклеотидные/аминокислотные последовательности выравнивали с помощью CLUSTAL W (Thompson et al., 1994). Построение филогенетического древа производили с помощью пакета программ TREECON (Van de Peer, DeWachter, 1994). Для филогенетического анализа нуклеотидных последовательностей использовали программы BLAST (http://www.ncbi.nlm.nih.gov). Поиск гомологичных последовательностей проводили по базам данных GenBank (http:/www.ncbi.nlm.nih.gov) и EzTaxon {http://www.eztaxon.org).

Очистка и характеристика ферментов. Разрушение клеток проводили методом экструзионной дезинтеграции на ИБФМ-прессе. Для очистки ферментов использовали установку FPLC (Pharmacia, Швеция). Очистку пирокатехин 1,2-диоксигеназ (ПК 1,2-ДО) осуществляли с последовательным использованием стадий анионообменной хроматографии на Q-Sepharose, гидрофобной хроматографии на Phenyl-Sepharose CL-4B, гель-фильтрации на Superdex 75 или Superdex 200, анионообменной хроматографии на Resource Q и гидрофобной хроматографии на Resource Iso. Очистку муконатциклоизомераз (МЦИ) проводили с использованием стадий Q-Sepharose, Phenyl-Sepharose CL-4B и прогревания при 60"С. Чистоту препаратов ферментов оценивали методом электрофореза в полиакриламидном геле в присутствии додецилсульфата натрия (Ds-Na-ПААГ-электрофорез) (Laemmly, 1970). Определение активности ферментов проводили на спектрофотометре Shimadzu UV-160 (Япония), в кварцевой кювете с длиной оптического пути 1 см при 25°С. Активность ПК 1,2-ДО определяли используя модифицированный метод (Hayaishi et al., 1957). Активность МЦИ - модифицированным методом, описанным ранее (Kuhm et al, 1990). Единицу активности определяли как количество фермента, катализирующее превращение 1 мкМ субстрата или образование 1 мкМ продукта в минуту. Относительную активность рассчитывали, принимая за 100% активность с незамещенным субстратом. Константы Михаэлиса (Кт) для ферментов и значения максимальной скорости реакции (Утах) определяли методом двойных обратных величин в координатах 1/v, 1/5, где S - концентрация субстрата. Константы ингибирования (КО определяли графически по методу (Dixon, 1953). Концентрацию белка определяли по модифицированному методу Брэдфорда (Schlomann et al., 1990).

Статистическая обработка результатов. Повторность опытов трехкратная. Для обработки данных использовались программы Excel 5.0. и SigmaPlot 2000.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Определение таксономического положения бактерий-деструкторов бифенила. Все исследуемые микроорганизмы являются грамположительными аэробными бактериями, клетки которых неподвижны, не образуют спор, продуцируют каталазу. Для исследуемых бактериальных культур (за исключением штаммов Р9 и Р27а) характерен трехстадийный морфогенетический цикл развития (кокки - палочковидные клетки - кокки). Клетки штаммов Р9 и Р27а представляют собой кокки или, в молодой культуре, короткие палочки. В клеточной стенке исследуемых бактерий (за исключением штамма Р24а) присутствует мезо-диаминопимелиновая кислота и, у штаммов В7а, ВЮба, G12a, К109, PI, Р2(51), P2kr, P2m, Р23а и Р29а, арабиноза и галактоза, что соответствует IV хемотипу клеточной стенки. Большинство бактерий способны к активному росту в диапазоне температур 8-42'С и рН среды 6-9. Исключение составили штаммы Р9, Р24а, Р27а, Р29а, способные к росту в диапазоне температур 20-37°С.

С помощью предварительной группировки исследуемых бактерий методом REP-ПЦР и филогенетического анализа нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК был выявлен высокий уровень сходства исследуемых штаммов с представителями родов Arthrobacter, Dietzia, Janibacter, Rhodococcus (табл. 1).

Таблица 1.

Сравнение нуклеотидных последовательностей генов 168 рРНК штаммов-деструкторов бифенила с гомологичными последовательностями

типовых штаммов _

Исследуемый Типовой штамм (номер GenBank) Сходство,

штамм %

В 7а Rhodococcus erythropolis DSM 430661 (X79289) 99.1

ВЮба Rhodococcus erythropolis DSM 43066 1 (X79289) 100

G12a Rhodococcus erythropolis DSM 43066' (X79289) 98.0

Kl 09 Dietzia maris DSM 43672' (X79290) 100

PI Rhodococcus wratislaviensis NCIMB 13082 T (Z37138) 96.9

P2kr Rhodococcus qingshengii djl-6 (DQ09096) 98.4

P9 Janibacter terrae CS 121 (AFI 76948) 98.8

P23a Rhodococcus erythropolis DSM 43066' (X79289) 100

P24a Arthrobacter nitroguajacolicus G2-1 (AJ512504) 97.7

P27a Janibacter terrae CS12' (AFI 76948) 99.9

P29a Rhodococcus ruber DSM 43338' (X80625) 100

На основании полученных данных исследуемые бактерии-деструкторы бифенила были отнесены к четырем семействам порядка Actinomycetales (класс Actinobacteria): Dietziaceae (Dietzia sp. Kl 09), Nocardiaceae (Rhodococcus sp. B7a, В 106a, G 12a, PI, P2(51), P2kr, P2m, P23a, P29a), Intrasporangiaceae (Janibacter sp. P9, P27a) и Micrococcaceae (Arthrobacter sp. P24a).

Полиморфизм генов, кодирующих а-субъединицы ферментов подсемейства бифенил/толуол диоксигеназ, бактерий-деструкторов бифенила/хлорбифенилов. Ключевым ферментом, осуществляющим первый этап окисления бифенила/хлорбифенилов - гидроксилирование ароматического кольца, и определяющим спектр утилизируемых бактериями хлорированных бифенилов, является бифенил 2,3-диоксигеназа (Takeda et al., 2004; Iwasaki et al., 2006). Субстратная специфичность бифенил диоксигеназы в значительной степени зависит от структуры активного центра в составе каталитического домена ее а-субъединицы. Ферменты, осуществляющие гидроксилирование ароматического кольца бифенила/ПХБ, на основании сравнения аминокислотных последовательностей а-субъединиц относятся к подсемейству бифенил/толуол диоксигеназ (Б/Т ДО) (Gibson, Parales, 2000).

Методом полимеразной цепной реакции был проведен скрининг 24 штаммов, осуществляющих деструкцию бифенила, на наличие в их геноме нуклеотидных последовательностей, кодирующих а-субъединицы ферментов подсемейства Б/Т ДО (рис. 1). С матрицы ДНК четырнадцати штаммов был получен ПЦР-продукт размером около 500 п.н. Амплифицированные участки ДНК соответствуют правой части генов а-субъединиц терминальных оксигеназ, включающей каталитический центр (Zielinski et al., 2002). В то же время с ДНК активных бактерий-деструкторов бифенила/хлорбифенилов рода Rhodococcus (штаммы В7а, В 106а, G 12а, P2m, P2kr, Р23а, Р25), отсутствовала специфичная амплификация. Несмотря на сформировавшуюся в процессе эволюции специализацию ферментов по отношению к конкретным субстратам, наблюдается перекрывание спектров окисляемых соединений даже для диоксигеназ, относящихся к разным подсемействам (Barriault, Sylvestre, 1999; Raschke et al., 2001). С другой стороны, известны бактерии родов Sphingomonas, Bacillus, Rhodococcus, осуществляющие деструкцию бифенила с

А)

Б)

амплифицируемая область

»fjS а-субъединица бифенил диоксигеназы ß-субъединица бифенил диоксигеназы ферредоксин ■ I,, оксидоредуктаза

'fj/' бифенилдигидродиол-дегидрогенаэа

2,3-дигидроксиифенил-1,2-диоксигенказа регулятор

Рис. 1- Схема «верхнего» пути деструкции бифенила/ПХБ (А) и bph-опероиа (Б), контролирующего начальные этапы разложения бифенила/ПХБ, штамма Rhodococcus sp. RHA1 (Masai et al. 1995; Takeda et al. 2004). Короткими стрелками обозначены праймеры (Witzig et al., 2006). I - (хлор)бифенил, II -(хлор)бифенил 2,3-дигидродиол, III - 2,3-дигидрокси(хлор)бифенил, IV - 2-гидрокси-6-оксо-6-фенилгекса-2,4-диеновая кислота, V - (хлор)бензойная кислота.

помощью бифенил 2,3-диоксигеназ, существенно отличающихся от ферментов подсемейства Б/Т ДО и сходных с фенантрен и нафталин диоксигеназами бактерий-деструкторов полициклических углеводородов (Romine et al., 1999; Mukeijee-Dhar et al., 2005; Taguchi et al., 2007; Yang et al., 2007). Полученные нами данные свидетельствует об отличии ключевых ферментов вышеперечисленных бактерий, осуществляющих первый этап деструкции бифенила, от ферментов подсемейства Б/Т ДО.

Для выявления сходства и различий между исследуемыми участками генов, кодирующих а-субъединицы Б/Т ДО, был проведен анализ полиморфизма длин рестрикционных фрагментов (ПДРФ) полученных ампликонов. По результатам гидролиза ДНК эндонуклеазами Hhal и НаеIII бактерии порядка Actinomycetales можно подразделить на три группы (рис. 2). К первой группе относятся штаммы

I II

я Грамотрицательные щ ^ бактерии

Грамотрицательные бактерии

(А)

(Б)

Рис. 2. Электрофорсграммы рестрикционных фрагментов, полученных при обработке аипликонов эндонуклеазами Hha\ (А) и НаеШ (Б):

Rhodococcus sp. (штаммы: 3 - PI, 4 - Р12, 5 - Р13, 6 - Р20, 7 - G10), Janibacter sp. (штаммы: 8 - P9, 9 - P27a), 12 - Arthrobacter sp. P24a, 13 - Cellulomonas sp. P28, Pseudomonas sp. (штаммы: 14 - S9, 15 - S13, 16 - S210, 17 - S211, 18 - S212); 2, 19 - Rhodococcus sp. P20 (ампликон, не обработанный эндонуклеазой); 1, 10, 20 -маркер молекулярных масс 100-1000 п.н. («Силекс», Россия); 11 - маркер молекулярных масс pUC19 ДНК/ Msp\ («Силекс», Россия).

Rhodococcus sp. PI, Р12, Р13, Р20, осуществляющие деструкцию бифенила/хлорбифенилов, нафталина, бензола, толуола. Единственным представителем второй группы был штамм Rhodococcus sp. G10, осуществляющий трансформацию бифенила/хлорбифенилов и активно растущий на бензоле и толуоле. В третью группу вошли штаммы Arthrobacter sp. Р24а, Cellulomonas sp. Р28, Janibacter sp. P27a и P9, способные к слабому росту на бифениле.

Были определены нуклеотидные последовательности, амплифицированные с ДНК бактерий - представителей трех групп, выявленных в результате ПДРФ-анализа {Rhodococcus sp. PI, Р12, Р13, G10, Janibacter sp. P9, P27a, Arthrobacter sp. P24a).

Поскольку известны бифенил 2,3-Диоксгеназы, существенно отличающиеся от таковых как грамположительных, так и грамотрицательных бактерий (Arai et al., 1998; Romine et al., 1999), было проведено сравнение нуклеотидных последовательностей бактерий порядка Actinomycetales с последовательностями, амплифицированными с ДНК протеобактерий.

Амплифицированные фрагменты генов бактерий рода Rhodococcus существенно отличались от гомологичных генов бактерий рода Pseudomonas (рис. 3). Исследуемые участки ДНК штаммов Rhodococcus sp. PI, Р12 и PI3 были на 98 и 99% сходны с генами, кодирующими а-субъединицы бифенил 2,3-диоксигеназ, известного деструктора ПХБ Rhodococcus sp. RHA1 (GenBank D32142) и разлагающего бифенил R. opacus BIE-20 (GenBank AJ544524),

0.5

—I—

|(Ш

Pseudomonas sp. B2A (AJ544518) Pseudomonas sp. S13 (FJ752168) Pseudomonas sp. S210 (FJ752169) Pseudomonas sp. S9 (FJ752172) Pseudomonas sp. S212 (FJ752170) Pseudomonas sp. B4 (U95054)

lH) Burkhohjena xenovotans LB400 (M86384) 4 Rafstonia eutropha H850 (AJ544525)

loo I Pseudomonas sp. Cam-1 (AY027651) I P. pseudoalcaligenes KF707 (M83673)

_Rhodococcus sp. M5 (U27591)

100 j Rhodococcus sp. G10

I Arthrobacter sp. 3YC3 (DQ336942) Rhodococcus sp. RHA1 (D32142) raj Rhodococcus opacus BIE-20 (AJ544524) Rhodococcus sp. P12 (FJ765412) Rhodococcus sp. P13 (FJ752171) Rhodococcus sp. P1 (FJ752167)__

__lanibacter sp. P27a

—1S°J Arthrobacter sp. P24a

1U01

Janibacter sp. P9

О et

t Ш

4 о с

Рис. 3. Древо сходства нуклеотидных последовательностей, гомологичных исследуемым участкам генов «-субъединиц подсемейства бифенил/толуол диоксигеназ, построенное методом UPGMA. Масштаб соответствует 10 нуклеотидным заменам на каждые 100 нуклеотидов. "Bootstrap"-анализ проведен на 1000 повторностях. Римскими цифрами обозначены номера геномогрупп. Жирным шрифтом выделены штаммы, исследуемые в настоящей работе. В скобках указаны номера последовательностей, депонированных в GenBank.

соответственно (рис. 3). Амплифицированный фрагмент ДНК Rhodococcus sp. G10 на 98% сходен с геном а-субъединицы гидроксилирующей диоксигеназы деструктора толуола Arthrobacter sp. 3YC3 (GenBank DQ336942). У бактерий родов Janibacter и Arthrobacter обнаружены уникальные нуклеотидные последовательности, отличающиеся от генов, кодирующих большие субъединицы известных гидроксилирующих диоксигеназ как грамположительных, так и грамотрицательных бактерий (рис. 3).

По определенным нуклеотидным последовательностям а-субъединиц гидроксилирующих диоксигеназ были выведены (см. методы) аминокислотные последовательности длиной около 150 аминокислотных остатков (АКО) (рис. 4).

кластер Амплифицируемая область

N [2--2S, 1!-П F°(H) С

No 20 40 60 80 100 120 1 40 160 ISO 200 22 АКО Риске-домен 3 240 2 60 200 300 320 340 360 3S 400 420 440 460

Каталитический домен

Рис. 4. Схема а-субъединицы бифенил 2,3-диоксигеназы ШеНг^кл ел а!., 2002). Заштрихованный и белый участки соответствуют каталитическому и Риске доменам, соответственно; короткие вертикальные линии, соединенные горизонтальной, показывают расположение лигандов железо-серного кластера и мононуклеарного железа активного центра; длинными вертикальными линиями и стрелками выделен исследуемый нами сегмент; внизу отображена нумерация АКО.

Сравнение АКО исследуемых диоксигеназ, соответствующих аминокислотам активных центров диоксигеназ известных деструкторов ароматических соединений (г1еНп8к1 ег а/., 2003; 8иепа§а еГ а1, 2005; Реггаго ег а/., 2007), подтвердило закономерности, выявленные на основании филогенетического анализа нуклеотидных последовательностей. Так, исследуемые родококки отличались от известных деструкторов бифенила/ПХБ данного рода только по одному АКО активного центра фермента (ТЬг-320). На этом основании можно предположить, что субстратная специфичность бифенил диоксигеназ исследуемых бактерий рода Rhodococcus сходна с таковой бифенил 2,3-диоксигеназы деструктора ПХБ Rhodococcus ер. ЯНА1 (изоформа ВрЬА1), которая проявляет высокую активность по отношению к ди- и трихлорбифенилам с заместителями в орто-положении в одном

или обоих кольцах (Iwasaki et al., 2006). АКО активного центра диоксигеназы Rhodococcus sp. G10 были идентичны соответствующим АКО диоксигеназы деструктора толуола Arthrobacter sp. 3YC3 (Witzig et al., 2006). У представителей родов Janibacter и Arthrobacter АКО активного центра в положениях 287 и 336 отличались от соответствующих АКО известных гидроксилирующих диоксигеназ ароматических соединений. Кроме того, некоторые АКО отсутствовали вследствие обширных делеций (табл. 2).

Таблица 2.

Сравнение аминокислотных остатков, формирующих активный центр а-субъединиц гидроксилирующих диоксигеназ

ЖАКО 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 3 3 3 3 3 3 3 3 3

2 2 2 2 3 3 3 3 3 7 7 8 8 2 2 2 3 3 4 7 7 8

штамм 6 7 8 9 0 1 3 4 9 5 7 3 7 0 2 3 3 6 2 7 8 4

BIE-20 0 F С S D м н А Н G Y L I А 9 н L I W Т F F

RHA1 0 F С S D м н А Н G Y L I А 9 н L I VV т F F

I) Р1.Р12, Р13 9 F С S D м н А н G Y L I Т 9 н L I W т F F

3YC3 0 F с S D м н А н G Y М М F 9 н L V W т F F

II) С, 10 9 F с S D м II А II G Y N м F 9 II L V W т F -

III) Р24а, Р27а 9 F с S D м н А н G F . D F 9 н L Y W N F F

Р9 9 F с S D м II А н G F - D - - - L Y W К F F

LB400 9 F с S D м н А н G Y S V V 9 н L F W N F F

KF707 О F с S D м н А н G F м V F 9 н L I W Т F F

В2а 9 F с S D м н А н G Y I V F 9 н L I W т F F

S9,S13, S2I0, S212 9 F с S D м II А II G Y I V F 9 II L I W т F F

Примечание. Серым цветом выделены варьирующие АКО активных центров диоксигеназ, жирным шрифтом - номера штаммов и аминокислоты, исследуемые в настоящей работе. Для сравнения использовались аминокислотные последовательности а-субъединиц гидроксилирующих диоксигеназ известных штаммов-деструкторов Rhodococcus sp. RHA1, R. opacus BIE-20, Arthrobacter sp. 3YC3, B. xenovorans LB400, P. pseudoalcaligenes KF707, Pseudomonas sp. B2a и бактерий, исследуемых в настоящей работе: Rhodococcus sp. PI, Р12, Р13, G10, Janibacter sp. P9, P27a, Arthrobacter sp. P24a, Pseudomonas sp. S9, S13, S210, S212.

а-Субъединицы бифенил диоксигеназ исследуемых протеобактерий рода Pseudomonas по АКО, определяющим субстратную специфичность данного фермента у грамотрицательных бактерий (11е-336 и Thr-377) были сходны с бифенил 2,3-диоксигеназой Р. pseudoalcaligenes KF707, которая характеризуется узким спектром окисляемых изомеров ПХБ и высокой активностью по отношению к пара-хлорбифенилам (Suenaga et al., 2002) (табл. 2).

Исследование fcb-генов, контролирующих дегалогенирование /ш/ш-хлорбензойной кислоты, бактерий родов Rhodococcus и Arthrobacter. Хлорбензойные кислоты (ХБК) являются промежуточными продуктами расщепления хлорированных бифенилов (рис. 1). Одним из механизмов разложения пара-ХБК у

бактерий является гидролитическое дегалогенирование (Зайцев, Карасевич, 1981; Eisner et al., 1991). Эту реакцию катализирует трехкомпонентная 4ХБК-дегалогеназа, включающая 4-хлорбензоат-КоА-лигазу (FcbA), 4-хлорбензоил-КоА-дегалогеназу (FcbB) и 4-гидроксибензоат:КоА-тиоэстеразу (FcbC) (рис. 5).

о о- FcbA О ОСоА О ОН Рис. 5. Схема гидро-

(fcbA)

ç с и—/ *с v-—> с литического дегалогени-

АТФ, КоА J^ HjO J^ н^О J^ рования 4ХБК. I - 4ХБК,

II - 4-хлорбензоил-КоА,

III - 4-гидроксибензоил-Cl Cl он ОН КоА, IV - 4-гидрокси-

беизоат.

С ДНК исследуемых штаммов Arthrobacter sp. Н4, Н5 и R. ruber Р25 получены ПЦР-продукты длиной около 600 п.н., соответствующие фрагментам генов fcbA и fcbB известного деструктора 4ХБК A. globiformis КЗТ1 (рис. 6).

Рис. 6. Электрофореграмма продуктов ПЦР-амплификации генов fcbA и fcbB штаммов-деструкторов 4ХБК. 2, 5 - R. ruber Р25, 1,4 - A. globiformis КЗТ1, 1,2-fcbA, 4, 5 - fcbB, 3 - маркер молекулярных масс 1000 п.н. («Силекс», Россия).

1 2 3 4 5

Установлено, что уровень гомологии участка гена fcbA R. ruber Р25 с генами, кодирующими 4-хлоробензоат-СоА-лигазу, бактерий A. globiformis КЗТ1, A. ramosus FG1, Arthrobacter sp. SU, Arthrobacter sp. TM1 составил 98-99%; с гомологичным геном Arthrobacter sp. FHP1 - 95% (рис. 7). Обнаружено 98-99% сходство участка гена fcbB штамма R. ruber Р25 с гомологичными нуклеотидными последовательностями, кодирующими 4-хлоробензоат-СоА-дегалогеназу известных представителей рода Arthrobacter (рис. 7). В литературе не описано фактов присутствия fcb-ттоъ у природных бактерий рода Rhodococcus.

Для участков генов fob А и fcbB штамма Arthrobacter sp. Н4 обнаружено 100% сходство с гомологичными последовательностями большинства бактерий рода Arthrobacter (рис. 7).

Следует отметить, что штамм R. ruber Р25, способный полностью разлагать хлорбифенилы, и деструкторы пара-ХБК рода Arthrobacter (штаммы Н4, Н5), выделены из одних и тех же почв (Рыбкина, 2003). Гены, контролирующие деструкцию пара-ХБК, могут входить в состав плазмид и транспозопов (Zaitsev et al.,

A. globifarmis КЗТ1 (pCA311) (AF304300) Arthrobacter sp. Н4 Arthrobacter sp. TM1 (AF042490) A. ramosus FG1 (AM231748) Arthrobactersp. SU (pASU1) (M931B7)

Arthrobactersp. FHP1 (AB041030) Rhodococcus ruber PZ5 («ИЭГМ ¡36) PseuOorronas sp. DJ-12 (AF051771) Alcallgenes sp. AL3007 (pss70) (AF537222)

(A)

0.5 0.4 0J

Arthrobacter sp. SU (pASUI) (M93187) ] A ramosus FG1 (AM231748)

- Rhodococcus ruber P25 ("ИЭГМ 886)

A gtobiiorms K3T1 (pCA311) (AF304300)

Arthrobacter sp. TM1 (AF042490)

Arthrobacter sp. H4

Arthrobacter sp. FHP1 [1J (AB041030) Arthrobacter sp. FHP1 [21 (AB041030)

iwi| Pseudomonas sp. DJ-12 (AF05Î771)

Alcatigenes sp. AL3007 (pss70) (AF537222)

(Б)

Рис. 7. Древо сходства иуклеотидных последовательностей, гомологичных исследуемым участкам генов fcbA (А) и fcbB (Б) штаммов R. ruber Р25 и Arthrobacter sp. Н4. Масштаб соответствует 10 нуклеотидным заменам на каждые 100 нуклеотидов. "Bootstrap''-анализ проведен на 1000 повторностях. Жирным шрифтом выделены штаммы, исследуемые в настоящей работе. В скобках указаны номера последовательностей, депонированных в GenBank.

1991; Peel, Wyndham, 1999), кроме того,/¿¿-гены бактерий рода Arthrobacter успешно экспрессируются в клетках бактерий рода Rhodococcus (Rodrigues et al., 2006). Таким образом, не исключена возможность горизонтального переноса кластера генов fcb от бактерий рода Arthrobacter в клетки R. ruber Р25.

Исследование ключевых ферментов деструкции центральных иптермедиатов расщепления ароматических соединений.

Биохимический путь разложения лдря-метилбензойной кислоты штаммом Rhodococcus ruber Р25. Метилбензойные кислоты (МБК) могут выступать в качестве интермедиатов разложения метилбифенилов, присутствующих в нефтях (Белицкая, Серебренникова, 2008). Часто деструкция этих соединений идет через метилпирокатехины (МПК), которые, как правило, расщепляются по мета-пут (Camara et al., 2007). Известно несколько бактериальных штаммов, у которых деструкция метилпирокатехинов осуществляется ферментами модифицированного орто-пути, хлорпирокатехин 1,2-диоксигеназами (Bruce, Cain, 1988; Cha et al., 1998). Нами было установлено, что штамм R. ruber Р25 активно растет на пара-МБК (рис. 8). Культура R. ruber Р25 при периодическом культивировании на данном субстрате в концентрации 0.5 г/л достигала максимальной плотности 0.85 о.е. за 70 часов инкубации (рис. 8).

В бесклеточном экстракте, полученном из биомассы штамма R. ruber Р25, выращенной на пара-МБК, были определены активности пирокатехин 1,2-диоксигспазы (ПК 1,2-ДО) и муконатциклоизомеразы (МЦИ)

Рис. 8. Рост штамма R. ruber Р25 на пара метилбензойной кислоте.

и не было обнаружено активности пирокатехин 2,3-диоксигеназы. Следовательно, разложение иора-МБК данным штаммом идет по opwo-пути.

Удельная активность ПК 1,2-ДО на конечном этапе очистки составляла 5.4 ед./мг белка. Молекулярная масса субъединицы выделенного фермента, определенная методом Ds-Na-ПААГ-электрофореза, составила около 35 кДа (рис. 9), что соответствует размерам субъединиц известных ферментов этого класса (Wang et al., 2006).

ПК 1,2-ДО

кДа

66 000

45 000 36 000

29000 Рис. 9. Ds-Na-ПААГ-электро-

форез очищенной пирокатехин 1,2-диоксигеназы штамма R. ruber Р25.

20000 1 - ПК 1,2-ДО, 2 - стандарты

молекулярных масс SigmaMarker™ и ооо («Sigma», США).

24 000

Как видно из табл. 3, относительная активность ПК 1,2-ДО, выделенной из клеток штамма R. ruber Р25, с метилпирокатехинами выше, чем с пирокатехином, что отличает этот фермент от ПК 1,2-ДО классического орто-щт. Вместе с тем, скорость окисления хлорпирокатехинов (ХПК) изучаемым ферментом очень низка, что отличает его от хлорпирокатехин 1,2-диоксигеназ модифицированного opmo-vcym (Maltseva et al., 1994) и позволяет отнести к новому типу диоксигеназ - метилпирокатехин 1,2-диоксигеназам. Фермент с подобными свойствами был обнаружен только у грамотрицательных бактерий (штамм Pseudomonas sp. МТ1) (Camara et al., 2007).

Были исследованы физико-химические и каталитические свойства очищенного фермента. Ингибиторами конкурентного типа для ПК 1,2-ДО R. ruber Р25 являлись тетраХПК, 3,5-, 3,6-, 4,5- диХПК и 2-хлорфенол (константы ингибирования 1, 0.3, 0.4, 0.5 и 25 мкМ, соответственно). 4-Хлорфенол, 4МБК, 4ХБК в концентрациях до 200 мкМ не ингибировали ПК 1,2-ДО R. ruber Р25. Максимальная активность

Таблица 3.

Субстратная специфичность ПК 1,2-ДО штамма R. ruber Р25_

Субстрат Относительная активность, % Удельная активность, ед./мг белка Кк, мкМ V г мах, мкМ/мин

Бесклеточный экстракт Очищенный( >ермент

пирокатехин 100 100 5.4 7 6.7

ЗМПК 186 195 11.1 40 10.0

4МПК 102 117 6.7 25 5.9

ЗХПК 2.1 н.о. н.о. н.о. н.о.

4ХПК 2.4 н.о. н.о. н.о. н.о.

Примечание, «н.о.» — не определяли.

фермента с пирокатехином проявлялась при 50°С, что на 5-10°С выше, чем у известных пирокатехин диоксигеназ (Briganti et al., 2000; Matsumura et al., 2004; Cha et al., 2006); pH оптимум находился в пределах 7.2 - 7.4, что согласуется с литературными данными (Kalogeris et al., 2006; Wang et al., 2006).

Удельная активность очищенной МЦИ составила 2.2 ед./мг белка. Выделенная МЦИ по субстратной специфичности была сходна с ферментами классического орто-пути расщепления пирокатехина: активности с 2-хлормуконатом не наблюдалось.

Ключевые Ферменты орто-расщепления пирокатехина у штамма-деструктора фенола Rhodococcus opacus 1G. Штамм характеризуется широкой субстратной специфичностью: осуществляет деструкцию бензойной, иаря-метилбензойной кислот, фенола, хлорфенолов, 2,4-дихлорфеноксиуксусной кислоты. Особый интерес представляет способность R. opacus 1G разлагать высокие концентрации фенола. Выявлено, что оптимальная концентрация фенола в среде культивирования для роста культуры R. opacus 1G составила 0.75 г/л (рис. 10). Немногие грамположительные бактерии способны к росту на феноле при таких высоких концентрациях этого субстрата (Margesin et al.. 2005; Rehfuss, Urban, 2005).

Из клеток штамма R. opacus 1G, выращенного на феноле, выделены две изоформы ПК 1,2-ДО (обозначенные ПК 1,2-Д01 и ПК 1,2-ДОП) и МЦИ. ПК 1,2-ДОП отличалась от ПК 1.2-Д01 в 10 раз более высокой удельной активностью уже на первом этапе очистки (2.58 ед./мг, для ПК 1,2-ДОН, по сравнению с 0.23 ед./мг белка, для ПК 1,2-Д01). Удельная активность ПК 1,2-ДОН на конечном этапе очистки

С®545 0,8

0,7

0,6

0,5

0,4

0,3

0,2

0,1

0,0

т 2

РАС

20 25 Время, ч

Рис. 10. Рост штамма Л. орасш Ю при периодическом культивиро-ванин на феноле: 1 - 0.3 г/л, 2 - 0.5 г/л, 3 - 0.75 г/л, 4-Х г/л.

составила 29.61 ед./мг, что существенно выше удельных активностей пирокатехин 1,2-диоксигеназ других бактерий рода Югойососсш (МаИэеуа е/ а/., 1994) и сравнимо с активностями диоксигеназ классического орто-пути расщепления пирокатехина многих грамотрицательных бактерий (8а1тЛ-1^*паи et а1., 1996; Bпganti еЬ а1., 1997, 2000). Удельная активность очищенной МЦИ равнялась 8.3 ед./мг белка.

Активность обеих изоформ ПК 1,2-ДО с метилпирокатехинами была существенно ниже активности с пирокатехином, активность ПК 1,2-ДОП с 4-хлорпирокатехином бьша незначительна (табл. 4). Таким образом, оба изофермента являются пирокатехин 1,2-диоксигеназами классического орто-пути расщепления пирокатехина.

Таблица 4.

Субстратная специфичность ПК 1,2-Д01 и ПК 1,2-ДОП

Субстрат ПК 1,2-ДО! ПК 1,2-ДОП

Относительная активность, % Км> мкМ ^мако мкМ/мин

пирокатехин 100 100 1.4 22.6

ЗМПК 26 16 1.3 4.2

4МПК 32 34 1.3 5.0

4ХПК II. о. 6 н.о. н.о.

Примечание, «и.о.» - не определяли.

Были детально исследованы физико-химические и каталитические свойства ПК 1,2-ДОН. Наиболее сильными конкурентными ингибиторами являлись 3,5- и 4,5-диХПК, 3-фторпирокатехин, 2- и 3-хлорфенолы (К, для этих соединении составили 0.25, 0.5, 0.23, 6.5 и 2 мкМ, соответственно). Фенол, 4-хлорфенол слабо ингибировали активность фермента (К{ 110 и 125 мкМ, соответственно). 4МБК в концентрации до 500 мкМ, а также 2-, 3- и 4ХБК в концентрациях до 1000 мкМ не ингибировали активность ПК 1,2-ДОП. Высокая избирательность к пирокатехину и низкая афинность к фенолу, 4-хлорфенолу и замещенным бензойным кислотам указывают на перспективность использования штамма R. opacus 1G для очистки промышленных стоков от фенольпых загрязнений.

Максимум активности ПК 1,2-ДОН с пирокатехином наблюдался при 45°С, что соответствует литературным данным (Briganti et al., 2000; Wang et al., 2006), значение pH оптимума, 6.5-7.2 было ниже, чем это характерно для большинства исследованных пирокатехин 1,2-диоксигеназ (Sanakis et al., 2003; Kolomytseva et al., 2007). Фермент был стабилен при хранении: через 550 ч инкубации при -10°С и 4°С активность составляла 90% от первоначальной.

ВЫВОДЫ

1. На основании ряда фенотипических признаков и филогенетического анализа определено таксономическое положение 13 штаммов-деструкторов бифенила, выделенных из техногеннозагрязненных почв Пермского края: исследуемые организмы являются бактериями порядка Actinomycetales (класс Actinobacteria), родов Arthrobacter, Dietzia, Janibacter, Rhodococciis.

2. Показано, что для исследуемых бактерий порядка Actinomycetales характерен полиморфизм генов, кодирующих а-субъединицы подсемейства бифенил/толуол диоксигеназ. Проанализированные нуклеотидные последовательности представителей рода Rhodococcus (штаммы PI, Р12, Р13) на 98-99% гомологичны bphAl генам подсемейства бифенил/толуол диоксигеназ известных бактерий-деструкторов бифенила/ПХБ этого рода, тогда как бактерии родов Arthrobacter (штамм Р24а) и Janibacter (штаммы Р9, Р27а) содержат уникальные последовательности, отличающиеся от гомологичных генов известных диоксигеназ данного подсемейства.

3. В геноме бактерий рода Rhodococcus обнаружены /сб-гены, кодирующие компоненты 4-хлорбензоат-дегалогеназы. Уровень сходства исследуемых участков ДНК Rhodococcus ruber Р25(=ИЭГМ 896) с гомологичными генами известных бактерий-деструкторов 4-хлорбензойной кислоты рода Arthrobacter составил 98% (fcbA) и 99% (fcbB).

4. В клетках Rhodococcus ruber Р25(=ИЭГМ 896) - активного деструктора ароматических соединений, обнаружена метилпирокатехпн 1,2-диоксигеназа, принадлежащая новому типу ферментов орто-расщепления ароматического кольца пирокатехинов.

5. Из клеток штамма Rhodococcus opacus 1G выделены две изоформы пирокатехин 1,2-диоксигеназы классического орто-пути, одна из которых характеризуется высокой удельной активностью (29.6 ед./мг) по сравнению с изученными пирокатехазами грамположительных бактерий, что свидетельствует о перспективности исследуемого штамма для использования в системах очистки промышленных стоков, содержащих фенол.

Благодарности

Автор выражает благодарность заведующей ЛЭДОС ИБФМ им. Г.К. Скрябина РАН, д.б.н., профессору, заслуженному деятелю науки РФ Л.А. Головлевой и д.б.н. И.П. Соляниковой за совместную работу по исследованию ферментов и помощь при обсуждении результатов, заведующей Всероссийской коллекцией микроорганизмов ИБФМ им. Г.К. Скрябина РАН, д.б.н. Л.И. Евтушенко и к.б.н. Л.В. Дорофеевой за помощь при идентификации исследуемых бактерий.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

1. Шумкова Е.С. Изучение fcb генов, контролирующих гидролитическое дегалогенирование хлорбензойной кислоты, штамма Rhodococcus ruber Р25 / Е.С. Шумкова, Л.Н. Ананьина, Д.О. Рыбкина, Е.Г. Плотникова // Биология - наука XXI века: Тезисы международной конф. молодых ученых. - Путцино, 2006. -С. 221-222.

2. Лобова И.В. Изучение штаммов-деструкторов ароматических и хлорароматических соединений, выделенных из техногенных почв / И.В. Лобова,

Е.С. Шумкова, Д.О. Рыбкина // Биология - наука XXI века: Тезисы международной конф. молодых ученых. - Пущино, 2006.- С. 198-199.

3. Шумкова Е.С. Изучение ключевых ферментов метаболизма пирокатехина штамма Rhodococcus opacus 1G / Е.С. Шумкова, И.П. Соляникова, Е.Г. Плотникова, JI.A. Головлева // Биология - наука XXI века: Тезисы международной конф. молодых ученых. - Пущино, 2007.- С. 166-167.

4. Шумкова Е.С. Метилпирокатехин 1,2-диоксигеназа - новый тип ферментов орто-расщепления замещенных пирокатехипов / Е.С. Шумкова, И.П. Соляникова, Е.И. Юдина и др. // Актуальные аспекты современной микробиологии: Материалы международной конф. молодых ученых. - Москва, 2007. - С. 139-140.

5. Шумкова Е.С. Скрининг ключевых генов катаболизма бифенила у бактерий / Е.С. Шумкова, Е.Г. Плотникова // Биомика - наука XXI века: Материалы школы-семинара молодых ученых. - Уфа, 2007. - С. 150-151.

6. Соляникова И.П. Вариабельность ферментных систем родококков при росте на ароматических соединениях / И.П. Соляникова, Д.О. Рыбкина, Е.С. Шумкова и др. // Микроорганизмы и биосфера: Материалы международной научной конференции. -Москва, 2007. - С. 114 - 115.

7. Шумкова Е.С. Скрининг штаммов грамположительных бактерий, окисляющих замещенные и незамещенные моноароматические соединения / Е.С. Шумкова, И.П. Соляникова, Е.Г. Плотникова, JI.A. Головлева // Современные проблемы экологии, микробиологии и иммунологии: Материалы региональной конференции молодых ученых. - Екатеринург-Пермь, 2007. - С. 123-125.

8. Шумкова Е.С. Изучение генов, контролирующих реакцию дегапогенирования, бактерий-деструкторов 4-хлорбензоата / Е.С. Шумкова, И.В. Лобова, JI.H. Ананьина, Е.Г. Плотникова // Вестник Пермского университета. Серия биология. - 2007. - В. 5. -С. 117-122.

9. Шумкова Е.С. Анализ нуклеотидных последовательностей генов, кодирующих а-субъединицу бифенил 2,3-диоксигеназы, бактерий-деструкторов бифенила и полихлорбифенилов / Е.С. Шумкова, JI.H. Ананьина, Е.Г. Плотникова // Биология -наука XXI века: Тезисы международной конференции молодых ученых. - Пущино, 2008.-С. 278-279.

10. Шумкова Е.С. Полиморфизм генов, кодирующих а-субъединицу бифенил ,3-диоксигеназы, бактерий-деструкторов бифенила и полихлорированных бифенилов

Е.С. Шумкова, JI.H. Ананьина, Е.Г. Плотникова, В.А. Демаков И Микробное азнообразие: состояние, стратегия сохранения, биотехнологический потенциал. COMID 2008: Материалы международной конференции. - Пермь, 2008. - С. 110.

11. Шумкова Е.С. Разложение иора-замещенных ароматических соединений 'таммом Rhodococcus ruber Р25 / Е.С. Шумкова, Е.Г. Плотникова, И.П. Соляникова и р. // Современное состояние и перспективы развития микробиологии и иотехнологии: Материалы международной научной конференция. - Минск, 2008. -.10-11.

12. Плотникова Е.Г. Аэробные бактерии-деструкторы полиароматических соединений, выделенные из техногеннозагрязненных почв / Е.Г. Плотникова, JI.H. Ананьина, Е.С. Шумкова и др. // Современное состояние и перспективы развития микробиологии и биотехнологии: Материалы международной научной конференции. - Минск, 2008. - С. 17 - 19.

13. Шумкова Е.С. Скрининг и изучение ключевых генов катаболизма бифенила у бактерий / Е.С. Шумкова, Л.Н. Ананьина, Е.Г. Плотникова // Вестник Пермского университета. Серия биология. - 2008. - В. 9. - С. 53-57.

14. Шумкова Е.С. Разложение фенола штаммом Rhodococcus opacus 1Q / Е.С. Шумкова, И.П. Соляникова, Е.Г. Плотникова, Л.А. Головлева // Прикладная биохимия и микробиология. - 2009. - №1. - С. 43-49.

Шумкова Екатерина Сергеевна

ГЕНЕТИЧЕСКИЕ И ФЕРМЕНТНЫЕ СИСТЕМЫ ДЕСТРУКЦИИ АРОМАТИЧЕСКИХ СОЕДИНЕНИЙ БАКТЕРИЙ ПОРЯДКА ACTINOMYCETAL.ES

АВТОРЕФЕРАТ

Подписано в печать 26.02.2009. Тираж 100 экз. Усл. печ. л. 1. Формат 60*90/16. Набор компьютерный. Заказ № 49/2009.

Отпечатано в типографии ИД "Пресстайм" Адрес: 614025, г. Пермь, ул. Героев Хасана, 105

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Шумкова, Екатерина Сергеевна

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Бактерии-деструкторы (хлор)ароматических соединений.

1.1.1. Бактерии-деструкторы бифенила/ПХБ.

1.1.2. Бактерии-деструкторы хлорбензойных кислот.

1.1.3. Бактерии-деструкторы фенола/хлорфенолов.

1.2. Метаболические пути деструкции ароматических соединений различного строения у .бактерий.

1.2.1. Катаболизм бифенила/ПХБ аэробными бактериями.

1.2.2. Пути метаболизма хлорбензойных кислот.

1.2.3. Пути аэробного разложения фенолов/хлорфенолов.

1.2.4. Пути метаболизма пирокатехина, хлор- и метилзамещенных пирокатехинов.

1.3. Ключевые ферменты деструкции ароматических соединений.

1.3.1. Бифенил 2,3-диоксигеназа - ключевой фермент разложения бифенила/ПХБ.

1.3.2. Пирокатехин 1,2-диоксигеназа — ключевой фермент деструкции пирокатехинов.

1.4. Бактериальные генетические системы разложения ароматических соединений.

1.4.1. Организация генов деструкции бифенила/ПХБ.

1.4.2. Организация генов, контролирующих дегалогенирование 4-хлорбензойной кислоты.

1.5. Бактерии порядка АсИпотусе1а1е$ как перспективные деструкторы ксенобиотиков.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Бактериальные штаммы.

2.2. Среды и условия культивирования.

2.3. Определение субстратной специфичности бактериальных штаммов.

2.4. Определение ростовых характеристик.

2.5. Морфологические и физиолого-биохимические методы идентификации бактерий.

2.6. Анализ хемотаксономических признаков бактерий.

2.7. Молекулярно-генетические методы.

2.7.1. Выделение тотальной ДНК.

2.7.2. Электрофорез ДНК в агарозном геле.

2.7.3. REP-ПЦР.

2.7.4. Амплификация гена 16S рРНК.

2.7.5. Скрининг функциональных генов с использованием ПЦР.

2.7.6. Анализ полиморфизма длин рестрикционых фрагментов (ПДРФ-анализ).

2.7.7. Определение и анализ нуклеотидных последовательностей.

2.8. Методы очистки и характеристики ферментов.

2.8.1. Приготовление бесклеточного экстракта.

2.8.2. Определение активности ферментов.

2.8.3. Ds-Na-ПААГ-электрофорез.

2.8.4. Выделение ферментов из биомассы Rhodococcus ruber Р25, выращенной на 4-метилбензойной кислоте.

2.8.5. Выделение ферментов из биомассы Rhodococcus opacus 1G, выращенной на феноле.

2.8.6. Определение физико-химических свойств ферментов.

2.8.7. Анализ кинетических данных.

2.9. Статистическая обработка данных.

Глава 3. БАКТЕРИИ-ДЕСТРУКТОРЫ БИФЕНИЛА.

3.1. Идентификация грамположительных бактерий-деструкторов бифенила.

3.1.1. Бактерии рода Rhodococcus.

3.1.2. Бактерии рода Janibacter.

3.1.3. Штамм К109 - представитель рода Dietzia.

3.1.4. Штамм Р24а - представитель рода Arthrobacter.

3.2. Скрининг бактерий-деструкторов бифенила на способность использовать некоторые моно- и полиароматические углеводороды в качестве субстратов.

Глава 4. ПОЛИМОРФИЗМ ГЕНОВ, КОДИРУЮЩИХ а-СУБЪЕДИНИЦЫ ПОДСЕМЕЙСТВА БИФЕНИЛ/ТОЛУОЛ ДИОКСИГЕНАЗ, БАКТЕРИЙ-ДЕСТРУКТОРОВ БИФЕНИЛА.

4.1. Скрининг бактерий-деструкторов бифенила на наличие генов, кодирующих а-субъединицы подсемейства Б/Т ДО.

4.2. Изучение полиморфизма генов, кодирующих а-субъединицы подсемейства Б/Т ДО.

4.3. Анализ нуклеотидных последовательностей генов, кодирующих а-субъединицы подсемейства Б/Т ДО.

4.4. Анализ выведенных аминокислотных последовательностей С-концевого домена а-субъединиц подсемейства Б/Т ДО.

Глава 5. /сб-ГЕНЫ БАКТЕРИЙ ПОРЯДКА ACTINOMYCE TALES, КОНТРОЛИРУЮЩИЕ ДЕГАЛОГЕНИРОВАНИЕ 4-ХЛОРБЕНЗОЙНОЙ КИСЛОТЫ.

5.1. Скрининг бактерий-деструкторов на наличие fcb-генов.

5.2. Исследование усб-генов бактерий родов Rhodococcus и

Arthrobacter.

Глава 6. БИОХИМИЧЕСКИЕ ПУТИ ДЕСТРУКЦИИ

МОНОАРОМАТИЧЕСКИХ СОЕДИНЕНИЙ У БАКТЕРИЙ РОДА RHODOCOCCUS.

6.1. Рост бактерий рода Rhodococcus на моноароматических субстратах.

6.2. Выделение и характеристика ферментов расщепления 4-метилпирокатехина штамма Rhodococcus ruber Р25, индуцирующихся при росте на 4-метилбензойной кислоте.

6.3. Выделение и характеристика ферментов расщепления пирокатехина штамма Rhodococcus opacus 1G, индуцирующихся при росте на феноле.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Генетические и ферментные системы деструкции ароматических соединений бактерий порядка Actinomycetales"

Актуальность проблемы. Среди ароматических углеводородов, входящих в число распространенных химических загрязнителей окружающей среды, имеются вещества, образующиеся в природных биохимических процессах (фенолы, бифенил), а также соединения исключительно антропогенного происхождения (галогензамещенные бифенилы и бензойные кислоты - продукты их расщепления, галофенолы) (Bedard, 2003; Bajaj et al., 2008). Благодаря устойчивости к физическим и химическим воздействиям (галоген)ароматические соединения слабо подвержены абиотическому разложению. Их высокая токсичность, способность накапливаться в организме человека приводят к развитию ряда заболеваний, в том числе онкологических (Faroon et al., 2003), что является причиной поиска эффективных способов обезвреживания подобных поллютантов. Известно, что бактерии играют основную роль в разложении (галоген)ароматических углеводородов в природе и, таким образом, становятся все более перспективными объектами для создания биотехнологий восстановления природной среды (Gomez-De Jesus, 2009).

К настоящему времени хорошо исследованы грамотрицательные бактерии-деструкторы (галоген)ароматических соединений (Pieper, 2005; Field, Sierra-Alvarez, 2008). Грамположительные бактерии, в частности представители порядка Actinomycetales (класс Actinobacteria) (Stackebrandt et al., 1997), изучены в гораздо меньшей степени, хотя обладают обширным потенциалом в отношении разложения устойчивых ксенобиотиков, широко распространены в природных и антропогенных почвах, сохраняют метаболическую активность в разных диапазонах температур, pH и минерализации среды (Нестеренко и др., 1985; Ившина, 1997; Martinkova et al., 2009). Среди них описаны деструкторы бифенила/полихлорированных бифенилов (ПХБ), хлорбензойных кислот, фенольных соединений. Наиболее полно биохимические и генетические особенности катаболизма таких веществ исследованы у представителей рода Rhodococcus (Соляникова, 2007; Häggblom et al., 1988; Labbe et al. 1997; Takeda et al., 2004). Информация о биодеградативных свойствах актиномицетов других родов, в том числе Arthrobacter, Dietzia, Janibacter, ограничена (Sierra et al., 2003; Abraham et al., 2005).

Большинство бифенилдеградирующих бактерий способны разлагать бифенил/ПХБ только до (хлор)бензойных кислот, дальнейшее разложение которых осуществляется другими группами бактерий (Unterman, 1996; Wiegel, Wu, 2000). Известно всего несколько природных штаммов грамотрицательных бактерий родов Burkholderia, Enterobacter, Pseudomonas, Ralstonia, осуществляющих полную деструкцию хлорированных бифенилов (Kim, Picardal, 2001; Adebusoye et al., 2007, 2008a), а также активный деструктор моно(поли)ароматических углеводородов Rhodococcus ruber Р25(=ИЭГМ 896), выделенный сотрудниками нашей лаборатории (Плотникова и др., 2005). Изучение молекулярных основ разложения хлорированных бифенилов и хлорбензойных кислот у штамма R. ruber Р25 представляет несомненный интерес. С другой стороны, в качестве одного из распространенных интермедиатов расщепления ароматических соединений, в том числе хлор(метил)замещенных бифенилов, бензойных кислот и фенольных соединений, выступает (замещенный)пирокатехин, раскрытие ароматического кольца которого является ключевой реакцией, осуществляемой дециклизующими диоксигеназами — пирокатехин диоксигеназами (Schlömann, 1994). Информация о ферментах о/?то-расщепления метилзамещенных пирокатехинов и биохимических путях ор/яо-расщепления фенола у грамположительных бактерий весьма ограничена (Solyanikova, Golovleva, 2004; Bruce, Cain, 1988; Cha et al., 1998).

Цель настоящей работы — изучение молекулярно-генетических и биохимических основ деградации ароматических соединений разного строения - фенола, бифенила, хлор- и метилбензойных кислот бактериями порядка Actinomycetales, выделенными из техногеннозагрязненных почв.

Основные задачи исследования

1. Определить таксономическое положение бактерий-деструкторов бифенила/хлорбифенилов, выделенных из техногеннозагрязненных почв Пермского края.

3. Исследовать гены бактерий родов Rhodococcus и Arthrobacter, контролирующие дегалогенирование «ара-хлорбензойной кислоты -промежуточного продукта разложения я<я/?<я-хлорированных бифенилов.

4. Изучить биохимические пути деструкции я<я/?<я-метилбензойной кислоты у штамма Rhodococcus ruber Р25(=ИЭГМ 896).

5. Исследовать ключевые ферменты разложения фенола у штамма Rhodococcus opacus 1G.

Научная новизна. Определено таксономическое положение грамположительных бактерий-деструкторов бифенила/хлорбифенилов, выделенных из техногенных почв Пермского края. У бактерий родов Arthrobacter, Dietzia, Janibacter, Rhodococcus, способных к разложению бифенила, определены нуклеотидные последовательности, кодирующие каталитическую субъединицу диоксигеназ, гидроксилирующих бензольное кольцо ароматических соединений. На основании результатов исследования структуры и полиморфизма исследуемых фрагментов ДНК выявлены уникальные нуклеотидные последовательности, отличающиеся от гомологичных последовательностей известных бактерий-деструкторов ароматических соединений. Впервые у бактерий рода Rhodococcus обнаружены и охарактеризованы гены, кодирующие компоненты 4-хлорбензоат-дегалогеназы. Впервые у бактерий рода Rhodococcus выявлен новый тип ферментов, осуществляющих ор/ио-расщепление ароматического кольца -метилпирокатехин 1,2-диоксигеназа. Выделены и охарактеризованы ключевые ферменты о/?гао-расщепления фенола из клеток К орасиБ Ю, отличающегося высокой биодеградативной активностью по отношению к этому соединению.

Теоретическое и практическое значение работы. Полученные данные о разнообразии генов, кодирующих ключевые ферменты деструкции моно(поли)ароматических соединений и их хлорпроизводных, у бактерий порядка Ас1тотусе1а1ез вносят вклад в представления о закономерностях их эволюции в направлении приспособления к разложению устойчивых абиотических соединений. Нуклеотидные последовательности функциональных генов исследуемых бактерий-деструкторов депонированы в международной базе данных ОепВапк. Сведения о новом типе ферментов орто-расщепления ароматического кольца расширяют представления о системах деградации метилзамещенных ароматических соединений у грамположительных бактерий. Особенности ключевых ферментов деструкции фенола штамма Я. ораст Ш позволяют использовать его в системах очистки промышленных стоков, содержащих фенольные соединения, в качестве перспективного деструктора. На основании полученных данных разработан метод разложения фенола иммобилизованными клетками Я. орасш Ш в установке колоночного типа (Шумкова и др., 2009). Полученные знания о новых генетических элементах и биохимических путях разложения устойчивых ксенобиотиков могут применяться при создании генноинженерных штаммов, обладающих необходимым метаболическим потенциалом, или получении ферментов с заданными свойствами для возможного их применения в биотехнологических целях. Материалы диссертации используются в лекционных курсах на кафедрах микробиологии и иммунологии, ботаники и генетики растений Пермского государственного университета.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Бактерии-деструкторы бифенила/хлорированных бифенилов, выделенные из техногеннозагрязненных почв Пермского края, принадлежат к родам Аг(кгоЬас(ег, Пге(гга, Janibacter и ЯУюйососст порядка АсНпотусе1а1ез.

2. Бактерии порядка Actinomycetales характеризуются разнообразием генов, контролирующих начальный этап деструкции ароматических соединений - гидроксилирование бензольного кольца. Выявленные нуклеотидные последовательности представителей рода Rhodococcus гомологичны на 98-99% bphAl генам подсемейства бифенил/толуол диоксигеназ известных бактерий-деструкторов бифенила/ПХБ этого рода, тогда как бактерии родов Arthrobacter и Janibacter содержат уникальные последовательности, отличающиеся от гомологичных генов известных диоксигеназ данного подсемейства.

3. Деструктор хлорбифенилов Rhodococcus ruber Р25(=ИЭГМ 896) содержит fcb-теяы, контролирующие дегалогенирование яара-хлорбензойной кислоты, не описанные ранее у бактерий этого рода. Сходство генов fcbA и fcbB с гомологичными нуклеотидными последовательностями известных деструкторов яара-хлорбензойной кислоты рода Arthrobacter составляет 98% и 99%, соответственно.

4. У исследуемых бактерий рода Rhodococcus, обладающих широкой субстратной специфичностью по отношению к моно(поли)ароматическим углеводородам и их хлор(метил)производным, выявлены различные пирокатехин 1,2-диоксигеназы, осуществляющие орто-расщепление ароматического кольца. В клетках штамма Rhodococcus ruber Р25(=ИЭГМ 896) обнаружен фермент нового типа — метилпирокатехин 1,2-диоксигеназа, не описанный ранее для грамположительных бактерий.

Апробация работы и публикации. Основные положения диссертационной работы были представлены на 10-й, 11-й и 12-й международной школе-конференции молодых ученых «Биология — наука XXI века», г. Пущино (2006, 2007, 2008); молодежной конференции «Актуальные аспекты современной микробиологии», г. Москва (2007); международной научной конференции «Микроорганизмы и биосфера», г. Москва (2007); региональной конференции молодых ученых «Современные проблемы экологии, микробиологии и иммунологии», Екатеринург-Пермь (2007); III международной конференции «Микробное разнообразие: состояние, стратегия сохранения, биотехнологический потенциал, 1СОМГО 2008», г. Пермь (2008) и международной научной конференции «Современное состояние и перспективы развития микробиологии и биотехнологии», г. Минск (2008).

По теме диссертации опубликовано 14 научных работ, в том числе 1 статья в рецензируемом журнале.

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 182 страницах печатного текста, иллюстрирована 35 рисунками и 19 таблицами; состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, четырех глав экспериментальных исследований, заключения, выводов, списка цитируемой литературы, включающего 287 наименований, и приложений.

Заключение Диссертация по теме "Микробиология", Шумкова, Екатерина Сергеевна

ВЫВОДЫ

3. В геноме бактерий рода Rhodococcus обнаружены /сЬ-тътл, кодирующие компоненты 4-хлорбензоат-дегалогеназы. Уровень сходства исследуемых участков ДНК Rhodococcus ruber Р25(=ИЭГМ 896) с гомологичными генами известных бактерий-деструкторов 4-хлорбензойной кислоты рода Arthrobacter составил 98% ifcbA) и 99% (fcbB).

4. В клетках Rhodococcus ruber Р25(=ИЭГМ 896) — активного деструктора ароматических соединений, обнаружена метилпирокатехин 1,2-диоксигеназа, принадлежащая новому типу ферментов ор/иорасщепления ароматического кольца пирокатехинов.

5. Из клеток штамма Ккос1ососси$ ораст Ш выделены две изоформы пирокатехин 1,2-диоксигеназы классического орто-тгути, одна из которых характеризуется высокой удельной активностью (29.6 ед./мг) по сравнению с изученными пирокатехазами грамположительных бактерий, что свидетельствует о перспективности исследуемого штамма для использования в системах очистки промышленных стоков, содержащих фенол.

143

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Интенсивное развитие промышленности за последнее столетие повлекло за собой загрязнение окружающей среды токсичными соединениями, в том числе (галоген)ароматическими. В настоящее время бактерии рассматриваются как перспективные объекты для создания биотехнологий восстановления природной среды и являются предметом всесторонних исследований (Wood, 2008; Gomez-De Jesus, 2009). Наиболее полно исследованы биодеградативные свойства и генетический контроль деструкции ароматических соединений у грамотрицательных бактерий, тогда как грамположительные бактерии, в частности представители порядка Actinomycetales, являющиеся широко распространенными обитателями загрязненных почв, водоемов, активных илов, сточных вод и обладающие богатыми адаптивными возможностями в отношении разложения токсичных соединений, исследованы в меньшей степени (Pieper, 2005; Field, Sierra-Alvarez, 2008).

Из бактерий порядка Actinomycetales наиболее подробно изучены деструкторы ПХБ рода Rhodococcus и деструкторы хлорбензойных кислот рода Arthrobacter (Fulthorpe et al., 1998; Yang et al., 2004; McLeod et al., 2006). Информация о разложении (галоген)ароматических соединений бактериями других родов данного порядка ограничена (Abraham et al., 2005). До недавнего времени практически не были изучены ферменты, участвующие в разложении ароматических соединений и их галогенированных и метилзамещенных аналогов. Только в последние годы появились работы, подробно описывающие разложение ароматических соединений, в основном, представителями рода Rhodococcus (Martinkova et al., 2009).

Возросло количество публикаций по исследованию молекулярно-генетических основ деструкции (галоген)ароматических соединений грамположительными бактериями. Такие характеристики представителей порядка Actinomycetales, как значительный размер генома, присутствие линейных и кольцевых плазмид большого размера, обеспечивают возможность присутствия множества кластеров генов, кодирующих пути метаболизма разнообразных ароматических соединений и дают широкие адаптивные возможности для приспособления клеток к разложению токсичных соединений (Zaitsev, 1991; Shimizu et al., 2001; Larkin et al., 2006; McLeod et al., 2006). Для понимания процессов деструкции ароматических углеводородов необходимо детальное исследование генома бактерий-деструкторов.

В настоящей работе проведено исследование генетических систем и ферментов деструкции ароматических соединений разного строения у бактерий порядка Actinomycetales. Определено таксономическое положение бактерий-деструкторов бифенила, выделенных из почв, загрязненных разнообразными ароматическими соединениями: исследованные бактерии были отнесены к разным родам порядка Actinomycetales (Arthrobacter, Dietzia, Janibacter, Rhodococcus).

Выявлено, что для бактерий порядка Actinomycetales характерен полиморфизм генов, кодирующих каталитические субъединицы негемовых железо-содержащих диоксигеназ, осуществляющих первый этап деструкции (галоген)ароматических соединений — гидроксилирование бензольного кольца. Так, у бактерий рода Rhdococcus выявлены «классические» гены, кодирующие а-субъединицы бифенил 2,3-диоксигеназ, характерные для бактерий этого рода, а также необычная нуклеотидная последовательность (у Rhodococcus sp. G10), отличающаяся от генов а-субъединиц большинства изученных диоксигеназ и сходная с участком гомологичного гена бактерий другого рода порядка Actinomycetales (Arthrobacter sp. 3YC3) (Witzig et al., 2006). Отсутствие специфичной амплификации с ДНК ряда активных деструкторов бифенила/ПХБ, принадлежащих роду Rhodococcus, говорит об отличии их генов, кодирующих компоненты ключевого фермента деструкции бифенила, а следовательно и ферментов от таковых подсемейства Б/Т ДО, что требует дальнейших исследований. У представителей родов Arthrobacter и Janibacter выявлены уникальные нуклеотидные последовательности, отличающиеся от генов а-субъединиц как подсемейства бифенил/толуол диоксигеназ, так и других известных подсемейств, что также представляет значительный научный интерес.

У бактерий родов Arthrobacter и Micrococcus, разлагающих 4ХБК, и у активного деструктора моно(поли)ароматических соединений R. ruber Р25 обнаружены гены fcbAB, контролирующие дегалогенирование пара-хлорбензойной кислоты. Выявлен высокий уровень сходства исследуемых участков fcb генов штамма R. ruber Р25 с гомологичными нуклеотидными последовательностями, кодирующими компоненты 4-хлорбензоат дегалогеназы, известных деструкторов 4ХБК рода Arthrobacter. Поскольку гены деструкции 4-хлорбензоата часто входят в состав мобильных генетических элементов, не исключена возможность того, что в результате обмена генетической информацией с бактериями рода Arthrobacter штамм R. ruber Р25 приобрел способность осуществлять полную деструкцию яара-хлорированных бифенилов (Плотникова и др., 2005).

Проведенный нами скрининг среди бактерий рода Rhodococcus позволил выявить ряд активных штаммов-деструкторов ароматических соединений с широкой субстратной специфичностью. Это говорит о разнообразии ферментных систем, участвующих в разложении ароматических соединений у данной группы микроорганизмов.

Исследование ферментов бактерий рода Rhodococcus показало, что рост на различных ароматических субстратах сопровождается индукцией уникального набора ключевых ферментов, в частности диоксигеназ. Так, у R. opacus 1G при росте на феноле происходила индукция двух ПК 1,2-ДО. Изоферменты различались по стабильности и каталитическим характеристикам. Способность индуцировать несколько ключевых изоферментов в ответ на воздействие ксенобиотика может повышать биодеградативный потенциал бактериального штамма и обеспечивать ему выживаемость в меняющихся условиях окружающей среды. В клетках R. ruber Р25 при росте на пара-метилбензойной кислоте индуцировался фермент с необычной субстратной специфичностью — метилпирокатехин 1,2-диоксигеназа, отличающаяся от пирокатехин 1,2-диоксигеназ как классического, так и модифицированного орто-путей, и являющаяся представителем нового типа пирокатехин 1,2-диоксигеназ. Таким образом, мы обнаружили и исследовали ферменты 2 типов - пирокатехин 1,2-диоксигеназы классического орто-пути и метилпирокатехин 1,2-диоксигеназу. Наличие у родококков ферментов, существенно различающихся по каталитическим свойствам, свидетельствует об адаптации родококков в процессе эволюции к разложению интермедиатов, образующихся при деструкции разных токсикантов.

Свойства пирокатехин 1,2-диоксигеназы II, выделенной из клеток Я. орасш Ю, свидетельствуют о перспективности применения данного штамма для создания технологий очистки промышленных стоков, содержащих фенол. Высокая избирательность фермента к основному субстрату — пирокатехину и низкая афинность к большинству из проверенных соединений указывает на то, что ингибирующий эффект различных примесей может быть несущественным. Стабильность пирокатехазы при температурах от -10° до 25°С позволит успешно осуществлять очистку фенольных стоков в климатических условиях умеренных широт.

Таким образом, получены новые данные о бактериях порядка Асипотусе1а1еБ, у которых обнаружены разнообразные системы деструкции ароматических углеводородов, позволяющие им использовать широкий круг токсичных соединений в качестве субстратов. Охарактеризованные бактерии порядка АсНпотусе1а1ез являются перспективными объектами для создания высокоэффективных технологий очистки окружающей среды от устойчивых поллютантов природного и антропогенного происхождения.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Шумкова, Екатерина Сергеевна, Пермь

1. Ананьина Л.Н. Нафталинметаболизирующий консорциум микроорганизмов, выделенный засоленной почвы: Диссертация на соискание ученой степени к. б. н. / Л.Н. Ананьина. — Пермь, 2007. - 386 с.

2. Белицкая Е.А., Серебренникова О.В. Углеводородный состав нефтей района Колтогорского прогиба // Электронный журнал «Нефтегазовое дело». — 2008. http://www.ogbus.ru

3. Васильева Г. К. Биоремедиация почв и седиментов, загрязненных полихлорированными бифенилами / Г.К. Васильева, Е.П. Стрижакова // Микробиология. 2007. - Т. 76, № 6. - С. 725-741.

4. Головлев Е.Л. Биология сапрофитных микобактерий: Диссертация на соискание ученой степени д. б. н. / Е.Л. Головлев. Пущино, 1983. — 386 с.

5. Грищенков В.Г. Деградация 3-хлорбензойной кислоты штаммом Pseudomonas putida 87 // В.Г. Грищенков, И.Е. Федечкина, Б.П. Баскунов и др. // Микробиология. 1983. - Т. 52. - С. 771-776.

6. Жуков Д.В. Кинетические закономерности биодеградации алифатических углеводородов бактериями Rhodococcus ruber и Rhodococcus erythropolis / Д.В. Жуков, В.П. Мурыгина, С.В. Калюжный // Прик. Биохим. Микробиол. 2007. - Т. 43, №1. - С. 1-4.

7. Ившина И.Б. Бактерии рода Rhodococcus (иммунодиагностика, детекция, биоразнообразие): Диссертация в виде научного доклада на соискание ученой степени д.б.н./ И.Б. Ившина — Пермь, 1997. 98 с.

8. Коробов В.В. Штамм бактерий Serratia marcescens В-6493 — деструктор фенола и 2,4-дихлорфенола / В.В. Коробов, Т.В. Маркушева, И.В. Кусова и др. // Биотехнология. 2006. - № 2. - С. 63-65.

9. Куюкина М.С. Модель нефтеотмывания загрязненного почвогрунта под действием Я/го^ососсш-биосурфактанта / М.С. Куюкина, И.Б. Ившина, М.А. Осипенко и др. // Российский журнал биомеханики. — 2006. — Т. 10, № 1. — С. 59-67.

10. Ю.Маниатис Т. Молекулярное клонирование / Т. Маниатис, Э. Фрич, Дж. Сэмбрук. М.: Мир, 1984. - 480 с.

11. Методы общей бактериологии: Пер. с англ.; под ред. Ф. Герхардт и др. М.: Мир. 1983. - Том 1, 2, 3.

12. Моисеева О.В. Разложение 2-хлорфенола и 3-хлорбензоата культурой Rhodococcus opacus lcp / O.B. Моисеева, E.B. Линько, Б.П. Баскунов, Л.А. Головлева // Микробиология. 1999. - Т.68. - С.400-405.

13. Моисеева О.В. Ферменты нового модифицированного орто-пути из Rhodococcus opacus 1СР, утилизтрующего 2-хлорфенол / О.В. Моисеева, О.В. Белова, И.П. Соляникова и др. // Биохимия. — 2001. Т. 66, № 5. -С. 678-687.

14. Нестеренко O.A. Нокардиоподобные и коринеподобные бактерии / O.A. Нестеренко, Е.И. Квасников, Т.М. Ногина. Киев: Наук. Думка, 1985. — 336 с.

15. Перт С. Дж. Основы культивирования микроорганизмов и клеток / С. Дж. Перт. М.: Мир. - 1978. - С. 14-33.

16. Плотникова Е.Г. Бактерии-деструкторы полициклических ароматических углеводородов, выделенные из почв и донных отложений района солеразработок / Е. Г. Плотникова, О. В. Алтынцева, И. А. Кошелева и др. // Микробиология. 2001. - Т.70, №1. - С. 61-70.

17. Плотникова Е.Г. Характеристика микроорганизмов, выделенных из техногенных почв Прикамья / Е.Г. Плотникова, Д.О. Рыбкина, Л.Н. Ананьина и др. // Экология. 2006. - №. 4. - С. 261-268.

18. Плотникова Е.Г. Штамм бактерий Rhodococcus ruber — деструктор полихлорированных бифенилов / Е.Г. Плотникова, Д.О. Рыбкина, В.А. Демаков // Патент № 2262531. Опубликован 20.10.2005 г. Бюл. №29.

19. Плотникова Е. Г. Клонирование гена дегалогеназы fcbA Arthrobacter globiformis и конструирование гибридного пути деградации 4-хлорбензоата в Pseudomonas putida / Е. Г. Плотникова, Т. В. Цой, В. Г. Грищенков и др. // Генетика. 1991. -Т.27. - С. 589-597.

20. Рыбкина Д.О. Исследование аэробных бактерий, разлагающих полихлорированные бифенилы и хлорбензойные кислоты: Дис. на соискание ученой степени к. б. н. / Д.О. Рыбкина. Пермь, 2003. - 181 с.

21. Рыбкина Д.О. Почвенные микроорганизмы, разлагающие ароматические углеводороды и карбоновые кислоты / Д.О. Рыбкина, В.А. Гусев, Е.Г. Плотникова // Вестник Пермского Университета. 2005. — № 6. -С. 115-122.

22. Смирнов В.В. Бактерии рода Pseudomonas / В.В. Смирнов, Е.А. Киприанова. Киев: Наук, думка, 1990. — 234с.

23. Соляникова И.П. Организация биодеградативных путей у родококков: Диссертация на соискание ученой степени д.б.н. / И. П. Соляникова. Пущино, 2007. - 245 с.

24. Шумкова Е.С. Разложение фенола штаммом Rhodococcus opacus 1G / Е.С. Шумкова, И.П. Соляникова, Е.Г. Плотникова, JI.A. Головлева // Прикладная биохимия и микробиология. — 2009. — №1. С. 43-49.

25. Экологическая биотехнология: Пер. с англ.; под ред. К.Ф. Форстера, Д. А. Дж. Вейза. Л.: Химия. - 1990. - 384 с.

26. Abraham W.-R. Diversity of biphenyl degraders in a chlorobenzene polluted aquifer / W.-R. Abraham, D. F. Wenderoth, W. GlâBer // Chemosphere-2005.-V. 58.-P. 529-533.

27. Abramowicz D.A. Aérobic and anaerobic biodégradation of PCBs: a review /D.A. Abramowicz // Crit. Rev. Biotechnol. 1990. -V. 10. - P. 241-251.

28. Adebusoye A.S. Growth on diclorobiphenyls with chlorine substitution on each ring by bacteria isolated from contaminated African siols / A.S. Adebusoe, F.W. Picardal, M.O. Ilory et al //Appl. Microbiol. Biotechnol. 2007. - V. 74. -P. 484-492.

29. Anderson A.S. The taxonomy of Streptomyces and related genera / A.S. Anderson, E. M. H. Wellington // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. - V.51. -P. 797-814.

30. Arai H. Two sets of biphenyl and PCB degradation genes on a linear plasmid in Rhodococcus erythropolis TA421 / H. Arai, S. Kosono, K. Taguchi et al. II J. Ferment. Bioeng. 1998. - V.86. - P.595-599.

31. Arensdorf J. J. A meta cleavage pathway for 4-chlorobenzoate, an intermediate in the metabolism of 4-chlorobiphenyl by Pseudomonas cepacia PI66 / J.J. Arensdorf, D.D. Focht II Appl. Environ. Microbiol. 1995. - V.61. - P.443-447.

32. Arensdorf J. J. Formation of chlorocatechol meta cleavage products by a pseudomonad during metabolism of monochlorobiphenyis / J.J. Arensdorf, D.D. Focht // Appl. Environ. Microbiol. 1994. - V.60. - P. 2884-2889.

33. Armengaud J. Genetic analysis of dioxin dioxygenase of Sphingomonas sp. strain RW1: catabolic genes dispersed on the genome / J. Armengaud, B. Happe, K.N. Timmis // J. Bacteriol. 1998. - V.180. - P.3954-3966.

34. Arnold S.M. Integrating cheminai and biological remediation of atrazine and S-triazine-contaminating pesticide wastes / S.M. Arnold, W.J. Hickey, R.F.Harris, R.E. Talaat//Environm. Toxicol. Chem. 1996. - V.15.-P. 1255-1262.

35. Asturias J.A. Three different 2,3-dihydroxybiphenyl-l,2-dioxygenases in the gram-positive polychlorobiphenyl-degrading Rhodococcus globerulus P6 / J.A. Asturias, K.N. Timmis // J. Bacteriol. 1993. - V. 175. - P. 4631-4640.

36. Asturias J.A. The evolutionary relationship of biphenyl dioxygenase from gram-positive Rhodococcus globerulus P6 to multicomponent dioxygenases from gram-negative bacteria / J.A. Asturias, E. Diaz, K.N. Timmis // Gene. — 1995. -V.156.-P. 11-18.

37. Bae H.S. Biodégradation of the mixtures of 4-chlorophenol and phenol by Comamonas testosteroni CPW301 / H.S. Bae, J.M. Lee, Y.B. Kim, S.T. Lee // Biodégradation. 1997. - V.7. - P. 463^169.

38. Baggi G. Inhibition by raeta-substituted dichlorobenzoates in Alcaligenes denitrificans which grows on 4-chlorobenzoate / G. Baggi, M. Zangrossi // Ann. Microbiol. edEnzimol.- 1995. V.45. - P. 185-189.

39. Bai J. Kinetic modeling of growth and biodégradation of phenoland ra-cresol using Alcaligenes faecalis / J. Bai, J.-P. Wen, H.-M. Li, Y. Jiang // Process. Biochemistry. 2007. - V. 42. - P. 510-517.

40. Bajaj M. Biodégradation of high phenol containing synthetic wastewater by an aerobic fixed bed reactor // M. Bajaj, C. Gallert, J. Winter // Bioresource Technology. 2008. - V.99. - P. 8376-8381.

41. Bamforth S.M. Bioremediation of polycyclic aromatic hydrocarbons: current knowledge and future directions / S.M. Bamforth, I. Singleton // Chem. Technol. Biotechnol. 2005. - V. 80. - P. 723-736.

42. Barriault D. Catalytic activity of Pseudomonas putida strain G7 naphthalene 1,2-dioxygenase on biphenyl / D. Barriault, M. Sylvestre // Int. Biodeterior. Biodegrad. 1999. - V.44. - P.33-37.

43. Becker B. Rapid differentiation of between Nocardia and Streptomyces by paper chromatography of whole cell hydrolysates / B. Becker, M. P. Lechevalier, R. E. Gordon, H. A. Lechevalier // Appl. Microbiol. Biotech. 1964. - V.12. -P. 421-423.

44. Bedard D. L. Influence of chlorine substitution pattern on the degradation of polychlorinated biphenyls by eight bacterial strains / D. L. Bedard, M. L. Haberl // Microbial Ecology. 1990. - V.20. - P. 87-102.

45. Bedard D.L. Evidence for novel mechanisms of polychlorinated biphenyl metabolism in Alcaligenes eutrophus H850 / D.L. Bedard, M.L. Haberl, R.J. May, M.J. Brennan // Appl. Environ. Microbiol. 1987. - V.53. -P.l 103-1112.

46. Benning M.M. The three-dimensional structure of 4-hydroxybensoyl-CoA thioesterase from Pseudomonas sp. strain CBS-3 / M.M. Benning, G. Wesenberg, R.Q. Liu et al. II J. Biol. Chem. 1998. - V.273. - P. 33572-33579.

47. Bestetti G. Regioselective hydroxylation of chlorobenzene and chlorophenols by a Pseudomonas putida / G. Bestetti, E. Galli, B. Leoni et al. II Appl. Microbiol. Biotechnol. 1992. - V.37. - P. 260-263.

48. Briganti F. Purification and catalytic properties of two catechol 1,2-dioxygenase isozymes from benzoate-grown cells of Acinetobacter radioresistensi F. Brigand, E. Pessione, C. Giunta et al. II J. Protein Chem. 2000. — V.19. -P.709-716.

49. Briganti F. Purification, biochemical properties and substrate specificity of a catechol 1,2-dioxygenase from a phenol degrading Acinetobacter radioresistens / F. Briganti, E. Pessione, C. Giunta, A. Scozzafava // FEBS Lett. 1997. - V.416. -P.61-64.

50. Bruce N.C. Methylmuconolactone, a key intermediate in the dissimilation of methylaromatic compounds by a modified 3-oxoadipate pathway evolved in nocardioform actinomycetes / N.C. Bruce, R.B. Cain // FEMS Microbiol. Lett. — 1988.-V. 50.-P. 233-239.

51. Cha C.-J. Catechol 1,2-dioxygenase from Rhodococcus rhodochrous N75 capable of metabolizing alkyl-substituted catechols / C.-J. Cha // J. Microbiol. Biotechnol. 2006. - V. 16. - P. 778-875.

52. Chaudhry G. R. Biodégradation of halogenated organic compounds / G.R. Chaudhry, S. Chapalamadugu // Microbiological Reviews. — 1991. — V.55. — P. 59-79.

53. Chen W.-M. Characterization of phenol and trichloroethene degradation by the rhizobium Ralstonia taiwanensis / W.-M. Chen, J.-S. Chang, C.-H. Wu, S.-C. Chang //Research in Microbiology. 2004. - V.155. - P. 672-680.

54. Cho Y.-G. Simultaneous degradation of p-nitrophenol and phenol by a newly isolated Nocardioides sp. / Y.-G. Cho, J.-H. Yoon, Y.-H. Park, S.-T. Lee // J. Gen. Appl. Microbiol. 1998. - V.44. -P.303-309.

55. Cowan S. E. Commensal interaction in a dual-species biofrim exposed to mixed organic compounds / S. E. Cowan, E. Gilbert, D. Liepmann, J. D. Keasling // Appl. Environ. Microbiol. 2000. - V.66. - P. 4481-4485.

56. Deng-Yu L. Degradation of 2,4,6-trichlorophenol by Azotobacter sp. strain GP1 / L. Deng-Yu, J. Eberschpàcher, B. Wagner et al. II Appl. Environ. Microbiol. -1991.-V. 57.-P. 1920-1928.

57. DiGioiaD. Structures of homologous composite transposons carrying cbaABC genes from Europe and North America / D. DiGioia, M. Peel, F. Fava, R.C. Wyndham //Appl. Environ. Microbiol. 1998. - V.64. - P. 1940-1946.

58. Dixon M. The determination of enzyme inhibitor constants / M. Dixon // J. Biochem.- 1953.-V. 55.-P. 170-171.

59. Dong X. S. Crystal structure of the terminal oxygenase component of cumene dioxygenase from Pseudomonas fluorescens IP01 / X.S. Dong, S. Fushinobu, E. Fukuda et al. II J. Bacteriol. 2005. - V.187. - P. 2483-2490.

60. Dorn E. Chemical structure and biodegradability of halogenated aromatic compounds. Substituent effects on 1,2-dioxygenation of catechol / E. Dorn, H.-J. Knackmuss // Biochem. J. 1978. - V. 174. - P. 85-94.

61. Earhart C.A. Structure of catechol 1,2-dioxygenase from Pseudomonas arvilla / C.A. Earhart, M.W. Vetting, R. Gosu et al. II Biochem. Biophys. Res. Comm. — 2005. V.338. - P. 198-205.

62. Eigen M., Hammes G.G. Elementary steps in enzyme reactions (as studied by relaxation spectrometry) // Advan. Enzymol. 1963. - V.25. - P. 1-38.

63. Eisner A. Resolution of 4-chlorobenzoate degalogenase from Pseudomonas sp. strain CBS3 into three components / A. Eisner, F. Loffler, K. Miyashita et al. II Appl. Environ. Microbiol. 1991. - V. 57. - P. 324-326.

64. Erb R.W. Characterization of a gene cluster from Ralstonia eutropha JMP134 encoding metabolism of 4-methyl-muconolactone / R.W. Erb, K.N. Timmis, D.H. Pieper // Gene. 1998. - V. 206. - P. 53-62.

65. Erickson B.D. Enhanced biodégradation of polychlorinated biphenyls after site-directed mutagenesis of a biphenyl dioxygenase gene / B.D. Erickson, F.J. Mondello II Appl. Environ. Microbiol. 1993. - V.59. - P.3858-3862.

66. Euzeby J. P. List of bacterial names with standing in nomenclature / J.P. Euzeby, 2009. http://www, bacterio.cict. fr

67. Faroon O. Polychlorinated biphenyls. Human health aspects / O. Faroon, L. Keith, C. Smith-Simon, C. De Rosa // Concise international chemical assessment document 55, Geneva: World Health Organization, 2003.

68. Fava F. Aerobic degradation and dechlorination of 2-chlorophenol, 3-chlorophenol and 4-chlorophenol by a Pseudomonas pickettii strain / F. Fava, P.M. Armenante, D. Kafkewitz // Lett. Appl. Microbiol. 1995. - V. 21. -P. 307-312.

69. Ferraro D. J. Structural investigations of the ferredoxin and terminal oxygenase components of the biphenyl 2,3-dioxygenase from Sphingobium yanoikuyae B1 / D. J. Ferraro, E. N Brown, C.-L. Yu et al. II BMC Structural Biology. 2007.-V.7.-P. 1170- 1182.

70. Ferraroni M. Crystal structure of 4-chlorocatechol 1,2-dioxygenase from the chlorophenol-utilizing gram-positive Rhodococcus opacus 1CP / M. Ferraroni, I.P. Solyanikova, M.P. Kolomytseva et al. H J. Biol. Chem. 2004. - V.279. -P. 27646-27655.

71. Fetzner S. Bacterial dehalogenases: biochemistry, genetics, and biotechnological applications / S. Fetzner, F. Lingens // Microbiological Reviews. — 1994.-V.58.-P. 641-685.

72. Fetzner S. Purification and some properties of 2-halobenzoate 1,2-dioxygenase, a two component enzyme system from Pseudomonas cepacia 2CBS / S. Fetzner, R. Müller, F. Lingens // J. Bacteriol. 1992. - V.174. - P. 279-290.

73. Field J.A. Microbial degradation of chlorinated phenols / J.A. Field, R. Sierra-Alvarez // Rev. Environ. Sei. Biotechnol. 2008. - V.7. - P. 211-241.

74. Finnerty W.R. The biology and genetics of the genus Rhodococcus / W.R. Finnerty II Annu. Rev. Microbiol. 1992. - V.46. - P. 193-218.

75. Francisco P. B. The chlorobenzoate dioxygenase gene of Burkholderia sp. strain NK8 involved in the catabolism of chlorobenzoates / P. B. Francisco, N. Ogawa, K. Suzuki, K. Miyashita//Microbiology. -2001. V. 147. -P. 121-133.

76. Fulthorpe R.R. High levels of endemicity of 3-chlorobenzoat-degrading soil bacteria / R. R. Fulthorpe, A. N. Rhodes, J. M. Tiedje // Appl. Environ. Microbiol. -1998.-V.64.-P. 1620-1627.

77. Furukawa K. Biphenyl Dioxygenases: Functional Versatilities and Directed Evolution / K. Furukawa, H. Suenaga, M. Goto // J. Bacteriol. 2004. - V.186. -P. 5189-5196.

78. FurukawaK. Engineering dioxygenases for efficient degradation of environmental pollutants / K. Furukawa // Curr. Opin. Biotechnol. 2000. — V.l 1. — P. 244-249.

79. Garrec G.M.-L. Purification and properties of the chlorophenol 4-monooxygenase from Burkholderia cepacia strain AC 1100 / G.M.-L. Garrec., I. Artaud, C. Capeillere-Blandin // Biochem. Biophys. Acta. 2001. - V. 1547. -P. 288-301.

80. Gibson D.T. Aromatic hydrocarbon dioxygenases in environmental biotechnology / D.T. Gibson, R.E. Parales // Curr. Opin. Biotechnol. 2000. - V. 11. - P. 236-243.

81. Gilbert E.S. Plant compounds that induce polychlorinated biphenyl biodégradation by Arthrobacter sp. strain BIB / E.S. Gilbert, D. E. Crowley // Appl. Environ. Microbiol. 1997. - V.63. - P. 1933-1938.

82. Golovleva L.A. Degradation of polychlorinated phenols by Streptomyces rochei 303 / L.A. Golovleva, O. Zaborina, R. Pertsova et al. Il Biodégradation. -1992.-V. 2.-P. 201-208.

83. Gomez-Gil L. Characterization of biphenyl dioxygenase of Pandoraea promenusa B-356 as a potent poly chlorinated biphenyl-degrading enzyme / L. Gomez-Gil, P. Kumar, D. Barriault et al II J. Bacteriol. 2007. - V.189. -P. 5705-5715.

84. Goncalves E. R. Transcriptomic assessment of isozymes in the biphenyl pathway of Rhodococcus sp. strain RHA1 / E. R. Goncalves, H. Hara, D. Miyazawa et al. II Appl. Environ. Microbiol. 2006. - V.72. - P. 6183-6193.

85. Haddock J. D. Dihydroxylation and dechlorination of chlorinated biphenyls by purified biphenyl 2,3-dioxygenase from Pseudomonas sp. strin LB400 / J. D. Haddock, J. R. Horton, D. T. Gibson // J. Bacteriology. 1995. - V.177. -P. 20-26.

86. Haggblom M.M. Degradation and o-metylation of chlorinated phenolic compounds by Rhodococcus and Mycobacterium strains / M.M. Haggblom, L.J. Nohynek, M.S. Salkinoja-Salonen // Appl. Environ. Microbiol. 1988. - V. 54. -P. 3043-3052.

87. Haggblom M.M. Microbial breakdown of halogenated aromatic pesticides and related compounds / M.M. Haggblom // FEMS Microbiol. Rev. -1992.-V. 103.-P. 28-72.

88. Haggblom M.M. Mechanisms of bacterial degradation and transformation of chlorinated monoaromatic compounds / M.M. Haggblom // J. Basic Microbiol. 1990.- V.2.- P. 115-141.

89. Hall J. A. Variation in stable carbon isotope fraction during aerobic degradation of phenol and benzoate by contaminant degrading bacteria / J.A. Hall, R.M. Kalin, M.J. Larkin et al. II Organic Geochemistry. 1999. - V.30. -P. 801-811.

90. Harwood C.S. The /?-ketoadipate pathway and the biology of self-identity / C.S. Harwood, R.E. Parales // Annu. Rev. Microbiol. 1996. - V. 50. -P. 553-590.

91. Hayaishi O. Nature and mechanism of oxygenases / O. Hayaishi // Science. 1969. - V.l64. - P. 389-396.

92. Hayaishi O. Studies on oxygenases. Pyrocatechase / O. Hayaishi, M. Katagiri, S. Rothberg // J. Biol. Chem. 1957. - V. 229. - P. 905-920.

93. Hickey W. J. Degradation of mono-, di-, and trihalogenated benzoic acids by Pseudomonas aeruginisa JB2 / W. J. Hickey, D. D. Focht // Appl. Environ. Microbiol. 1990. - V.56. - P. 3842-3850.

94. Hidalgo A. Formaldehyde removal in synthetic and industrial wastewater by Rhodococcus erythropolis UPV-1 / A. Hidalgo, A. Lopategi, M. Prieto et al. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. - V.58. - P. 260-263.

95. Hinterregger C. Characterization of isofunctional ring-cleavage enzymes in aniline and 3-chloroaniline degradation by Pseudomonas acidovorans CA28 /

96. C. Hinterregger, M. Loidl, F. Streichsbier // FEMS Microbiol. Lett. 1992. - V. 97. -P. 261-266.

97. Hollender J. Cooxidation of chloro- and methylphenols by Alcaligenes xylosoxidans JH1 / J. Hollender, J. Hopp, W. Dott // J. Microbiol. Biotechnol. -2000.-V. 16.-P. 445^50.

98. Hollender J. Degradation of 4-chlorophenol via the meta cleavage pathway by Comamonas testosteroni JH5 / J. Hollender, J. Hopp, W. Dotti // Appl. Environm. Microbiol. 1997. - V. 63. - P. 4567-4572.

99. Hiywna Y. Construction and characterization of recombinant bacteria that grow on ortho- and para-substituted chlorobiphenyls / Y. Hrywna, T.V. Tsoi, O.V. Maltseva, J.M. Tiedje // Appl. Environ. Microbiol. 1999. - V.65. -P.2163-2169.

100. Hurtubise Y. Involvement of the terminal oxygenase P subunit in the biphenyl dioxygenase reactivity pattern toward chlorobiphenyl / Y. Hurtubise,

101. D. Barriault, M. Sylvestre // J. Bacteriology. 1998. - V.180. - P. 5828-5835.

102. Imbeault N.Y.R. Steady-state kinetic characterization and cristallization of a polychlorinated biphenyl-transforming dioxygenase / N.Y.R. Imbeault, J. B. Powlowski, C. L. Coibert et al. II J. Bio. Chem. 2000. - V.275. -P. 12430-12437.

103. Iwai S. Degradation of mono-chlorinated dibenzo-p-dioxins by Janibacter sp. strain YA isolated from river sediment / S. Iwai, A. Yamazoe, R. Takahashi et al II Current microbiology. 2005. - V.51. P. 353-358.

104. Jakoncic J. The catalytic pocket of the ring-hydroxylating dioxygenase from Sphingomonas CHY-1 / J. Jakoncic, Y. Jouanneau, C. Meyer, V. Stojanoff // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007. - V. 352. - P. 861-866.

105. Jin S. Biodegradation of dibenzofuran by Janibacter terrae strain XJ-1 / S. Jin, T. Zhu, X. Xu, Y. Xu // Current microbiology. 2006. - V. 53. - P. 30-36.

106. Jukes T.H. Evolution of protein molecules / T.H. Jukes, C.R. Cantor // Mamallian protein Metabolism / Ed. Munro H.N., New York: Academic press, 1969. -P. 21-132.

107. Kahl S. A genetic system for rapid isolation of aromatic-ring-hydroxylating dioxygenase activities / S. Kahl, B. Hofer // Microbiology. 2003. -V.149. -P.1475-1481.

108. Kalogeris E. Properties of catechol 1,2-dioxygenase from Pseudomonas putida immobilized in calcium alginate hydrogels / E. Kalogeris, Y. Sanakis, D. Mamma et al. II Enzyme and Microbial Technology. 2006. — V. 39. -P. 1113-1121.

109. Kanaly R. A. Rapid mineralization of behzoo.pyrene by a microbial consortium growing on diesel fuel / R. A. Kanaly, R. Bartha, K. Watanabe, S. Harayama // Appl. Environ. Microbiol. 2000. - V.66. - P. 4205-4211.

110. Kao C.M. Factors affecting the biodégradation of PCP by Pseudomonas mendocina NSYSU chloride release / C.M. Kao, J.K. Liu, Y.L. Chen et al. II J. Hazard. Mater. 2005. - V.124. - P. 68-73.

111. Kaschabek S.R. Degradation of chloroaromatics: purification and characterization of a novel type of chlorocatechol 2,3-dioxygenase of Pseudomonas putida GJ31 / S.R. Kaschabek, T. Kasberg, D. Müller et al. II J. Bacteriol. 1998. -V. 180.-P. 296-302.

112. Kim C.-K. Structure of the pcbC gene encoding 2,3-dixydroxybiphenyl dioxygenase of Pseudomonas sp. P20 / C.-K. Kim, E. Kim, J.-C. Chae, Y. Kim // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1996a.-V.226.-P. 15-20.

113. Kim D. Functional characterization and molecular modeling of methylcatechol 2,3-dioxygenase from o-xylene-degrading Rhodococcus sp. strain DK17 / D. Kim, J.-C. Chae, J.Y. Jang et al. II Biochem. Biophys. Res. Commun. -2005. V.326. - P.880-886.

114. Kim I.C. Characterization of the Bacillus stearothermophilus BR219 phenol hydroxylase gene / I.C. Kim, P.J. Oriel // Appl. Environ. Microbiol. — 1995. — V. 61, №4.-P. 1252-1256.

115. Kim S. Microbial growth on dichlorobiphenyls chlorinated on both rings as a sole carbon and energy source / S. Kim, F.W. Picardal // Appl. Environ. Microbiol. 2001. - V.64. - P. 1953-1955.

116. Kitagawa W. Cloning and characterization of benzoate catabolic genes in the gram-positive polychlorinated biphenyl degrader Rhodococcus sp. strain RHA1 / W. Kitagawa, K. Miyauchi, E. Masai, M. Fukuda // J. Bacteriol. 2001. - V.183. -P. 6598-6606.

117. Kobayashi F. Bioremediation of undegradable aromatic ring compound in seawater / F. Kobayashi, Y. Nakamura, N. Suzuki // Proceedings of the First International Meeting on Environmental Biotechnology and Engineering. — 2004. -V. 130.-P.1-8.

118. Kolar A. B. PCB-degrading potential of aerobic bacteria enriched from marine sediments / A.B. Kolar, D. Hrsak, S. Fingler et al. II International Biodeterioration and Biodégradation. 2007. - V.60. - P. 16-22.

119. Kolomytseva M.P. Intradiol pathway of para-cresol conversion by Rhodococcus opacus 1CP / M.P. Kolomytseva, B.P. Baskunov, L.A. Golovleva // J. Biotechnol. 2007. - V.2. - P. 886-893.

120. Koronelli T.V. Principles and methods for raising the efficiency of biological dagradation of hydrocarbons in the environment: review / T.V. Koronelli // Appl. Biochem. Microbiol. 1996. - V.32. - P. 519-525.

121. Kuhm A.E. Purification and characterization of dichloromuconate cycloisomerase from Alcaligenes eutrophus JMP134 / A.E. Kuhm, M. Schlomann, H-J. Knackmuss, D.H. Pieper // Biochem. J. 1990. - V.266. - P. 877-883.

122. Laemli U.K. Cleavaje of structural proteins during the assembly of the head of bacteriaphage T4 / U.K. Laemli //Nature. 1970. - V. 227. - P. 680-685.

123. Lambo A.J. Cometabolic degradation of polychlorinated biphenyls at low temperature by psychrotolerant bacterium Hydrogenophaga sp. IA3-A / A.J. Lambo, T.R. Patel // Curr. Microbiol. 2006. - V.53. - P. 48-52.

124. Larkin M.J. Biodégradation by members of the genus Rhodococcus: biochemistry, physiology, and genetic adaptation // M.J. Larkin, L.A. Kulakov,

125. C.C. Allen // Adv. Appl. Microbiol. 2006. - V.59. - P. 1-29.

126. Lechevalier M.P. Identification of aerobic actinomycetes of clinical importance / M.P. Lechevalier // J. Lab. Clin. Med. 1968. - V.71. - P.934-944.

127. Lee J.-Y. Purification and characterization of 2,6-dichloro-p-hydroquinone chlorohydrolase from Flavobacterium sp. strain ATCC 39723 / J.-Y. Lee, L. Xun // J. Bacteriol. 1997. -V. 179. - P. 1521-1524.

128. Lee K. /?-Hydroxylation reactions catalyzed by naphthalene dioxygenase/ K. Lee // FEMS Microbiol. Lett. 2006. - V. 255. - P. 316-320.

129. Leigh M.B. Polychlorinated biphenyl (PCB)-degrading bacteria associated with trees in a PCB-contaminated site / M.B. Leigh, P. Prouzova, M. Mackova et al. / Appl. Environ. Microbiol. 2006. - V.72, № 4. - P. 2331-2342.

130. Liu D. Amino acids in positions 48, 52, and 73 differentiate the substrate specificities of the highly homologous chlorocatechol 1,2-dioxygenases CbnA and TcbC / D. Liu, S. Ogawa, N. Senda et al. II J. Bacteriol. 2005. - V. 187. P. 5427-5436.

131. Liu D. Biodégradation of recalcitrant chlorophenols by cometabolism /

132. D. Liu, R.J. Maguire, G. Pacepavicius, B.J. Dutka // Environ. Toxicol. Water Qual. -1991. — V.6. — P.85-95.

133. Loffler F. Dehalogenation of 4-chlorobenzoate. Characterisation of 4-chlorobenzoyl-coenzyme A dehalogenase from Pseudomonas sp. CBS3 / F. Loffler, F. Lingens, R. Muller // Biodégradation. 1995. - V.6. - P. 203-212.

134. Maltseva O. V. Degradation of anaerobic reductive dechlorination products of Aroclor 1242 by four aerobic bacteria / O. V. Maltseva, T. V. Tsoi, J. F. Quensen III et al. Il Biodégradation. 1999. - Y. 10. - P. 363-371.

135. Mannisto M.K. Diversity of chlorophenol degrading bacteria isolated from contaminated boreal groundwater / M.K. Mannisto, M.A. Tiirola, Salkinoja-M.S. Salonen et al. II Arch. Microbiol. 1999. - V.171. - P. 189-197.

136. Margesin R. Low-temperature biodégradation of high amounts of phenol by Rhodococcus spp. and basidiomycetous yeasts / R. Margesin, P.-A. Fonteyne, B. Redl // Res. Microbiol. 2005. -V. 156. - P. 68-75.

137. Marks T.S. The origin of the oxygen incorporated during the dehalogenation/hydroxylation of 4-chlorobenzoate by an Arthrobacter sp. / T.S. Marks, R. Wait, A.R. Smith, A.V. Quirk // Biochem. Biophys. Res. Commun. -1984. V. 124. - P. 669-674.

138. Martinkovâ L. Biodégradation potential of the genus Rhodococcus / L. Martinkovâ, B. Uhnâkovâ, M. Pâtek et al. Il Environ. Int. 2009. - V.35. -P. 162-177.

139. Masai E. Characterization of biphenyl catabolic genes of gram-positive polychlorinated biphenyl degrader Rhodococcus sp. strain RHA1 / E. Masai, A. Yamada, J. M. Healy et al. Il Appl. Environ. Microbiol. 1995. - V.61. -P.2079-2085.

140. Matsumura E. Constitutive synthesis, purification of catechol 1,2-dioxygenase from the aniline-assimilating bacterium Rhodococcus sp. AN-22 / E. Matsumura, S. Ooi, S. Murakami et al. II J. Biosci. Bioeng. — 2004. — V. 98. -P. 71-76.

141. McLeod M.P. The complete genome of Rhodococcus sp. RHA1 provides insights into a catabolic powerhouse / M.P. McLeod, R.L. Warren, W.W. Hsiao et al. II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. - V. 103. - P. 15582-15587.

142. Menke B. Degradation of mixtures of monochlorophenols and phenol as substrates for free and immobilized cells of Alcaligenes sp. A7—2 / B. Menke, H. J. Rehm // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1992. - V.37. - P. 655-661.

143. Merlin C. Organization of the bph gene cluster of transposon Tn4371, encoding enzymes for the degradation of biphenyl and 4-chlorobipheny 1 compaunds / C. Merlin, D. Springael, M. Mergeay, A. Toussaint// Mol. Gen. Genet. 1997. -V.253.-P. 499-506.

144. Merril C.R. Ultrasensitive stain for proteins in polyacrylamid gels shows regional variation in cerebrospinal fluid proteins / C.R. Merril, D. Goldman, S.A. Sedman, M.H. Ebert // Science. 1981. - V.211. - P. 1437-1438.

145. Miethling R. Accelerated mineralization of pentachlorophenol in soil upon inoculation with Micobacterium chlorophenolicus PCP-1 and Sphingomonaschlorophenolica RA2 / R. Miethling, U. Karlson. // Appl. Environm. Microbiol. — 1996. V.62. - P.4361-4366.

146. Mondello FJ. Cloning and expression in Escherichia coli of Pseudomonas strain LB400 genes encoding polychlorinated biphenyl degradation /

147. F.J. Mondello // J. Bacteriol. 1989. - V. 171. - P. 1725-1732.

148. Mukarjee-Dhar G. Analysis of changes in congener selectivity during PCB degradation by Burkholderia sp. strain TSN101 with increasing concentration of PCB and characterization of the bphBCD genes and gene products /

149. G. Mukarjee-Dhar, T. Hatta, M. Shimura, K. Kimbara // Arch. Microbiol. 1998a. -V.169.-P. 61-70.

150. Mukerjee-Dhar G. Degradation of polychlorinated biphenyl by cells of Rhodococcus opacus strain TSP203 immobilized in alginate and in solution / G. Mukerjee-Dhar, M. Shimura, K. Kimbara // Enzyme and Microbial Technology. -1998b. — V.23. P. 34-41.

151. Muller R. Enzymatic dehalogenation of 4-chlorobenzoate by extracts from Arthrobacter sp. SU DSH 20407 / R. Muller, R. H. Oltmanns, F. Lingens // Biol. Chem. Hoppe-Seyler. 1988. - V.369. - P. 567-571.

152. Mustafa N.R. Phenolic compounds in Catharanthus roseus / N.R. Mustafa, R.Verpoorte II Phytochem. Rev. 2007. - V.6. - P. 243-258.

153. Nacatsu C.H. The c/s-diol dehydrogenase cbaC gene of Tn5271 is required for growth on 3-chlorobenzoate but not 3,4-dichlorobenzoate / C.H. Nacatsu, M. Providenti, R.C. Wyndham // Gene. 1997. - V.196. - P. 209-218.

154. Nakai C. Three isozymes of catechol 1,2-dioxygenas (pyrocatechase), aa, aP, and PP, from Pseudomonas arvilla C-l / C. Nakai, K. Horiike, S. Kuramitzu et al. II J. Biol. Chem. 1990. - V.265. - P. 660-665.

155. Nishi A. A 90-kilobase conjugative chromosomal element coding for biphenyl and salicylate catabolism in Pseudomonas putida KF715 / A. Nishi, K. Tominaga, K. Furukawa // J. Bacteriology. 2000. - V.182. - P. 1949-1955.

156. Nordin K. Novel 4-chlorophenol degradation gene cluster and degradation route via hydroxyquinol in Arthrobacter chlorophenolicus A6 / K. Nordin, M. Unell, J.K. Jansson // Appl. Microbiol. Microbiol. 2005. - V.71, № 11.-P. 6538-6544.

157. Oda Y. Acquisition of the ability for Rhodopseudomonas palustris to degrade chlorinated benzoic acids as the sole carbon source / Y. Oda, Y.P. de Vries, L.J.Forney, J.C. Gottschal // FEMS Microbiol. Ecol.-2001.-V.3 8.-P. 133-139.

158. Ohtsubo Y. BphS, a key transcriptional regulator of bph genes involved in polychlorinated biphenyl/biphenyl degradation in Pseudomonas sp. KKS102 / Y. Ohtsubo, M. Delawary, K. Kimbara et al II Biol. Chem. 2001. - V. 276. -P. 36146-36154.

159. Parales R.E. Substrate specificity of naphthalene dioxygenase: effect of specific amino acids at the active site of the enzyme / R.E. Parales, K. Lee, S.M. Resnick et al. II J. Bacteriol. -2000. V.182. - P. 1641-1649.

160. Patel R.N. Catechol 1,2-dioxygenase from Acinetobacter calcoaceticus: purification and properties / R.N. Patel, C.T. Hou, A. Felix, M.O. Lillard // J. Bacteriol. 1976. - V. 127. - P. 536-544.

161. Peel M.C. Selection of clc, cba, and fcb chlorobenzoat-catabolic genotypes from groundwater and surface waters abjacent to the Hyde Park, Niagara

162. Falls, chemical landfill / M.C. Peel, R.C. Wyndham // Appl. Environ. Microbiol. — 1999.-V.65.-P. 1627-1635.

163. Peloquin L. Cloning and expression of the polychlorinated biphenyl-degradation gene cluster from Arthrobacter M5 and comparison to analogous genes from gram-negative bacteria / L. Peloquin, C.W. Greer // Gene. — 1993. — V.125. — P. 35-40.

164. Pieper D.H. Aerobic degradation of polychlorinated biphenyls / D.H. Pieper//Appl. Microbiol. Biotechnol. 2005. - V. 67.-P. 170-191.

165. Potrawfke T. Chlorocatechols substituted at positions 4 and 5 are substrates of the broad-spectrum chlorocatechol 1,2-dioxygenase of Pseudomonas chlororaphis RW71 / T. Potrawfke, J. Armengaud, R.M. Wittich / J. Bacteriol. — 2001.-V.183.-P. 997-1011.

166. Pradhan N. Mineralization of phenol by a Serratia plymuthica strain GC isolated from sludge sample // International Biodeterioration and Biodégradation. — 2007.-V.60.-P. 103-108.

167. Prieto M.B. Degradation of phenol by Rhodococcus erythropolis UPV-1 immobilized in biolite in a packed-bed reactor / M.B. Prieto, A. Hidalgo, J.L. Serra, M.J. Llama // J. Biotechnol. 2002. - V. 97. - P. 1-11.

168. Providenti M. A. Identification and functional characterization of CbaR, a MarR-like modulator of the cbaABC-encoded chlorobenzoate catabolism pathway / M. A. Providenti, R. C. Wyndham // Appl. Environ. Microbiol. 2001. - V.67. -P. 3530-3541.

169. Radice F. Cloning of the Arthrobacter sp. FG1 dehalogenase genes and construction of hybrid pathways in Pseudomonas putida strains / F. Radice,

170. V. Orlandi, V. Massa et al. II Appl. Microbiol. Biotechnol. 2007. - V.75. -P. 1111-1118.

171. Raschke H. Biotransformation of various substituted aromatics compaunds to chiral dihydrodihydroxy derivatives / H. Raschke, M. Meier, J.G. Burken et al. // Appl. Environ. Microbiol. 2001. - V.67. - P. 3333-3339.

172. Rehfuss M. Alcaligenes faecalis subsp.phenolicus subsp. nov. a phenol-degrading, denitrifying bacterium isolated from a graywater bioprocessor / M. Rehfuss, J. Urban // Syst. Appl. Microbiol. 2005a. - V.28. - P.421-429.

173. Reineke W. Chemical structure and biodegradability of halogenated aromatic compounds. Substituent effects on 1,2-dioxygenation of benzoic acid / W. Reineke, H.-J. Knackmuss // Biochim. Biophy. Acta. 1978. - V. 532. -P. 412-423.

174. Reineke W. Development of hybrid strains for the miniralisation of chloroaromatics by patchwork assembly / W. Reineke // Annu. Rev. Microbiol. — 1998.-V.52.-P. 287-331.

175. Reineke W. Microbiol degradation of haloaromatics / W. Reineke, H. J. Knackmuss // Ann. Rev. Microbiol. 1988. - V.42. - P. 263-287.

176. Rodrigues J. Development of a Rhodococcus recombinant strain for degradation of products from anaerobic dechlorination of PCBs / J. Rodrigues, O. Maltseva, T. Tsoi et al. II Environ. Sci. Technol. 2001. - V.35. - P. 663-668.

177. Romanov V. Pseudomonas aeruginosa 142 uses a three-component ortho-halobenzoate 1,2-dioxygenase for metabolism of 2,4-dichloro- and 2-chlorobenzoate / V. Romanov, R. P. Hausinger// J. Bacteriol. 1994. - V.176. -P. 3368-3374.

178. Romine M.F. Complete Sequence of a 184-Kilobase Catabolic Plasmid from Sphingomonas aromaticivorans F199 / M.F. Romine, L.C. Stillwell, K.-K Wong et al. I I J. Bacteriol. 1999. - V. 181, № 5. - P. 1585-1602.

179. Ross G. The public health implications of polychlorinated biphenyls (PCBs) in the environment / G. Ross // Rev. Ecotox. Environ. Safety. 2004. - V.59. -P. 275-291.

180. Rutgers M. Growth yield coefficients of Sphingomonas sp. strain P5 on various chlorophenols in chemostat culture / M. Rutgers, A.M. Breure, J.G. van Andel, W.A. Duetz // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1997. - V.48. -P.656-661.

181. Sakai M. Diversity of 2,3-dihydroxybiphenyl dioxygenase genes in a strong PCB degrader, Rhodococcus sp. strain RHA1 / M. Sakai, E. Masai, H. Asami etal. II J. Biosci. Bioeng. 2002. - V.93. - P. 421^127.

182. Sanakis Y. Catechol 1,2-dioxygenase from Pseudomonas putida in organic media an electron paramagnetic resonance study / Y. Sanakis, D. Mamma, P. Christakopoulos, H. Stamatis // Int. J. Biol. Macromol. - 2003. - V.33. -P. 101-106.

183. Sanchez M.A. A previously unexposed forest soil microbial community degrades high levels of the pollutant 2,4,6-trichlorophenol / M.A. Sanchez, M. Vasquez, B. Gonzalez // Appl. Environ. Microbiol. 2004. - V.70. -P.7567-7570.

184. Sauret-Ignazi G. Characterization of a chromosomally encoded catechol 1,2-dioxygenase (E.C.I. 13.11.1) from Alcaligenes eutrophus CH34 / G. Sauret-Ignazi, J. Gagnon, C. Béguin et al. II Arch. Microbiol. 1996. - V. 166. - P. 42-50.

185. SavardP. Cloning of Pseudomonas sp. strain CBS3 genes specifying dehalogenation of 4-chlorobenzoate / P. Savard, L. Peloquin, M. Sylvestre // J. Bacterid. 1986. - V.168. - P. 81-85.

186. Savelkoul P.H. Amplified-fragment length polymorphism analysis: the state of an art / P.H. Savelkoul, H.J. Aarts, J. de Haas et al. II J. Clin. Microbiol. — 1999. V.37. - P. 3083-3091.

187. Schell U. Structural basis for the activity of two muconate cycloisomerase variants toward substituted muconates / U. Schell, S. Heiin, T. Kajander et al. Il Proteins. 1999. - V.34. - P.125-136.

188. Schlömann M. Evolution of chlorocatechol catabolic pathways / Schlömann M. // Biodegradation. 1994. - V.5. - P.301-321.

189. Schmidt E. Chemical structure and biodegradability of halogenated aromatic compounds. Conversion of chlorinated muconic acids into maleoylacetic acid / E. Schmidt, H.-J. Knackmuss // Biochem. J. 1980. - V.192. - P.339-347.

190. Schmitz A. Cloning and sequence analysis of genes for dehalogenation of 4-chlorobenzoate from Arthrobacter sp. strain SU / A. Schmitz, K.-N. Gartemann, J. Fielder et al. II Appl. Environ. Microbiol. 1992. - V.58. - P.4068-4071.

191. Seeger M. Dehalogenation, denitration, dehydroxylation, and angular attack on substituted biphenyls and related compounds by a biphenyl dioxygenase / M. Seeger, B. Camara, B. Hofer//J. Bacteriol. -2001. V.183. -P. 3548-3555.

192. Seto M. A novel transformation of polychlorinated biphenyls by Rhodococcus sp. strain RHA1 / M. Seto, K. Kimbara, M. Shimura et al. Il Appl. Environ. Microbiol. 1995. - V.61. - P. 3353-3358.

193. Shen X.H Functional identification of the gene locus ncgl2319 and characterization of catechol 1,2-dioxygenase in Corynebacterium glutamicum / X.H. Shen, Z.P. Liu, S.J. Liu // Biotechnol. Lett. 2004. - V. 26, № 7. - P. 575-580.

194. Shimao M. Degradation of 4-chlorobenzoate by facultatively alcalophilic Arthrobacter sp. strain SB8 / M. Shimao, S. Onishi, S. Mizumori et al. Il Appl. Environ. Microbiol. 1989. - V.55. - P. 478-482.

195. Shimizu S. Characterisation of the 450-kb linear plasmid in a polychlorinated biphenyl degrader, Rhodococcus sp. strain RHA1 / S. Shimizu, H. Kobayashi, E. Masai, M. Fucuda // Appl. Environ. Microbiol. 2001. - V.61. -P. 2021-2028.

196. Shimura M. Isolation and characterization of a thermophylic Bacillus sp. JF8 capable of degrading polychlorinated biphenyls and naphtalene / M. Shimura, G. Mukerjee-Dhar, K. Kimbara et al. II FEMS Microbiol. Lett. 1999. - V.178. -P. 87-93.

197. Shingler V. Nucleotide sequence and functional analysis of the complete phenol/3,4-dimethylphenol catabolic pathway of Pseudomonas sp. strain CF600 / V. Shingler, J. Powlowski, U. Marklund // J. Bacteriol. 1992. - V.174. -P. 711-724.

198. Sisto A. Molecular Characterization of Bacteria Isolated from Waste Electrical Transformer Oil / A. Sisto, E. Fusella, H. Urbina et al. II Moscow University Chemistry Bulletin. 2008. - V.63. - № 2. - P. 120-125.

199. Sivakumar K. Research on marine actinobacteria in India / K. Sivakumar, M.K. Sahu, T. Thangaradjou, L. Kannan // Indian J. Microbiol. — 2007. V.47. — P.186-196.

200. Smith M.R. The biodégradation of aromatic hydrocarbons by bacteria / M.R. Smith // Biodégradation. 1990. - V. 1. - P. 191-206.

201. Solyanikova I.P. Bacterial degradation of clorophenols: pathways, biochemical, and genetic aspects / LP. Solyanikova, L.A. Golovleva // J. Environm. Sci. Health. 2004. - V.39. - P. 333-351.

202. Sondossi M. Metabolism of 2,2'- and 3,3'-dihydroxybiphenyl by the biphenyl catabolic pathway of Comamonas testosteroni B-356 / M. Sondossi, D. Barriault, M. Sylvestre // Appl. Environ. Microbiol. 2003. - V. 70. - P. 174-181.

203. Spain J.C. Oxidation of substituted phenols by Pseudomortas putida F1 and Pseudomortas sp. strain JS6 / J.C. Spain, D.T. Gibson // Appl. Environ. Microbiol. 1988. - V.54. - P.1399-1404.

204. Springael D. Occurrence of Tn43 71-related mobile elements and sequences in (chloro)biphenyl-degrading bacteria / D. Springael, A. Ryngaert, C. Merlin et al. II Appl. Environ. Microbiol. 2001. - V.67. - P. 42-50.

205. Stackebrandt E. Proposal for a new hierarchic classification system, Actinobacteria classis nov. / E. Stackebrandt, F.A. Rainey, N.L. Ward-Rainey // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. - V.47. - P. 479-491.

206. Strachan P.D. Purification and characterization of catechol 1,2-dioxygenase from Rhodococcus rhodochrous NCIMB 13259 and cloning and sequencing of its catA gene / P.D. Strachan, A.A. Freer, C.A. Fewson // Biochem. J. — 1998.-V.333.-P. 741-747.

207. Suenaga H. Active-site engineering of biphenyl dioxygenase: effect of substituted amino acids on substrate specificity and regiospecificity / H.Suenaga, M. Goto, K. Furukawa //Appl. Microbiol. Biotechnol. 2005. - V.71. -P.168-176.

208. Suenaga H. Directed evolution of biphenyl dioxygenase: emergence of enhanced degradation capacity for benzene, toluene, and alkylbenzenes / H. Suenaga, M. Mitsuoka, Y. Ura etal. II J. Bacteriol. 2001. - V. 183. - P. 5441-5444.

209. Suenaga H. Alteration of regiospecificity in biphenyl dioxygenase by active-site engineering / H. Suenaga, T. Watanabe, M. Sato et al. II J. Bacteriol. -2002.-V. 184.-P. 3682-3688.

210. Suzuki K. Expression of 1,2-halobenzoate dioxygenase genes (icbdSABC) involved in the degradation of benzoate and 2-halobenzoate in Burkholderia sp. TH2 / K. Suzuki, N. Ogawa, K. Miyashita // Gene. 2001. - V.262. — P.137-145.

211. Takeda H. Characterization of transcriptional regulatory genes for biphenyl degradation in Rhodococcus sp. strain RHA1 / H. Takeda, A. Yamada, K. Miyauchi et al. II J. Bacteriol. 2004. - V.186. - P. 2134-2146.

212. Tarao M. Estimation of the yield coefficient of Pseudomonas sp. strain DP-4 with a low substrate (2,4-dichlorophenol DCP.) concentration in a mineral medium from which uncharacterized organic compounds were eliminated by a non

213. DCP-degrading organism / M. Tarao, M. Seto // Appl. Environ. Microbiol. — 2000. — V.66.-P. 566-570.

214. Thakur I.S. Molecular cloning and characterization of pentachlorophenol-degrading monooxygenase genes of Pseudomonas sp. from the chemostat / I.S. Thakur, P. Verma, K. Upadhayaya // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2002. - V.290. - P.770-774.

215. Tiirola M.A. Novosphingobium lentum sp. nov., a psychrotolerant bacterium from a polychlorophenol bioremediation process / M.A. Tiirola,

216. H.J. Busse, P. Kampfer, M.K. Mannisto / Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. -V.55.-P. 583-588.

217. Tsai S.-C. Purification and characterization of a catechol1.2-dioxygenase from a phenol degrading Candida albicans TL3 / S.-C. Tsai, Y.-K. Li // Arch. Microbiol. 2007. - V. 187. - P. 199-206.

218. Unell M. Degradation of mixtures of phenolic compounds by Arthrobacter chlorophenolicus A6 / M. Unell, K. Nordin, C. Jernberg et al. II Biodegradation. 2008. - V.19, №4. - P. 495-505.

219. Unterman R. A history of PCB biodégradation / R. Unterman // Bioremediation. Principles and Applications / Eds. Crawford R.L., Crawford D.L., 1996.-P. 209-253.

220. Upadhyay R.C. Effect of phenol on the mycelial growth and fructification in some of basidiomycetous fungi / R.C. Upadhyay, M. Hofrichter // J. Basic Microbiol. 1993. - V.33, № 5. - P.343-347.

221. Valenzuela J. Degradation of chlorophenols by Alcaligenes eutrophus JMP134 (pJP4) in bleached kraft mill effluent / J. Valenzuela, U. Bumann, R. Cespedes et al. II Appl. Environ. Microbiol. 1997. - V.63. - P. 227-232.

222. Van de Peer Y. TREECON for Windows a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment / Y. Van de Peer, R. DeWachter // Comput. Appl. Biosci. 1994. -V.10.-P. 569-570.

223. Ventura M. Genomics of Actinobacteria: tracing the evolutionary history of an ancient phylum / M. Ventura, C. Canchaya, A. Tauch et al. II Microbiolology and Molecular Biology Reviews. 2007. - V.71, № 3. - P. 495-548.

224. Versalovic J. Genomic fingerprinting of bacteria using repetitive sequence-based polymerase chain reaction / J. Versalovic, M. Schneider, F.J. de Bruijn et al. II Meth. Cell. Mol. Biol. 1994. - V. 5. - P. 25-40.

225. Vezina J. Family shuffling of soil DNA to change the regiospecificity of Burkholderia xenovorans LB400 biphenyl dioxygenase / J. Vezina, D. Barriault, M. Sylvestre // J. Bacteriol. 2007. - V.189. - P. 779-788.

226. Wang C.-L. Purification and characterization of a novel catechol 1,2-dioxygenase from Pseudomonas aeruginosa with benzoic acid as carbon source / C.-L. Wang, S.-L. You, S.-L. Wang // Process Biochemistry. 2006. - V.41. -P.1594-1601.

227. Warhurst A.M. Metabolism of styrene by Rhodococcus rhodochrous NCIMB 13259 / A.M. Warhurst, K.F. Clarke, R.A. Hill et al. II Appl. Environ. Microbiol. 1994. - V.60. - P.l 137-1145.

228. Watanabe T. Versatile transcription of biphenyl catabolic bph operon in Pseudomonas pseudoalcaligenes KF707 / T. Watanabe, R. Inoue, N. Kimura, K. Furukawa // J. Bacteriol. 2000. - V.275. - P. 31016-31023.

229. Wei G. Characterization of phenol degradation by Rhizobium sp. CCNWTB 701 isolated from Astragalus chrysopteru in mining tailing region / G. Wei, J. Yu, Y. Zhu et al. II J. Hazard. Mater. 2008. - V.28, №1. - P. 111-117.

230. Wiegel J. Microbial reductive dehalogenation of polychlorinated biphenyls / J. Wiegel, Q. Wu // FEMS Microbiol. Ecology. 2000. - V.32. - P. 1-15.

231. Wieser M. Metabolism of 4-chlorophenol by Azotobacter sp. strain GP1: structure of the meta cleavage product of 4-chlorocatechol / M. Wieser, J. Eberspächer, B. Vogler, F. Lingens // FEMS Microbiol. Lett. 1994. - V.116. -P. 73-78.

232. Williams W. A. A phylogenetic analysis of aerobic polychlorinated biphenyl-degrading bacteria / W. A. Williams, J. H. Lobos, W. E. Cheetham // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. - V.47. - P. 207-210.

233. Wilson K. Preparation of genomic DNA from bacteria / K. Wilson // Current protocols in molecular biology / Eds. Ausubel F.M. et al., New York: Greene Publishing Associates, 1995. P. 241-245.

234. Wood T.K. Molecular approaches in bioremediation / T.K. Wood // Curr. Opin. Biotechnol. 2008. - V.19. - P. 572-578.

235. Yang X. Biodegradation of seven polychlorinated biphenyls by a newly isolated aerobic bacterium {Rhodococcus sp. R04) / X. Yang, Y. Sun, S. Qian // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. -2004. -V.31, № 9. P. 415-420.

236. Yang X. Characterization and functional analysis of a novel gene cluster involved in biphenyl degradation in Rhodococcus sp. strain R04 / X. Yang, X. Liu, L. Song étal. II J. Appl. Microbiol. 2007. - V.103, № 6. - P. 2214-2224.

237. Yi H.-R. Phylogenetic and phenotypic diversity of 4-chlorobenzoate-degrading bacteria isolated from soils / H.-R. Yi, K.-H. Min, C.-K. Kim, J.-O. Ka // FEMS Microbiol. Ecol. 2000. - V.31. - P. 53-60.

238. Ying 'W. Biodegradation of phenol by free and immobilized Acinetobacter sp. strain PD12 / W. Ying, T. Ye, H. Bin et al. II Journal ot Emironmental Sciences. — 2007. — V.19. P.222-225.

239. Yoon Y.-H. Characterization of a new catechol branch of the yß-ketoadipate pathway induced for benzoate degradation in Acinetobacter Iwoffii K24 / Y.-H. Yoon, S.-H. Yun, S.-H. Park et al. II Biochem. Biophys. Res. Commun. — 2007. V. 360. - P. 513-519.

240. Zaitsev G. M. Utilization of 2-chlorobenzoic acid by Pseudomonas cepacia / G.M. Zaitsev, Y.N. Karasevich // Mikrobiologiya. 1984. - V. 53. -P. 75-80.

241. Zaitsev G.M. Utilization of halogenated benzenes, phenols, and benzoates by Rhodococcus opacus GM-14 / G.M. Zaitsev, J.S. Uotila, I.V. Tsitko et al. II Appl. Environ. Microbiol. 1995. - V. 61, № 12. - P.4191-4201.

242. Zhang W. Biodégradation of benzene, toluene and naphtalene in soil-water slurry microcosms / W. Zhang, E.J. Bouwer // Biodégradation. — 1997. — V.8. — P. 167-175.

243. Zielinski M. Pinpointing biphenyl dioxygenase residues that are crucial for substrate interaction / M. Zielinski, S. Kahl, H.J. Hecht, B. Hofer // J. Bacteriol. — 2003. V. 185. - P. 6976-6980.

244. Zielinski M. The principal determinants for the structure of the substrate-binding pocket are located within a central core of a biphenyl dioxygenase alpha subunit / M. Zielinski, S. Backhaus, B. Hofer // Microbiology. 2002. - V.148. -P.2439-2448.

245. Zucolotto V. Catechol biosensing using a nanostructured layer-by-layer film containing Cl-catechol 1,2-dioxygenase / V. Zucolotto, A. P.A. Pinto, T. Tumolo et al. II Jr. Biosensors and Bioelectronics. -2006. — V.21. P. 1320-1326.

246. Zylstra G.J. Toluene degradation by Pseudomonas putida Fl: genetic organization of the tod operon / G.J. Zylstra, W.R. McCombie, D.T. Gibson, B.A. Finette // Appl. Environ. Microbiol. 1988. - V.54. - P. 149-1503.

247. Нуклеотидные последовательности фрагментов генов, кодирующих а-субъединицы негемовых железо-содержащих диоксигеназ бактерий-деструкторов бифенила/ПХБ:1. АгМггоЬаМег ер. Р24а

248. СТААСТССАААТАТСССССССАССАСТТССССАСССАСАТСТАССАСАТССССАТС

249. ТСССАСССОТССССССТСТСССТСТССССССССОАОСССССССААОСССАОСТОАТС

250. ОСОАТСССОАССССООСТССОСССССССАСТТСАСТТССССССТССОССАССССАС

251. ССССТТСТСОАССАСАССССАААСТСССОАСТТССССССАССАОТСОТСОАСОССТ

252. СССТСОССАСССАОААССАОАССАТАСТСССССООСТСССТОАСССАСССТАТОСО

253. ТТССАССОССАСААСАСОАТСТТСССОАСОТТСТССТТССТСАСССССТАСААСАСО

254. АТССССОТСТСССАСССТСССССОССОААСОАСАТСОАОСТСТСССССТСООСАСТ

255. СОТТСССОСТОСТСССССТССССААСТСААССОСССАСТССАССТСАССАССТСССО

256. СААСТТСАСССССССССССААСТТССАТСААОА3атЬааег ер. Р9

257. ТССАААТАТСССССССАССАСТТСОССАСССАСАТСТАССАСАТСССОАТСТСОСА

258. СОССТССССССТСТСССТСТСССССССССАОССССССОААСССОАССТСАТСССОА

259. ТСОСОАССССССОТССССОСССССАСТТСАОТТССССОСТОССССАССССАСССОС

260. ТТСТООАСОАСАССООАААСТССООАСТТСССССОАССАОТСОТСОАССССТСОСТ

261. СОССАСССАОААООАСССОАСОТТСТССТТССТОАСССССТАСААСАСОАТССОСОТ

262. СТСОСАСССТССССООССОААСОАОАТСОАООТОТСООССТСООСАСТСОТТСССС

263. СТССТССОССТСССОААСТСААССССОСАСТОСАСОТОАССАССТСССССАААТТСА1. ОСССССССООСААСТТСОААТСА1атЬас(ег ер. Р27а

264. ОССОСССАОСАСТТСОССАССОАСАТОТАССАСАТСОСОАТСТСОСАСССОТССОС

265. ССТСТСССТСТСООСССССОАОООСОССОААССССАОСТООТСССОАТСОСОАССО

266. ОССОТССОСООСОССАОТТСАОТТССССОСТСОООСАСООСАСССОСТТСТСОАСО

267. АСАССССАССТТССООАТОССООСООАССАОТООТСОАСОСОТСССТСОССАСССА

268. ОААООАОАОСАТСОТСССССООСТСООТСАСОСАСССТАТССООТССАООООСАСА

269. АСАСОАТАТТСССОАССТТСТССТТССТСАСОСССТАСААСАССАТОСССОТСТСОС

270. АСССТСОСОООССОААТСАОАТСОАООТОТОООССТОООСТСТСОТТСССОСТССТО

271. СОССССССОААОТСААССООССАСТССАСОТОАССАССТСССОТААСТТСАОСССС1. ОССООСААСТТСОАТСААОА

272. РБеийотопаБ ер. 89 (СепВапк ¥3152112)

273. ТАТОСССССОАССАОТТСТССАОТОАСАТОТАССАСОССООСАССАТСТСОСАССТО

274. ТССООСАТССТООСООССАТСССОСССОАААТСОАССТСТСССАООСССАОАТАСС

275. САССААОООСААТСАОТТССООСССОСТТССООССООСАССОСТСОСОСТООТАТО

276. ТСОАСОАОСССОССАТАСТССТСОСООТСАТСООССССААСОТСАСССАОТАСТОО

277. АСССАСССТССООСТСССОАОСТТССООААСАОССССТСОСОСАСАССООСАТОСС

278. ООТТСОАСОСАТСТТССОССАССАСАТОАСОАТСТТСССОАССТОТТСАТТССТОСС

279. СОССАТСААСАССАТССООАССТСОСАСССОСОТСОТСССААТОАААТСОАООТОТ

280. ОООССТТСАСССТООТСОАТОССОАСОССССООССОАОАТСААСОААОААТАТСОС

281. СОССАСААСАТССОСАССТТСТССОСАОССООСОТОТТТОАТСААОА

282. Pseudomonas sp. S13 (GenBank FJ752168)

283. CGAGCAGTTCTGCAGTGACATGTACCACGCCGGCACCATGTCGCACCTGTCCGGCAT

284. CCTGGCGGGCATGCCGCCGGAAATGGACCTCTCCCAGGCGCAGATACCCACCAAGG

285. GCAATCAGTTCCGGGCCGCTTGGGGCGGGCACGGCTCGGGCTGGTATGTCGACGAG

286. CCGGGCATACTCCTGGCGGTGATGGGCCCCAAGGTCACCCAGTACTGGACCGAGGG

287. TCCGGCTGCCGAGCTTGCGGAACAGCGCCTGGGGCACACCGGCATGCCGGTTCGAC

288. GCATGTTCGGCCAGCACATGACGATCTTCCCGACCTGTTCATTCCTGCCCGCCATCA

289. ACACCATCCGGACCTGGCACCCGCGTGGTCCCAATGAAATCGAGGTGTGGGCCTTC

290. ACCCTGGTCGATGCCGACGCCCCGGCGGAGATCAAGGAAGAATATCGCCGGCACAA1. CATCCGGCAACCTT

291. Pseudomonas sp. S210 (GenBank FJ752169)

292. GCCGCCGAGCAGTTCTGCAGTGACATGTACCACGCCGGCACCATGTCGCACCTGTCC

293. GGCATCCTGGCGGGCATGCCGCCGGAAATGGACCTCTCCCAGGCGCAGATACCCAC

294. CAAGGGCAATCAGTTCCGGGCCGCTTGGGGCGGGCACGGCTCGGGCTGGTATGTCG

295. ACGAGCCGGGCATACTCCTGGCGGTGATGGGCCCCAAGGTCACCCAGTACTGGACC

296. GAGGGTCCGGCTGCCGAGCTTGCGGAACAGCGCCTGGGGCACACCGGCATGCCGGT

297. TCGACGCATGTTCGGCCAGCACATGACGATCTTCCCGACCTGTTCATTCCTGCCCGC

298. CATCAACACCATCCGGACCTGGCACCCGCGTGGTCCCAATGAAATCGAGGTGTGGG

299. CCTTCACCCTGGTCGATGCCGACGCCCCGGCGGAGATCAAGGAAGAATATCGCCGG

300. CACAACATCCGCACCTTCTCCGCAGGCGGCGTGTTTGATCAAGA

301. Pseudomonas sp. S212 (GenBank FJ752170)

302. GGCATCCTGGCGGGCATGCCGCCGGAAATGGACCTCTCCCAGGCGCAGATACCCAC

303. CAAGGGCAATCAGTTCCGGGCCGCTTGGGGCGGGCACGGCTCGGGCTGGTATGTCG

304. ACGAGCCGGGCATACTCCTGGCGGTGATGGGCCCCAAGGTCACCCAGTACTGGACC

305. GAGGGTCCGGCTGCCGAGCTTGCGGAACAGCGCCTGGGGCACACCGGCATGCCGGT

306. TCGACGCATGTTCGGCCAGCACATGACGATCTTCCCGACCTGTTCATTCCTGCCCGC

307. CATCAACACCATCCGGACCTGGCACCCGCGTGGTCCCAATGAAATCGAGGTGTGGG

308. CCTTCACCCTGGTCGATGCCGACGCCCCGGCGGAGATCAAGGAAGAATATCGCCGG

309. CACAACATCCGCACCTTCTCCGCAGGCGGCGTGTTTGA1. Rhodococcus sp. G10

310. CTGCGGAACAGTTCTGCAGCGATATGTACCACGCCGGCACAACCTCCCATCTTTCGG

311. GCATTCTGGCAGGGCTACCTGAAGATGTTGAATTGAGCGACCTGGCGCTGCCGACG

312. ACGGGTATGCAGTATCGCGCCCCCTGGGGCGGCCACGGTAGCGGGTTCTACCTCGG

313. CGACCCCAATATGATGATCGCCATGATGGGCCCGGTTATCACTGAGTACTGGACGA

314. AGGGGCCCGCCGCCGAAAAGGCGATTGAACGCTTGGGAGCCGCAGATCGCGGCGA

315. CCCCATGATATTCCAGCACATGACGGTCTTCCCGACGTGCTCGTTCCTACCCGGCGT

316. CAACACCGTTCGCACCTGGCATCCCCGCGGACCTAACGAGATCGAAGTCTGGTCCTT

317. CACTATCGTCGATGCAGATGCGCCTGATGAGATCAAGGAAGAATTCCGTAAGCAGA

318. CGCTGCGCACATTCTCAGCCGGCGGTGTTT

319. Ююйососсиз ер. Р1 (СепВапк РЛ752167)

320. ОСААТТСТССАССОАСАТСТАССАСОСОООСАССАСАТСССАТСТТТССООСАТТСТ

321. СОСОООССТСССТОАТССССТССАТСТСТСООАОСТСОСОССССССАСООААСССА

322. ТССАОТАССОСССААССТОСССССООСАСООТАОСООСТТСТАСАТСООСОАТССС

323. ААССТОТТСОТСОССАТСАТОССОССОААООТСАССОАОТАСТООАСТСАССССАС

324. ТСССОСАОАОААООСТТСССАССОССТСООААОСАСАОАОСОТССССАССААСТАА

325. ТОАСОСАОСАСАТСАССАТСТТСССААССТОТТСОТТССТСССАСОСАТСААСАССА

326. ТССОАОСОТООСАСССТСОСОООССОААСОАОАТСОАООТСТОООССТТСАССОТС

327. ОТТСАТСССОАСОСАССССАСОАОАТОАААОАООААТАССОССАОСАОАСАСТОСО

328. ААССТТСТСООСАООТСОТОТСТТСОАСААО

329. Якойососсиз ер. Р12 (СепВапк Р^65412)

330. ОСАОСООАОССАТТСТОСАОСОАСАТСТАСсАСОСОООСАССАСАТСССАТСТТТСС

331. ООСАТТСТСОСОООССТОССТСАТООСОТСОАТСТСТСООАОСТСОСОССССССАСО

332. ОААООСАТССАСТАССОСОСААССТООООСОООСАСООТАОСООСТТСТАСАТСОО

333. СОАТСССААССТСТТООТСОССАТСАТООООССОААОСТСАССОАОТАСТСОАСТСА

334. ОООСАСТСССОСАОАОААООСТТССОАОСОССТОООААОСАСАОАОСОТООССАОС

335. ААСТААТСАСОСАОСАСАТСАССАТСТТСССААССТОТТСОТТССТСССАООСАТСА

336. АСАССАТССОАОСОТООСАСССТСОСОССССОААСОАОАТСОАООТСТСООССТТС

337. АСССТССТТСАТСССОАСОСАСССОАСОАОАТСАААОАООААТАССОССАОСАОАС

338. АСТССОААССТТСТСООСАООТСОТОТСТТСОАТСААОА

339. Ююйососсм ер. Р13 (СепВапк ГО752171)

340. ООАОАТТТССОАОАСТОТАСАСОСОООСАСАСАТСССАТСТТТССООСАТТСТСОСО

341. ООССТСССТСАТСОСОТСОАТСТСТСООАОСТСССОССССССАСООААООСАТССАТ

342. АССОСССААССТССООСОООСАСООТАОСООСТТСТАСАТСООСОАТСССААССТС

343. ТТОСТСОССАТСАТООООССОААООТСАССОАОТАСТСОАСТСАОООСАСТСССОС

344. АСАОААООСТТССОАССОССТСООААОСАСАОАОСОТСОССАОСААСТААТОАСО

345. САССАСАТСАССАТСТТСССААССТСТТСОТТССТСССАСОСАТСААСАССАТССОА

346. СССТСОСАСССТССССССССОААСОАОАТСОАООТСТСССССТТСАССОТСОТТОАТ

347. ССССАСССАСССОАСОАОАТСАААОАООААТАСССССАССАОАСАСТОСОААССТТ

348. СТССССАССТССТСТСТТСОАТСААОАТОАТ

349. Множественное выравнивание аминокислотных последовательностей а-субъединиц негемовых железо-соде ржа щ их диоксигеназ исследуемых и известных бактерий-деструкторов бифенила/ПХБ201 2503YC3 (1) ---------------------МННН ТННМ ■

350. G10 il) ----------------------^^^^^НЯИНт^НННМН^'В

351. BIE-20 (24) TE AGTE AI P GIQKWVIP

352. RHA1 (192) TEAGTEAIPGIQKWIPCNUKFHII^^^^HHT^^^^^HPÏG

353. PI (1) ------------------—^дщ^^дтя^^^^^дрщо1. P12 ÎD -----------------

354. P13 (1) --------------------------ди гщщашим 9

355. P24a (1) -----------------NUK^i^lifli I AI S-MHiSL S AP| G

356. P27 (1) ------------------MiAMibAlHÀHSLSAriG

357. P9 (1) ------------------UKY^^HA^H^-AIBAMSLSAP|G

358. KF707 (201) tpagtvaiggmqkwipch№F^HHHHHHImBHBBBBppI1400 (201) TPAGWAIGGMQKWIPCN№FHHMHHnniHT^^^^^HPPl

359. S9 (1) --------------------у^^^нпиитянв1 p|

360. S210 tu ------------------■HHMMFFI513 (1) --- ■НМН^ЯНЙН1; cl

361. B2a (24) TPAGTV AIGGMQKWVIPCNIJKF ■■■■■«НИВ' P|

362. S212 (U ------------------------------------■■ШРРВ

363. ATGGP GRQFBPL G НС§СЯттр---ETP DF GGP|Vf АИЬ ATjATGGP GRQFBPL ОНОЩсЩТТР---E§PDAGGP|vflA¥LÀT

365. QA^TKG-ri^MGHGMG—DMG— ШЦЕ! ЯоасИТКС-—■Уг-ЛШ^тсЩШШ »11

366. НО^.И^вНН^Ч «№»:«HMJKf'r:|fidl5 laipt g qfraaugghgsgfyv dp ill avmgpkvteуют g350

367. ВГ^В^ТЬГНР RGPNE HP RGPH Е RGPME1. ЛВДРЛКНР RGPNEiflRAUHP RGPNE ^^№RGPN:E3YC3 (77) ^BKSI£^HÄ~DRGDPHFii^^HFIf

368. G10 (77) ^ИКД!*— A-DRGDPBF^— PTjSFI

369. EIE-20 (12 3) lggK|SEgggf-ERGQQH|^^^gPTgSFI

370. RHA1 (291) ^■KflSE^^B-ERGOQBI^^HPTflSFI

371. PI (75) TKjsE^^B-ERGQQ^-mPBPllSFI

372. P12 (78) ТЦЗ ДД-Е RGQQjT^^MPTjsF Ipi3 (74)

373. P2 4a (79) QKESfVARVGEjR---Y-AFQGlNlBPTFSFLTPYieKVNHPRGPNE

374. P2 7 (75) QjKE£fVARLGE§ R---Y-P|QGgN^HPTf'3f'LTP YTeRVWHPRGPNE

375. B2a (12 3; И1.уДс 1 Rm G jHlflHP'lirJF LH^flPTUHPRGPNE

376. S212 (59) (^■H§GH P VR R§F ¡PT(SF rt Ü HP R GPN E

377. Consensus (301) PAAELA RLGST MMGQKMTIF PTC SF LPG INT IR WHPRGPNE351 4003YC3 (12 6) lEVl-^^fl-Di^Mvai'MM---------

378. G10 (12 6) ТЕУГ^^^^И F-EUMCMR^^B- ------------

379. BIE-20 (172) XEWflH^^BP-EVI^^V^WBIMH------------

380. RHA1 (340) IEVttm^^^BP-E^^^MQQMR^^^^^BDDGENWEIQQVpi (124) IEV^^^HIBP-D^HHIooBRIHB^HK-----------

381. P12 (127) F- Р^^^ДООД Р^^^^^Д-----------pi3 (123) ---------

382. P2 4a (12 4) IEVI^i4i4AftP~PH|RALQVT|5 PlflH

383. P27 (120) IEVT>flABP|A§P~P9|RAL<^T|SRl^Pf

384. P9 (103) IEVT.<MilMFiAiP-PMRALQVTt5RKMPMl^S-----------1. KF707 (3 49)1400 (350) I-eiae^äaSBBDDGENWEIQKG39 12 9) Г E V '.^ДР Ш8 HPTPRRRSjKM I ЛДНКДР^^^^^Д------------8210 (128) iRyт.^ИИДИ --йДИИВВДн'Д MSSi^^tf1&-----------

385. S13 (12 6) Р-А^^^ДтЩРОР-----------------1. B2a (173) ----------8212 (109) iE'v -------------

386. Consensus (351) IEVUAFILVDADAP EIKEEYRR TIRTFSAGGWDQ1. БЛАГОДАРНОСТИ

387. Выражаю глубокую признательность своему научному руководителю, к.б.н. Елене Генриховне Плотниковой за предоставленную тему исследований, помощь при планировании экспериментов и обсуждении полученных результатов, внимание и поддержку.

Информация о работе

Шумкова, Екатерина Сергеевна
кандидата биологических наук
Пермь, 2009
ВАК 03.00.07

Диссертация

Генетические и ферментные системы деструкции ароматических соединений бактерий порядка Actinomycetales - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы