Экранирование видимого и УФ-излучения как фотозащитный механизм растений

Соловченко, Алексей Евгеньевич

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Экранирование видимого и УФ-излучения как фотозащитный механизм растений
ВАК РФ 03.00.12, Физиология и биохимия растений

Автореферат диссертации по теме "Экранирование видимого и УФ-излучения как фотозащитный механизм растений"

МОСКОВСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ

имени М.В. ЛОМОНОСОВА Биологический факультет

0034В1235 На правах рукописи

СОЛОВЧЕНКО Алексей Евгеньевич

Экранирование видимого и УФ излучения как

фотозащитный механизм растений

специальность: 03.00.12 — физиология и биохимия растений

автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

Москва - 2009

003461235

Работа выполнена на кафедре физиологии микроорганизмов Биологического факультета Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова

Научный консультант: доктор биологических наук, профессор М.Н. Мерзляк Официальные оппоненты:

Ведущая организация: Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН

Защита состоится 27 февраля 2009 года в 15 часов 30 минут на заседании диссертационного Совета Д 501.001.46 при Московском государственном университете имени М.В. Ломоносова по адресу: 119991, Москва, Ленинские горы, МГУ, биологический факультет, аудитория М-1, тел У факс (495) 939-43-09.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Биологического факультета МГУ им. М.В. Ломоносова

Доктор биологических наук, профессор А.М. Носов Доктор биологических наук, профессор А.Я. Потапенко Доктор биологических наук, профессор И.Г. Тараканов

января 2009 года

Ученый секретарь диссертационного совета, кандидат биологических наук

Актуальность проблемы. Существование растений как фотоавтотрофов неразрывно связано с поглощением и утилизацией энергии солнечного излучения в ходе фотосинтеза. Основные пигменты растений, локализованные в тилакоидных мембранах хлоропластов, способны эффективно улавливать кванты света и передавать их энергию другим компонентам ФСА1 для синтеза АТФ и НАДФН, фиксации СО2 и т.д. [Бухов, 2001; Ладыгин, 2002; Horton, Ruban, 2004]. При этом с оптимальной скоростью фотосинтез осуществляется в довольно узком диапазоне интенсивностей света, в результате даже при относительно невысоких потоках не вся световая энергия, поглощенная ФСА, может быть использована в фотохимических реакциях [Ort, 2001; Ensminger et ai, 2006]. Дисбаланс между поглощенной энергией света и способностью растения к ее утилизации также возникает при действии экстремальных температур, засухи, дефицита элементов минерального питания [Ensminger et ai, 2006], на ювенильных стадиях развития и при старении растений [Steyn et ai, 2002; Hoch et al., 2003]. Часто в подобных ситуациях происходит повышение уровня активных форм кислорода (АФК), вызывающих фотоокислительные повреждения тканей, вплоть до гибели растений [Мерзляк, 1989; Asada, 2006]. Кроме того, наряду с хлорофил-лами (Хл) в клетке содержится целый ряд соединений, таких как порфирины, Fe-S белки митохондрий, флавины и птерины, способных под действием облучения в видимой части спектра приводить к образованию АФК [Kim, Jung, 1995; Егоров и др., 1999; Foyer, Noctor, 2000]. Наряду с избыточным облучением в видимой части спектра (ФАР), повреждения растений могут быть связаны с действием УФ [Caldwell et al., 1981-2003].

Необходимость защиты от повреждения солнечной радиацией обусловила возникновение у растений ряда адаптаций, включающих регуляторные и фотозащитные механизмы. Поскольку первые фототрофные организмы подвергались действию более жесткого УФ излучения, чем современные, считается, что ферментативные механизмы репарации УФ-индуцированного повреждения нуклеиновых кислот и ресинтеза важных белков ФСА возникли в процессе эволюции одними из первых [Cockell, Knowland, 1999; Niyogi, 1999]. Универсальными и важнейшими для растений являются ферментативные и неферментативные системы дезактивации АФК, играющие ключевую роль в предотвращении фотоповреждений окислительного характера [Иванов, Мерзляк, Elstner, 1972-1989; Foyer, Noctor, 2000; Asada, 2006]. Другие механизмы, обеспечивающие эффективное протекание фотосинтеза в широком диапазоне длин волн и потоков радиации, включают перераспреде-

1 Список сокращений: lOj— синглетный кислород; 3Хл — триплетное возбужденное состояние хлорофилла; ß-кар — ß-каротин; Ант — антоцианы, Антера — антераксаятин; АФК — активные формы кислорода; Вио — виолаксантин; ЖК — жирные кислоты; Зеа — зеаксантии; Кар — каротиноиды, ЛГ — липидные

глобулы; Лют — лютеин; Нео — неоксантин; Ркс — родоксантин; Хл — хлорофилл(ы), ФеС — фенольные соединения; Фл — флавонолы; ФС — фотосистема; ФСА — фогосинтетический аппарат; ЭК — эфиры

ксантофиллов; R¡. — коэффицеит отражения при длине волны Я.

ление потока поглощенной ФАР между ФС, изменение стехиометрии ФС I, ФС II и компонентов ССК, диссипацию энергии возбуждения Хл в виде тепла и тушение 3Хл и 'Ог [Demmig-Adams, Adams, 1992; Бухов, 2001; Ладыгин, 2002; Horton, Ruban, 2004].

Согласно общепринятым представлениям, фотозащитными являются все перечисленные выше механизмы, предотвращающие фотоповреждение ФСА и обеспечивающие его стабильную работу в широком диапазоне условий окружающей среды [Иванов, Мерзляк, Asada, 1980-2006]. В нашей работе основное внимание уделяется существенно менее изученным экстратилакоидным пигментам, ослабляющим достигающее тилакоидов излучение, а также фотозащитным механизмам, основанным на экранировании УФ и избытка ФАР. Эти механизмы, представляющие большой интерес для исследования адаптационных возможностей растений, были выделены и охарактеризованы сравнительно недавно, но уже привлекают значительное внимание исследователей [Day et al., 1993, 1994; Кара-петян, 1999; Bornman et al, 1997; Cockell, Knowland, 1999; Mazza et al, 2000; Shick, Dunlap, 2002; Steyn et al., 2002; Hormaetxe étal., 2005; Merzlyak et al., 2000-2008]. Ключевой особенностью механизмов этого типа является устранение причин фотоповреждения — чрезмерного поглощения солнечной радиации пигментным аппаратом и облучения других фоточувствительных компонентов и эндогенных фотосенсибилизаторов клетки.

В основе этих механизмов лежит способность растений синтезировать и накапливать под действием сильного излучения в различных компартментах клеток и структурах тканей фотозащитные пигменты — соединения, селективно поглощающие в УФ и видимой частях спектра и конкурирующие за поглощение квантов с фотосинтетическими пигментами (Хл и Кар, локализованными в тилакоидах) [Bornman et al, 1997; Cockell, Knowland, 1999; Shick, Dunlap, 2002; Merzlyak et al., 2000-2008]. Большинство фотозащитных пигментов растений принадлежит к четырем основным группам соединений: микоспорин-подобным аминокислотам, ФеС, Кар и беталаинам [Shick, Dunlap, 2002; Запрометов, 1993; Harborne, Williams, 2000; Strack et al., 2003]. К началу наших исследований отдельные классы фотозащитных пигментов были обнаружены практически у всех видов растений [Запрометов, 1993; Ладыгин, 2000, 2002; Harborne, Williams, 2000; Strack et al, 2003], и во многих случаях была доказана и описана их фотозащитная функция. Полученные к настоящему времени сведения позволяют полагать, что фотозащитные соединения участвуют в долговременной адаптации растений [Cockell, Knowland, 1999; Steyn et al., 2002; Hoch et al, 2003; Merzlyak et al, 1999-2007]. Несмотря на значительные успехи в изучении биохимии фотозащитных пигментов, к настоящему времени еще не сформированы четкие представления о значении конкретных пигментов для защиты растений от фотоповреждения. Так, для многих видов растений отсутствуют данные о динамике содержа-

ния, спектральных свойствах in vivo и эффективности фотозащитного действия, а имеющиеся сведения фрагментарны и нуждаются в систематизации. В особой степени это относится к пигментам, экранирующим излучение в видимой области спектра, фотопротекторная роль которых в настоящее время мало изучена по сравнению с таковой ФеС, участвующих в защите от УФ-В [Bornman etal., 1997: Cockell, Knowland, 1999].

Из сказанного ясно, что исследование роли пигментов в фотоадаптации и защите от фотоповреждения у растений различных систематических групп относится к актуальным разделам физиологии растений и фотобиологии, а изучение их состава, динамики, локализации и особенностей спектроскопии in vivo входит в число направлений, приоритетных в данной области. Мы считаем, что данные исследования могут быть выделены в качестве самостоятельной проблемы, актуальность которой обусловлена необходимостью расширения текущих представлений об адаптационных возможностях и механизмах фотоавто-трофных организмов.

Цели и задачи исследования. Работа посвящена изучению роли пигментов, экранирующих видимое и УФ излучение, в долговременной адаптации растений к действию высоких потоков солнечной радиации и защите от фотоповреждения. Основная цель работы — выявление закономерностей изменения состава, оптических свойств ш vivo и in vitro, а также физиологической роли различных групп пигментов при фотоадаптации и фотоповреждении у растений. Задачи исследования:

1) исследование динамики содержания, состава и соотношения различных групп фотозащитных пигментов при адаптации к интенсивному солнечному свету и повреждении им растений на разных этапах онтогенеза;

2) изучение субклеточной локализации и оптических свойств пигментов in vivo в тканях высших растений, клетках микроводорослей, а также отдельных пластидах и вакуолях при адаптации к высоким потокам солнечной радиации и при фотоповреждении;

3) выяснение ролей различных форм Кар и ФеС в долговременной адаптации растений, различающихся по способности к биосинтезу фотозащитных пигментов;

4) исследование значения различных ФеС (фенольных кислот, Фл и Ант) для формировании устойчивости ФСА высших растений к повреждению, вызванному УФ и ФАР;

5) разработка новых и совершенствование существующих недеструктивных методов анализа пигментов in situ и мониторинга физиологического состояния растений.

Научная новизна работы. В результате изучения представителей разных таксономических групп растений в экспериментальных и природных условиях, взывающих индукцию основанных на экранировании видимого и УФ излучения механизмов фотоадап-

тации и, в отдельных случаях, фотоповреждение, впервые описаны особенности динамики состава, а также спектроскопия от vivo для ряда фотозащитных пигментов; охарактеризована их роль в защите от повреждения видимой и УФ радиацией. Сформулированы новые и значительно расширены существующие представления о физиологическом значении различных групп пигментов в адаптации растений к интенсивности и спектральному составу освещения и защите от фотоповреждений. Установлено, что при длительном воздействии на растения интенсивного солнечного излучения ограничение количества световой энергии, поглощаемой фотосинтетическим аппаратом при участии фотозащитных пигментов, может являться эффективным дополнением «классических» фотозащитных механизмов, таких как элиминация АФК и тепловая диссипация избытка поглощенной ФАР.

Охарактеризованы закономерности динамики состава и содержания ФеС и экстра-тилакоидных Кар в высших растениях при адаптации к действию интенсивного солнечного света и его УФ компонента. Выявлены черты сходства трансформации фотосинтетических пигментов при старении ассимиляционных тканей растений и их адаптации к действию сильного солнечного света. Установлено, что УФ компонент солнечной радиации играет ключевую роль в индукции синтеза ФеС (Фл), обеспечивающих устойчивость к вызванному УФ фотоповреждению; именно эта группа индуцибельных ФеС играет ключевую роль в экранировании УФ-А излучения у растений. Показано, что экстратилакоидные Кар, накапливающиеся в липидных глобулах, могут играть важную роль в фотоадаптации микроводорослей и высших растений, главным образом, за счет экранирования избыточного видимого излучения.

Впервые получены спектральные характеристики m vivo для ряда фотозащитных пигментов (Кар, Фл, Ант), накапливаемых растениями в условиях стресса в кутикуле, вакуолях, пластидах и цитоплазматических включениях. Описана локализация и оптические свойства экстратилакоидных Кар высших растений и зеленых микроводорослей на уровне отдельных пластид. Выявлены общие черты ультраструктурных изменений пластид при адаптации к сильному свету, недостатку азота, а также при старении растений. Установлено, что различные фотозащитные пигменты способны формировать в растениях «экраны» и «ловушки», эффективно ослабляющие излучение в широком диапазоне спектра, от УФ-В до красной области. Показано, что отличные по химической природе и локализации пигменты, такие как экстратилакоидные Кар и Ант, могут играть сходную роль в защите от повреждения растений в силу сходства их спектральных свойств.

Получены новые данные об изменении оптических свойств растений при фотоадаптации и фотоповреждении, а также сведения о влиянии на них накопления фотоза-

щитных пигментов, позволившие значительно расширить возможности интерпретации спектральных данных и дополнить методологию недеструктивного анализа пигментов. На основании анализа собственных и литературных данных разработана концепция, согласно которой способность растений к биосинтезу определенных групп фотозащитных пигментов является важным компонентом стратегии их долговременной фотоадаптации.

Положения, выносимые на защиту. На основании анализа собственных и опубликованных в литературе данных о механизмах функционирования и физиологической роли фотозащитных пигментов можно заключить следующее:

1) фотозащитные механизмы, основанные на экранировании видимого и УФ излучения пигментами (такими, как экстратилакоидные Кар, Фл и Ант), играют одну из ключевых ролей в долговременной фотоадаптации и защите растений от фотоповреждения на различных этапах онтогенеза;

2) «экранирующие» пигменты задерживают значительную часть излучения в широком спектральном диапазоне, поглощаемую в их отсутствие пигментами ФСА. Особенности спектроскопии «экранирующих» пигментов in vivo (батохромные сдвиги максимумов и уширение полос поглощения), важны для их фотозащитной функции;

3) изменения содержания и состава пигментов растений при адаптации к высоким потокам солнечного света направлены на снижение поглощения радиации компонентами ФСА и эндогенными сенсибилизаторами, присутствующими в растительной клетке, часто за счет накопления «экранирующих» пигментов;

4) адаптация к интенсивному солнечному излучению во многих случаях сопровождается характерными изменениями ультраструктуры клеток: деградацией гранально-ламеллярной системы хлоропластов и образованием липидных включений. Экстратилакоидные Кар, локализованные в этих структурах, обладают высокой фотостабильностью и способны задерживать значительную часть излучения в синей области;

5) устойчивость фотосинтетического аппарата к повреждению видимым и УФ излучением в значительной степени зависит от содержания пигментов, экранирующих излучение в этих диапазонах У видов растений, неспособных к синтезу высоких количеств определенных фотозащитных пигментов, функции этих пигментов восполняются другими соединениями, иными по химической природе и субклеточной локализации, но обладающими сходными спектральным свойствам in vivo.

Научно-практическая значимость. Полученные экспериментальные данные расширяют существующие представления о механизмах и стратегиях долговременной адаптации растений к высоким потокам солнечного излучения, а также о роли экстратилако-идных Кар и ФеС в этих процессах. Результаты работы способствуют углублению пони-

мания физиологической и экологической роли фотозащитных механизмов, основанных на индукции синтеза пигментов, экранирующих избыток ФАР; они также важны с точки зрения исследования адаптации растений к изменяющимся условиям среды, в том числе при постоянно возрастающем антропогенном воздействии.

Разработаны новые и усовершенствованы существующие методы для недеструктивного изучения пигментного состава фотосинтезирующих тканей in siíu, позволяющие оперативно получать ценную информацию о физиологическом состоянии объекта, не разрушая его. Использование этих методов открывает новые возможности для мониторинга фотоадаптации и фотоповреждения высших растений и водорослей, а также старения листьев и созревания плодов. Полученные экспериментальные данные могут служить основанием для включения недеструктивного анализа пигментов в арсенал методов физиологии растений, разработки подходов к экспресс-оценке состояния фотоавтотрофных организмов и методов биоиндикации, применяемых для экологического мониторинга.

Практическая ценность работы в значительной степени определяется выбором в качестве объектов микроводорослей (Parietochloris incisa) и растений (Aloe arborescens), продуцирующих ценные биологически активные соединения, а также плодовых растений (Malus х domestica). Результаты проведенных нами исследований важны для: 1) изучения механизмов фотоадаптации и фотоокислительной гибели микроводорослей — продуцентов арахидоновой кислоты; 2) оптимизации фотобиотехнологии, основанной на использовании этих микроводорослей в плане выхода биомассы и степени обогащения ее ценными ПНЖК; 3) недеструктивного мониторинга и прогноза созревания яблок в саду и при хранении снятых плодов, а также для выявления и контроля развития физиологических расстройств плодов (таких, как подкожный загар, стекловидность и солнечный ожог).

Научные представления, основные методические приемы и принципы исследований, полученные в ходе проведенных работ, включены в задачи большого и малого практикума по физиологии растений и микроорганизмов, практикумы и лекционные курсы «Биологическая спектроскопия», «Взаимодействие патогенных микроорганизмов с растениями» и «Фотофизиология микроорганизмов» для студентов кафедр физиологии микроорганизмов, физиологии растений, микологии и альгологии Биологического факультета МГУ им. М.В. Ломоносова.

Апробация работы. Материалы работы заслушивались на совместных заседаниях кафедр физиологии растений, физиологии микроорганизмов, микологии и альгологии МГУ. Основные положения диссертации представлены на 35 съездах и конференциях, среди которых всероссийские: III Съезд фотобиологов России (Воронеж, 2001); V Съезд общества физиологов растений России (Пенза, 2003); VI Симпозиум по фенольным со-

единениям (Москва, 2004); III Съезд Биофизиков России (Воронеж, 2004); «Актуальные проблемы биологии и экологии» (Сыктывкар, 2005); IV Съезд фотобиологов России (Саратов, 2005); Всероссийский симпозиум «Автотрофные микроорганизмы» памяти академика E.H. Кондратьевой (Москва, 2005); международные: «Plants under Environmental Stress» (Москва, 2001); The 5a Conference on Oxygen, Free Radicals and Oxidative Stress in Plants, (Ницца, 2001); «Биотехнология — состояние и перспективы развития» (Москва, 2005); «Skin & Environment» (Москва - Санкт-Петербург, 2005); 43rd Conference on Horticultural Science (Потсдам, 2006); 1 Международная конференция «Физиология микроорганизмов в природных и экспериментальных системах» (Москва, 2006); «Photosynthesis in the Post-Genomic Era: «Structure and Function of Photosynthesis» (Пущино, 2006); Международная конференция «Современная физиология растений; от молекул до экосистем» (Москва, 2007); 2ni Conference on Precision Crop Protection (Бонн, 2007); «Light Energy Conversion in Photosynthesis», Пущино, 2008; V Съезд Российского фотобиологического общества; годичное собрание ОФР (Екатеринбург, 2008).

Структура и объем диссертации. Диссертационная работа состоит из введения, 7 глав и заключения, включающих обзор литературы, описание объектов и методов исследования, изложение и обсуждение полученных результатов, заключение, основные выводы и список использованных литературных источников. Работа изложена на 410 страницах машинописного текста, включает 5 таблиц и 122 рисунка. Список литературных источников содержит 525 наименований.

СОДЕРЖАНИЕ ДИССЕРТАЦИИ Глава I. Разнообразие и функции фотозащитных пигментов у растений

Представлен обзор литературы, посвященной исследованию структуры, распространенности, оптических свойств in vitro и in vivo, а также эволюции, особенностей функционирования и физиологической роли фотозащитных пигментов у различных таксономических групп растений.

Глава П. Объекты и методы исследования

Объектами исследования служили растительные организмы (табл. 1), обладающие выраженными ответами пигментного аппарата на действие высоких потоков видимого и УФ излучения. В качестве модельной системы для изучения фотоадаптации микроводорослей в норме и при действии стресса выбрана пресноводная зеленая водоросль Р. incisa, которая в природных условиях подвергается воздействию высокой освещенности, экстремальных температур и дефицита минерального питания, в частности, азота

[\Vatanabe е/ а1, 1996]. Накопление и локализацию Ант у высших растений изучали на примере видов, ювенильные и(или) стареющие (осенние) листья которых приобретают красную окраску, особенно выраженную при действии интенсивного солнечного света на фоне низких температур [Мегг1уак, Скекоп, 1995-1999; Мегг1уак е/ а1, 2008]. Плоды яб-

Таблица 1. Объекты исследования и их происхождение

Объект Число образцов Место выращивания Год

Одноклеточные водоросли

Одноклеточная водоросль Parietochloris incisa comb, nov (Chlorophyta, Trebuxiophyceae) 220 Лаборатория биотехнологии микроводорослей, Блауштейновский институт изучения пустынь, Университет Бен-Гуриона, Израиль 2004-2008

14 Кафедра физиологии микроорганизмов МГУ им. М.В. Ломоносова, г. Москва

Высшие растения (листья)

Алоэ древовидное (Aloe arborescens Mill., Liliaceae) 75 Лаборатория интродукции Блауштей-новского института изучения пустынь, Университет Бен-Гуриона, Израиль 2004-2008

Клен платановидный (Acer platanoides L., Ace-raceae) 105 Ботанический сад МГУ им. М.В. Ломоносова, г. Москва 2005-2006

Дерен (Cornus alba L., Cornaceae) 25 2005-2008

Виноград дикий (Parte-nocissus quinquefolio, (Siebold. & Zucc.) Planch, Vitaceae) 75 2005-2008

Кизильник (Cotoneaster integerrimus Medik., Rosaceae) 25 2005-2006

Лещина обыкновенная (Corylus avellana L., Corylaceae) 125 2006-2008

Высшие растения (плоды)

Яблоня домашняя (MalusX domestica Borkh., Rosaceae) Сорт 156 Ботанический сад МГУ им. М.В. Ломоносова, г. Москва 1999-2005

Антоновка Обыкновенная

212 ОПХ Всероссийского НИИ садоводства им. И.В. Мичурина, г. Мичуринск Тамбовской обл. 1993-2008

Жигулевское 50 1999-2001

Ренет Симиренко 12 2000

Гранни Смит 10

260 Экспериментальная станция К1ет-Altendorf, Институт садоводства Рейнского университета, г. Бонн, Германия 2001-2005

Брэберн 260

Пинк Леди 50

лони были выбраны в качестве объектов исследования, поскольку они представляют собой уникальную природную систему, удобную для изучения процессов фотоадаптации и фотоповреждения у растений [Andrews, 1997, 1998; Merzlyak et al., 1998-2003]. В течение развития плода на одну из его поверхностей, обращенную к периферии кроны («солнечную» поверхность), падает высокий поток прямого солнечного излучения, тогда как на поверхность плода, обращенную к центру кроны («теневую» поверхность), падает преимущественно рассеянное излучение меньшей интенсивности, в остальном ткани плода находятся в идентичных условиях [Andrews, 1997]. В результате ткани на солнечной поверхности оказываются адаптированными к более высоким потокам солнечного света, чем ткани на теневой поверхности, что делает возможным парное сравнение параметров, измеренных на солнечной и теневой поверхностях одного и того же плода [Merzlyak, Chivkunova, 2000].

Условия облучения. Данные об интенсивности ФАР и УФ в естественном солнечном излучении для экспериментов, выполненных в Германии, получали из лаборатории мониторинга погодных условий Института Макса Планка (Кельн, Германия). В экспериментах с блокированием солнечного УФ использовали защитную пленку Folitec UV-5 (Agrarfolien-Vertriebs, Германия), коэффициент пропускания > 1% при длинах волн меньше 390 нм. Интенсивность УФ и видимого излучения измеряли, соответственно, кванто-метрами Gröbel (Германия) и Newport (США). Целые плоды, листья и экстракты облучали, используя в качестве источника излучения диапроектор «Свитязь» с галогенной лампой накаливания КГМ 150/24 (НПО «Светотехника», Саранск) мощностью 150 Вт, через 5-см водный фильтр и 5-мм граничный светофильтр БС-8 (макс, плотность мощности на объекте 2500 Вт/м2). Источником УФ-В служил осветитель с 10 лампами Phillips TL-100 (Германия) мощностью по 100 Вт (макс, плотность мощности на объекте 40 Вт/м2).

Выделение тилакоидов и ЛГ из клеток Р. incisa осуществляли методом центрифугирования гомогенатов в градиенте плотности сахарозы [Khozin-Goldberg et al., 2002].

Препараты кутикулы плодов яблони получали путем ферментативной мацерации срезов кожицы по Ju, Bramlage (1999) с модификациями [Solovchenko, Merzlyak, 2003].

Содержание пигментов определяли спектрофотометрически в ацетоновых экстрактах [Lichtenthaler, 1987] либо хлороформных [Wellburn, 1994] и водно-метанольных фракциях экстрактов по методу Folch [Folch et al., 1957; Соловченко и др., 2001]. В отдельных экспериментах с плодами яблони использовали ранее разработанные с участием автора методы недеструктивного анализа пигментов [Merzlyak et al., 2003, 2005].

Анализ пигментов осуществляли с использованием традиционных [Strack, Wray, 1989] и разработанных с участием автора [Solovchenko, Schmitz-Eiberger, 2003; Merzlyak et

al., 2005; Solovchenko et al., 2006] методов TCX и ВЭЖХ на хроматографах Knauer, Merck-Hitachi (Германия), Hewlett-Packard (США), оснащенных колонками с обращенной фазой.

Анализ ЖК Р. incisa осуществляли путем трансметилирования с последующей ГЖХ на хроматографе Hewlett-Packard с капиллярной колонкой [Cohen et al., 1993].

Световая микроскопия. Микрофотографии временных препаратов клеток Р. incisa, а также срезов листьев A. arborescens и кожицы плодов М. х domestica получали на фотомикроскопе Zeiss Axioskop 40 (Carl Zeiss, Германия). Люминесцентные микрофотографии получали на микроскопе Axiophot (Opton, Германия), оснащенном ртутной лампой НВО 50 в качестве источника возбуждающего света.

Электронная микроскопия. Клетки Р. incisa фиксировали согласно [Korzhenevskaya et al. 1993]. Для препаратов листьев алоэ и кожицы плодов яблони использовали два вида фиксации: глутаровый альдегид + Мп04 либо /^-формальдегид + глу-таровый альдегид + OsC>4 Контрастирование проводили уранил-ацетатом (в 70 % этаноле) при обезвоживании и цитратом свинца на ультратонких срезах. Ультратонкие срезы получали на ультрамикротоме LKB-8800 (Швеция) и микроскопировали при помощи трансмиссионного электронного микроскопа JEM-100 В (Япония).

Спектральные измерения осуществляли на спектрофотометрах Hitachi 150-20 (Hitachi, Япония; оснащен интегрирующей сферой с внутренним диаметром 150 мм), Lambda 5 (Perkin-Elmer, США), Сагу 50 Bio (Varían, США) Ocean Optics USB2000 (Ocean Optics, США; оснащен интегрирующей сферой диаметром 50 мм, выполненной из спек-тралона). Спектры записывали в стандартных 1-сантиметровых кюветах, спектры поглощения клеточных суспензий регистрировали против сред культивирования, спектры поглощения экстрактов — против соответствующих растворителей, а спектры отражения листьев и плодов — против BaS04; в некоторых случаях в качестве стандарта использовали покрытие на основе мелкодисперсного BaSOí (Munsell, США). Спектральные данные оцифровывали с шагом 2 нм и обрабатывали в электронных таблицах. Спектры поглощения отдельных пластид и вакуолей были измерены на препаратах срезов листьев с использованием модифицированного микроспектрофотометра Leitz MPV2 (Ernst Leitz Wetzlar, Германия), оснащенного 150-Вт ксеноновой лампой высокого давления в качестве источника света и спектрофотометром USB2000 (Ocean Optics, США) в качестве детектора (подробное описание методики измерений см. в (Merzlyak et al., 2005]).

Обработка спектральных данных. Спектральные вклады каротиноидов и примесей в поглощение экстрактов («остаточные» спектры) рассчитывали вычитанием спектров поглощения хлорофиллов а и Ъ [Мерзляк и др., 1996; Соловченко и др., 2001]. Для компенсации спектров поглощения клеточных суспензий микроводорослей на рассеяние ис-

пользовали ранее описанный метод [Merzlyak et al., 2000, 2007]. Исходя из допущения, что в случае поверхности плода R = Л», спектры отражения плодов R(X) для дальнейшего анализа были преобразованы в спектры функции ремиссии f(R), аналогичной функции Кубелки-Мунка f(R&) [Kortüm, 1969]. Измеренные спектры пропускания кутикулы, Т„(Х), и ее спектры поглощения для неотраженного света, AmÇK), подвергали коррекции [So-lovchenko, Merzlyak, 2003], процедура коррекции спектров кожицы яблок мало отличалась от таковой для листьев высших растений (см. [Merzlyak et al., 2002]).

Измерения переменной флуоресценции Хл. Минимальную (Fo) и максимальную (Fm) флуоресценцию Хл кожицы плодов измеряли при помощи импульсного модулированного флуориметра РАМ-2000 (фирма «Heinz Walz», Effeltrich, Germany), оснащенного вместо зажима для листовой пластинки специально изготовленной насадкой. Измерения проводили после темновой адаптации объектов в течение 30 мин; Fo измеряли после воздействия слабого модулированного измеряющего луча (< 0,1 мкЕ при 650 нм), Fm— после кратковременного (0,2 с) насыщающего импульса белого света (3000 мкЕ ФАР). Минимальный и максимальный уровни флуоресценции Хл в клетках водорослей, адаптированных к темноте (Fo, Fm) и свету (Fo', Fm') измеряли с помощью импульсных флуори-метров PEA (Hansatech, Великобритания) и FluorPen PS 100 (PSI, Чехия). По результатам анализа переменной флуоресценции Хл рассчитывали максимальную квантовую эффективность фотосистемы II; уровень фотохимического и нефотохимического тушения, а также скорость линейного транспорта электронов в ЭТЦ хлоропластов [Schreiber, 1989; Rohácek, 2002].

Глава Ш. Изменения оптических свойств растений под влиянием

фотозащитных пигментов и разработка недеструктивных методов их анализа

Исследования, ранее выполненные в нашей [Мерзляк и др., 1995-2007; Gitelson et al, 1992-2003; Merzlyak et al., 1998-2008] и других лабораториях [Peñuelas, Fileila, 1998; Gamón et al., 1991-2001] показали, что адаптивные перестройки пигментного аппарата, включая накопление фотозащитных пигментов, с неизбежностью проявляются в оптических свойствах растений. Исследование спектров отражения, поглощения и рассеяния позволяет количественно описать взаимодействие света с растениями, а также получить ценную информацию о состоянии их ФСА и фотозащитных механизмов [Мерзляк и др., 2003]. В этой связи первые этапы работы были посвящены выявлению и анализу характерных изменений оптических свойств, сопровождающих адаптивные изменения пигментного состава водорослей и высших растений при действии высоких потоков ФАР и

УФ излучения. В ходе исследований были измерены, обработаны и проанализированы спектры поглощения клеточных суспензий микроводоросли Р. incisa, а также спектры поглощения и отражения листьев, препаратов покровных структур (гиподермы и кутикулы) и целых плодов яблони. Изучали спектральную характеристику Кар, Фл и Ант in situ с целью количественной оценки их вклада в поглощение клетками и тканями растений излучения в различных диапазонах и потенциального фотозащитного эффекта этих пигментов.

Вклад фотозащитных Кар в поглощение ФАР in situ. Исследование спектров поглощения сильно рассеивающих свет суспензий микроорганизмов, в том числе микроводорослей, сопряжено с трудностями из-за неопределенного вклада рассеяния даже при использовании интегрирующих сфер [Merzlyak, Naqvi, 2000]. Однако применение недавно разработанных методов компенсации на рассеяние (Merzlyak, Naqvi, 2000; Мерзляк и др., 2008] позволило получить спектры суспензий микроводоросли Р. incisa, практически свободные от вклада рассеяния (рис. 1). Установлено, что в ходе роста этой водоросли при высокой интенсивности освещения повышение соотношения Кар/Хл и накопление фотозащитных Кар сопровождается ростом вклада соединений, поглощающих в синей области спектра и обладающих характерными максимумами при 480,460 и плечом при 430 нм.

Длина волны, нм

Рис. 1. Средние корректированные на рассеяние спектры поглощения (1-3) суспензий клеток Р. incisa с различным соотношением каротиноидов и хлорофиллов, выращенных на полной среде (А) и в отсутствие азота (Б) и их дифференциальные спектры (В, Г)

Результаты анализа дифференциальных спектров суспензий с разным соотношением Кар/Хл и сопоставление их с данными биохимического анализа пигментов позволило отнести возрастающее поглощение суспензий в синей области спектра на счет вклада Кар (см. гл. 5), накапливающихся при действии интенсивного освещения. Эти данные свидетельствуют о том, что экстратилакоидные Кар способны перехватывать значительную часть света, который в их отсутствие поглощается Хл (особенно Хл 6), и конкурировать с «фотосинтетическими» Кар за поглощение света в синей области спектра.

Сравнительный анализ нормированных и дифференциальных спектров отражения плодов яблони, снятых с теневой и солнечной поверхностей, а также спектров обратных коэффициентов отражения и функции ремиссии Кубелки-Мунка, Дй), также выявил, наряду со снижением содержания Хл, повышение вклада соединений, очень близких к Кар по характеру спектральных деталей в синей области. Этот вклад был существенно выше на солнечной поверхности, чем на теневой. На заключительных этапах созревания плодов, когда в составе их Кар обнаруживали высокие количества ЭК (рис. 8), Кар вносили доминирующий вклад в поглощение света.

Вклад Фл в поглощение УФ излучения in situ тканями высших растений. Анализ спектров целых растительных объектов, а также препаратов покровных тканей и кутикулы плодов показал, что, в зависимости от содержания Фл и спектрального диапазона, существенная часть падающей солнечной радиации может задерживаться кутикулой и эпидермой (более 98% излучения в УФ-В диапазоне и 80% в УФ-А). Установлено, что значительную часть УФ излучения в УФ-В диапазоне задерживали ФеС, ковалентно связанные с компонентами кутикулы и клеточной стенки, предположительно идентифицированные как производные оксикоричной кислоты. Нековалентно связанные с кутикулой Фл поглощали в длинноволновой части УФ-В, а также в УФ-А диапазоне.

Эксперименты с исключением УФ компонента из действующего на растения спектра солнечного излучения показали, что наиболее существенную часть УФ излучения, особенно в УФ-А и коротковолновой части видимого диапазона поглощают именно Фл, которые накапливаются в вакуолях эпидермы и гиподермы в ответ на действие высоких потоков солнечного УФ (рис. 2).

Следует отметить, что при высоком содержании Фл регистрировали очень низкое отражение плодов в широкой полосе от коротковолновой границы УФ-В до 410 нм (рис. 3), при этом положение минимума отражения было связано линейной зависимостью с содержанием Фл в широком диапазоне концентраций этих соединений (см. врезку на рис. 2). Несмотря на то, что УФ-В обладает большей цитотоксичностью, УФ-А, интенсивность которого в солнечном излучении в десятки раз выше [Björn, Murphy, 1985], оказывает су-

щественное воздействие на растения. Так, максимальное ингибирование фотосинтеза при интенсивностях, характерных для естественных потоков солнечной радиации, наблюдается именно при действии УФ-А излучения [Bornman et al., 1997; Caldwell et al., 2003]. В силу этих обстоятельств велико значение обнаруженного длинноволнового поглощения Фл в диапазоне 350-410 нм, а также гиперхромные эффекты и батохромные сдвиги максимумов поглощения, влияющие на спектроскопию этих соединений in vivo.

Спектральные вклады Ант и Ркс in situ. Установлено, что при невысоком содержании хлорофиллов Ант перехватывают значительную часть солнечной радиации в зеленой части видимой области спектра [Merzlyak, Chivkunova, 2000]. Это существенно, поскольку, несмотря на невысокие коэффициенты поглощения Хл в зеленой области, максимум энергии в солнечном спектре приходится на эту область [Björn, Murphy, 1985]. Анализ спектров отражения плодов яблони при накоплении Ант (рис. 4) показал, что при накоплении этих пигментов в высоких количествах (> 20 нмоль/см2) происходит ушире-ние полосы их поглощения в видимой области спектра (вплоть до 600 нм). Можно сказать, что эффект накопления Ант в количествах, превышающих 40 нмоль/см2, сравним с действием граничного светофильтра, задерживающего значительную часть излучения в полосе с X < 600 нм (рис. 4); аналогичный эффект в полосе с А < 415 нм проявляют Фл, накапливающиеся в количествах больше 100-120 нмоль/см2 (рис. 3).

Рис. 2. Влияние солнечного УФ на оптические свойства плодов яблони сорта Антоновка. Приводятся спектры функции Кубелки-Мунка для теневой (/, Г) и солнечной (2, 2) поверхностей плодов, выращенных при действии полного солнечного спектра (А) и в отсутствие УФ (Б).

Рис. 3. Зависимость оптических свойств плодов яблони сорта Антоновка от содержания в них флавонолов. Показаны спектры отражения (А) с разным содержанием флавонолов (1 -45,7; 2 - 108,5; 3 - 121,8; 4 - 143,5; 5 - 233,8 нмоль/см2), а также соответствующие им спектры функции IOO/R(X) и спектры их первой производной. Врезка: зависимость положения максимума первой производной спектров, показанных на панели Б, от содержания флавонолов.

350 375 400 425 450 475 500 525 550 Длина волны, ни

Рис. 4. Влияние накопления Ант на спектры отражения плодов яблони сорта Жигулевское (А) и накопления кетокаротиноида родоксанти-на на спектры отражения листьев А. arborescens (Б). А: приводятся средние спектры, диапазоны содержания Ант указаны рядом с кривыми. Б: линиями соединены коэффициенты отражения при 700 и 550 нм

500 600 700

Длина волны, нм

Некоторые ретро- и кетокаротиноиды, такие как Ркс, впервые обнаруженные у голосеменных [Czeczuga, 1987], а затем и у цветковых растений [Díaz eí a/., 1990], по форме спектра и положению максимумов in vivo чрезвычайно сходны с Ант и также способны поглощать значительную часть ФАР в зеленой области спектра [Нал et al., 2003, 2004]. Мы впервые проанализировали вклад Ркс в поглощение света in situ в растениях A. arborescens, накапливающих этот пигмент при действии высоких потоков солнечного излучения (эти растения обладают достаточно широкими листовыми пластинками, более удобными для спектральных измерений). Сравнительный анализ результатов микроспек-трофотометрического анализа выявил наличие широкой полосы с максимумом в зеленой области (540-550 нм) на спектрах поглощения вакуолей клеток, содержащих Ант, а также красных пластид, содержащих Ркс. Судя по изменениям спектров отражения листьев A. arborescens, накопление Ркс сопровождалось повышением поглощения излучения в зеленой области видимого спектра (рис. 4Б), сравнимым с таковым при накоплении Ант в плодах яблони (рис. 4А). Таким образом, данные спектроскопии отражения и микроспек-трофотометрии свидетельствуют, что Ант в плодах яблони и листьях, а также Ркс в листьях Л. arborescens, обладая сходными спектральными характеристиками in vivo, способны к образованию эффективных экранов и ловушек для излучения в широкой полосе 450-600 нм, в которой солнечное излучение наиболее глубоко проникает в ткани листа [Sun et al., 1998; Gitelson et al., 2001].

Методы недеструктивного анализа пигментов и липндов. В ходе наших исследований с применением новых подходов к получению, обработке и анализу спектральной информации, в основном разработанных в нашей лаборатории [Мерзляк и др., 2003], был создан ряд экспресс-методов анализа пигментов и липидов в тканях и клетках растений по спектрам отражения и поглощения, отличающихся высокой чувствительностью и селективностью (табл. 2). Благодаря применению этих методов были прослежены изменения суммарного содержания и соотношения Хл и Кар, а также Фл при фотоадаптации созревающих плодов яблони. Кроме того, использование недеструктивных методов позволило нам надежно выявлять растительные объекты, подвергшиеся фотоповреждению.

Данные, полученные с применением недеструктивных методов, также позволили выявить закономерности изменения пигментного состава плодов и разработать модели, описывающие изменения содержания Кар и Хл в созревающих плодах в зависимости от исходного содержания Хл при разных уровнях освещенности. Разработанные модели были успешно использованы для прогноза динамики этих пигментов как в плодах, развивающихся на дереве, так и в отделенных плодах.

Таблица 2. Индексы для недеструктивного определения содержания

пигментов и липидов

Диапазон Параметры уравнения регрессии*

Индекс содержания, нмоль/см2 п г2" Ъ а Ошибка определения, %

М. х domestica (плоды)

Хлорофиллы а + Ь

Rtm/Rín— 1 0,3-5 148 0,92 -0,72 0,86 13,6

Rgoo/Rno— 1 0,2-11 166 0,94 0,01 0,11 0,9

Rsoo ¡Яш — 1 0,3-11 132 0,93 0,11 0,31 2,9

Каротиноиды

Rtoo) /R520 -Rsoo/Rs so 0,6-4,5 79 0,83 0,06 0,20 3,1

R800 /Л520 — Rm /Rno 0,6-4,5 79 0,80 0,13 0,23 3,9

Молярное соотношение «каротнноиды/(хлоро<| >иллы а + А)»

R¡00 /Rg00 — Дб78 /RiOO 0,34-2,65 78 0,88 -0,14 0,16 2,0

Л48О /RgOO — R67» /Rm 0,34-2,65 78 0,94 -0,09 0,20 1,3

Антоцианы

Rsoo/Rsío—Rm /Й700 5,0-48,1 23 0,93 -0,51 0,41 6,0

Флавонолы

Rm/Ruo — Rm //?46o 8,93-219 77 0,92 -5,08 12,8

Р. incisa (суспензии клеток)

Сумма жи| )НЫХ кислот

0,09-3,04 46 0,84 -1,96 3,74 2,5

Арахидоновая кислота

А$\о/Аш 0,04-1,7 46 0,90 -0,95 1,94 1,5

Примечание: уравнения линейной регрессии вида (значение индекса) = а ■ [содержание пигмента, нмоль/см ] + 6; а < 0,001; Л(Ч —ОВс1), корректированная на рассеяние [Мега1уак, Naqvi, 2000; Мерзляк и др., 2008].

Глава IV Динамика пигментного состава при фотоадаптации и фотоповреждении на разных этапах развития растений

Анализ полученных нами данных и сопоставление их с опубликованными в литературе сведениями позволяет выделить некоторые общие моменты в изменении спектров растительных объектов при повреждении высокими потоками света. Фотодеструкция пигментов в ассимилирующих клетках и тканях сопровождается глубоким синхронным выцветанием полос, обусловленных поглощением Кар и Хл, в красной и синей областях спектра.

Эта особенность наблюдалась у всех изученных растений. По-видимому, Хл является основным фотосенсибилизатором фотоокислительного повреждения ФСА, в том числе выцветания пигментов [Красновский, 1988; Мерзляк, 1989; Егоров и др., 1999]. Вместе с Хл [Мерзляк, 1989; Asada, 1987, 1994] могут разрушаться Кар, связанные с пигмент-белковыми комплексами тилакоидов [Merelyak et al., 1998; 2002] и участвующие в их защите от фотодеструкции [Young, 1991]. Разрушение Хл и Кар в этих случаях, по-видимому, происходит со стехиометрией, близкой к стехиометрии этих пигментов в ин-тактных ассимиляционных тканях (2,5:1 - 3:1). Это может быть одной из причин наблюдаемой синхронности выцветания Хл и Кар под действием высоких потоков ФАР. Развитие некрозов на терминальной стадии повреждения плодов высокими потоками солнечного света, искусственной ФАР и УФ радиации, а также другими факторами (обработка я-гексаном, развитие подкожного загара [Barden, Bramlage, 1994; Bramlage, Weiss, 1997]) индуцировало сходные изменения в спектрах отражения плодов. В объектах с минимальным содержанием Хл побурение проявляется как монотонное снижение отражения по всему спектру. В случае плодов с высоким содержание Хл и Кар эти изменения были менее выражены в полосах поглощения пигментов вследствие перекрывания их с поглощением меланиноподобных пигментов, образующихся при побурении. При высоком содержании пигментов изменения, характерные для побурения, проявлялись, главным образом в NIR и зеленой области спектра, где вклад Хл и Кар был минимальным.

Глава V. Динамика пигментного состава при фотоадаптации и фотоповреждении на разных этапах развития растений

Изучение оптических свойств растений, предпринятое на предыдущем этапе нашей работы, позволило выявить некоторые закономерности изменения отражения и поглощения света ассимилирующими клетками и тканями при адаптации к высоким потокам излучения в разных спектральных диапазонах (гл. 3), а также при повреждении ими (гл. 4). Наряду с этим были определены спектральные сигнатуры некоторых важных фотозащитных пигментов и их влияние на спектральные свойства растений.

Тем не менее, оставался без ответа ряд важных вопросов, касающихся динамики содержания и состава фотозащитных пигментов при адаптации к высоким потокам ФАР и УФ. Отдельные вопросы удалось решить с использованием недеструктивных методов, позволяющих оценить содержание суммарных Хл, Кар и других групп пигментов. Однако изучение отдельных форм пигментов, например, каротинов, ксантофиллов, включая пигменты, участвующие в виолаксантиновом цикле, а также ЭК, требует применения более точных и селективных хроматографических методов анализа. По результатам предыдуще-

го этапа работы был сделан ряд предположений относительно механизма действия различных групп фотозащитных пигментов. Проверка этих предположений требовала применения биохимического определения содержания отдельных пигментов.

В связи с вышесказанным, в продолжение нашей работы был предпринят более детальный анализ изменений пигментного состава растений, сопровождающий изменения их оптических свойств при фотоадаптации. В отдельных случаях также была прослежена динамика содержания этих пигментов на различных этапах онтогенеза, а также предпринята попытка определения влияния фотоадаптации на онтогенетические изменения пигментного состава.

Динамика содержания Хл и Кар при фотоадаптации. Изучение изменений содержания и соотношения основных фотосинтетических и фотозащитных пигментов растений при фотоадаптации выявило наличие в этих процессах общих тенденций. В целом, эти изменения направлены на снижение потенциально высокой фотодинамической активности Хл

и иных естественных фотосенсибилизаторов, присутствующих в клетке [Егоров и др., 1999]. Данная цель может достигаться различными путями, включая снижение содержания Хл и накопление фотозащитных пигментов, в частности, Кар. Рост культур исследованной нами зеленой водоросли Р. incisa при различной освещенности на полной и безазотной среде сопровождался существенными изменениями пигментного состава (рис. 5). Так, чем больше интенсивность освещения при культивировании, тем меньше Хл и больше Кар накапливали клетки водорослей при росте на полной среде; как следствие, в этом случае быстрее увеличивалось соотношение Кар/Хл (рис. 5, кри-

л с о 2 "2 с. о 2

с q

■е

о о. о

Г S I-

о а.

га ^

0.8

0.6

0.4

0.2

10 20 30 40 50 60 70

Хлорофиллы, нмоль/(мл суспензии) вая 2)- Хотя У культур, выращенных на безазотной среде при высокой освещенности,

Рис. 5. Зависимость отношения Кар/Хл от

суммарного содержания Хл в клет- происходило относительно небольшое уве-

ках Р. incisa, выращенных на пол- личение содержания Кар на фоне снижения ной среде(1,2) ив отсутствие азота (Г, при низкой (/, и высо- содержания Хл, характерном для водорос-

кой (2,2) освещенности лей, испытывающих дефицит азота [Мег-

zlyak et al, 2007], соотношение между Кар и Хл возрастало значительнее, чем на полной среде (рис. 5, кривая 2'). Подобные изменения состава пигментов сходны с ответами, типичными для адаптации пигментного аппарата ряда водорослей к интенсивному освещению и дефициту азота [Mendoza et ai, Merzlyak et al., 2007].

Тенденция к повышению относительного содержания Кар (за счет накопления дополнительных количеств этих пигментов либо сохранения Кар на фоне снижения содержания Хл) при действии сильного видимого света также характерна для ассимилирующих тканей листьев и плодов высших растений. В частности, при созревании плодов яблони на дереве на солнечной поверхности плодов сохраняется более высокое содержание Кар, чем на теневой, при равном содержании Хл. В результате на солнечной поверхности регистрировали большие исходные значения и более высокую скорость роста соотношения Кар/Хл (рис. 6, темные символы). Следует также отметить, что индукция синтеза Кар, наступающая после съема плодов с дерева, тоже была более выраженной на солнечной поверхности плода по сравнению с теневой (рис. 6, светлые символы; рис. 7,1-3).

л С

о 2

■8-

о а о

Ч s о

s н о а

<о п

1 j I 1 1 I I

Теневая сторона V 0 Солнечная сторона

Дата съема плодов: □ 05.08 о 30.08 Д 13.09 v 29.09 V N S N ^ N \ 'у о

Y д 1

- \ ар V А °-Р \ \ °ч

А Т Б 1,1.

2 3 0 1

Хлорофилл a + Ь, нмоль/см

Рис. 6. Зависимость отношения каротиноидов к хлорофиллам от суммарного содержания хлорофиллов в плодах сорта Антоновка Обыкновенная на теневой (А) и солнечной (Б) поверхностях

Приводятся данные для плодов, собранных в 2004 г. Для определения содержания пигментов использовались разработанные ранее методы недеструктивного анализа. Показаны средние значения (л = 5) и значения стандартной ошибки

Особенности изменений содержания Хл и Кар при фотоповреждении. Фотоокислительное повреждение тканей растений чрезмерными потоками ФАР сопровождается, наряду с прочими деструктивными процессами, выцветанием пигментов, опосредованным АФК [Мерзляк, 1997-2002; Asada, 2006]. Скорость фотодеструкции пигментов, отличающихся по химической структуре и внутриклеточной локализации, может различаться. Установлено, что Кар, тесно ассоциированные с ФСА, выцветают быстро и синхронно с Хл, подобно тому, как это происходит в растворах при прямом фотосенсибилизированном окислении Кар. В клетках растений, адаптированных к высоким потокам солнечной радиации, а также в стареющих клетках (у культур микроводорослей на стационарной фазе, в осенних листьях и в созревающих плодах) присутствует пул экстратилакоидных или экст-

рапластидных Кар (о локализации этих Кар см. ниже), не связанных непосредственно с ФСА и отличающихся высокой фотостабильностью. За счет присутствия данного пула Кар, в целом, скорость выцветания этих пигментов может быть ниже, чем у Хл. Как следствие, при фотоповреждениях (как естественных, таких как солнечный ожог плодов яблони, так и индуцированных искусственным облучением повреждениях плодов, листьев и клеток микроводорослей) соотношение Кар/Хл может повышаться даже в большей степени, чем при фотоадаптации. Однако изменения содержания пигментов при фотоповреждении характеризуются снижением содержания Кар, тогда как фотоадаптация сопровождается повышением содержания этих пигментов (см., например, рис. 7).

Рис. 7. Изменения в содержании и соотношении Кар и Хл в кожице солнечной поверхности плодов яблони по сравнению с теневой при фотоадаптации (1-3) и фотоповреждении (солнечном ожоге; 5, 4). Относительное содержание пигментов рассчитано как (Э -- Н)/Н ■ 100%, где в и Н — абсолютное содержание пигментов на солнечной и теневой (в случае ожога — поврежденной и интакт-ной) поверхности, соответственно.

Изменения состава Кар микроводорослей при фотоадаптации. Для существования в неблагоприятных условиях, в том числе при чрезмерной освещенности и дефиците минерального питания, некоторые виды микроводорослей выработали ряд адаптационных механизмов, к числу которых относят координированный синтез немембранных липидов, таких как триацилглицериды (ТАГ) [Cohen, 1999; Bigogno, 2002] и каротиноиды (Кар) [Rabbani et al., 1998; Ладыгин, 2000]. Подобные механизмы адаптации выявлены у ряда зеленых водорослей: Dunaliella salina [Mendosa et al, 1999], D. bardawil [Rabbani et al., 1998], Haematococcus pluvialis [Boussiba, 2000] и Parietochloris incisa [Khozin-Goldberg et al., 2002; Merzlyak et al., 2007]. Установлено, что характерным ответом Р. incisa на действие высокой освещенности при отсутствии азота является индукция синтеза Кар при снижении содержания Хл (рис. 5), однако состав накапливающихся при этом Кар, а также роль их отдельных форм в защите от фотоповреждения остаются во многом неясными. Хроматографический анализ выявил у культур Р. incisa, выращенных при высокой освещенности (рис. 8В, Д), изменения состава Кар, которые могут быть связаны с процессами фотоадаптации. Количественные данные о содержании Кар в культурах, выращенных на полной среде (рис. 5), позволяют предположить, что ß-кар и Лют, накапливающиеся на сильном свету, синтезируются de novo. В случае культур, испытывающих дефицит азота, это маловероятно, так как общее содержание Кар у них изменялось незначительно. У культур, выращенных на интенсивном свету, повышалась доля Зеа, вероятно, вследствие деэпоксидации Вио (рис. 6), что свидетельствует об эффективном функционировании виолаксантинового цикла у Р. incisa в условиях стресса. В дальнейшем это было подтверждено измерениями переменной флуоресценции Хл и уровня ее нефотохимического тушения.

Одной из особенностей клеток Р. incisa, выращенных при интенсивном освещении, оказалось повышение содержания ß-кар независимо от наличия азота в среде (рис. 8) как в мембранах тилакоидов, так и в липидных глобулах (ЛГ). В тилакоидах ß-кар, локализованный преимущественно в реакционных центрах (РЦ), выполняет защитную функцию, предохраняя компоненты РЦ от фотоокисления [Young, 1991; Demmig-Adams et al., 1996; Ладыгин, 2000]. Выявленные изменения в составе пигментов и липидов, по-видимому, играют важную роль в адаптации Р. incisa к неблагоприятным условиям. Так, ранее мы обнаружили [Merzlyak et al., 2007], что при длительном культивировании в отсутствие азота в течение двух месяцев на слабом свету в клетках этой водоросли значительно снижается содержание Хл, но возрастает содержание Кар и появляется большое число ЛГ, содержащих ТАГ. Такие клетки проявляли способность к полному восстановлению пигментного аппарата спустя несколько дней после добавления в среду азота.

н о

s 2 с;

х о

л а о а s а s н л

с; ><

¡й

н >•

ß-Kap 21.6%

35 mkE/(iwt-c)

400 мкЕ/(м -с)

Нео Вио Нео Вио

6.4% 2.7% 4.3%Д 22%

ß-Kap Антера ß-Kap А ) Антера

2&з%

34.6%

Нео Вио

1.6%

„„ Не° Вио ß-Kap z4%A0.r/r

ß-Kap

27.4%

Антера 34.6% аз%

г/ Гют

Ч / 47.2%

Антера

0.9%

Лют

38.4%

Рис. 8. Состав каротиноидов в клетках Р. incisa в начале эксперимента (А) и после 14 суток культивирования на полной среде (Б, В) и в отсутствие азота (Г, Д) при низкой (Б, Г) и высокой (В, Д) освещенности

Анализ полученных нами результатов и сопоставление их с литературными данными показывает, что под действием интенсивного освещения в пигментном аппарате Р. incisa происходят адаптивные изменения, характер которых зависит от наличия азота в среде культивирования. Подобный ответ обнаружен у значительного числа видов зеленых микроводорослей [Rabbani et al., 1998; Mendosa et al., 1999; Boussiba, 2000; Wang et al., 2003].

При росте на полной среде в условиях высокой освещенности наблюдается индукция синтеза Кар, тогда как при дефиците азота более выражено снижение содержания Хл; в обоих случаях состав Кар претерпевает сходные изменения (снижение доли ксантофиллов, участвующих в светосборе [Ладыгин, 2000; Horton, Ruban, 2004], и повышение доли Кар, выполняющих, главным образом, защитные функции). Примечательно, что действие разных стрессоров (недостатка азота при низкой освещенности и сильного света на полной среде) вызывает сходные ответы пигментного аппарата, выраженные в увеличении относительного содержания Кар (рис. 5, 8).

Изменения состава Кар высших растений при фотоадаптации и старении. Известно, что при старении листьев и созревании плодов часто имеет место сохранение Кар и даже индукция синтеза этих пигментов [Gross, 1987; Knee, 1988; Biswal, 1995; Merzlyak et al., 1999] на фоне снижения содержания Хл. Как правило, в стареющих листьях и созревающих плодах значительная часть пула Кар представлена эфирами ксантофиллов и ЖК, локализованными в пластоглобулах хлоропластов, подвергающихся трансформации в герон-топласты и хромопласты [Lichtenthaler, 1969; Tevini, Steinmüller, 1985; Biswal, 1995]. По-видимому, среди прочих функций, физиологическая роль Кар, включая эфиры ксантофиллов (ЭК), накапливающихся в пластоглобулах, заключается в защите от фотоповреждения стареющих тканей растений, ФСА которых подвергается демонтажу [Steinmüller, Tevini 1985; Merzlyak, Hendry, 1994; Merzlyak, Gitelson, 1995]. Изучение состава Кар созревающих плодов яблони показало, что небольшие количества ЭК присутствуют даже среди Кар незрелых плодов, в остальном их состав Кар близок таковому зеленых листьев (рис. 9). Установлено, что несмотря на близкие значения соотношения Кар/Хл на солнечной и теневой поверхностях незрелых плодов, подвергающихся действию интенсивного излучения, состав их Кар обладает рядом различий (рис. 9). Исходя из анализа полученных нами и опубликованных в литературе данных, представляется, что эти различия связаны с адаптацией пигментного аппарата к высоким потокам солнечного излучения. Как и у зеленых водорослей Р. incisa (рис. 8А, Б), адаптация ФСА ассимилирующих тканей плодов [Blanke, Lenz, 1989] сопровождается, наряду со снижением содержания Хл, уменьшением доли ß-кар и ксантофиллов (прежде всего Лют), главной функцией которых является участие в светосборе [Demmig-Adams et al., 1996-2006; Ладыгин, 2000]. Особенностью плодов яблони является индукция синтеза ксантофиллов, в частности Нео и Вио, во время созревания. Согласно результатам анализа тушения флуоресценции Хл, значительная часть синтезируемого при этом Вио не участвует в функционировании виолаксантинового цикла и накапливается, как и Нео, главным образом, в виде эфиров с ЖК (о локализации ЭК см. ниже).

Хл = 2.60. Кар = 1.51 нмоль/см2

Хл = 2.50. Кар = 1.45 нмоль/см2

<я о

(О

л S а fi о и

I-

Эфиры 1.4%

В-Кар

29.0 %

Нео 10.0%

Эфиры

5.1%

З-Кар

13.3%

Антера 27.2 %

Зеа 10.0%

И Хп = 1.55, Кар = 0.49 нмоль/см2 Нео

Эфиры 104 %

19.7%

Вио 14.6%

Лют

30.2 %

л 2

о ^

о л

I-

р-Кар 16.1 %

Антера

9.3 %

Хл = 0.67. Кар = 1.14 нмоль/см2 Нео

5.4 %

Вио Эфиры

ао2%

за4%

0-Кар

8.8 %

Лют 6.9 %

Антера 7.9 %

Рис. 9. Изменения состава каротиноидов кожицы плодов яблони на теневой (А, В) и солнечной (Б, Г) стороне плодов на начальных (А, Б) и завершающих (В, Г) этапах созревания

Существенно, что на солнечной поверхности плодов содержание ЭК во всех случаях было больше, чем на теневой, независимо от этапа созревания (рис. 6); накопление ЭК и снижение содержания Лют на солнечной поверхности плодов происходило быстрее, чем на теневой. В стареющих ассимиляционных тканях синтез Кар регулируется с участием этилена [Rhodes, 1980; Vendrell, Palomer, 1998; Cecci et al., 2005]; АФК, которые образуются в условиях фотоокислительного стресса, также входят в число сигнальных молекул, способных индуцировать синтез Кар [Bouvier et al., 1998], и при действии сильного освещения, вероятно, могут потенциировать стимулирующий эффект этилена в отношении синтеза Кар.

Нами установлено, что Кар, накапливающиеся при адаптации плодов к сильному солнечному свету, а также при созревании плодов, вносят значительный вклад в поглощение света тканями и обладают высокой устойчивостью к фотодеструкции (подробнее см. гл. 5 и 6). Это позволяет предположить, что данные пигменты способны играть важную роль в защите ФСА, подвергающегося демонтажу в стареющих клетках растений и в этой связи особенно уязвимого для фотоокислительного повреждения [Каг et al., 1993; Munne-Bosch, Lalueza, 2007]. Примечательно, что картина изменений в составе Кар при адаптации плодов к сильному солнечному свету (накопление ЭК, снижение содержания (5-кар и Лют) качественно сходна с таковой, возникающей при их созревании, но указанные изменения на солнечной стороне происходят с большей скоростью, чем на теневой (рис. 6). В этой связи можно думать, что пути метаболизма Кар, функционирующие в стареющих ассимиляционных тканях, способны играть важную роль в адаптации растений к сильному свету, особенно на завершающих этапах их онтогенеза.

УФ-индуцированныя синтез ФеС. У растений эта группа соединений характеризуется необычайным разнообразием (число ныне известных природных ФеС превышает 100 ООО), ФеС обнаружены у всех известных видов растений [Запрометов, 1993]. У растений ФеС выполняют различные функции, и до недавнего времени одной из главных считалась функция защиты от фитопатогенов и травоядных животных [Close, McArthur, 2002], однако в последнее время получила признание и многочисленные подтверждения функция ФеС как фотозащитных веществ

[Caldwell et al., 1983; Cockell, Knowland, 1999; Mazza et al., 2000; Merzlyak, Chivkunova, 2000]. Нами изучено значение солнечного УФ для индукции синтеза Фл в тканях растений,

16/09

15/08 31/08 Дата

Рис. 10. Изменения содержания флавонолов в кожице теневой (светлые символы) и солнечной (темные символы) плодов яблони сорта Брэберн в связи с суточными дозами солнечного УФ (пунктир)

адаптированных к высоким потокам солнечной радиации, а также динамика ФеС плодов яблони в связи с дозами естественного солнечного УФ (рис. 10). Установлено, что при действии высоких потоков солнечного излучения в кутикуле, эпидерме и гиподерме плодов яблони наблюдается индукция синтеза Фл, представленных преимущественно глико-зидами кверцетина, среди которых доминировал рутин. На теневой стороне присутствовали те же ФеС, однако их содержание было в два-три раза меньше. Индукция синтеза Фл носила дозо-зависимый характер: количество Фл было пропорционально дозе солнечного УФ (рис. 10), при этом на всех этапах развития плода, а также на протяжении долговременного хранения содержание Фл на солнечной поверхности плодов оставалось существенно выше, чем на теневой. Следует отметить чрезвычайно высокую фотостабильность Фл in vivo: признаков фотодеструкции этих соединений не наблюдалось даже при действии очень высоких доз солнечной радиации, провоцирующих развитие солнечного ожога плодов и приводивших к полному выцветанию Хл и Кар.

Нами также исследована динамика содержания Фл в плодах, подвергавшихся воздействию солнечного излучения, из спектра которого был исключен УФ. Отсутствие УФ компонента приводило к снижению содержания Фл на солнечной поверхности до уровня, характерного для теневой поверхности, но не влияло на содержание Фл на теневой стороне плодов. В аналогичных экспериментах, проведенных с листьями высших растений, также выявлено сохранение содержания Фл на некотором минимальном уровне после исключения УФ из спектра действующего излучения [Lingakumar et al., 1999; Timmen et ai, 1999]. Вероятно, этот уровень определяется присутствием конституционных ФеС, а также действием рецепторов излучения в синей области спектра, регулирующих наряду с прочими механизмами синтез ФеС [Mohr, Drumm-Herrell, 1983].

Представляется, что физиологическое значение присутствия Фл и других ФеС в тканях и структурах теневой поверхности плодов может заключаться в защите от повреждающего действия рассеянного УФ, составляющего значительную часть солнечной радиации, рассеиваемой кронами деревьев [Parisi et ai, 2000].

Сопоставление результатов анализа фотосинтетических Хл и Кар, а также фотозащитных Фл свидетельствует о том, что исключение УФ компонента из спектра действовавшего на плоды солнечного излучения не влияло на изменения содержания и соотношения Хл и Кар, характерные для адаптации плодов к высоким потокам ФАР (рис. 8 и 9). Это дает основания полагать, что процессы адаптации пигментного аппарата к действию излучения в видимой области спектра протекают до некоторой степени независимо от адаптации к действию солнечного УФ, выраженной в индукции синтеза и накоплении высоких количеств Фл.

Содержание Ант при адаптации к высоким потокам ФАР. Характерным ответом многих видов высших растений на действие высоких потоков солнечного света и ряда других стрессовых факторов на разных этапах онтогенеза является индукция синтеза Ант — соединений фенольной природы, обладающих поглощением в УФ-С и зеленой области видимого спектра [Chalker-Scott, 1999; Merzlyak, Chivkunova, 2000; Hoch et al., 2003]. Известно, что различные таксономические группы растений существенно отличаются способностью к синтезу Ант [Steyn et al., 2000], и следствия этих различий для долговременной фотоадапации до сих пор полностью не выяснены. Синтез Ант является генетически детерминированным ответом, регулируемым фитохромной системой, и в многом зависит от интенсивности действующего солнечного излучения [Saure, 1990]. Нами изучена динамика содержания Ант в сортах Жигулевское, Брэберн, Пинк Леди, а также в листьях некоторых видов растений (табл. 1) при действии интенсивного солнечного света. В плодах яблони и листьях исследованных видов Ант были представлены, главным образом циани-дин-3-галактозидом (идеином) и цианидин-3-глюкозидом, соответственно. Плоды, накапливавшие высокие количества Ант на солнечной поверхности, обладали более высоким содержанием Хл на солнечной поверхности, чем в кожице теневой поверхности (рис. 11). Видимо, это объясняется тем, что в присутствие Ант, задерживающих значительную часть падающей ФАР (Merzlyak, Chivkunova, 2000), для поддержания достаточного уровня фотосинтеза требуются большие количества Хл. Следует также отметить, что усиление синтеза Ант наблюдалось на завершающих этапах созревания плодов (рис. 11) и старения листьев, характеризующихся низким содержанием Хл (> 2 нмоль/см2). Вероятно, дополнительные количества Ант обеспечивают более надежную защиту ФСА, уязвимого для фотоокислительного повреждения в стареющих ассимиляционных тканях [Kar et al., 1993; Munne-Bosch, Lalueza, 2007].

Поверхность плода: о теневая ■ солнечная

Хлорофилл (нмоль-см')

Рис. 11. Содержание антоцианов в кожице теневой (■) и солнечной (о) поверхности плодов яблони сорта Жигулевское в зависимости от содержания хлорофиллов. Точки, полученные при измерениях на разных поверхностях одного и того же плода, соединены линиями

Глава VI. Локализация фотозащитных пигментов у растений

Локализация Кар и ЭК. При действии неблагоприятных факторов, в частности чрезмерного освещения, у растений часто наблюдается индукция синтеза экстратилакоидных и экстрапластидных Кар, не передающих энергию возбуждения на Хл [Ben-Amotz et al., 1982; Wang et al., 2003; Merzlyak et al„ 2002, 2005; Hormaetxe et al., 2006]. У одноклеточных водорослей эти Кар обычно локализуются в цитоплазматических липидных глобулах [Hanagata, Dubinsky, 1999; Boussiba, 2000] либо в цитоплазме в виде гранул [Rabbani et al, 1998]. Известно, что у некоторых видов зеленых водорослей накопление Кар при стрессах координировано с синтезом нейтральных липидов и формированием цитоплазматических липидных включений [Mendosa et al., 1999].

Мы исследовали локализацию Кар, синтезирующихся при действии света высокой интенсивности в клетках зеленой микроводоросли Р. incisa (рис. 5, 8, 12). Ранее было ус-

Рис. 12. Ультраструктура клеток (А, В) и хлоропластов (Б, Г) Р. incisa после 14 дней роста на полной среде (А, Б) и в отсутствие азота (В, Г).

Обозначения: ВВ — внутривакуолярные включения; КЗ — крахмальные зерна; КС — клеточная стенка; ЛГ — липидные глобулы, содержащие Р-каротин; М — митохондрии; П — пиреноид; Т — тилакоиды; Хл — хлоропласт

тановлено, что синтез Кар в клетках этих водорослей, культивируемых при интенсивном (200-400 мкЕ/(м2 с)) освещении, протекает синхронно с синтезом нейтральных липидов, в основном обогащенных арахидоновой кислотой триацилглицеридов (ТАГ), откладывающихся в цитоплазме в виде липидных глобул (ЛГ). Показано также, что рост культуры Р. incisa в условиях недостатка азота сопровождается глубокими ультраструктурными изменениями пластид, в частности дегенерацией граяально-ламеллярной системы, сопровождающейся образованием ЛГ, число и размеры которых значительно увеличиваются при дефиците минерального питания, особенно азота, и интенсивном освещении (рис. 13). Предполагается, что липиды, в частности ТАГ, служат депо для фотоассимилятов, которые не могут быть утилизированы в неблагоприятных условиях [Bigongo et al., 2002].

Анализ состава пигментов целых клеток, тилакоидов и ЛГ, выделенных из клеток, выращенных при различных интенсивностях освещения, показал, что состав Кар тилакоидов близок к таковому целых клеток, но отличается меньшим содержанием p-кар (рис. 5, 10). По нашим предварительным оценкам, значительная доля (до 66%) Р-кар, накапливающегося в стрессовых условиях у Р. incisa (рис. 5, 8), была локализована в цитоплазма-тических ЛГ. Полученные в настоящей работе данные позволяют предположить частичную транслокацию Р-кар из мембран тилакоидов в ЛГ. Весьма вероятно, что локализованные в этих структурах Кар выполняют защитные функции. Так, обладая антиоксидантны-ми свойствами [Young, 1991], они могут препятствовать перекисному окислению ненасыщенных липидов ЛГ. Наряду с этим, наши данные свидетельствуют, что Кар, локализованные вне тилакоидов, могут играть роль внутриклеточных ловушек света, тем самым защищая хлоропласты от избыточного облучения.

Сравнительное электронно-микроскопическое исследование листьев алоэ с зеленой и красной окраской показало, что наряду с изменением окраски в пластидах происходят значительные изменения ультраструктуры, включая дегенерацию гранально-ламеллярной системы, образование многочисленных пластоглобул и увеличение размеров крахмальных зерен (рис 12А, В). Пластоглобулы представляются наиболее вероятными местами локализации Ркс, накапливающегося при стрессе. Существенно, что, несмотря на столь глубокие изменения, при затенении и/или восстановлении нормального орошения растения восстанавливают зеленую окраску (Gutterman, личное сообщение). Необходимо также отметить сходство ультраструктурных изменений в пластидах A. arborescens и других исследованных нами видов растений, для которых характерно накопление высоких количеств Кар при действии интенсивной солнечной радиации. Во всех этих случаях происходит образование многочисленных крупных ЛГ, среди прочего выполняющих функции депо для Кар, обладающих фотозащитными функциями (подробнее см. гл. 5 и 6).

Рис. 12. Внешний вид интактных (А) и подвергшихся действию сильного солнечного света (Б) растений А. агЬогезсепв и микрофотографии поперечных срезов зеленых (В) и красных (Г) листьев

Рис. 13. Изменения ультраструктуры хлоропластов листьев А. агЪогеьсет при адаптации к сильному свету . Справа — хлоропласт интактного листа, слева — каротиноидо-пласт из красного листа (см. рис. 12)

Обозначения: КЗ — крахмальные зерна; ТГ — тилакоиды гран; ТС — тилакоиды стромы; ПГ — пластоглобулы

Некоторые ксантофиллы и ЭК, накапливающиеся при адаптации к высоким потокам солнечной радиации, откладываются в пластоглобулах хлоропластов [Hormaetxe et al., 2006]. Подобный механизм обнаружен у ряда видов высших растений с ограниченной способностью к синтезу Ант, в частности у голосеменных из родов Cryptomeria, Taxodium, Thuja и ряда других [Ida et al., 1991 ; Han et al., 2003, 2004] и некоторых цветковых [Diaz et al., 1990]. Для исследования этого механизма мы использовали в качестве модельной системы алоэ древовидное, листья которого при действии интенсивной солнечной радиации и недостатка влаги приобретают красную окраску (рис. 12А, Б) из-за значительного снижения содержания Хл и накопления соединения, идентифицированного как кетокаротиноид родоксзнтин (Ркс). Микроскопическое исследование, предпринятое с целью выявления локализации этого пигмента, показало, что окрашивание листьев A. arborescens в условиях стресса сопровождается сменой окраски пластид с зеленой, характерной для интактных листьев (рис. 12В), на ярко-красную (рис. 12Г) через ряд промежуточных стадий, на которых пластиды приобретали красно-бурую окраску.

Локализация Ант и Фл. У высших растений, обитающих в наземно-воздушной среде, ФеС локализуются преимущественно в поверхностных структурах, включающих кутикулу, эпидерму и ее производные (волоски и трихомы), наиболее подверженных воздействию неблагоприятных факторов [Kolb et al., 2001; Steyn et al., 2002]. Однако в листьях изученных нами видов растений нередко наблюдали накопление Ант и Фл не только в эпидермальных клетках (рис. 14А), но и в вакуолях клеток столбчатого (рис. 14Б, В), а в некоторых случаях и губчатого мезофилла. В плодах яблони Ант и Фл обнаруживали не только в вакуолях клеток эпидермы, но и гиподермы (рис. 15).

Известно, что многие ФеС синтезируются в хлоропластах и цитоплазме и после гликозилирования транспортируются в вакуоли, в которых они накапливаются [Запроме-тов, Загоскина, 1987; Markham, 1989; Harbome, Williams, 2000], при этом их локальная концентрация достигает весьма высоких значений [Lancaster et al., 1994]. По данным мик-роспектрофотометрии, локальная концентрация Фл и Ант в вакуолях эпидермы исследованных нами плодов яблони достигала 400 и 200 ммоль/л, соответственно.

Клетки эпидермы экскретируют разнообразные ФеС, включая фенольные кислоты [Burchard et al., 2000] в матрикс клеточных стенок, а также в кутикулу, часть ФеС при этом ковалентно связывается с высшими жирными кислотами кутикулярных восков [Krauss at al., 1997]. Исследование показало, что у плодов яблони фенольные кислоты были локализованы, главным образом, в кутикуле в связанном виде, тогда как в вакуолях их содержание было невысоким. Присутствие Фл, представленных гликозидами кверцетина, обнаружено как в кутикуле, так и в вакуолях клеток эпидермы; при этом в вакуолях со-

Acer platanoides L.

Б Corylus avellana L.

Рис. 14. Схема строения поперечных срезов

листовых пластинок ювенильных (А) и осенних стареющих (Б) листьев A. platanoides, а также листьев С. avellana с ювенильной антоциано-вой пигментацией (В).

Структуры и ткани листа, обозначенные на схеме: I - абаксиальная эпидерма; 2 - столбчатый мезофилл; 3 — вакуоли; 4 - пластиды; 5 - губчатый мезофилл; б - адаксиальная эпидерма

Пластиды показаны зеленым, локализация антоцианов — пурпурным

держание Фл было, как правило, в 3-5 раз больше, чем в кутикуле. Установлено, что на солнечной поверхности плодов содержание Фл в кутикуле было значительно больше, чем на теневой, при этом содержание фенольных кислот, связанных с кутикулой, при действии солнечного излучения существенно не изменялось.

Анализ полученных в этой работе и опубликованных в литературе данных позволяет заключить, что синтезируемые при действии высоких потоков солнечной радиации фотозащитные пигменты, отличающиеся по своей химической структуре и путям биосинтеза, локализуются в разных компартментах клетки. Так, неполярные экстратилакоидные Кар и ЭК накапливаются в гидрофобном окружении липидных глобул (цитоплазматиче-ских ЛГ, как в случае зеленой микроводоросли Р. incisa, либо пластоглобулах, как у высших растений). Более полярные ФеС (Ант и Фл) накапливаются при действии интенсивного излучения в вакуолях клеток листьев и плодов, как в плодах яблони. Известно, что в

Рис. 15. Эпи- и гиподермальные клетки теневой (А, В) и солнечной (Б, Г) поверхностей плода яблони сорта Жигулевское и люминесцентные (1ех = 365 нм, Лет >410 нм) микрофотографии поперечных срезов кожицы с тех же участков (В и Г, соответственно).

Антоцианы локализуются в вакуолях (Б). На поперечных срезах заметна желтая флуоресценция флавонолов в вакуолях эпи- и гиподермы (Г), а также желто-зеленая флуоресценция фенольных кислот в кутикуле (В).

зрелых ассимиляционных тканях растений вакуоли занимают значительную часть объема клетки и выполняют ряд важных физиологических функций [Taiz, 1992], включая осуществление завершающих этапов катаболизма Хл [Hortensteiner, Matile, 1990-2006]. При этом накопление фотозащитных пигментов в вакуолях может обеспечивать защиту от фотодинамического действия продуктов деградации Хл и других фотосенсибилизаторов, присутствующих в растительной клетке.

Глава VII. Фотозащитные пигменты и устойчивость растений к фотоповреждениям

Важньм доказательством наличия у «экранирующего» пигмента фотозащитной функции является повышение устойчивости к фотоповреждению излучением в спектральной полосе, где поглощает данный пигмент, при накоплении его в клетках и тканях. К настоящему времени получены некоторые свидетельства важности фотозащитных пигментов как фактора устойчивости к высоким потокам УФ и видимого излучения [Cockell, Knowland,

1999; Caldwell et al, 2003; Wang et al, 2003], однако для детального и количественного описания фотопротекторного эффекта этих данных было недостаточно. С целью оценки фотозащитного эффекта «экранирующих» пигментов использовался анализ кинетик фотодеструкции Хл под действием интенсивного видимого света, а также ингибирования ФСII под действием УФ-В излучения в объектах с различным содержанием фотозащитных пигментов. При этом исследовали параметры линейного транспорта электронов в ЭТЦ хлоропластов в зависимости от содержания экранирующих пигментов и освещенности.

Значение Фл для устойчивости ФСА к действию УФ. Исследование чувствительности ФСА плодов к ингибированию УФ-В излучением показало, что изменения в чувствительности к УФ-повреждению в значительной степени связаны с изменениями в содержании фотозащитных пигментов, преимущественно Фл (рис. 16, 17). В частности, установлено, что при низком содержании Фл происходит быстрое повреждение ФС II даже сравнительно низкими дозами УФ-В излучения (рис. 16, 3), тогда как при высоком содержании этих пигментов повреждения не наблюдали даже при действии доз УФ, существенно превышающих природные (рис. 16, 1). О специфичности фотозащитной функции ва-куолярных ФеС свидетельствует также высокая корреляция между содержанием этих веществ и устойчивостью фотохимических реакций к ингибированию УФ излучением в листьях [Mazza et al., 2000] и плодах (рис. 17). Следует заметить, что, несмотря на слабое поглощение в УФ-В области спектра, Ант обеспечивали защиту от излучения в этом спектральном диапазоне, если содержались в тканях растений в высоких количествах.

LL >

Ц.

S X

X s

Содержание флавонолов, 40

нмоль/смг: 3 0,9

1. - 149 ± 16.2

2. 65.6 ± 7.97 30

3. 39.4 ±9.24 0,6

2 20

3 2 10 0,3

1 1 0 о,о !

100

Доза УФ-Б, кДж/м

20 40 60 80 100

Доза УФ-Б, кДж ■ м*

Рис. 16. Зависимость степени повреждения фотосинтетического аппарата плодов яблони сорта Брэберн УФ-В от содержания флавонолов в кожице

Рис. 17. Корреляция между содержанием флавонолов и интактностью фотосинтетического аппарата в кожице яблок сорта Брэберн при разных дозах УФ-В

Роль Ант в защите от избыточной ФАР. Показано, что Ант накапливаются в тканях растений при действии высоких потоков ФАР, УФ, низких температур и других неблагоприятных факторов [Chalker-Scott, 1999; Saure, 1990; Steyn et al., 2003] и в некоторых случаях оказывают фотозащитное действие [Smillie, Heterington, 1999; Merzlyak, Chivkunova, 2000]. В наших экспериментальных условиях присутствие Ант существенно увеличивало устойчивость фотосинтетических тканей к фотоповреждению. В частности, Хл в содержащих Ант тканях плодов проявлял существенно (в 2,5-3 раза) более высокую устойчивость к фотодеструкции при действии 3000 мкЕ/(м2 с) ФАР. Анализ измеренных световых кривых и скорости линейного транспорта электронов в ЭТЦ хлоропластов свидетельствует, что в присутствие экранирующих пигментов (Ант) ФСА листьев исследованных видов проявлял более высокую устойчивость к фотоингибированию. Этот эффект был особенно выражен у ювенильных листьев. Данные эксперименты подтверждают предположение о том, что временная антоциановая пигментация (рис. 13А, Б), защищает ФСА во время формирования [Steyn et al., 2002] и осеннего старения листьев (рис. 13В; Hoch et al, 2003). Стареющие листья более уязвимы для повреждения интенсивным излучением, поскольку на данном этапе онтогенеза более вероятно нарушение регуляции фотосинтеза и увеличение образования АФК [Kar et al., 1993; Munné-Bosch, Lalueza, 2007]. Кроме того, в осенний период на фоне сильного солнечного излучения растения нередко подвергаются действию низких температур, что усиливает риск фотоингибирования. В таких условиях у листопадных древесных растений Ант обеспечивают фотозащиту клеток листьев, необходимую для завершения ретранслокации фотоассимилятов и ценных метаболитов в запасающие органы и успешной подготовки к периоду покоя.

Фотозащитные Кар и устойчивость к фотодеструкции. В отличие от фотозащитных функций ФеС, участие Кар в ослаблении избыточного излучения (главным образом, в видимой области спектра) сравнительно мало изучено, хотя и получен ряд подтверждений наличия этой функции у Кар водорослей и высших растений [Boussiba, 2000; Wang et al., 2003; Hormaetxe et al., 2006]. В этой связи мы обратили особое внимание на фотостабильность Кар, накапливающихся при адаптации к высоким потокам ФАР, а также исследовали их влияние на устойчивость ФСА растений.

Показано, что накопление Кар, часто координированное с синтезом липидов, повышает устойчивость водорослей к действию видимого излучения. Установлено, что при накоплении астаксантина и его эфиров у Н. pluvialis [Boussiba, 2000] и Р. incisa даже при действии сильного света сохраняется высокая эффективность работы ФСII. Участие Кар в защите от фотоповреждения путем экранирования избыточного излучения предполагает

высокую устойчивость этих пигментов к фотодеструкции. Однако в растворах Кар легко подвергаются разрушению АФК и органическими радикалами [Edge et al., 1997], а также быстро выцветают под действием видимого света в присутствие Хл [Мерзляк и др., 1996; Tregub et al., 1996]. Известно, что при облучении тканей зеленых растений высокими потоками ФАР Кар подвергаются практически полному выцветанию вместе с Хл [Merzlyak et al., 1998]. При исследовании Кар плодов яблони, являющихся удобной моделью для изучения фотодеструкции пигментов в реальном времени, нами установлено, что чувствительность Кар к фотовыцветанию различается на разных этапах онтогенеза (рис. 18).

Нами установлено существование как минимум двух пулов Кар, отличающихся устойчивостью к фотодеструкции. По-видимому, Кар первого пула, полностью и быстро выцветающие синхронно с Хл, тесно ассоциированы с пигмент-белковыми комплексами тилакоидов. Высокую эффективность фотодеструкции этих Кар можно объяснить действием АФК, генерируемых во время работы фотосинтетической ЭТЦ, а также фотодинамическим эффектом Хл. Второй пул Кар, увеличивающийся во время созревания плодов и старения листьев, характеризуется более высокой устойчивостью к фотодеструкции и локализован, по всей видимости, в пластоглобулах хлоропластов. Относительно высокая фотостабильность этих Кар в отсутствие Хл можно объяснить фотофизическими свойствами их возбужденных состояний: в молекулах Кар высших растений и зеленых водорослей переход из основного состояния в первое синглетное состояние, Si, запрещен, и в отсутствие подходящего донора энергии вероятность заселения триплстных состояний Кар очень низка [Mathis, Kleo, 1973]. Кроме того, фотостабильность Кар in vivo может быть обуслов-

Ш О

X s

н о а я

■se

X s

3 ь

0) ш

к q

с[

0,1 1 10

Исходное значение соотношения "хлорофиллы/каротиноиды", моль/моль

Рис. 18. Фотостабильность Кар плодов яблони сорта Антоновка на разных этапах созревания в зависимости от исходного соотношения Кар/Хл

лена присутствием в пластоглобулах а-токоферола, обладающего сильной антирадикальной активностью [Hess, 1993].

Как следует из сказанного выше, физиологическая роль Кар, накапливающихся при созревании, старении и фотоадаптации тканей листьев и плодов растений в липидном окружении пластоглобул может быть связана с их вкладом в поглощение света, которое на определенных этапах становится доминирующим, а также их высокой фотостабильностью (рис. 18). Кроме того, Кар и а-токоферол, локальная концентрация которых в пластоглобулах достигает очень высоких значений [Lichtenthaler, 1969; Tevíni, Stenmüller, 1985; Stenmüller, Tevini, 1985], могут участвовать в защите от фотоокисления веществ, накапливающихся в этих структурах, таких как ТАГ, ЖК, пренилхиноны [Lichtenthaler, 1969; Tevini, Stenmüller, 1985]. В стареющих тканях растений Кар, благодаря их доминирующему вкладу в поглощение света в сине-зеленой области спектра, также могут снижать риск фотодинамического повреждения компонентов клетки, чувствительных к действию света и кислорода (липидов, ферментов, таких как каталаза, компонентов ЭТЦ), индуцируемого флавинами [Massey, 1994; Егоров и др., 1999], порфиринами [Kreitner et al., 1996], продуктами деградации Хл [Matile et al., 1999] и митохондриальными Fe-S центрами.

Заключение

Результаты настоящей работы свидетельствуют, что механизмы, основанные на экранировании (ослаблении) избыточного излучения, являются важным компонентом системы защиты растений от фотоокислительного повреждения (рис. 19) и имеют большое значение для долговременной адаптации растений к интенсивной солнечной радиации. Проведенные эксперименты показали, что основанные на экранировании механизмы могут функционировать на всех этапах онтогенеза и особенно важны для ювенильных и стареющих растений, в которых эффективность регуляторных и защитных механизмов, в значительной мере обеспечивающих устойчивость ФСА к повреждениям, снижена по сравнению со зрелым растением [Kunert, Ederer, 1985; Kar et al., 1993; Munné-Bosch, Alegre, 2002; Munné-Bosch, Lalueza, 2007]. На основании данных о распространенности и функционировании фотозащитных пигментов, полученных к настоящему времени нами [Соловченко, Мерзляк, 2008], а также опубликованных в литературе [Cockell, Knowland, 1999; Hoch et al., 2003; Hues et al., 2007], можно заключить, что экранирование ФАР и УФ, по-видимому, входит в число универсальных механизмов адаптации растений к интенсивности и спектральному составу освещения. Основное внимание в этой работе уделялось пигментам, играющим важную многогранную роль в реализации механизмов защиты от фотоповреждения посредством ослабления избыточного излучения. В качестве фото-

защитных пигментов у различных таксонов растении выступают самые разные соединения, существенно различающиеся по происхождению, химической природе и внутриклеточной локализации (рис. 11-16). В формировании пула фотозащитных пигментов могут принимать участие разные процессы, такие как синтез de novo (как в случае индукции синтеза Фл при действии УФ), индукция каротиногенеза или трансформация предсущест-

Отражение излучения

Тепловая диссипация

виолаксантиновый цикл

А нтиоксидативные системы

Физическое тушение

возбужденных состояний Хл и '02

Репарация

нуклеиновых кислот, ресинтез белков илипидов

АгЛ

Солнечная радиация

Кутикула

(фенольные кислоты и антоцианы)

Эпидерма

вакуолярные ФеС (флавоно-лы и антоцианы)

Вакуоли клеток мезофилла

ФеС (флавонолы антоцианы)

Липидные глобулы в цитоплазме

(каротиноиды и их эфиры с ЖК)

Пластоглобулы

(каротиноиды)

ш ш о ш

5 X ш о,

ш <

с; о о

Рис. 19. Основные механизмы развития фотоповреждений и защиты от них у растений.

Высокие потоки солнечной радиации в неблагоприятных условиях среды и при нарушении регуляции фотосинтеза приводят к прямым и опосредованным АФК повреждениям. Благодаря целому ряду защитных механизмов снижается уровень АФК и ликвидируются последствия окислительных повреждений. Ослабление падающей радиации фотозащитными пигментами устраняет причину повреждений, возникающих при поглощении избыточной ФАР и действии УФ излучения

вующих Кар при упорядоченном «демонтаже» ФСА в ходе старения листьев и созревания плодов. Эти процессы сопровождаются значительными изменениями не только метаболизма, но и ультраструктуры клеток, в результате которых увеличивается число и размеры сайтов накопления фотозащитных пигментов (в число примеров входит увеличение размеров вакуолей, в которых накапливаются ФеС, и липидных глобул в цитоплазме и стро-ме пластид, играющих роль депо для вторичных Кар).

По данным гистохимических и микроскопических исследований, экранирующие пигменты распределяются в клетках и тканях, образуя подобие «светофильтров» (при эпи-дермальной локализации этих пигментов), экранирующих нижележащие ассимиляционные ткани, либо внутренних «ловушек» для света, конкурирующих за поглощение света с фотосинтетическими пигментами (см. гл. 6, а также [Merzlyak et al, 2008]). Физиологическое значение накопления фотозащитных пигментов, ослабляющих поток ФАР, заключается в том, что они позволяют растению без риска повреждения восстановить баланс между донорными и акцепторными системами, который часто нарушается при стрессах.

Результаты настоящей работы позволяют сделать заключение о сложном характере адаптивных изменений пигментного состава, зависящих от характера стрессовых воздействий, физиологического состояния и генетических особенностей растения (см. гл. 3-5). Конкретная стратегия фотоадаптации растений, в сущности, определяется генетически детерминированной способностью к синтезу тех или иных групп соединений, «экранирующих» излучение. Результаты наших исследований и сопоставление их с данными, опубликованными в литературе, позволяет выделить несколько вариантов стратегий фотоадаптации. Для большинства низших растений характерно накопление МПА и ограниченного числа примитивных с эволюционной точки зрения простых фенолов либо фенил-пропаноидов для защиты от УФ, в экранировании ФАР принимают участие вторичные Кар. По химическому составу они обычно не отличаются от Кар из состава ФСА, например, Р-каротин у Р. incisa (гл. 5) или Dunaliella [Pick, 1989; Dubinsky, Hanagata, 2007]. В отдельных случаях к ним добавляются кетокаротиноиды, не участвующие в фотосинтезе, такие как астаксантин у Haematococcus [Kobayashi et al., 1993, 1997; Boussiba, 2000; Koba-yashi, 2000]. По-видимому, основная их функция в растениях заключается в защите ФСА от фотоокислительного повреждения в неблагоприятных условиях, прежде всего, на сильному свету. Высшие растения отличаются большим разнообразием фотозащитных соединений [Harborne, Williams, 2000]. Как следствие, для них характерны различные варианты адаптивных изменений пигментного состава. Общей чертой всех исследованных видов высших растений является накопление в защитно-покровных тканях разнообразных [За-прометов, 1993; Harborne, Williams, 2000] Фл и фенольных кислот, поглощающих в УФ

области спектра. Более разнообразны пути адаптации к действию излучения в видимой области спектра. У одних видов этот процесс сопровождается повышением соотношения Кар/Хл в хлоропластах, а у других он включает дополнительное накопление пигментов, поглощающих в сине-зеленой области спектра. Как правило, такими пигментами являются Ант. У некоторых таксонов метаболические пути, в которых синтезируются Ант, по не ясным пока причинам функционируют слабо, в таких случаях накапливаются кетокароти-ноиды (например, Ркс [Weger et al., 1993; Diaz et al., 1999; Merzlyak et al, 2005; Hormaetxe et al., 2005]) либо беталаины. Обращает на себя внимание сильное сходство выявленных свойств Ркс и Ант in vivo, обнаруженное в этой работе). На наш взгляд, эта ситуация является одним из ярких примеров того, как пигменты, абсолютно различные по химической природе, путям биосинтеза и субклеточной локализации, но обладающие сходными спектральными свойствами in vivo, играют у разных видов растений сходную роль в обеспечении долговременной адаптации к высоким потокам излучения в видимой области.

Становление и функционирование в растениях описанных выше фотозащитных механизмов сопровождается закономерными и направленными изменениями оптических свойств (поглощения, отражения и рассеяния света) их клеток и тканей. Одним из основных результатов настоящей работы является получение детальной количественной характеристики оптических свойств in planta для ряда фотозащитных пигментов (см. гл. 3). Они позволяют заключить, что присутствующие в растениях фотозащитные пигменты способны эффективно ослаблять излучение в очень широком диапазоне, от УФ-В до оранжево-красной области видимого спектра.

Ранее было показано, что целый ряд оптических характеристик, отражающих изменения в соотношении отдельных пигментов, их форм, а также структурные нарушения и повреждения клеток, может быть использован для количественной недеструктивной оценки течения фотоадаптации и фотодеструктивных процессов в клетках и тканях растений in vivo [Gitelson et al., 1992-2007; Merzlyak et al, 1995-2006]. Особенностью данной работы является широкое применение недеструктивных оптических методов анализа пигментов. Эти методы позволили получить количественную информации о содержании фотозащитных пигментов и степени адаптированности растений к сильному солнечному свету, а также выявить количественную связь между содержанием фотозащитных пигментов и потенциальной устойчивостью растительного организма к повреждающему действию УФ и высоких потоков ФАР. В заключение необходимо отметить, что, несмотря на достигнутые успехи, приходится констатировать, наши представления о механизмах функционирования фотозащитных пигментов в растениях пока еще далеко не полны, дальнейшее их расширение требует дополнительных исследований.

ОСНОВНЫЕ ВЫВОДЫ

1) Полученные данные расширяют современные представления о роли фотозащитных пигментов в адаптации растений и защите их от фотоповреждения на различных этапах онтогенеза. Стратегия долговременной фотоадаптации растений в значительной степени определяется их способностью к синтезу различных групп пигментов, экранирующих солнечное излучение.

2) Впервые охарактеризованы спектральные свойства in vivo целого ряда фотозащитных соединений: фенольных кислот, флавонолов, антоцианов и каротиноидов. Присутствие этих соединений в очень высоких локальных концентрациях в тканях и отдельных компаргментах клетки способно предотвратить повреждающее действие хлорофиллов и других потенциальных фотосенсибилизаторов. Одновременное накопление различных классов фотозащитных пигментов обеспечивает эффективную защиту как на тканевом, так и на клеточном уровнях от повреждения излучением в широком диапазоне длин волн.

3) Выявлены характерные особенности динамики состава фотозащитных пигментов при фотоадаптации и фотоповреждении. Фотоадаптация характеризуется снижением содержания хлорофиллов при сохранении содержания или индукции синтеза экстрати-лакоидных каротиноидов. Фотоповреждение растений in vivo характеризуется глубоким и синхронным разрушением хлорофиллов и каротиноидов, напоминающим их фо-тосенсибилизированную деградацию в растворах.

4) Приспособление к высоким потокам видимого излучения сопровождается снижением содержания каротиноидов, выполняющих, главным образом, функции светосбора, и повышением содержания экстратилакоидных каротиноидов, обладающих высокой фотостабильностью и не связанных с функционированием фотосинтетического аппарата.

5) Адаптация к интенсивному солнечному излучению часто сопровождается характерными изменениями ультраструкгуры (деградацией гранально-ламеллярной системы хлоропластов, образованием в их строме, а также в цитоплазме липидных включений, которые служат в качестве депо для экстратилакоидных каротиноидов).

6) У некоторых видов растений, неспособных к синтезу высоких количеств антоцианов, функции последних выполняют экстратилакоидные каротиноиды, отличающиеся по химической природе и субклеточной локализации, но обладающие сходными спек-• тральными свойствами.

7) Устойчивость фотосинтетического аппарата к повреждению видимым и УФ излучением в значительной степени зависит от содержания фотозащитных пигментов. При высоком содержании флавонолов и антоцианов фотосинтетический аппарат проявлял ус-

тойчивость к действию УФ и видимого излучения при дозах, характерных для естественных условий.

8) Разработаны новые и усовершенствованы существующие недеструктивные методы анализа хлорофиллов, каротиноидов, антоцианов и флавонолов в растениях по спектрам отражения, пригодные для мониторинга физиологического состояния растений и степени их адаптированности к действию видимого и УФ излучения.

Список основных публикаций по теме диссертации

По теме диссертации опубликовано 56 работ, основное содержание отражено в следующих:

1. Соловченко А.Е.. Чивкунова О.Б., Мерзляк М.Н., Решетникова И.В. Спектрофотомет-рический анализ пигментов в плодах яблони // Физиол. раст. 2001. Т. 48(5). С. 801-808.

2. Merzlyak M.N., Solovchenko А.Е.. Chivkunova О.В.. The strategies of pigment changes involved in adaptation of apple fruit to strong sun-light. 5th conference on oxygen, free radicals and oxidative stress in plants, Nice (France), November 19-21,2001. Nice, 2001. P. L-41.

3. Chivkunova O.B., Solovchenko A.E.. Sokolova S.G., Merzlyak M. N., Reshetnikova I.V., Gitelson A.A. Reflectance spectral features and detection of superficial scald-induced browning in storing apple fruit // J. Russian Phytopathol. Soc. 2001. V. 2. P. 73-77.

4. Соловченко A.E.. Мерзляк M.H. Определение содержания хлорофиллов, каротиноидов и антоцианов в плодах по спектрам отражения. Материалы III Съезда фотобиологов России, Воронеж, 28 июня -4 июля 2001 г. Воронеж, 2001. С. 204, 205.

5. Merzlyak M.N., Solovchenko А.Е., Chivkunova О.В. Patterns of pigment changes in apple fruits during adaptation to high sunlight and sunscald development // Plant Physiol. Biochem. 2002. V. 40. P. 679-684.

6. Merzlyak M.N., Solovchenko A.E. Photostability of pigments in ripening apple fruit: a possible photoprotective role of carotenoids during plant senescence //Plant Sci. 2002. V. 163. P. 881-888.

7. Sokolskaya S.V., Sveshnikova N.V., Kochetova G.V., Solovchenko A.E.. Gostimski S.A., Bashtanova O.B. Involvement of phytochrome in regulation of transpiration: red-/far red-induced responses in the chlorophyll-deficient mutant of pea // Functional Plant Biol. 2003. V. 30. P. 1249-1259.

8. Мерзляк M.H., Гительсон A.A., Чивкунова О.Б., Соловченко А.Е.. Погосян С.И. Использование спектроскопии отражения в анализе пигментов высших растений // Физиол. раст. 2003. 50 (5). С. 785-792.

9. Merzlyak M.N., Solovchenko А.Е.. Gitelson A.A. Reflectance spectral features and nondestructive estimation of chlorophyll, carotenoid and anthocyanin content in apple fruit //

Postharvest Biol. Technol. 2003. V. 27. P. 197-211.

10. Solovchenko A.. Merzlyak M. Optical properties and contribution of cuticle to UV protection in plants: experiments with apple fruit // Photochem. Photobiol Sci. 2003. V. 2. P. 861-866.

11. Solovchenko A.. Schmitz-Eiberger M., Significance of skin flavonoids for UV-B-protection in apple fruits //J. Exp. Bot. 2003. V. 54 (389). P. 1977-1984.

12. Соловченко A.E.. Мерзляк M.H. Пигменты и адаптация растений к солнечному излучению (на примере яблок). III Съезд Биофизиков России, 24-29 июня 2004 г., Воронеж. Тезисы докладов. Т. II. С. 462-464.

13. Merzlyak M.N., Solovchenko А.Е.. Smagin A.I., Gitelson A.A. Apple flavonols during fruit adaptation to solar radiation: spectral features and technique for non-destructive assessment // J. Plant Physiol. 2005. V. 162(2). P. 151-160.

14. Merzlyak M., Solovchenko A.. Pogosyan S. Optical properties of rhodoxanthin accumulated in Aloe arborescens Mill, leaves under high-light stress with special reference to its photo-protective function. Photochem. Photobiol. Sci., 2005, V. 4, P. 333-340.

15. Merzlyak M.N., Chivkunova O.B., Solovchenko A.E.. How plants protect themselves from solar radiation. 1st International conference "Skin & Environment". Moscow - St. Petersburg, Russia. 1-6 June, 2005. P. 42.

16. Solovchenko A.. Matthes A., Schmitz-Eiberger M. The role of solar UV in long-term adaptation of ripening apple fruits to high sunlight//J. Appl. Bot. Food Qual. 2005. V. 79. P. 72-76.

17. Alexei E. Solovchenko. Olga B. Chivkunova, Mark N. Merzlyak and Vladimir A. Gud-kovsky. Relationships between chlorophyll and carotenoid pigments during on- and off-tree ripening of apple fruits as revealed non-destructively with reflectance spectroscopy. Postharvest Biology and Technology. 2005. 38 (1). 9-17.

18. Мерзляк M.H., Погосян С.И., Чивкунова О.Б., Соловченко А.Е.. Naqvi K.R. Некоторые вопросы спекгрофотометрии клеточных суспензий фототрофных микроорганизмов. Материалы Всероссийского симпозиума «Автотрофные микроорганизмы» (памяти академика Е.Н. Кондратьевой). Москва, 21-24 декабря 2005 г.

19. Solovchenko А.Е., Avertcheva O.V., Merzlyak M.N. Elevated sunlight promotes ripening-associated pigment changes in apple fruit // Postharvest Biol. Technol. 2006. V. 40. P. 183-189.

20. Merzlyak M.N., Solovchenko A.E.. Chivkunova O.B., Khozin-Goldberg I, Didi-Cohen S„ and Cohen Z. Effects of light and nitrogen availability on growth and accumulation of ara-chidonic acid in the microalga Parietochloris incisa. H Industrial application of biotechnology /Eds.: Krylov I.A., Zaikov G.E. Nova Science Publishers. Hauppauge, NY, 2006. 9-16.

21. Merzlyak M.N., Chivkunova O.B., Gorelova O.A., Reshetnikova I.V., Solovchenko A.E.. Khozin-Goldberg I., Cohen Z. Effect of nitrogen starvation on optical properties, pigments

and arachidonic acid content of the unicellular green alga Parietochloris incisa (Trebouxio-phyceae, Chlorophyta) //J. Phycol. 2007. V. 43. P. 833-843.

22. Solovchenko A.E.. Khozin-Goldberg I., Didi-Cohen S., Cohen Z. and Merzlyak M.N. Effects of light intensity and nitrogen starvation on growth, total fatty acids and arachidonic acid in the green microalga Parietochloris incisa // J. Appl. Phycol. 2008. V. 20(3). 245-225.

23. M.H. Мерзляк, A.E. Соловченко. О.Б. Чивкунова, И. Хозин-Голдберг, Ш. Диди-Коэн, Ц. Коэн. Влияние освещенности и азотного голодания на рост и накопление арахидо-новой кислоты у одноклеточной водоросли Parietochloris incisa. Вестник МГУ. Сер. Биология. 2008. 16(1). 49-53.

24. Мерзляк М.Н., Чивкунова О.Б., Маслова И.П., Накви Р.К., Соловченко А.Е.. Клячко-Гурвич Г.Л. Спектры поглощения и рассеяния света клеточными суспензиями некоторых цианобактерий и микроводорослей // Физиол. раст. 2008. Т. 55.(3) 464-470.

25. Соловченко А.Е.. Хозина-Голдберг И., Диди-Коэн Ш., Коэн Ц., Мерзляк М.Н. Влияние света и азотного голодания на содержание и состав каротиноидов зеленой водоросли Parietochloris incisa II Физиол. раст. 2008. Т. 55 (4). 55(4). 455-462.

26. Соловченко А.Е.. Мерзляк М.Н. Экранирование видимого и УФ излучения как фотозащитный механизм растений И Физиол. раст. 2008. Т. 55(6). С. 803-822.

27. Merzlyak M.N., Chivkunova О.В, Solovchenko А.Е.. Naqvi K.R.. Light absorption by an-thocyanins in juvenile, stressed and senescing leaves // J. Exp. Bot. 2008. T. 59 (14).

C. 3903-3911.

28. Solovchenko A.E.. Khozin-Goldberg I., Cohen Z., Merzlyak M.N. Carotenoid-to-chlorophyll ratio as a proxy for assay of total fatty acids and arachidonic acid content in the green microalga Parietochloris incisa II J. Appl. Phycol. 2008. (В печати.)

Автор выражает глубокую признательность своим учителям: профессорам М.Н. Мерзляку и Л.А. Ищенко, а также благодарит коллег, в соавторстве с которыми выполнены отдельные части работы: к.б.н. О.Б. Чивкунову и И.В. Решетникову, ст.лаб. Н.П. Бузулукову; проф. С.И. Погосяна с кафедры биофизики Биологического факультета МГУ; д-ра И. Хозину-Гольдберг и проф. Ц. Коэна из Университета Бен-Гуриона, а также коллектив кафедры физиологии микроорганизмов Биологического факультета МГУ во главе с проф. Е.С. Лобаковой и академика РАСХН В.А. Гудковского за всемерную помощь этой работе.

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (гранты Ж№ 06-04-03016-6,06-04-48883-а, 07-04-05007-6) и Совета по грантам Президента РФ (гранты № МК-4008.2005.4, МК-3434908.4).

Подписано в печать 19.01.09 Формат 60x88 1/16. Объем 1 п.л. Тираж 120 экз. Заказ № 821 Отпечатано в ООО «Соцветие красок» 119991 г.Москва, Ленинские горы, д.1 Главное здание МГУ, к. А-102

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Соловченко, Алексей Евгеньевич

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА I. РОЛИ ПИГМЕНТОВ В ЗАЩИТЕ РАСТЕНИЙ ОТ ФОТООКИСЛИТЕЛЬНОГО ПОВРЕЖДЕНИЯ (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ).

1.1. Специфика фотозащитных пнгментов.

1.2. Эволюция фотозащитных пигментов.

1.3. Фотозащитные пигменты растений.

1.3.1. Микоспорин-подобные аминокислоты.

1.3.2. Фенольные соединения.

1.3.3. Бетапаины.

1.3.4. Каротиноиды.

1.4. Распределение фотозащитных пигментов в клетках и тканях растении.

1.5. Накопление фотозащитных пнгментов и оптические свойства растении.

1.5.1. Особенности спектров фотозащитных пигментов in vivo.

1.5.2. Методология недеструктивного анализа фотозащитных пигментов с использованием спектроскопии отражения.

1.6. Механизмы фотоокпслмтелыюго повреждения и защиты от него у растений.

1.6.1. Образование АФК в растениях.

1.6.2. УФ-индуцированное повреждение растений.

1.6.3. Механизмы элиминации АФК и возбужденных состояний Хл.

1.7. Индукция синтеза фотозащитных пнгментов.

1.7.1. Индукция каротиногенеза у одноклеточных водорослей.

1.7.2. Каротиногенез и его индукция у высших растений.

1.7.3. Индукция синтеза фенольных соединений.

1.8. Фотозащитные пнгменты и устойчивость к фотоповреждению.

1.9. Некоторые подходы к оценке эффективности действия фотозащитных пигментов.

1.10. Задачи исследования.

ГЛАВА II. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Объекты исследования.

2.1.1. Одноклеточные водоросли.

2.1.2. Высшие растения.

2.2. Условия облучения.

2.2.1. Солнечное УФ излучение.

2.2.2. Искусственное облучение.

2.3. Выделение тилакоидов и липидных глобул из клеток водорослей.

2.4. Анализ жирных кислот.

2.5. Выделение кутикулы плодов.

2.6. Микроскопия.

2.6.1. Световая микроскопия.

2.6.2. Электронная микроскопия.

2.7. Экстракция и анализ пигментов.

2.8. Хроматография.

2.8.1. Тонкослойная хроматография.

2.8.2. ВЭЖХ.

2.9. Измерение параметров переменной флуоресценции хлорофилла.

2.10. Спектральные измерения и обработка спектральных данных.

2.10.1. Обработка спектров поглощения.

2.10.2. Обработка спектров отражения и пропускания.

2.10.3. Микроспектрофотометрия.

2.11. Использованные реагенты и материалы.

2.12. Статистическая обработка результатов.

ГЛАВА III. ИЗМЕНЕНИЯ ОПТИЧЕСКИХ СВОЙСТВ РАСТЕНИЙ ПОД

ВЛИЯНИЕМ ФОТОЗАЩИТНЫХ ПИГМЕНТОВ И РАЗРАБОТКА НЕДЕСТРУКТИВНЫХ МЕТОДОВ ИХ АНАЛИЗА.

3.1. Оптические свойства суспензий P. incisa при адаптации к сильному свету и отсутствию азота.

3.1.1. Спектры поглощения суспензий P. incisa при действии сильного света и азотном голодании.

3.1.2. Связь изменений оптических свойств с накоплением липидов у P. incisa.

3.1.3. Спектры поглощения хлоропластов P. incisa.

3.2. Влияние накопления родоксантина на оптические свойства листьев н пластид Aloe arborcscens.

3.2.1. Спектры поглощения пластид.

3.2.2. Оптические свойства листьев.

3.3. Влияние антоцианов на оптические свойства листьев па уровне целых органов и отдельных клеток.

3.4. Влияние адаптации к сильному солнечному свету на оптические свойства плодов.

3.4.1. Общие особенности спектроскопии плодов.

3.4.2. Изменение спектров отражения плодов под действием сильного солнечного света.

3.4.3. Влияние солнечного УФ излучения на спектры отражения плодов.

3.4.4. Оптические свойства поверхностных структур плодов в связи с адаптацией к действию УФ излучения.

3.5. Разработка методов недеструктивного анализа пигментов в плодах яблони по спектрам отражения.

3.6. Особенности изменения оптических свойств растений при фотоадаптацни в связи с накоплением фотозащитных пигментов (обсуждение результатов).

ГЛАВА IV. ИЗМЕНЕНИЯ ОПТИЧЕСКИХ СВОЙСТВ РАСТЕНИЙ ПРИ ФОТОПОВРЕЖДЕНИИ.

4.1. Фотоповреждение водоросли P. incisa.

4.2. Влияние фотоповреждения на оптические свойства плодов яблони.

4.2.1. Изменение оптических свойств плодов яблони при солнечном ожоге.

4.2.2. Изменение спектров отражения при облучении сильным видимым светом.

4.3. Изменение спектров отражения на терминальных стадиях повреждения плодов.

4.4. Общие особенности растительных объектов при фотоповреждении обсуждение результатов).

ГЛАВА V. ИЗМЕНЕНИЯ ПИГМЕНТНОГО СОСТАВА РАСТЕНИЙ

ПРИ ФОТОАДАПТАЦИИ И ФОТОПОВРЕЖДЕНИИ.

5.1. Динамика содержания каротиноидов, хлорофиллов н жирных кислот при фотоадаптацнн P. incisa.

5.1.1. Рост P. incisa в различных условиях культивирования.

5.1.2.Дннамика содержания каротиноидов и хлорофиллов в культурах P. incisa.

5.1.3. Изменения состава каротиноидов в культурах P. incisa при различно» освещенности.

5.1.4. Динамика содержания жирных кислот у P. incisa при высокой освещенности и недостатке азота.

5.1.5. Связь между содержанием жирных кислот и пигментов у P. incisa при высокой освещенности и дефиците азота.

5.2. Изменения пигментного состава созревающих плодов яблони при действии сильного солнечного света.

5.2.1. Содержание общих каротиноидов, хлорофиллов и флавоноидов в плодах яблони.

5.2.2. Закономерности изменения содержания пигментов при созревании плодов яблони.

5.2.3. Влияние сильного солнечного света на динамику содержания пигментов в созревающих плодах яблони.

5.2.4. Влияние солнечного излучения на трансформацию каротиноидов при созревании плодов яблони.

5.3. Кетокаротиноиды в листьях алоэ при адаптации к сильному солнечному свету.

5.4. Содержание антоцианов и флавонолов при адаптации к солнечному свету.

5.4.1. Облученность солнечным УФ и динамика содержания Фл.

5.4.2. Необходимость солнечного УФ для индукции синтеза флавонолов.

5.4.3. Исключение солнечного УФ и динамика фотосинтетических пигментов в плодах яблони.

5.5. Разрушение хлорофиллов и каротиноиодов при фотоповреждении растении.

5.5.1. Деструкция пигментов при искусственном облучении созревающих плодов яблони.

5.5.2. Деструкция хлорофиллов и каротиноидов при солнечном ожоге яблок.

5.6. Особенности изменения пигментного состава растении при фотоадаптацни и фотоповрежденип (обсуждение результатов).

5.6.1. Адаптивное значение изменений пигментного и липидного состава P. incisa.

5.6.2. Влияние фотоадаптации на трансформацию пигментов при созревании плодов яблони.

5.6.3. Роль солнечного УФ в индукции адаптивных изменений пигментного состава плодов яблони.

5.6.4. Особенности изменений пигментного состава при фотоадаптации и фотоповреждении плодов яблони.

5.6.5. Родоксаитин как альтернатива антоцпанам.

ГЛАВА VI. ЛОКАЛИЗАЦИЯ ФОТОЗАЩИТНЫХ ПИГМЕНТОВ.

6.1. Сайты локализации фотозащитных каротиноидов.

6.1.1. Локализация p-каротина у P. incisa.

6.1.2. Локализация родоксантина у алоэ древовидного.

6.1.3. Анатомия кожицы и ультраструктура пластид плодов яблони.

6.2. Локализация фенольных соединений.

6.2.1. Антоцианы в листьях.

6.2.2. Флавонолы и антоцианы в кожице плодов яблони.

6.3. Общие закономерности локализации пигментов, экранирующих видимое и

УФ излучение (обсуждение результатов).

ГЛАВА VII. НАКОПЛЕНИЕ ФОТОЗАЩИТНЫХ ПИГМЕНТОВ И

УСТОЙЧИВОСТЬ ФСА К ФОТОДЕСТРУКЦИИ.

7.1. Каротиноиды и фотоингибирование Г. incisa на сильном свету и при дефиците азота.

7.2. Значение различных групп фенольных соединений в формировании устойчивости плодов яблони к УФ-В излучению.

7.2.1. Флавонолы и устойчивость к УФ-индуцированному повреждению.

7.2.2. Сравнительная оценка роли аптоцианов и флавонолов в формировании устойчивости к УФ.

7.3. Влняние фотозащитных пигментов на устойчивость ФСА к повреждению видимым светом.

7.4. Влияние изменений пигментного состава при фотоадаптции на функционирование и устойчивость ФСА (обсуждение результатов).

Введение Диссертация по биологии, на тему "Экранирование видимого и УФ-излучения как фотозащитный механизм растений"

Существование растений как фотоавтотрофов теснейшим образом связано с поглощением и утилизацией ими энергии солнечного излучения в ходе фотосинтеза. Основные пигменты растений, локализованные в ти-лакоидных мембранах хлоропластов, способны эффективно улавливать кванты света и передавать их энергию другим компонентам фотосинтетического аппарата (ФСА) для синтеза АТФ, НАДФ-Н и фиксации С02 [Ладыгин, 2000, 2002; Ort, 2001; Бухов, 2001]. Вместе с тем, с оптимальной скоростью фотосинтез осуществляется в довольно узком диапазоне интенсивностей света (рис. 1), и в результате даже при относительно невысоких потоках не вся световая энергия, поглощенная ФСА,. может быть использована в фотохимических реакциях [Ort, 2001; Бухов, 2001; Ensminger et al., 2006]. Дисбаланс между поглощенной энергией света и способностью растения к ее утилизации возникает не только при действии высоких потоков солнечной радиации, но и при экстремальных температурах [Ensminger et al., 2006], засухе [Yordanov et al., 2000],

100

1000

Поглощенная ФАР, мкЕ/(м2 с)

Рис. 1. Общий вид световой кривой. В результате насыщения фотосинтеза существенная часть поглощенной радиации (заштрихованная область на диаграмме) не утилизируется в ходе фотохимических реакций (см. рис. 2) дефиците элементов минерального питания [Saure, 1990; Abadia, Abadia, 1993] и действии ряда других факторов. На ювенильных стадиях развития растений либо в ходе их старения регуляция функционирования ФСА и усвоение им поглощенной энергии света менее эффективны, что делает его более уязвимым для фотоповреждения ([Munne-Bosch, Alegre, 2002; Steyn et al., 2002; Hoch et al, 2003], подробнее см. раздел 8). Часто в подобных ситуациях происходит повышение уровня активных форм кислорода (АФК), вызывающих фотоокислительные повреждения тканей, вплоть до гибели растений [Мерзляк, 1989; Foyer, Noctor, 2000; Asada, 1987-2006]. Кроме того, наряду с хлорофиллами (Хл) в клетке содержится целый ряд соединений, таких как порфирины, Fe-S-бвлки митохондрий, флавины и птерины, способных под действием облучения в видимой части спектра приводить к образованию АФК [Мерзляк, 1989; Kim, Jung, 1995], подробнее эти механизмы обсуждаются в разделе 1.8.

Наряду с избыточным излучением в видимой части спектра (фото-синтетически активной радиации, ФАР), повреждение растений может вызывать УФ излучение, совокупная доля которого в солнечном излучении на поверхности Земли достигает 7—9% [Bjorn, Murphy, 1985; Jansen et al, 1998; Caldwell et al, 2003]. Коротковолновое УФ излучение (УФ-С, длина волны меньше 280 нм) практически полностью поглощается в верхних слоях атмосферы. Излучение в более длинноволновых областях спектра, УФ-В (280-315 нм) и УФ-А (315-400 нм), составляет соответственно 5 и 90% общей энергии в УФ диапазоне [Bjorn, Murphy, 1985; Caldwell et al, 2003]. Кванты УФ-В, обладающие высокой энергией, могут оказывать прямое повреждающее действие на клетки растений. Деструктивные эффекты более длинноволнового УФ-А излучения, как правило, опосредованы АФК [Bornman et al., 1997].

Необходимость защиты от повреждения солнечной радиацией обусловила возникновение у растений ряда адаптационных систем, включающих регуляторные и фотозащитные механизмы (рис. 2) [Бухов, 2001; Nyogi, 1999]. Поскольку первые фототрофные организмы подвергались действию более жесткого УФ излучения, чем современные, считается, что ферментативные механизмы репарации УФ-индуцированного повреждения нуклеиновых кислот и важных белков ФСА возникли в процессе эволюции одними из первых [Jansen et al, 1998; Cockell, Knowland, 1999]. Универсальными и важнейшими для растений являются ферментативные и неферментативные системы дезактивации АФК, играющие важнейшую роль в предотвращении фотоповреждений окислительного характера [Мерзляк, 1989; Foyer et al, 1994; Foyer, Noctor, 2000; Asada, 2006; Logan et al, 2006]. Другие механизмы, обеспечивающие эффективное протекание фотосинтеза в широком диапазоне длин волн и потоков радиации, а также при флуктуациях освещенности [Бу-хов, 2001; Demmig-Adams, 1990; Demmig-Adams et al, 1996], по всей видимости, сформировались позднее. падающая ФАР регуляция размера свето-собирающей антенны тепловая диссипация фотодыхание цикл Асады-Халивелла циклческий транспорт е ч

ФАР, поглощенная ФСА V фотохимические реакции фиксация С02 антиокислительные системы репарация и ресинтез генерация АФК I мишени фотоокислительного повреждения

Рис. 2. Фотозащитные механизмы, функционирующие в хлоропластах. Пояснения см. в тексте

Эти механизмы обеспечивают перераспределение потока поглощенной энергии света между фотосистемами (ФС), изменения стехиометрии ФС I и ФС II, а также состава и соотношения компонентов светособи-рающего комплекса (ССК) [Horton, Ruban, 2004; Бухов, 2001], диссипацию энергии возбуждения Хл в виде тепла (посредством нефотохимического тушения), а также при функционировании фото дыхания, водно-водного цикла (цикла Асады-Халивелла) и ряда других механизмов (рис.2, [Demmig-Adams et al., 1996; Бухов, 2001; Asada, 2006]). Важную роль в защите от фотоповреждения играет также тушение возбужденных (триплетных) состояний Хл и синглетного кислорода ('02), главным образом, с участием каротиноидов (Кар) [Truscott, 1990; Young, Britton, 1990; Young, 1991, 1993; Demmig-Adams, Adams, 1992; Demmig-Adams et al, 1996; Young, Frank, 1996; Niyogi, 1999].

Упомянутые выше защитные механизмы характеризуются рядом общих особенностей. Во-первых, они ориентированы на устранение последствий вредоносного действия УФ и видимого излучения на клетку: репарацию поврежденных макромолекул, устранение образовавшихся в клетке АФК, продуктов их реакций и вызванных ими повреждений (рис. 2). Во-вторых, эти механизмы активно функционируют только при достаточном уровне макроэргических молекул и восстановительных эквивалентов, необходимых для репарации ДНК, ресинтеза белков и ли-пидов мембран, а также регенерации пулов восстановленного глутатио-на и аскорбиновой кислоты — важных низкомолекулярных антиокси-дантов (см. раздел 8, [Мерзляк, 1989; Niyogi, 1999; Foyer, Noctor, 2000]).

Сравнительно недавно был выделен и охарактеризован иной тип фотозащитных механизмов, основанный на ослаблении вредоносного УФ и избытка ФАР [Caldwell, 1968, 1981; Caldwell et al., 2003; Ben-Amotz et al., 1982-1999; Strack et al., 2003; Day et al., 1992-1995; Bur-chard et al., 2000; Merzlyak, Chivkunova, 2000; Cerovic et al., 2002; Close,

MacArthur, 2002; Hoch et al., 2001, 2003]. Механизмы этого типа отличаются направленностью на устранение причины фотоповреждения — поглощения избыточных количеств радиации (рис. 1) пигментным аппаратом, эндогенными фотосенсибилизаторами и фоточувствительными компонентами клетки, а не на борьбу с его последствиями (детоксика-цию АФК, репарацию биомакромолекул и пр., см. рис. 2). В основе этих механизмов лежит способность растений синтезировать и накапливать под действием сильного излучения в различных компартментах клеток и структурах тканей соединений, селективно поглощающих излучение в УФ и видимом диапазоне спектра [Cockell, Knowland, 1999; Smillie, Hetherington, 1999; Barnes et al., 2000; Cerovic et al, 2002]. У растений такие вещества могут быть сосредоточены в покровных структурах, либо, распределены в объеме клеток и тканей (подробнее о локализации фотозащитных пигментов см. в разделе 1.4 и гл. 6).

В ходе эволюции число и разнообразие молекул, способных выполнять фотозащитные функции в растениях, постоянно увеличивались, а сложность их строения возрастала (см. раздел 1.4, а также работы [Cockell, 1998; Harborne, 1976, 1980; Iiarborne, Williams, 2000; Cockell, Know-land, 1999]). Подавляющее большинство обнаруженных у современных видов растений фотозащитных пигментов принадлежит к четырем основным группам соединений, различающихся по химической структуре и путям биосинтеза. К ним относятся микоспорин-подобные аминокислоты (МПА) [Cockell, Knowland, 1999; Shick, Dunlap, 2002], экстратила-коидные Кар, не участвующие в поглощении и передаче энергии света на молекулы Хл, называемые также вторичными Кар [Ben-Amotz et al., 1989; Hagen et al., 1993; Pick, 1998; Boussiba, 2000; Han et al., 2003, 2004; Hormaetxe, 2005]; беталаины [Mabry, 1980; Strack, Vogt, 2003; Ibdah et al., 2002] и фенольные соединения (ФеС) [Cockell, Knowland, 1999; Caldwell et al, 2003].

Необходимо заметить, что все перечисленные выше механизмы, предотвращающие фотоповреждение ФСА и обеспечивающие его стабильную работу в широком диапазоне условий окружающей среды, могут рассматриваться как фотозащитные. Однако в нашей работе основное внимание уделяется экстратилакоидным Кар и другим соединениям, ослабляющим достигающее тилакоидов излучение. В данном контексте мы рассматриваем в качестве фотозащитных механизмы, основанные на экранировании УФ и избытка ФАР [Caldwell et al., 1983; Ben-Amotz et al., 1989; Boussiba, Vonshak, 1991; Hagen et al., 1993; Day et al., 1994, Pick, 1986, 1998; Boussiba, 2000; Han et al., 2003; Hormaetxe et al., 2005].

Наряду с Кар фотозащитные функции у растений выполняет целый ряд ФеС [Запрометов, 1987, 1993; Gould et al, 1995, 2002; Chalker-Skott, 1999; Field et al., 2001; Caldwell et al., 2003] и отдельные гетероциклические соединения (беталаины) [Mabry, 1980; Cai et al., 2003]. У некоторых видов обнаружено одновременное присутствие несколько классов дополняющих друг друга фотозащитных пигментов, отличающихся по химической структуре, спектральным свойствам и локализации, например, ФеС и Кар [Havaux, Kloppstech, 2001], либо ФеС и беталаинов [Strack, Vogt, 2003; Ibdah et al., 2002]. Полученные к настоящему времени сведения позволяют полагать, что фотозащитные соединения обладают высокой фотостабильностью [Caldwell et al., 1983; Day et al., 1993, 1994; Merzlyak, Chivkunova, 2000; Boussiba, 2000; Wang et al., 2003]. Поэтому после формирования «фотозащитного экрана» для поддержания его функционирования достаточно минимальных затрат энергетических и пластических ресурсов; это обстоятельство обеспечивает растениям длительную защиту от фотоповреждения без истощения ресурсов клеток [Dixon, Pavia, 1995; Steyn et al., 2002; Hoch et al., 2003].

Эффективность функционирования такого механизма в меньшей степени снижается неблагоприятными внешними условиями (например, экстремальными температурами), когда ферментативные системы не способны обеспечить адекватный уровень защиты [Мерзляк, 1989; Pie-trini, Masacci, 1998; Pietrini et al, 2002; Hoch et al., 2003; Ensminger et al., 2006]. В то же время, первоначальное накопление фотозащитных соединений требует существенных затрат пластического материала и энергетических ресурсов [Saure, 1990; Steyn et al, 2002; Hoch et al, 2003], a индукция синтеза и накопление пигментов в количествах, достаточных для выполнения фотозащитной функции, занимает сравнительно продолжительное время [Gitz et al., 1998; Burchard et al, 2000; Lee, 19792002]. Таким образом, подобные механизмы оказываются целесообразными, главным образом, при защите от длительных воздействий стрессоров [Pietrini et al., 2002] и потому играют особо важную роль в долговременной адаптации [Bornman et al., 1983-1997; Cockell, Knowland, 1999; Соловченко, Мерзляк, 2008].

К настоящему времени отдельные классы фотозащитных пигментов обнаружены практически у всех растений [Strack, Vogt, 2003; Harborne, Williams, 2000; Запрометов, 1993; Cockell, Knowland, 1999], и во многих случаях была доказана и описана их фотозащитная функция. Получен значительный объем данных о механизмах их действия и охарактеризованы спектральные свойства in vivo для большого числа фотозащитных соединений. Наиболее подробно были исследованы вещества, участвующие в защите от УФ излучения [Beggs et al., 1986; Beggs, Wellman, 1994; Bornman et al, 1997; Cockell, Knowland, 1999; Barnes et al, 2000; Caldwell et al, 2003]. Также в последние 15 лет значительно увеличилось число публикаций, посвященных функциям Ант и вторичных Кар. Тем не менее, несмотря на достигнутые успехи, приходится признать, что основанные на экранировании видимого и УФ излучения фотозащитные механизмы у растений исследованы далеко не полно.

Наряду с выяснением химической природы и встречаемости фотозащитных пигментов в природе, анализ спектральных свойств фотозащитных пигментов, прежде всего их спектроскопии в клетках и тканях растений in vivo, имеет большое значение для изучения фотозащитных механизмов. Однако таких данных на сегодняшний момент явно недостаточно, особенно это касается сведений о пигментах, поглощающих излучение в видимой области спектра. Кроме того, в мировой литературе очень мало работ, систематизирующих сведения о различных классах фотозащитных пигментов у растений, а в отечественной литературе они просто отсутствуют.

В связи со сказанным выше целью нашей работы явилось изучение фотозащитных механизмов, основанных на экранировании видимого и УФ излучения с участием фотозащитных пигментов (Кар и ФеС). При этом особое внимание предполагалось уделить исследованию оптических свойств растений при становлении и функционировании этих механизмов, а также разработке и усовершенствованию методов недструк-тивного анализа фотозащитных пигментов.

Заключение Диссертация по теме "Физиология и биохимия растений", Соловченко, Алексей Евгеньевич

Основные выводы

2) Впервые охарактеризованы спектральные свойства in vivo целого ряда фотозащитных соединений: фенольных кислот, флавонолов, анто-цианов и каротииоидов. Присутствие этих соединений в очень высоких локальных концентрациях в тканях и отдельных компартментах клетки способно предотвратить повреждающее действие хлорофил-лов и других потенциальных фотосенсибилизаторов. Одновременное накопление различных классов фотозащитных пигментов обеспечивает эффективную защиту как на тканевом, так и на клеточном уровнях от повреждения излучением в широком диапазоне длин волн.

3) Выявлены характерные особенности динамики состава фотозащитных пигментов при фотоадаптации и фотоповреждении. Фотоадаптация характеризуется снижением содержания хлорофиллов при сохранении содержания или индукции синтеза экстратилакоидных каротииоидов. Фотоповреждение растений in vivo характеризуется глубоким и синхронным разрушением хлорофиллов и каротииоидов, напоминающим их фотосенсибилизированную деградацию в растворах.

4) Приспособление к высоким потокам видимого излучения сопровождается снижением содержания каротииоидов, выполняющих, главным образом, функции светосбора, и повышением содержания экстратилакоидных каротииоидов, обладающих высокой фотостабильностью и не связанных с функционированием фотосинтетического аппарата.

5) Адаптация к интенсивному солнечному излучению часто сопровождается характерными изменениями ультраструктуры (деградацией гранально-ламеллярной системы хлоропластов, образованием в их строме, а также в цитоплазме липидных включений, которые служат в качестве депо для экстратилакоидных каротиноидов).

7) Устойчивость фотоспнтетического аппарата к повреждению видимым и УФ излучением в значительной степени зависит от содержания фотозащитных пигментов. При высоком содержании флавонолов и антоцианов фотосинтетический аппарат проявлял устойчивость к действию УФ и видимого излучения при дозах, характерных для естественных условий.

8) Разработаны новые и усовершенствованы существующие недеструктивные методы анализа хлорофиллов, каротиноидов, антоцианов и флавонолов в растениях по спектрам отражения, пригодные для мониторинга физиологического состояния растений и степени их адап-тированности к действию видимого и УФ излучения.

Заключение

Результаты настоящей работы свидетельствуют, что механизмы, основанные на экранировании (ослаблении) избыточного излучения, являются важным компонентом системы защиты растений от фотоокислительного повреждения (рис. 120). Полученные данные указывают на важность этих механизмов для долговременной адаптации растений к стрессовым воздействиям, в особенности к интенсивной солнечной радиации. В значительной степени это обусловлено тем, что такие механизмы эффективно работают в неблагоприятных условиях окружающей среды и в иных ситуациях, нарушающих функционирование ферментативных систем устранения АФК, регенерации низкомолекулярных антиоксидантов и репарации поврежденных компонентов растительной клетки, когда ФСА особенно уязвим для фотоповреждения. Проведенные эксперименты показали, что основанные на экранировании механизмы могут функционировать на всех этапах онтогенеза и особенно важны для ювениль-ных и стареющих растений, в которых эффективность регуляторных и защитных механизмов, в значительной мере обеспечивающих устойчивость ФСА к повреждениям, снижена по сравнению со зрелым растением [Kunert, Ederer, 1985; Kar et al., 1993; Munne-Bosch, Alegre, 2002; Munne-Bosch, Lalueza, 2007]. На основании данных о распространенности и функционировании фотозащитных пигментов, полученных к настоящему времени нами [Соловченко, Мерзляк, 2008], а также опубликованных в литературе [Cockell, Knowland, 1999; Hoch et al., 2003; Hues et al., 2007], можно заключить, что экранирование ФАР и УФ, по-видимому, входит в число универсальных механизмов адаптации растений к интенсивности и спектральному составу освещения.

Отражение излучения

Тепловая диссипация виолаксантиновый цикл

Антиоксидативные системы

Физическое тушение возбужденных состояний Хл и 1Ог

Репарация нуклеиновых кислот, ресинтез белков и липидов

УУ ч Iе*

Солнечная радиация

Кутикула фенольные кислоты, флавонолы)

Эпидерма вакуолярные ФеС (флавонолы, антоцианы)

Вакуоли клеток мезофилла

ФеС (флавонолы антоцианы)

Липидные глобулы в цитоплазме каротиноиды и их эфиры сЖК)

Пластоглобулы каротиноиды)

UJ DO О ш ш ^ ш < о О

Рис. 120. Место механизмов, основанных на экранировании избытка ФАР и УФ, в системе защиты высших растений от фотоокислительного повреждения.

Высокие потоки солнечной радиации в неблагоприятных условиях среды и при нарушении регуляции фотосинтеза приводят к прямым и опосредованным АФК повреждениям. Ряд механизмов снижает уровень АФК в клетке и устраняет последствия повреждений. Ослабление падающей радиации фотозащитными пигментами в значительной степени устраняет причину фотоповреждений — избыток поглощенной световой энергии и задерживает УФ кванты.

Основное внимание в этой работе уделялось пигментам, играющим важную многогранную роль в реализации механизмов защиты от фотоповреждения посредством ослабления избыточного излучения. В качестве фотозащитных пигментов у различных таксонов растений выступают самые разные соединения, существенно различающиеся по происхождению, химической природе и внутриклеточной локализации (рис. 121, 122). В формировании пула фотозащитных пигментов могут принимать участие разные процессы, такие как синтез de novo (как в случае индукции синтеза Фл при действии высоких потоков УФ) и трансформация предсуществующих пигментов, в том числе пигментов, освобождающихся при упорядоченном демонтаже ФСА в ходе старения (примером может служить трансформация Кар в стареющих листьях [Biswal, 1995; Merzlyak et al, 1999] и плодах яблони, созревающих под действием сильного солнечного света; см. раздел 3.4). Эти процессы сопровождаются значительными изменениями не только метаболизма, но и ультраструктуры клеток, в результате которых увеличивается число и размеры сайтов накопления фотозащитных пигментов (в число примеров входит увеличение размеров вакуолей, в которых накапливаются ФеС, и липидных глобул в цитоплазме и строме пластид, играющих роль депо для вторичных Кар).

Эффективность фотозащитного действия пигментов определяется их количеством, спектральными свойствами in vivo и внутритканевой локализацией. По результатам гистохимических и микроскопических исследований можно заключить, что эти соединения распределяются в клетках и тканях, образуя подобие «светофильтров» (при эпидермальной локализации этих пигментов), экранирующих нижележащие ассимиляционные ткани, либо внутренних «ловушек» для света, конкурирующих за поглощение света с фотосинтетическими пигментами (см. гл. 6, а также [Merzlyak et al, 2008]).

Длина волны (нм)

Рис. 12!.Спектры молярной экстинкции представителей основных фотозащитных пигментов; 1 — хлорогеновая кислота; 2 — рутин; 3 — цианидин-3-глюкозид; 4 — ксантофиллы; 5 — родоксантин.

Физиологическое значение накопления фотозащитных пигментов, ослабляющих поток ФАР, заключается в том, что они позволяют растению без риска повреждения восстановить баланс между донорными и акцепторными системами, который часто нарушается при различных стрессах.

Содержание фотозащитных пигментов направленным и специфическим образом изменяется при адаптации к сильному свету, в ходе онтогенеза, а также при стрессах и повреждениях [Мерзляк и др., 1997, 2003; Merzlyak et al., 1995-2008]. Полученные в настоящей работе данные позволяют сделать заключение о сложном характере адаптивных изменений пигментного состава, зависящих от характера стрессовых воздействий, физиологического состояния и генетических особенностей растения (см. гл. 3-5). Конкретная стратегия фотоадаптации растений, в сущности, определяется генетически детерминированной способностью к синтезу тех или иных групп «экранирующих» излучение соединений. Анализ результатов наших исследований и сопоставление их с данными, опубликованными в литературе, позволяет выделить несколько вариантов стратегий фотоадаптации (рис. 122). Для большинства низших растений характерно накопление МПА и ограниченного числа примитивных с эволюционной точки зрения простых фенолов либо фенилпропа-ноидов для защиты от УФ, в экранировании ФАР принимают участие вторичные Кар. По химическому составу они обычно не отличаются от Кар из состава ФСА, например, |3-каротин у P. incisa (гл. 5) или Du-naliella [Pick, 1989; Dubinsky, Hanagata, 2007]. В отдельных случаях к ним добавляются кетокаротиноиды, не участвующие в фотосинтезе, такие как астаксантин у Haematococcus [Kobayashi et al., 1993, 1997; Boussiba, 2000; Kobayashi, 2000]. По-видимому, основная их функция в растениях заключается в защите ФСА от фотоокислительного повреждения в неблагоприятных условиях, прежде всего на сильному свету.

Высшие растения отличаются большим разнообразием фотозащитных соединений [Harborne, Williams, 2000]. Как следствие, для них характерны различные варианты адаптивных изменений пигментного состава (рис. 122). Общей чертой всех исследованных видов высших растений является накопление в защитно-покровных тканях разнообразных [Запрометов, 1993; Harborne, Williams, 2000] Фл и фенольных кислот, поглощающих в УФ области спектра. Более разнообразны пути адаптации к действию излучения в видимой области спектра. У одних видов этот процесс сопровождается повышением соотношения Кар/Хл в хло-ропластах (рис. 122, У), а у других он включает дополнительное накопление пигментов, поглощающих в сине-зеленой области спектра (рис. 122, 2-4). Как правило, такими пигментами являются Ант (рис. 122, 2).

Высшие растения

Флавонолы фенольные

КИСЛОТЫ

Флавонолы фенольные кислоты

БЕТАЛАИНЫ экстратилакоидные

Т КЕТО-КАРОТИНОИДЫ

Флавонолы фенольные кислоты

АНТОЦИАНЫ 1

Флавонолы фенольные кислоты каротиноиды

Низшие растения простыв фенолы

МПА кетокаротиноиды экстратилакоидные каротиноиды

Рис. 122. Стратегии изменения пигментного состава растений при долговременной фотоадаптации (см. пояснения в тексте)

У некоторых таксонов метаболические пути, в которых синтезируются Ант, по не ясным пока причинам, функционируют чрезвычайно слабо, в таких случаях накапливаются кетокаротиноиды (рис. 122, 3; например, Ркс [Weger et al, 1993; Diaz et al., 1999; Merzlyak et al., 2005; Hormaetxe et al., 2005]) либо беталаины (рис. 122, 4). Обращает на себя внимание сильное сходство выявленных свойств Ркс и Ант in vivo, выявленное в этой работе (ср. рис. 30, 31 и 37, см. также [Gitelson et al., 2002; Merzlyak, Chivkunova, 2000]). На наш взгляд, эта ситуация является одним из ярких примеров того, как пигменты, абсолютно различные по химической природе, путям биосинтеза и субклеточной локализации, но обладающие сходными спектральными свойствами in vivo, играют у разных видов растений сходную роль в обеспечении долговременной адаптации к высоким потокам излучения в видимой области.

Становление и функционирование в растениях описанных выше фотозащитных механизмов сопровождается закономерными и направленными изменениями оптических свойств (поглощения, отражения и рассеяния света) их клеток и тканей. Мы уделяли значительное внимание исследованию этих изменений, поскольку они несут ценную информацию о физиологическом состоянии растений [Мерзляк и др., 2003; Merzlyak et al, 2005, 2006]. Одним из основных результатов настоящей работы является получение детальной количественной характеристики оптических свойств in planta для ряда фотозащитных пигментов (см. гл. 3). Они позволяют заключить, что присутствующие в растениях фотозащитные пигменты способны эффективно ослаблять излучение в очень широком диапазоне, от УФ-В до оранжево-красной области видимого спектра (рис. 121, 122). Применение новой методологии получения и обработки спектральной информации (см. разделы 3.5) позволило подробно исследовать спектральную картину изменений отражения, сопровождающих процессы фотоадаптации и фотоповреждения растений, и выявить специфичные для них особенности стехиометрии изменений пигментного состава (гл. 3-5).

Ранее было показано, что целый ряд оптических характеристик, отражающих изменения в соотношении отдельных пигментов, их форм, а также структурные нарушения и повреждения клеток, может быть использован для количественной недеструктивной оценки течения фотоадаптации и фотодеструктивных процессов в клетках и тканях растений in vivo [Gitelson et al, 1992-2007; Merzlyak et al, 1995-2006]. Особенностью данной работы является широкое применение недеструктивных оптических методов анализа пигментов. Эти методы позволили получить количественную информацию о содержании фотозащитных пигментов и степени адаптированности растений к сильному солнечному свету, а также выявить количественную связь между содержанием фотозащитных пигментов и потенциальной устойчивостью растительного организма к повреждающему действию УФ и высоких потоков ФАР. Хочется надеяться, что эти данные не только расширят существующие представления о роли пигментов в фотозащите и фотоадаптации растений, но и найдут практическое применение в фотобиотехнологиях, ориентированных на получение ценных биологически активных веществ из фототрофных микроводорослей [Snodderly, 1995; Nishino, 1998; Crawford et al, 2003], а также при оценке рисков для сельского хозяйства, связанных с колебаниями погодных условий, солнечной активности и доз солнечного УФ [Krupa et al, 1998; Caldwell et al, 1998]. В заключение отметим, что, несмотря на достигнутые успехи, приходится констатировать, что наши представления о механизмах функционирования фотозащитных пигментов в растениях далеко не полны, и дальнейшее их расширение требует дополнительных исследований.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Соловченко, Алексей Евгеньевич, Москва

1. Бернштейн И.Я., Каминский Ю.Л. Спектрофотометрический анализ в органической химии. Ленинград, 1986. 200 с.

2. Бухов Н. Г. Динамическая световая регуляция фотосинтеза // Физиол. раст. 2001. Т. 51(6). С. 825-837.

3. Доспехов Б.А. Методика полевого опыта. Москва: Агропром-издат, 1985. 48 с.

4. Дымова О.В., Головко Т.В. Состояние пигментного аппарата растений живучки ползучей в связи с адаптацией к световым условиям произрастания // Физиол. раст. 2007. Т. 54(1). С. 4753.

5. Загоскина Н.В. Особенности метаболизма фенольных соединений гетеротрофных и фотомиксотрофных каллусных культур чайного растения (Camellia sinensis L.) Дис. . докт. биол. наук. М.: 1997.

6. Запрометов М.Н. Светорегуляция вторичного метаболизма растений // Физиология растений. 1987. Т. 34(4). С. 698711.

7. Запрометов М.Н. Фенольные соединения: Распространение, метаболизм и функции в растениях // М.: Наука, 1993. 272 с.

8. Запрометов М.Н., Загоскина Н.В. Еще об одном доказательстве участия хлоропластов в биосинтезе фенольных соединений // Физиол. раст. 1987. Т. 34(1). С. 165-171.

9. Иванов Б.Н. Восстановление кислорода в хлоропластах и ас-корбатный цикл: Обзор//Биохимия. 1998. Т. 63(2). С. 165-170.

10. Кафаров П.С., Шендерова JI.B., Маторин Д.Н., Венедиктов П.С. Ингибирование фотосинтеза и накопление перекисей липидов и гибель клеток хлореллы при интенсивном освещении // Физиол. Раст. 1988. Т. 35(3). С. 458-463.

11. Кочубей С.М., Кобец Н.И., Шадчина Т.М. Спектральные свойства растений как основа методов дистанционной диагностики. Киев: Наукова думка, 1990. 136 с.

12. Красновский А.А. Механизм образования и роль синглетного кислорода в фотобиологических процессах. Молекулярные механизмы биологического действия оптического излучения. М.: Наука, 1988. С. 22-24.

13. Красновский А.А., Венедиктов Е.Я., Черненко О. М. Тушение синглетного кислорода хлорофиллами и порфиринами //Биофизика. 1982. Т. 27(6). С. 966-972.

14. Кумахова Т.Х. Анатомия и ультраструктура наружных слоев плода разных сортов яблони II Биол. Науки. 1987. № 2. С. 5964.

15. Кумахова Т.Х. Сравнительная анатомия и ультраструктура плодов некоторых сортов яблони, возделываемых на разных высотах в условиях Кабардино-Балкарской АССР // Автореф. дисс. . канд. биол. наук. М.: МГУ им. М.В. Ломоносова, 1988. 22 с.

16. Ладыгин В.Г. Биосинтез каротииоидов в пластидах растений. Биохимия. 2000. Т. 65(10). С. 1317-1333.

17. Ладыгин В.Г. Современные представления о путях биосинтеза каротииоидов в хлоропластах эукариот. Журнал общей биологии. 2002. Т. 63(4). С. 299-325.

18. Матиенко Б.Т., Загорнян Е.М., Ротару Г.И., Осадчий В.М., Максимова Е.Б., Калалб Т.И., Артемова Л.И., Колесникова Л.С., Кирияк Е.В., Турова А.В., Сиринчан Г.Н. Структура и функциональность плодов. Кишинев: Штиинца, 1995. 149 с.

19. Мерзляк М.Н. Свободно-радикальное окисление и деградация липидов в мембранах растений. Дис. . докт. биол. наук. М.: 1985.

20. Мерзляк М.Н. Активированный кислород и окислительные процессы в мембранах растительных клеток // Итоги науки и техники ВИНИТИ, сер. Физиол. Раст. 1989. Т. 6. 168 с.

21. Мерзляк М.Н., Гительсон А.А., Погосян С.И., Чивкунова О.Б., Лехимена Л., Гарсон М., Бузулукова Н.П., Шевырева

22. B.В., Румянцева В.Б. Спектры отражения листьев и плодов при их развитии, старении и стрессе // Физиол. раст, 1997. Т. 44(5).1. C. 707-716.

23. Мерзляк М.Н., Коврижных В.А. Алломеризация хлорофилла в системах, содержащих свободные радикалы, и при освещении изолированных хлоропластов// Studia biophysica, 1984. Т. 102(1). С. 81-88.

24. Мерзляк М.Н., Погосян С.И. Фото деструкция пигментов и липидов в изолированных хлоропластах // Биол. науки, 1986(3). С. 8-20.

25. Мерзляк М.Н., Чивкунова О.Б., Лехимена Л., Белевич Н.П. Ограничения и дополнительные возможности спектрофотометрического анализа пигментов в экстрактах листьев высших растений // Физиол. раст. 1996b. Т. 43(6). С. 926-936.

26. Мерзляк М.Н., Гительсон А.А., Чивкунова О.Б., Соловченко А.Е., Погосян С.И. Использование спектроскопии отражения в анализе пигментов высших растений // Физиол. раст. 2003. 50 (5). С. 785-792.

27. Мерзляк М.Н., Чивкунова О.Б., Маслова И.П., Накви Р.К., Соловченко А.Е., Клячко-Гурвич ГЛ. Спектры поглощения и рассеяния света клеточными суспензиями некоторых цианобактерий и микроводорослей // Физиол. раст. 2008. Т. 55(3). С. 464-470.

28. Ничипорович А.А. Хлорофилл и фотосинтетическая продуктивность растений // Хлорофилл /Ред. Шлык А.А. Наука и техника: Минск, 1974. С. 49-62.

29. Плохинский Н.А. Биометрия. Новосибирск: Сиб. отд. АН СССР, 1961. 364 с.

30. Ракитина Т.Я., Власов П.В., Ракитин В.Ю. Гормональные аспекты различной устойчивости мутантов Arabidopsis thaliana культрафиолетовой радиации // Физиол. раст. 2001. Т. 48. С. 414420.

31. Ракитина Т.Я., Ракитин В.Ю., Власов П.В., Прудникова

32. О.Н. Влияние АБК на индуцированное УФ-В выделение этилена у etr и ctr мутантов Arabidopsis thaliana II Физиол. раст. 2004. Т. 51. С. 737-741.

33. Рокицкий П.Ф. Биологическая статистика. Минск: Вышейш. шк., 1973. 318 с.

34. Рубин Б.А., Арциховская Е.В. Биохимия и физиология иммунитета растений. М.: Изд-во АН СССР, 1960.

35. Самородова-Бианки Г.Б. Исследование биологически активных веществ плодовых культур. Методические указания. Л.: ВИР им. Н.И. Вавилова, 1989.

36. Соловченко А.Е., Чивкунова О.Б., Мерзляк М.Н., Решетникова И.В. Спектрофотометрический анализ пигментов в плодах яблони// Физиол. раст. 2001. Т. 48 (5). С. 801-808.

37. Соловченко А.Е., Хозина-Голдберг И., Диди-Коэн III., Коэн Ц., Мерзляк М.Н. Влияние света и азотного голодания на содержание и состав каротиноидов зеленой водоросли Parietochloris incisa II Физиол. раст. 2008. Т. 55(4). 455^462.

38. Соловченко А.Е., Мерзляк М.Н. Экранирование видимого и УФ излучения как фотозащитный механизм растений // Физиол. раст. 2008. 55(6). (В печати).

39. Чивкунова О.Б., Мерзляк М.Н., Пономарева Н.П., Гудковский В.А. Кутикулярные липиды, а-фарнезен, продукты его окисления и развитие загара в плодах яблонь // Прикл. биохим. микробиол. 1997. Т. 33. № 4. С. 439-444.

40. Шульгин И.А. Мофофизиологические приспособления растений к свету Оптические свойства листьев. М.: МГУ, 1963, 74 с.

41. Эсау К. Анатомия растений. М.: Мир, 1969. 67 с.

42. Abadia J., Abadia A. Iron and plant pigments // Iron Chelation in Plants and Soil Microorganisms /Ed. Barton L.L., Hemming B. Acad.Press: San Diego, Ca. USA, 1993. P. 327-344.

43. Abbott J.A. Quality measurement of fruit and vegetables // Postharvest Biol. Technol. 1999. V. 15. P. 207-225.

44. Abeles F., Morgan P., Salveit J. Ethylene in Plant Biology. San Diego, California: Academic Press, 1992. 414 p.

45. Ackman R.G. Gas-liquid chromatography of fatty acids and esters // Ed.: Lowenstein J.M. / Meth. Enzymol. Acad. Press, New York 1969. У. 14. P. 329-381.

46. Adamse P., Britz S.J. Amelioration of UV-B damage under high ir-radiance. I: Role of photosynthesis // Photochem., Photobiol. 1992. V. 56. P. 645-650.

47. Afanas'ev I.B. 1997. Antioxidant and chelating properties of flavonoids // Adv. Biochem. Pharmacol. V. 38. P. 151-163.

48. Agati J., Pinelli P., Ebner S.C., Romani A., Cartelat A.L., Cerovic Z.G. Nondestructive evaluation of anthocyanins in olive (iOlea europaea) fruits by in situ chlorophyll fluorescence spectroscopy //J. Agric. Food Chem. 2005. V. 53. P. 1354-1363.

49. Aldea M., Frank T.D., DeLucia E.H. A method for quantitative analysis of spatially variable physiological processes across leaf surfaces //Photosynth. Res. 2006. V. 90. P. 161-172.

50. Alscher R.G. Biosynthesis and antioxidant function of glutatione in plants //Physiol. Plant. 1989. V. 77. P. 457-464.

51. Andrews P.K., Johnson J.R. Apple fruit, a unique model system for studying photooxidative stress // 3rd Int. Conf. Oxygen, Free Radicals and Environmental Stress in Plants, 15-18 September 1997, Pisa, Italy. P. 68.

52. Andrews P.K., Johnson J.R., Fahy D. Protection against sunscald in apple fruits by the ascorbate-glutathione cycle // Abstr. XXV Int. Congress (IHC) Science and Horticultural Interfaces and Interactions, 2-7 Aug., 1998, Brussels. P. 126.

53. Arakawa O. Effect of temperature on anthocyanin synthesis in apple fruit as affected by cultivar, stage of fruit ripening and bagging //J. Hart. Sci. 1991. V. 66. P. 763-768.

54. Asada K. Production and action of active oxygen species in photosynthetic tissues // Causes of photooxidative stress and amelioration of defense systems in plants / Eds. Foyer C.H., Mullineaux P.M. CRC Press, Boca Raton. 1994. P. 77-104.

55. Asada K. Production and scavenging of reactive oxygen species in chloroplasts and their functions // Plant Physiol. 2006. V. 141. P. 391-396.

56. Asada K., Takahashi M. Production and scavenging of active oxygen in photosynthesis // Photoinhibition /Eds: Kyle D.J., Osmond C.B., Arntzen C.J. 1987. V. 85. P. 227-287.

57. Asen S., Stewart R.N., Norris K.H. Co-pigmentation of anthocyanins in plant tissues and its effect on color // Phytochem. 1972. V. 11. P. 1139-1144.

58. Attoe E.L., Von Elbe J.H. Photochemical degradation of betanine and selected anthocyanins // J. Food Sci. 1981. V. 46. P. 1934-1937.

59. Awad M.A., de Jager A., van Westing L.M. Flavonoid and chlorogenic acid levels in apple fruit: characterisation of variation // Sci. Hort. V. 83 2000. 249-263.

60. Bandaranayake W.M. Mycosporines: are they nature's sunscreens? //Nat. Prod. Rep. 1998. V. 15. P.159-172.

61. Barber J., Ford R.C., Mitchell R.A.C., Miller P.A. 1984. Chloroplast thylakoid membrane fluidity and its sensitivity to temperature // Planta. V. 169. P. 429-436.

62. Barden C.L., Bramlage W.J. Separating the effects of low temperature, ripening, and light on loss of scald susceptibility in apples before harvest // Amer. Soc. Hort. Sci. 1994. 119, 54-58.

63. Barnes P.W., Searles P.S., Ballare C.L., Ryel R.J., Caldwell M.M. Non-invasive measurement of leaf epidermal transmittance of UV radiation using chlorophyll fluorescence: field and laboratory // Physiol. Plant. 2000. V. 109. P. 274-283.

64. Batt R.F., Martin J.T. The cuticle of apple fruits / The Annual Report of the Agricultural and Horticultural Research Station. The National Fruit and Cider Institute Long Ashton, Bristol, 1960. P. 106-111.

65. Baur P., Stulle K., Uhlig В., Schonherr J. Absorption von strahlung im UV-B und blaulichtbereich von blattkutikeln ausgewahlter nutzpflanzen// Gartenbauwiss. 1988. V. 63. 145-152.

66. Beggs C.J., Schneider-Ziebert U., Wellmann E. UV-B radiation and adaptive mechanisms in plants // Stratospheric Ozone Reduction, Solar Ultraviolet Radiation and Plant Life / Eds.: Worrest R.C., Caldwell M.M. Berlin: Springer-Verlag, 1986. P. 235-250.

67. Beggs C.J., Wellmann E. Photocontrol of flavonoid biosynthesis // Photomorphogenesis in Plants / Eds.: Kendrick R.E., Kronenberg G.H.M. Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, The Netherlands, 1994. P. 733-751.

68. Ben-Amotz A., Katz A., Avron M. Accumulation of P-Carotene in Halotolerant Algae: Purification and Characterization of (3-Carotene Rich Globules from Dunaliella bardawil (Chlorophyceae) // J. Phy-col. 1982. V. 18. P. 529-537.

69. Ben-Amotz A., Shaish A., Avron M. Mode of action of the massively accumulated P-carotene of Dunaliella bardawil by protecting the alga against damage by excess irradiation // Plant Physiol. 1989. V. 91. P. 1040-1043.

70. Ben-Amotz A., Shaish A. P-carotene biosynthesis // Dunaliella: physiology, biochemistry and biotechnology / Eds.: Avron M., Ben-Amotz A. Boca Raton: CRC press, 1992. P. 205-216.

71. Bengtsson G.B., Schoner R., Lombardo E., Schoner J., Borge G.I.A., Bilger W. Chlorophyll fluorescence for non-destructive measurement of flavonoids in broccoli // Postharvest Biol. Technol. 2006. V. 39. P. 291-298.

72. Berner Т., Dubinsky Z., Wyman K., Falkowski P.G. Photoadap-tation and the "Package" Effect in Dunaliella tertiolecta (Chloro-phyceae) // J. Phycol. 1989. V. 25. P. 70-78.

73. Bidigare R.R., Ondrusek M.E., Kennicutt M.C., II, Iturriaga R., Harvey H.R., Hoham R.W., Macko S.A. Evidence for a photopro-tective function for secondary carotenoids of snow algae // J. Phycol. 1993. V. 29. P. 427-434.

74. Bieza K., Lois R. An arabidopsis mutant tolerant to lethal ultravio-let-B levels shows constitutively elevated accumulation of flavonoid and other phenolics // Plant Physiol. 2001. V. 126. С. 1105-1115.

75. Bigogno C., Khozin-Goldberg I., Boussiba S., Vonshak A., Cohen Z. Lipid and fatty acid composition of the green oleaginous alga Parietochloris incisa, the richest plant source of arachidonic acid // Phytochem. 2002. V. 60. P. 497-503.

76. Bilger W., Bjorkman O., Thayer S.S. Light-induced spectral ab-sorbance changes in relation to photosynthesis and the epoxidation state of xanthophyll cycle components in cotton leaves // Plant Physiol. 1989. V. 91. P. 542-64.

77. Bilger W., Veit M., Schreiber L., Schreiber U. Measurement of leaf epidermal transmittance of UV-radiation by chlorophyll fluorescence //Physiol. Plant. 1997. 101. P. 754-763.

78. Biswal B. Carotenoid catabolism during leaf senescence and its control by light // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 1995. V. 30. P. 3-13.

79. Bjorn L.O., Murphy T.M. Computer calculation of solar ultraviolet radiation at ground level // Physiol. Veget. 1985. V. 23. P. 68-561.

80. Blackburn G.A. Quantifying chlorophylls and carotenoids at leaf and canopy scales: An evaluation of some hyperspectral approaches //Rem. Sens. Envir. 1998. V. 66. P. 273-285.

81. Blanke M.M., Lenz F. Fruit photosynthesis // Plant Cell Environ. 1989. V. 12. P. 31-46.

82. Boeger P. Mode of action of herbicides affecting carotenogenesis // J. Pest. Sci. 1996. V. 21(4). P. 473-478.

83. Bornman J.F., Evert R.F., Mierzwa R.J. The effect of UV-B and UV-C radiation on sugar beet leaves // Protoplasma. 1983. V. 117. P. 7-16.

84. Bornman J.F., Bjorn L.O., Akerlund H.E. Action spectrum for inhibition by ultraviolet radiation of photosystem II activity in spinach thylakoids // Photobiochem. Photobiophys. 1984. V. 8. P. 305313.

85. Bornman J.F., Vogelmann Т.С. Effect of UV-B radiation on leaf optical properties measured with fibre optics // J. Exp. Bot. 1991. V. 42. P. 547-67.

86. Borowitzka M.A. Carotenoid production using microorganisms // Single Cell Oils / Eds.: Cohen Z., Ratledge C. AOCS Press, Champaign, Illinois, 2005. P. 124-137.

87. Borowitzka M.A., Siva C.J. The taxonomy of the genus Dunaliella (Chlorophyta, Dunaliellales) with emphasis on the marine and halophilic species //J. Appl. Phycol. 2007. V. 19. P. 567-590.

88. Borowitzka M.A., Borowitzka L.J. (eds.) Microalgal Biotechnology. Cambridge University Press, Cambridge, 1988. 466 p.

89. Boussiba S., Vonshak A. Astaxanthin accumulation in the green alga Haematococcus pluvialis II Plant Cell Physiol. 1991. V. 32. P. 1077-1082.

90. Boussiba S., Bing W., Zarka A., Yuan J.P., Chen F. Changes in pigment profiles of Haematococcus pluvialis during exposure to environmental stresses //Biotechnol. Lett. 1999. V. 21. P. 601-604.

91. Boussiba S. Carotenogenesis in the green alga Haematococcus pluvialis: cellular physiology and stress response // Physiol. Plant. 2000. V. 108. P. 111-117.

92. Bouvier F., Backhaus R.A., Camara B. Induction and control of chromoplast-specific carotenoid genes by oxidative stress // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 30651-30659.

93. Brady C.J. Fruit ripening // Annu. Rev. Plant Physiol. 1987. V. 38. P. 155-178.

94. Bramlage W J., Weis S.A. Effect of temperature, light, and rain fall on superficial scald susceptibility in apples // J. Amer. Soc. Hort. Sci. 1997. V. 32. P. 808-811.

95. Breithaupt D.E., Bamedi A. Carotenoid esters in vegetables and fruits: a screening with emphasis on cryptoxanthin esters // J. Agric. Food Chem. 2001. V. 49. P. 2064-2070.

96. Brehelin C., Kessler F., van Wijk K.J. Plastoglobules: versatile lipoprotein particles in plastids // Trends Plant Sci. 2007. V. 12. 260266.

97. Britt A.B. DNA damage and repair in plants // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1996. V. 47. P. 75-100.

98. Britton G. UV/Visible spectroscopy // Carotenoids. Basel, 1995. P. 13-59.

99. Britton G. General carotenoid methods // Steroids and Isoprenoids /Eds.: Law J.H., Rilling H.C. Meth. Enzymol. Part B. 1985. V. 111. P. 113-147.

100. Brosche M., Strid A. Molecular events following perception of ul-traviolet-B radiation by plants // Physiol. Plant. 2003. V. 117. P. 110.

101. Brown S.B., Houghton J.D., Hendry G.A.F. 1991. Chlorophyll breakdown. // Chlorophylls. / Ed. H. Scheer. Boca Raton, CRC Press: Ann Arbor, Boston, London. P. 465-489.

102. Buschmann С., Nagel E. In vivo spectroscopy and internal optics of leaves as basis for remote sensing of vegetation // Int. J Remote Sens. 1993. V. 14. P. 711-722.

103. Butler W.L., Norris K.H. The spectrophotometry of dense light-scattering material // Arch. Biochem. Biophys. 1960. V. 87 P. 3140.

104. Cai Y., Sun M., Corke H. Antioxidant activity of betalains from plants of the amaranthaceae // J. Agric. Food Chem. 2003, 51, 22882294.

105. Caldwell M.M. Solar ultraviolet radiation as an ecological factor for alpine plants // Ecological monographs. 1968. V. 38. P. 243-268.

106. Caldwell M. Solar UV irradiation and the growth and development of higher plants //Photobiol. 1971. V. 6. P. 131-177.

107. Caldwell M.M. Plant response to solar ultraviolet radiation // Encyclopedia of Plant Physiology, New Series. / Eds. Lange O.L., Nobel C.B., Osmond H., Ziegler H. Springer Verlag: Berlin, Heidelberg, New York, 1981. V. 12 A. P. 169-197.

108. Caldwell M.M., Robberecht R., Flint S.D. Internal filters: Prospects for UV-acclimation in higher plants // Physiol. Plant. 1983. V. 58. P. 445-450.

109. Caldwell M.M., Flint S.D., Searles P.S. Spectral balance and UV-B sensitivity of soybean: a field experiment // Plant Cell Environ. 1994. V. 17. P. 267-276.

110. Caldwell M.M., Bjorn L.O., Bornman J.F., Flint S.D., Kulan-daivelu G., Teramura A.H., Tevini M. Effects of increased solar ultraviolet radiation on terrestrial ecosystems // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 1998. V. 46. P. -40-52.

111. Carter G.A., Knapp A.K. Leaf optical properties in higher plants: linking spectral characteristics to stress and chlorophyll concentration // American J. Bot. 2001. V. 88(4). P. 677-684.

112. Cecchi, F., De Martino, G., Bellincontro, A., Botondi, R., Mencarelli, F. Influence of sunlight exposure and postharvest ethylene control on carotenoids content of peach fruit // Acta Hort. (ISHS) 2005. V. 682. P. 329-336.

113. Cen Y.P., Bornman J.F. The effect of exposure to enhanced UV-B radiation on penetration of monochromatic and polychromatic UV-B radiation in leaves of Brassica napus II Physiol. Plant. 1993. V. 87. P. 249-39.

114. Chalker-Scott L. Environmental significance of anthocyanins in plant stress responses // Photochem. Photobiol. 1999. V. 70. P. 1-9.

115. Chen L.-J., Hrazdina G. Structural aspects of anthocyanin-flavonoid complex formation and its role in plant color // Phytochem. 1981. V. 20. P. 297-303.

116. Cheng-Wu Z., Cohen Z., Khozin-Goldberg I., Richmond A.

117. Characterization of growth and arachidonic acid production of Pa-rietochloris incisa comb, nov (Trebouxiophyceae, Chlorophyta) // J. Appl. Phycol. 2002. V. 14. P. 453^160.

118. Chichester C.O., Nakayama T.O.M. Pigment changes in senescent and stored tissues // Chemistry and Biochemistry of Plant Pigments. / Ed. Goodwin T.W. Acad. Press: New York, London, 1965. P. 440457.

119. Chivkunova O.B., Solovchenko A.E., Sokolova S.G., Merzlyak M.N., Reshetnikova I.V., Gitelson A.A. Reflectance Spectral Features and Detection of Superficial Scald-induced Browning in Storing Apple Fruit // Russ. J. Phytopathol. 2001, V. 2, P. 73-77.

120. Chuma Y., Morita K., McCIure W.F. Application of light reflectance properties of Satsuma oranges to automatic grading in packinghouse line // J. Agr. Fac. Kyushu Univ. 1981. V. 26. P. 4555.

121. Close D.C., McArthur C. Rethinking the role of many plant pheno-lics protection from photodamage not herbivores? // Oikos. 2002. V. 99. P. 166-172.

122. Cohen Z., Vonshak A., Richmond A. Effect of Environmental Conditions on Fatty Acid Composition of the red Alga Porphyrid-ium cruentum\ Correlation to Growth Rate // J. Phycol. 1988. V. 24. P. 328-332.

123. Cohen Z., Norman H.A., Heimer Y.M. Potential use of substituted pyridazinones for selecting polyunsaturated fatty acid overproducing cell lines of algae // Phytochem. 1993. V. 32. P. 48-264.

124. Cohen Z. Production of Polyunsaturated Fatty Acids by the Micro-alga Porphyridium cruentum II Production of Chemicals by Micro-algae / Ed. Cohen Z. Taylor and Francis: London, 1999. P. 1—24.

125. Cockell C.S., Knowland J. Ultraviolet radiation screening compounds // Biol. Rev. 1999. V. 74. P. 311-345.

126. Cockell C.S. The biological effects of UV radiation on early earth — a theoretical evaluation // J. Theor. Biol. 1998. V. 193. P. 719731.

127. Cunningham, Jr. F.X., Gantt E. Genes and enzymes of carotenoid biosynthesis in plants // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1998. V. 49. P. 70-583.

128. Czeczuga B. Different Rhodoxanthin Contents in the Leaves of Gymnosperms Grown Under Various Light Intensities // Biochem. Syst. Ecol. 1987. V. 15. P. 531-533.

129. Czygan F.C. Blood-rain and blood-snow: Nitrogen-deficient cells of Haematococcus pluvialis and Chlamidomonas nivialis // Arch. Microbiol. 1970. V. 74. P. 69-76.

130. Das M., Rabinowitch E., Szalay L., Papageorgiou G. The "sieve effect" in Chlorella suspensions // J. Physical Chem. 1967. V. 71. P. 3543-3549.

131. Datt В. Remote sensing of chlorophyll a, chlorophyll b, chlorophyll a+b, and total carotenoid content in eucalyptus leaves // Rem. Sens. Environ. 1998. V. 66. P. 111-121.

132. Day T.A., Vogelmann T.C., DeLucia E.H. Are some plant life forms more effective than others on screening out ultraviolet-B radiation? // Oecologia. 1992. V. 92. P. 513-519.

133. Day T.A., Martin G., Vogelmann T.C. Penetration of UV-B radiation in foliage: evidence that the epidermis behaves as a nonuniform filter // Plant Cell Environ. 1993. V. 16 P. 735-741.

134. Day T.A., Howells B.W., Rice W.J. Ultraviolet absorption and epi-dermal-transmittance spectra in foliage // Physiol. Plant. 1994. V. 92. P. 207-218.

135. Day T.A., Vogelmann T.C. Alteration in photosynthesis and pigment distribution in pea leaves following UV-B exposure // Physiol. Plant. 1995. V. 94. P. 433-440.

136. DeLong J.M., Prange R.K., Harrison P.A. Using the Streif Index as a final harvest window for controlled-atmosphere storage of apples // Hort Sci. 1999. 1999. 1999. V. 34. P. 135-139.

137. DeLucia E.H., Day T.A., Vogelmann T.C. Ultraviolet-B and visible light penetration into needles of two species of subalpine conifers during foliar development // Plant Cell. Environ. 1992. V. 15. P. 921-929.

138. Demmig-Adams B. Carotenoids and photoprotection in plant: role for the xanthophyll zeaxanthin // Biochim. Biophys. Acta. 1990. V. 1020. P. 1-24.

139. Demmig-Adams В., Adams W.W. III. Photoprotection and other responses of plants to high light stress // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1992. V. 43. P. 599-626.

140. Demmig-Adams В., Gilmore A.M., Adams W.W. In vivo functions of carotenoids in higher plants // FASEB J. 1996. V. 10. P. 403-413.

141. Deng W., Fang X., Wu J. Flavonoids function as antioxidants: by scavenging reactive oxugen species or by chelating iron? // Radiat. Phys. Chem. 1997. V. 50(3). P. 271-276.

142. Dhindsa R.S., Plumb-Dhindsa P., Thorp T.A. Leaf senescence: corellated with increased levels of membrane permeability and lipid peroxidation and decreased activities of superoxide dismutase and catalase // J. Exp. Bot. 1981. V. 23. P. 93-101.

143. Diaz M, Ball E, Liittge U. Stress-induced accumulation of the xanthophyl rhodoxanthin in leaves of Aloe vera // Plant Physiol. Biochem. 1990. V. 28. P. 679-682.

144. Di Mascio P., Kaiser S., Sies H. Lycopene as the most efficient biological carotenoid singlet oxygen quencher // Arch. Biochem. Bio-phys. 1989. V. 274. P. 532-538.

145. Di Mascio P., Murphy M.E., Sies H. Antioxidant defense systems: the role of carotenoids, tocopherols, and thiols // Am. J. Clin. Nutr. 1991. V. 53. P. 194S-200S.

146. Dixon R.A., Paiva N.L. Stress-induced phenylpropanoid metabolism//The Plant Cell. 1995. V. 7. P. 1085-1097.

147. Droop M.R. Carotenogenesis in Haematococcuspluvialis //Nature. 1955. V. 175. P. 42.

148. Du Z., Bramlage W. J. Superoxide dismutase activities in senescing apple fruits (Malus domesctica Borkh) // J. Food Sci. 1994. V. 59. P. 581-584.

149. Edge R., McGarvey D.J., Truscott T.G. The carotenoids as antioxidants // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 1997. V. 41. P. 189— 200.

150. Elstner E.F. Oxygen activation and oxygen toxicity // Ann. Rev. Plant Physiol. 1982. V. 33. P. 73-95.

151. Ensminger I., Busch F., Huner N.P.A. Photostasis and Cold Acclimation: Sensing Low Temperature Through Photosynthesis // Physiol. Plant. 2006. V. 126. P. 28-44.

152. Ensminger P., Schafer E. Blue and UV-B light photoreceptors in parsley cells // Photochem. Photobiol. 1992. V. 55. P. 437-447.

153. Esau K. Anatomy of Seed Plants. New York: John Willey &,Sons, 1960.

154. Escarpa A., Gonzalez M.C. High-performance liquid chromatography with diode-array detection for the determination of phenolic compounds in peel and pulp from different apple varieties //J. Chromatog. A. 1998. V. 823. P. 331-337.

155. Escribano J., Pedreno M.-A., Garcia-Carmona F., Munfioz R. Characterization of the antiradical activity of betalains from Beta vulgaris L. roots // Phytochem. Anal. 1998. V. 9. P. 124-127.

156. Fan L., Vonshak A., Zarka A., Boussiba S. Does astaxanthin protect Haematococcus against light damage? // Zeitschrift Naturforsch. 1998. V. 53. P. 93-100.

157. Fahn A. Plant Anatomy, 4th ed. New York: Pergamon Press, 1990.

158. Field T.S., Lee D.W., Holbrook M.N. Why leaves turn red in autumn. The role of anthocyanin in senescing leaves of red-osier dogwood // Plant Phsiol. 2001. V. 127. P. 566-574.

159. Figueiredo P., George F., Tatsuzawa F., Toki K., Saito N., Brouillard R. New features of intramolecular copigmentation byacylated anthocyanins//Phytochem. 1999.51(1). 125-132.

160. Folch J., Lees M., Sloane-Stanly M. A simple method for isolation and purification of total lipids from animal tissue // J. Biol. Chem. 1957. V. 226. P. 497-509.

161. Foote C.S. Definition of type I and type II photosensitized oxidation //Photochem. Photobiol. 1991. V. 54. P. 659.

162. Foyer C.H., Lelandais M., Kunert K.J. Photooxidative stress in plants //Physiol. Plant. 1994. V. 92. P. 696-717.

163. Foyer C.H., Noctor G. Oxygen processing in photosynthesis: regulation and signalling // New Phytol. 2000. V. 146. P. 359-388.

164. Frank H.A., Cogdell, R.J. Carotenoids in photosynthesis // Photochem. Photobiol. 1996. V. 63. P. 41-264.

165. Frank H.A., Chynwat V., Desamero R.Z.B., Farhoosh R.J. On the photophysics and photochemical properties of carotenoids and their role as light-harvesting pigments in photosynthesis // Pure Appl. Chem. 1997. V. 69(10). P. 2117-2124.

166. Frohnmeyer H., Staiger D. Ultraviolet-B radiation-mediated responses in plants. Balancing damage and protection // Plant Physiol. 2003. V. 133. P. 1420-1428.

167. Fukshansky L. Optical properties of plant tissue // Plants and the Daylight Spectrum / Ed. Smith H. Springer: Berlin, 1981. P. 37-303.

168. Gamon J.A., Field C.B., Bilger W., Bjorkman O., Fredeen A., Penuelas J. Remote sensing of the xanthophyll cycle and chlorophyll fluorescence in sunflower leaves and canopies // Oecol. 1990. V. 85. P. 1-7.

169. Gamon J.A., Field C.B., Fredeen A.L., Thayer S. Assessing pho-tosynthetic downregulation in sunflower stands with an optically based model // Photosynth. Res. 2001. V. 67. P. 113-125.

170. Gamon J.A., Fillela I., Penuelas J. The dynamic 531 nanometer reflectance signal: a survey of 20 angiosperm species // Curr. Topics Plant Physiol. 1993. V. 8. P. 172-177.

171. Gamon J.A., Penuelas J., Field C.B. A narrow waveband spectral index that tracks diurnal changes in photosynthetic efficiency // Rem. Sens. Environ. 1992. V. 41. P. 35-44.

172. Gamon J.A., Penuelas J., Field C.B. A narrow-waveband spectral index that tracks diurnal changes in photosynthetic effciency // Rem. Sens. Environ. 1992. V. 41. P. 35-44.

173. Gamon J.A., Qiu. Ecological application of remote sensing at multiple scale. // Handbook of Functional Plant Ecology / Ed. Pugnare F.I., Valladores F. Marcel Dekker: New York, 1999. P. 805-846.

174. Gamon J.A., Serrano L., Surfus J.S. The photochemical reflectance index: an optical indicator of photosynthetic radiation use efficiency across species, functional types, and nutrient levels // Oecol. 1997. V. 112. P. 492-501.

175. Gamon J.A., Surfus J.S. 1999. Assessing leaf pigment content and activity with a reflectometer // New Phytol. V. 143. P. 105-117.

176. Gausman H.W., Allen W.A., Cardenas R., Richardson A.J. Relation of light reflectance to histological and physical evaluations of cotton leaves maturity // Appl. Opt. 1970. V. 9(3). P. 545-65.

177. Garcia-Pichel F., Castenholz R. W. Occurrence of UV-absorbing, mycosporine-like compounds among cyanobacterial isolates and an estimate of their screening capacity // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59. P. 163-169.

178. Garcia-Pichel F., Sherry N.D., Castenholz R.W. Evidence for an ultraviolet sunscreen role of the extracellular pigment scytonemin in the terrestrial cyanobacterium Chlorogloeopsis sp. // Photochem. Photobiol. 1992. V. 56. P. 17-23.

179. Garcia-Pichel F., Wingard C., Castenholz R.W. Evidence regarding the UV sunscreen role of a mycosporinelike compound in the cyanobacterium Gloeocapsa sp. // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59. P. 170-176.

180. Giovannoni J. Molecular biology of fruit maturation and ripening // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 2001. V. 52. P. 725-749.

181. Gitelson A, Qiuang H, Richmond A. Photic volume in Photoreac-tors Supporting Ultrahigh Population Densities of the Photoauto-troph Spirtilinaplatensis II Appl. Environ. Microbiol. 1996. V. 62. P. 1570-1573.

182. Gitelson A.A., Gritz U., Merzlyak M.N. Non destructive chlorophyll assessment in higher plant leaves: algorithms and accuracy // J. Plant Physiol. 2003. V. 160. P. 271-282.

183. Gitelson A.A., Kaufman Y.J., Merzlyak M.N. Use of a green channel in remote sensing of global vegetation from EOS-MODIS // Rem. Sens. Environ. 1996a. V. 58. P. 289-298.

184. Gitelson A.A., Merzlyak M.N. Quantitative estimation of chlorophyll-я using reflectance spectra: experiments with autumn chestnut and maple leaves // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 1994. V. 22. P. 247-36.

185. Gitelson A. A., Merzlyak M.N. Remote estimation of chlorophyll content in higher plant leaves // Int. J. Remote Sensing. 1997. V. 18. P. 291-298.

186. Gitelson A.A., Merzlyak M.N. Remote sensing of chlorophyll concentration in higher plant leaves // Adv. Space Res. 1998. V. 22. P. 689-692.

187. Gitelson A. A., Merzlyak M.N. Signature analysis of leaf reflectance spectra: algorithm development for remote sensing of chlorophyll //J. Plant Physiol. 1996. V. 148. 494-500.

188. Gitelson A.A., Merzlyak M.N., Chivkunova O.B. Optical properties and non-destructive estimation of anthocyanin content in plant leaves //Photochem. Photobiol. 2001. V. 74. P. 38^15.

189. Gitelson A.A., Merzlyak M.N., Lichtenthaler H.K. Detection of red edge position and chlorophyll content by reflectance measurements near 700 ran // J. Plant Physiol. 1996b. V. 148. P. 501-508.

190. Gitelson A.A., Zur Y., Chivkunova O.B., Merzlyak M.N.

191. Assessing carotenoid content in plant leaves with reflectance spectroscopy // Photochem. Photobiol. 2002. V. 75(3). P. 272-281.

192. Gitelson AA, Grits YA, Etzion D, Ning Z, Richmond A. Optical properties of Nannochloropsis sp and their application to remote estimation of cell mass // Biotechnol. Bioeng. 2000. V. 69. P. 516— 525.

193. Gitz D.C., Liu L., McClure J.W. Phenolic metabolism, growth and UV-B tolerance in phenylalanine ammonia lyase inhibited red cabbage seedlings // Phytochem. 1998. V. 49. P. 377-386.

194. Goldfeld M.G., Karapetyan N.V. Photosynthesis and herbicides // J. All-Union Chem. Soc. 1986. V. 31. P. 567-576.

195. Gombos Z., Kanervo E., Tsvetkova N., Sakamoto Т., Aro E.M., Murata N. Genetic enhancement of the ability to tolerate photoin-hibition by introduction of unsaturated bonds into membrane glycer-olipids // Plant Physiol. 1998. V. 115. P. 551-559.

196. Golovko Т.К., Dymova O.V. Ecophysiology of Ajuga reptans L. at the Northern Boundary of Its Distribution // Handbook of Plant and Crop Stress, 2nd Edition / Ed. Pessarakli M. New-York e.a., Marcel Dekker, Inc, 1999. P. 963-972.

197. Gonnet J.-F., Hieu H. In situ micro-spectrophotometric investigation of vacuolar pigments in flowers of cultivars ofcarnation (Dianthus caryophyllus) II J. Hort. Sci. 1992. V. 67(5). P. 663-676.

198. Gonnet J.-F. Colour effects of co-pigmentation of anthocyanins revisited. A colorimetric look at the solutions of cyanin co-pigmented by rutin using the CIELAB scale // Food Chem. 1999. V. 66 P. 387-394.

199. Goodwin T.W., Jamikorn M. Studies in Carotenogenesis II. Caro-tenoid synthesis in the alga Haematococcus pluvialis II Biochem. J. 1954. V. 57. P. 376-381.

200. Gossauer A., Engel N. Chlorophyll catabolism structures, mechanisms, conversions // J. Photochem. Photobiol. B: Biology. 1996. V. 32. P. 141-151.

201. Gould K.S., Kuhn D.N., Lee D.W., Oberbauer S.F. Why leaves are sometimes red // Nature. 1995. V. 378. P. 241-242.

202. Gould K.S., Markham K.R., Smith R.H., Goris J. Functional role of anthocyanins in the leaves of Quintilia serrata A. Cunn. // J. Exp. Bot. 2000. V. 51. P. 1107-1115.

203. Gould K.S., McKelvie L., Markham K.R. Do Anthocyanins Function as Antioxidants in Leaves? Imaging of H2C>2 in red and green leaves after mechanical injury // Plant Cell Environ. 2002. V. 25.1261-1269.

204. Grace S.C., Logan B.A. Energy dissipation and radical scavenging by the plant phenylpropanoid pathway // Phil.Trans. R. Soc. Lond. B. 2000. V. 355. P. 1499-1510.

205. Gross G.G. Biosynthesis and metabolism of phenolic acids and mo-nolignols // Biosynthesis and biodegradation of wood components/ Ed. T. Higuchi. Acad. Press. Orlando, San-Diego, New York, London, 1985. P. 229-271.

206. Gross J. Pigments of fruits // Food Science and Technology. Acad. Press: Oxford, 1987. P. 167-191.

207. Grunewald K., Hagen C. P-carotene is the intermediate exported from the chloroplast during accumulation of secondary carotenoids in Haematococcus pluvialis. II J. Appl. Phycol. 2001. V. 13. P. 8993.

208. Gutterman Y., Chauser-Volfson E. The distribution of the phenolic metabolites barbaloin, aloeresin and aloenin as a peripheral defense strategy in the succulent leaf parts of Aloe arborescens I I Bio-chem. Syst. Ecol. 2000. V. 28. P. 825-838.

209. Hada M., Hino K., Takeuchi Yu. Development of UV defense mechanisms during growth of spinach seedlings // Plant Cell Physiol. 2001. V. 42. P. 784-787.

210. Hada H., Hidema J., Maekawa M., Kumagai T. Higher amounts of anthocyanins and UV-absorbing compounds effectively lowered CPD photorepair in purple rice (Oryza sativa L.) // Plant Cell Environ. 2003. V. 26. P. 1691-1701.

211. Hansen J., Schade D., Harris C., Merkel K., Adamkin D., Hall R., Lim M., Moya F., Stevens D., Twist P. Docosahexaenoic acid plus arachidonic acid enhance preterm infant growth // Prostaglandins, Leukotriens, Essential Fatty Acids. 1997. V. 57. P. 157.

212. Hagen C, Brauneaff W., Grenlich F. Functional Aspects of Secondary Carotenoids in Haematococcus lacustris Girod.

213. Rostafinski (Volvocales) IV. Protection from Photodynamic Damage // J. Photochem. Photobiol. 1993. 20. V. 2/3. P. 153-160.

214. Hagen S.F., Solhaug K.A., Bengtsson G.B., Borge G.I.A., Bilger W. Chlorophyll fluorescence as a tool for non-destructive estimation of anthocyanins and total flavonoids in apples // Postharvest Biol. Technol. 2006. V. 41. P. 156-163.

215. Hahlbrock K., Griesbach H. Enzymic controls in the biosynthesis of lignin and flavonoids // Annu. Rev. Plant Physiol. 1979. V. 30. P. 105-130.

216. Hahlbrock K., Scheeld D. Physiology and molecular biology of phenilpropanoid metabolism // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1989. V. 40. P. 347-369.

217. Halliwell В., Gutteridge J.M.C. Free radicals in Biology and Medicine, Second Edition. 1989. Oxford: Carlenden Press.

218. Han Q., K. Shinohara, Y. Kakubari, Mukai Y. Photoprotective Role of Rhodoxanthin During Cold Acclimation in Cryptomeria ja-ponica II Plant Cell Environ. 2003. V. 26. P. 715-723.

219. Hanagata N., Dubinsky Z. Secondary Carotenoid Accumulation in Scenedesmus komarekii (Chlorophyceae, Chlorophyta) // J. Phycol. 1999. V. 35. P. 960-966.

220. Harborne J.B. Functions of flavonoids in plants // Chemistry and Biochemistry of Plant Pigments / Ed T.W. Goodwin. Academic Press: New York, 1976. P. 736-778.

221. Harborne J.B. Plant phenolics // Secondary plant products / Eds. Bell E.A., Charlwood B.V. Springer-Verlag: Berlin, Heidelberg, New York, 1980. P. 329-402.

222. Harborne J.B., Williams C.A. Advances in flavonoid research since 1992 // Phytochem. 2000. V. 55. P. 481-504.

223. Harrison M.A., Melis A., Allen, J.F. Restoration of irradiance stressed Dunaliella salina to physiological growth conditions: changes in antenna size and conposition of photosystem II // Bio-chim. Biophys. Acta. 1992. V. 1100. P. 83-91.

224. Hashimoto A., Koyama Y. The S1 state of a carotenoid bound to spinach chloroplast as revealed by picosecond transient Raman spectroscopy //Biochim. Biophys. Acta. 1990. V. 1017. P. 181-186.

225. Havaux M. Carotenoids as stabilizers in chloroplasts // Trends Plant Sci. 1998. V. 3.P. 147-151.

226. Havaux M., Kloppstech K. The protective functions of carotenoids and flavonoid pigments against excess visible radiation at chilling temperature investigated in Arabidopsis npq and tt mutants // Planta. 2001. V. 213. P. 953-966.

227. Havaux M., Niyogi K.K. The violaxanthin cycle protects plants from photooxidative damage by more than one mechanism // PNAS. 1999. V. 96. P. 8762-8767.

228. Heath R.L., Packer L. Photoperoxidation in isolated chloroplasts. I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation // Arch. Biochem. Biophys. 1968a. V. 125(1). 189-198.

229. Heath R.L., Packer L. Photoperoxidation in isolated chloroplasts. II. Role of electron transport // Arch. Biochem. Biophys. 1968b. V. 125(3). P. 850-857.

230. Heller W., Stich S., Sandermann H., Sutinen M.-L., Norokorpi Y. The effects of UV exclusion on the soluble phenolics of young

231. Scots pine seedlings in the subarctic // Environ. Pollut. 1999. V. 106(2). P. 219-228.

232. Hendry G.A.F., Houghton J.D., Brown S.B. The degradation of chlorophyll—a biological enigma //New Phyto1. 1987. V. 107. P. 39-302.

233. Her^ik F. Effect of ultraviolet light on stomatal movement // Biol. Plant. 1964. V. 6. P. 70-22.

234. Hess L. Vitamin E, a-tocopherol // Antioxidants in Higher Plants / Eds. Alscher R.G., Hess J.L. CRS Press Inc: Boca Raton, Florida. 1993. P. 111-133.

235. Hirschberg J. Carotenoid biosynthesis in flowering plants // Current Opin. Plant Biol. 2001. V. 4. P. 210-218.

236. Holmes M.G., Keiller D.R. Effects of pubescence and waxes on the reflectance of leaves in the ultraviolet and photosynthetic wavebands: a comparison of a range of species // Plant Cell Environ. 2002. V. 25. P. 85-93.

237. Holloway P.J. Structure and histochemistry of plant cuticular membranes: an overview // The Plant Cuticle / Eds. Cutler D.F., Alvin K.L., Price C.E. Academic Press: London, 1982. P. 1-32.

238. Holton T.A., Cornish E.C. Genetics and biochemistry of anthocya-nin biosynthesis //Plant Cell 1995. V. 7. P. 1071-1083.

239. Hortensteiner S. Chlorophyll breakdown in higher plants and algae. // Cell. Mol. Life Sci. 1999. V. 56 P. 330-347.

240. Hortensteiner S., Feller U. Nitrogen metabolism and remobiliza-tion during senescence // J. Exp. Bot. 2002. V. 53. P. 927-937.

241. Horton P., Ruban A. Molecular design of the photosystem II light harvesting antenna: photosynthesis and photorotection // J. Exp. Bot. 2004. V. 56 (411). C. 365-373.

242. Hoch W.A., Zeldin E.L., McCown B.H. Physiological significance of anthocyanins during autumnal leaf senescence // Tree Physiol. 2001. V. 21. P. 1-8.

243. Hoch W.A., Singsaas E.L., McCown B.H. Resorption protection, anthocyanins facilitate nutrient recovery in autumn by shielding leaves from potentially damaging light levels // Plant Physiol. 2003. V. 133. P. 1296-1305.

244. Hudak J. Plastid senescence, 1. Changes of chloroplast structure during natural senescence in cotyledons of Sinapis alba L. // Photo-synthetica. 1981. V. 15. P. 174-178.

245. Hughes N.M., Morley C.B., Smith W.K. Coordination of antho-cyanin decline and photosynthetic maturation in juvenile leaves of three deciduous tree species // New Phytol. 2007. V. 175. P. 675685.

246. Ibdah M., Krins A., Seidlitz H. K., Heller W., Strack D., Vogt T.

247. Spectral dependence of flavonol and betacyanin accumulation in Mesembryanthemum crystallinum under enhanced ultraviolet radiation // Plant Cell Environ. 2002. V. 25. P. 1145-1154.

248. Ida K., Saito F., Takeda S. Isomers of rhodoxanthin in reddish brown leaves of gymnosperms and effect of daylight intensity on the contents of pigments during autumnal coloration, Bot. Magaz. (Tokyo). 1991. V. 104. P. 157-170.

249. Iwanzik W., Tevini M., Dohnt G., Voss M., Weiss W., Graber P, et al. Action of UV-B radiation on photosynthetic primary reactions in spinach chloroplast // Physiol. Plant. 1983. V. 58. P. 401-407.

250. Jacquemoud S., Ustin S.I. Leaf optical properties: a state of the art // Proc. 8th International Symposium Physical Measurements & Signatures in Remote Sensing, Aussois (France), 8-12 January 2001. CNES, 2001. P. 223-232.

251. Jansen M.A.K., Gaba V., Greenberg B.M. Higher plants and UV-B radiation: balancing damage, repair and acclimation // Trends Plant Sci. 1998. V. 3. P. 131-135.

252. Jansen M. Ultraviolet-B radiation effects on plants: induction of morphogenetic response // Physiol. Plant. 2000. V. 116. P. 423-429.

253. Jiang M.Y., Guo S.C. Involvement of singlet oxygen in the breakdown of photosynthetic pigments in the leaves of rice seedling exposed to osmotic stress and light // Acta Bot. Sin. 1996. V. 38(10). P. 797-802.

254. Jimenez C., Pick U. Differential reactivity of P-carotene isomers from Dunaliella bardawil towards oxygen radicals // Plant Physiol. 1993. V. 101. P. 385-390.

255. Johnston, J.W., Hewett, E.W., Hertog, M.L.A.T.M. Postharvest softening of apple (Malus domestica) fruit: a review // New Zealand J. Crop and Horticult. Sci. 2002. V. 30. P. 145-160.

256. Jones B.L., Porter J.W. Biosynthesis of carotenes in higher plants // Crit. Rev. Plant Sci. 1986. V. 3. P. 295-324.

257. Ju Z., Bramlage W.J. Phenolics and lipid-soluble antioxidants in fruit cuticle of apples and their antioxidant activities in model systems//Postharvest Biol. Technol. 1999. V. 16. P. 107-118.

258. Jung J., Kim H.-S. The chromophores as endogenous sensitizers involved in the photogeneration of singlet oxygen in spinach thylakoids //Photochem. Photobiol. 1990. V. 52(5). P. 1003-1009.

259. Kar M., Streb P., Hertwig В., Feierabend J. Sensitivity to photodamage increases during senescence in excised leaves // J. Plant Physiol. 1993. V. 141. P. 538-544.

260. Karabourniotis G., Kyparissi A., Mantas Y. Leaf hears of Olea europaea L. protect underlying tissues against ultraviolet-B radiation damage // Environ. Exp. Bot. 1993. V. 33. P. 341-345.

261. Karapetyan N.V., Schtrasser R., Boger P. Changes in photosystem II during algae grown in the presence of herbicides inducing chlorophyll bleaching //Fiziol. rast. 1985. V. 32. P. 70-78.

262. Karentz D., McEuen F. S., Land M.C., Dunlap W.C. Survey of mycosporine-like amino acids in Antarctic marine organisms: potential protection from ultraviolet exposure // Marine Biol. 1991. V. 108. P. 157-166.

263. Karsten U., Friedl Т., Schumann R., Hoyer K., Lembcke S. Mycosporine-like amino acids and phylogenies in green algae: Prasiola and its relatives from the trebouxiophyceae (Chlorophyta) // J. Phy-col. 2005. V. 41. P. 70-566.

264. Kates M. Techniques of Lipidology: Isolation, Analyses, and Identification of Lipids. 2nd ed. Elsevier, Amsterdam, 1986. 464 p.

265. Katz A., Jimenez C., Pick. U. Isolation and characterization of a protein which is associated with carotene globules in the alga Du-naliella bardawil II Plant Physiol. 1995. V. 108. P. 1657-1664.

266. Kessler F., Vidi P.-A. Plastoglobule lipid bodies: their functions in chloroplasts and their potential for applications // Adv. Biochem. Engin./Biotechnol. 2007. V. 107. P. 153-172.

267. Khozin-Goldberg I., Bigogno C., Shreshta P., Cohen Z. Nitrogen starvation induces the accumulation of arachidonic acid in the freshwater green alga Parietochloris incisa (Trebouxiophyceae) // J. Phycol. 2002. V. 38. P. 991-994.

268. Kim C.S., Jung J. Inactivation of the respiratory chain in plant mitochondria by visibe light: the primary target for damage and endogenous photosentizing chromophores // J. Photochem. Photobiol. 1995. V. 29. P. 135-139.

269. Klein J.D., Dong L., Zhou H.W., Lurie S. Ripeness of shaded and sun-exposed apples (Malus domestica) II ActaHort. (ISHS). 2001. V. 66. P. 95-98.

270. Klyachko-Gurvich G., Tsoglin L.N., Doucha J., Kopetskii J., Shebalina B.I., Semenenko V.E. Desaturation of fatty acids as an adaptive response to shifts in light intensity // Physiol. Plant. 1999. V. 107. P. 240-249.

271. Knee M. Anthocyanin, carotenoid, and chlorophyll changes in peel of Cox's Orange Pippin apples during ripening on and off the tree // J. Exp. Bot. 1972. V. 23. P. 184-196.

272. Knee M. Effect of storage treatments upon the ripening of Conference pears // J. Sci. Food Agric. 1973. V. 24. P. 1137-1145.

273. Knee M. Methods of measuring green colour and chlorophyll content of apple fruit // J. Food Tech. 1980. V. 15. P. 493-500.

274. Knee M. Carotenol esters in developing apple fruits // Phytochem. 1988. V. 27. P. 1005-1009.

275. Kobayashi M. In vivo antioxidant role of astaxanthin under oxidative stress in the green alga Haematococcus pluvialis II Appl. Microbiol. Biotechnol. 2000. V. 54(4). P. 550-68.

276. Kobayashi M., Kakizono N., Nagai S. Enhanced carotenoid biosynthesis by oxidative stress in acetate-induced cyst cells of a green unicellular alga Haematococcus pluvialis // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59. P. 867-873.

277. Kobayashi M., Kakizono N., Nishio N., Nagai S., Kurimura Y., Tsuji Y. Antioxidant role of astaxanthin in the green alga Haematococcus pluvialis И Appl. Chem. 1997. V. 51. P. 649-660.

278. Koes R.E., Quattrocchio F., Mol J.N.M. The flavonoid biosynthetic pathway in plants: function and evolution // BioEssays. 1994. P. 123-132.

279. Kolattukudy P.E. Cutin, suberin and waxes // The Biochemistiy of Plants. Lipids: Structure and Function/Ed. StumpfP.K. Academic Press: New York, 1980. V. IV. P. 571-646.

280. Kolb C.A., Kaser M.A., Copecky J., Zotz G., Riederer M., Pfiindel E.E. Effects of natural intensities of visible and ultraviolet radiation on epidermal ultraviolet screening and photosynthesis in grape leaves // Plant Physiol. 2001. V. 127 P. 863-875.

281. Kolb С A., Pfiindel E.E. Origins of non-linear and dissimilar relationships between epidermal UV absorbance and UV absorbanceof extracted phenolics in leaves of grapevine and barley 11 Plant Cell Environ. 2005. V. 25. P. 580-590.

282. Koletzko В., Braun M. Arachidonic acid and early human growth: is there a relation? // Ann. Nutr. Metabol. 1991. V. 35. P. 128-131.

283. Korzhenevskaya T. G., Baulina О. I., Gorelova O. A., Lobakova E. S., Butenko R. G., Gusev М.У. Artificial syncyanoses: the potential for modelling and analysis of natural symbioses // Symbiosis. 1993. V. 15. P. 77-103.

284. Korttim G. Reflectance Spectroscopy. Principles, Methods, Applications. Springer Verlag: Berlin, Heidelberg, New York, 1969.

285. Krauss P., Markstadter C. and Riederer M. Attenuation of UV radiation by plant cuticles from woody species // Plant Cell Environ. 1997. V. 20. P. 1079-1085.

286. Krause G.H., Virgo A., Winter K. High susceptibility to photoinhibition of young leaves of tropical forest trees // Planta. 1995. V. 197. P. 583-591.

287. Krause G.H., Schmude C., Garden H., Koroleva O.Y., Winter K. Effects of solar ultraviolet radiation on the potential efficiency of photosystem II in leaves of tropical plants // Plant Physiol. 1999. V. 121. P. 1349-1358.

288. Kreitner H., Ebermann R., Alth G. Quantitative determination of singlet oxygen production by porphyrins // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 1996. V. 36. P. 109-111.

289. Krieger A., Rutherford A.W., Vass I., Hideg E. Relationship between activity, D1 loss, and Mn binding in photoinhibition of photosystem II. Biochem. 1998. V. 17. P. 16262-16269.

290. Krinsky N.I. Carotenoid protection against oxidation // Pure Appl. Chem. 1979. V. 51. P. 649-660.

291. Krinsky N.I. Effects of carotenoids in cellular and animal systems // Am J. Chem. Nut. 1991. V. 53. P. 238-246.

292. Krupa S.V., Kickert R.N., Jager H.-J. Elevated UV-B-Radiation in Agriculture. Springer Verlag: Berlin, Heidelberg, New York, 1998.

293. Kulandaivelu G., Noorudeen A.M. Comparative study of the action of ultraviolet-C and ultraviolet-B radiation on photosynthetic electron transport//Physiol. Plant. 1983. V. 58. P. 389-394.

294. Kunert J., Ederer M. Leaf aging and lipid peroxidation: the role of the antioxidants vitamin E and С // Physiol, plant. 1985. V. 65. P. 85-88.

295. Lancaster J.E., Grant J.E., Lister C.E., Taylor M.C. Skin color in apples — influence of copigmentation and plastid pigments on shade and darkness of red color in five genotypes // J. ASHS. 1994. V. 119. P. 63-69.

296. Lancaster J.E., Reay P.F., Norris J., Butler R.C. Induction of fla-vonoids and phenolic acids in apple by UV-B and temperature // J. Hor. Sci. Biotechnol. 2000. V. 75. P. 142-148.

297. Landry L.G., Chappie C.C.S. and Last R.L. Arabidopsis mutants lacking phenolic sunscreens exhibit enhanced ultraviolet-B injury and oxidative damage // Plant Physiol. 1995. V. 109. P. 1159-1166.

298. Larson R.A. Plant defences against oxidative stress // Arch. Insecti

299. Biochem. Physiol. 1995. V. 29(2). P. 175-186.

300. Law S.E., Norris K.H. Kubelka-Munk light-scattering coefficients of model particulate system // Trans. ASAE. 1973. V. 16(5). P. 914921.

301. Lazar D. Chlorophyll a fluorescence rise induced by high light illumination of dark-adapted plant tissue studied by means of a model of photosystem II and considering photosystem II Heterogeneity // J. Theor. Biol. 2003. V. 21. P. 469-503.

302. Lee D.W., Lowry J.B., Stone B.C. 1979. Abaxial anthocyanin layer in leaves of tropical rain forest plants: enhancer of light capture in deep shade //Biotropica. V. 11. P. 70-77.

303. Lee D.W., Graham R. Leaf optical properties of rainforest sun and extreme shade plants // Am. J. Bot. 1986. V. 73. P. 1100-1108.

304. Lee D.W., Brammeier S., Smith A.P. The selective advantages of anthocyanins in developing leaves of mango and cacao // Biotropica. 1987. V. 19. P. 40-49.

305. Lee D.W. Anthocyanins in autumn leaf senescence // Adv. Bot. Res. 2002. V. 37. P. 147-165.

306. Lers A., Levy H., Zamir A. Co-regulation of a gene homologous to early light-induced genes in higher plants and (3-carotene biosynthesis in the alga Dunaliella bardawil II J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 13698-13705.

307. Levy H., Cochman I., Zamir A. Regulation and light-harvesting complex II association of a Dunaliella protein homologous to early-light induced proteins in higher plants // J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 18831-18836.

308. Levy H., Tal Т., Shaish A., Zamir A. Cbr, an algal homolog of plant early light-induced proteins, is a putative zeaxanthin binding protein//J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 20892-20896.

309. Li J., Ои-Lee T.M., Raba R., Amuiidson R.G., Last R.L. Arabi-dopsis flavonoid mutants are hypersensitive to UV-B radiation // The Plant Cell. 1993. V. 5. P. 171-179.

310. Lichtenthaler H.K. Die Plastoglobuli von Spinat, ihre Grope, und Zusammensetzung wahrend der Chloropastendegeneration // Protoplasma. 1969. V. 68. P. 315-326.

311. Lichtenthaler H.K., Weinert H. Die Beziehungen Zwischen Lipochinonsynthese und Plastoglobulibildung in den Chloroplasten von Ficus elastica Roxb // Z. Naturforsch. 1970. V. 25b. P. 619623.

312. Lichtenthaler H.K. Chlorophyll and carotenoids: pigments of photosynthetic biomembranes //Meth. Enzym. 1987. V. 148. P. 331-382.

313. Lichtenthaler H.K. Vegetation Stress: An Introduction to the Stress Concept in Plants // J. Plant Physiol. 1996. V. 148. P. 4-14.

314. Lichtenthaler H.K., Gitelson A.A., Lang M. Non-destructive determination of chlorophyll content of leaves of a green and an aurea mutant of tobacco by reflectance measurements // J. Plant Physiol. 1996. V. 148. P. 483-493.

315. Lingakumar K., Amudha P., Kulandaivelu G. Exclusion of solar UV-B (280-315 nm) radiation on vegetative growth and photosynthetic activities in Vigna unguiculata L. I I Plant Science. 1999. V. 148. P. 97-103.

316. Lister C.E., Lancaster J.E., Sutton K.H., Walker J.R.L. Develp-mental changes in the concentration and composition of flavonoids in skin of a red and a green apple cultivar // J.Sci. Food Agric. 1994. V. 64. P. 155-161.

317. Logan B.A., Kornyeyev D., Hardison J., Holaday A.S. The role of antioxidant enzymes in photoprotection // Photosynth. Res. 2006. V. 88. P. 119-132.

318. Lohr M., Wilhelm C. Algae displaying the diadinoxanthin cycle also possess the violaxanthin cycle // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 8784-8789.

319. Lu F., Boussiba S., Vonshak A. Effect of temperature and irradi-ance on growth of Haematococcus pluvialis (Chlorophyceae) // J. Phycol. 1994. V. 30. P. 829-833.

320. Lu F., Vonshak A., Zarka A., Boussiba S. Does astaxanthin protect Haematococcus against light damage? // Z. Naturforsch. 1998. V. 53c. P. 93-100.

321. Ludlow M.M., Bjorkman O. Paraheliotropic leaf movement in Siratro as a protective mechanism against drought-induced damage to primary photosynthetic reactions: damage by excessive light and heat//Planta. 1984. V. 161. P. 505-518.

322. Lurie S., Pesis E., Ben-Arie R. Darkening of sunscald on apples in storage is a non-enzymatic and non-oxidative process // Postharvest Biol. Technol. 1991. V. 1. P. 119-125.

323. Ma F., Cheng, F., 2003. The sun-exposed peel of apple fruit has higher xanthophyll cycle dependent thermal dissipation and antioxidants of the ascorbate/glutathione pathway than the shaded peel // Plant Sci. 165,819-827.

324. Ma F., Cheng, L., 2004. Exposure of the shaded side of apple fruit to full sun leads to up-regulation of both the xanthophyll cycle and the ascorbate-glutathione cycle //Plant Sci. 166, 1479-1486.

325. Mabry T.J. Betalains // Encyclopedia of Plant Physiology. Secondary Plant Products / Eds.: Bell E.A., Charwood B.V. V. 8. Berlin, Germany: Springer-Verlag, 1980. P. 513-533.

326. Mackerness S.A.H., John C.F., Jordan B. and Thomas B. Early signaling components in ultraviolet-B responses: distinct roles for different reactive oxygen species and nitric oxide // FEBS Lett. 2001. V. 489. P. 237-242.

327. Manabe E., Hirosawa Т., Tsuzuki M., Myachi S. Effect of solar near ultraviolet radiation on growth of Chlorella cells // Physiol. Plant. 1986. V. 67. P. 598-603.

328. Manetas Y., Drinia A., Petropoulou Y. High contents of anthocyanins in young leaves are con-elated with low pools of xanthophyll cycle components and low risk of photoinhibition // Photosynthetica. 2002. V. 40. P. 349-354.

329. Markham K.R. Flavones, flavonols and their glycosides // Methods in Plant Biochemistry / Eds. Harborne J.B., Dey P.M. Acad. Press, 1989. V. l.P. 197-232.

330. Markstadter C., Queck I., Baumeister J., Riederer M., Schreiber U., Bilger W. Epidermal transmittance of leaves of Vicia faba for UV radiation as determined by two different methods // Photosynth. Res. 2001. V. 67. P. 17-25.

331. Masojidek J., Kopecky J., Koblizek M., Torzillo G. Xanthophyll cycle in green algae (Chlorophyta): its role in the photosynthetic apparatus // Plant Biol. 2004. V. 6(3). P. 342-349.

332. Massey V. Activation of molecular oxygen by flavins and flavoproteins // J. Biol. Chem. 1994. V. 269(36) P. 22459-22462.

333. Mathis P., Kleo J. The triplet state of p-carotene and of analog polyenes of different length //Photochem. Photobiol. 1973. V. 18. P. 343-346.

334. Matile P., Duggelin T., Scheelenberg M., Rentsch D., Bortlik K., Peisker C., Thomas H. How and why is chlorophyll broken downin senescent leaves // Plant Physiol. Biochem. 1989. V. 27. P. 595604.

335. Matile P., Hortensteiner S., Thomas H. Chlorophyll degradation // Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1999. V. 50. P. 67-95.

336. Maxwell K., Johnson G.N. Chlorophyll fluorescence: a practical guide // J. Exp. Bot. 2000. P. V. 51. P. 659-668.

337. Mazza C.A., Boccalandro H.E., Giordano C.V., Battista D., Scopel A.L., Ballare C.L. Functional significance and induction by solar radiation of ultraviolet-absorbing sunscreens in field-grown soybean crops // Plant Physiol. 2000. V. 122. P. 117-125.

338. McClure W.F. A spectrophotometric technique for studying the browning reaction in tobacco // Trans. ASAE. 1975. V. 18. P. 380383.

339. McGlone V.A., Jordan R.B., Martinsen P.J. Vis/NIR estimation at harvest of pre- and post-storage quality indices for 'Royal Gala' apple // Postharvest Biol. Technol. 2002. V. 25. P. 135-144.

340. Melis A., Nemson J.A., Harrison M.A. Damage to functional components and partial degradation of photosystem II reaction center proteins upon chloroplast exposure to ultraviolet-B radiation // Bio-chim. Biophys. Acta. 1992. P. 1100. V. 312-320.

341. Mendoza H., Martel A., Jimenez del Rio M., Garcia Reina G. Oleic acid is the main fatty acid related with carotenogenesis in Dunaliella salina И J. Appl. Phycol. 1999. V. 11. P. 15-19.

342. Merzlyak M.M., Gitelson A. Why and what for the leaves are yellow in autumn? On the interpretation of optical spectra ofsenescing leaves {Acer platanoides L.) // J. Plant Physiol. 1995. V. 145. P. 315-320.

343. Merzlyak M.N. Modeling Pigment Contributions to Spectral Reflection of Apple Fruit // Photochem. Photobiol. Sci. 2006. V. 5. P. 748-754.

344. Merzlyak M.N., Chivkunova O.B. Light-stress-induced pigment change and evidence for anthocyanin photoprotection in apples // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 2000. V. 55. P. 154-162.

345. Merzlyak M.N., Gitelson A.A., Chivkunova O.B., Rakitin V.Y. Non-destructive optical detection of leaf senescence and fruit ripening//Physiol. Plant. 1999. V. 106. P. 135-141.

346. Merzlyak M.N., Gitelson A.A., Pogosyan S.I., Lekhimena L., Chivkunova O.B. Light-induced pigment degradation in leaves and ripening fruits studied in situ with reflectance spectroscopy // Physiol. Plant. 1998. V. 104. P. 661-667.

347. Merzlyak M.N., Hendry G.A.F. Free radical metabolism, pigment degradation and lipid peroxidation in leaves during senescence // Proc. Royal Soc. Edinburgh. 1994. V. 102 (B). P. 459-471.

348. Merzlyak M.N., Khozin I., Cohen Z. Spectrophotometric analysis of carotenoids in plant extracts based on elimination of chlorophyll absorption // Phytochem. Analys. 1996. V. 7. P. 294-299.

349. Merzlyak M.N., Kovrizhnikh V.A. Allomerization of chlorophyll in pea plants treated with diquat and fumigated with sulfur dioxide: possible participation of free-radical reactions in pigment degradation // J. Plant Physiol. 1986. V. 123. P. 503-506.

350. Merzlyak M.N., Mele T.B., Naqvi K.R. Estimation of leaf trans-mittance in the near infrared region through reflectance measurements // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 2004. V. 74. P. 145-150.

351. Merzlyak M.N., Naqvi K.R. On recording the true absorption and scattering spectrum of a turbid sample: application to cell suspensions of the cyanobacterium Ancibaena variabilis //J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 2000. V. 58. P. 123-129.

352. Merzlyak M.N., Solovchenko A.E. Photostability of pigments in ripening apple fruit: a possible photoprotective role of carotenoids during plant senescence // Plant Sci. 2002. V. 163. P. 881-888.

353. Merzlyak M.N., Solovchenko A.E., Chivkunova O.B. Patterns of pigment changes in apple fruits during adaptation to high sunlight and sunscald development // Plant Physiol. Biochem. 2002. V. 40. P. 679-684.

354. Merzlyak M.N., Solovchenko A.E., Gitelson A.A. Reflectance spectral features and non-destructive estimation of chlorophyll, carotenoid and anthocyanin content in apple fruit // Postharvest Biol. Technol. 2003. V. 27. P. 197-211.

355. Merzlyak M.N., Solovchenko A.E., Smagin AL, Gitelson AA. Apple flavonols during fruit adaptation to solar radiation: spectral features and technique for non-destructive assessment // J. Plant Physiol. 2005. V. 162(2). P. 151-160.

356. Merzlyak M.N., Chivkunova O.B., Solovchenko A.E., Naqvi K.R. Light absorption by anthocyanins in juvenile, stressed and se-nescing leaves // J. Exp. Bot. 2008. In press.

357. Millonig G. Advantages of phosphate buffer for OsC>4 solution in fixation // J. Appl. Physiol. 1961. V. 32. P. 1637-1639.

358. Mishra R.K., Mishra N.P., Kambourakis S., Orfanopoulos M., Ghanotakis D.F. Generation and trapping of singlet oxygen during strong illumination of a photosystem II core complex // Plant Sci. 1996. V. 115(2). P. 151-155.

359. Mohr H., Drumm-Herrell H. Coaction between phytochrome and blue/UV Light in anthocyanin synthesis in seedlings // Physiol. Plant. 1983. V. 58. P. 408-414.

360. Moisan T.A., Mitchell B.G. UV absorption by mycosporine-like amino acids in Phaeocystis Antarctica Karsten induced by photosyn-thetically active radiation //Mar. Biol. 2001. V. 138. P. 217-227.

361. Mol J., Jenkins G., Schiifer E., Weiss D. Signal Perception, Transduction, and Gene Expression Involved in Anthocyanin Biosynthesis // Crit. Rev. Plant Sci. 1996. V. 15. P. 525-70.

362. Morgan-Kiss R.M., Priscu J.C., Pocock Т., Gudynaite-Savitch L., Huner P.A. Adaptation and acclimation of photosynthetic microorganisms to permanently cold environments // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2006. V. 70. P. 222-36.

363. Morita K., Shiga Т., Taharazako S. Light reflectance properties of defects of Satsuma mandarin // The Mem. Fac. Kagoshima Univ. 1990. V. 26. P. 77-85.

364. Morita K., Taharazako S. Evaluation of change in quality of ripening bananas using light reflectance technique // The Mem. of Agriculture, Kagoshima Univ. 1992. V. 28. P. 125-134.

365. Moskowitz A., Hrazdina G. Vacuolar contents of fruit subepidermal cells from Vitis species // Plant Physiol. 1981. V. 68. P. 686-692.

366. Moure A., Cruz J.M., Franco D., Doimnguez J.M., Sineiro J., Dominguez H., Nunez M.J., Parajo J.C. Natural antioxidants from residual sources // Food Chem. 2001. V. 72. P. 145-171.

367. Munne-Bosch S., Alegre L. Plant aging increases oxidative stress in chloroplasts // Planta. 2002. V. 214. P. 608-615.

368. Munne-Bosch S., Lalueza P. Age-related changes in oxidative stress markers and abscisic acid levels in a drought-tolerant shrub, Cistus clusii grown under Mediterranean field conditions // Planta. 2007. V. 225. 1039-1049.

369. Murphy T.M. Membranes as targets of ultraviolet radiation // Physiol. Plant 1983. V. 58. P. 381-388.

370. Murphy T.M. Resistance of plants to the effects of ultraviolet radiation // Mechanisms of Environmental Stress Resistance in Plants /

371. Eds.: Basra A.S., Basra R.K. Harwood Academic Publishers, Amsterdam, 1997. P. 151-190.

372. Naqvi K.R., Melo T.B., Javorfi Т., Garab G. Comparison of the absorption spectra of trimers and aggregates of chlorophyll a/b light-harvesting complex LHC II // Spectrochim. Acta (Part A). 1998. V. 53. P. 1925-1936.

373. Negash L., Bjorn L.O. Stomatal closure by ultraviolet radiation // Physiol. Plant. V. 1986. V. 66. P. 360-364.

374. Neill S, Gould KS. Optical properties of leaves in relation to antho-cyanin concentration and distribution // Can. J. Bot. 1999. V. 77. P.: 1777-1782.

375. Nichol C.J., Huemmrich K.F., Black T.A., Jarvis P.G., Walthall C.L., Grace J., Hall F.G. Remote sensing of photosynthetic-light-use efficiency of boreal forest// Agric. Forest Meteor. 2000. V. 101. P. 131-142.

376. Nishino H. Cancer prevention by carotenoids // Mutat. Res. 1998. V. 402. P. 159-163.

377. Niyogi K. Photoprotection revisited: genetic and molecular approaches // Annu. Rev. Plant Physiol. Mol. Biol. 1999. V. 50. P. 333-359.

378. Noctor G., Foyer C.H. Ascorbate and glutathion: keeping active oxygen under control // Annu. Rev. Plant Physiol. Mol. Biol. 1998. V. 49. P. 249-279.

379. Noctor G. Metabolic signalling in defence and stress: the central roles of soluble redox couples // Plant Cell Environ. 2006. V. 29. P. 409-425.

380. Ntefidou M, Manetas Y. Optical properties of hairs during the early growth stages of leaf development in Platanus orientalis II Austral. J. Plant Physiol. 1996. V. 23. P. 535-538.

381. Olsson L.C., Veit M., Weisenbok G., Bornman J.F. Differential flavonoid response to enhanced UV-B radiation in Brassica napus II Phytochem. 1998. V. 49. 1021-1028.

382. Oren A. Mycosporine-like amino acids as osmotic solutes in a community of halophilic cyanobacteria // Geomicrobiol. J. 1997. V. 14. P. 231-240.

383. Ort D.R. When there is to much light // Plant Physiol. 2001. V. 125. P. 29-32.

384. Page J.E., Towers G.H.N. Anthocyanins Protect Light-Sensitive Thiarubrine Phototoxins II Planta. 2002. V. 215. P. 478^184.

385. Palett K.E., Young A.J. Carotenoids // Antioxidants in Higher Plants / Eds. Alscher R.G., Hess J.L. CRC Press: Boca Raton, 1993. P. 60-89.

386. Parisi A.V., Kimlin M.G., Wong, J.C.F., Wilson M. Diffuse component of solar ultraviolet radiation in tree shade // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 2000. V. 54. P. 116-120.

387. Penuelas J., Filella I. Visible and near-infrared reflectance techniques for diagnosing plant physiological status // Trends Plant Sci. 1998. V. 3.P. 151-156.

388. Pfundel E.E., Pan R.S., Dilley R.A. Inhibition of violaxanthin dee-poxidation by ultraviolet-B radiation in isolated chloroplasts and intact leaves // Plant Physiol. 1992. V. 98. P. 1372-1380.

389. Pick U., Gounaris N., Barber J. Dynamics of photosystem II and its light harvesting system in response to light changes in the halotolerant alga DunalielJa salina II Plant Physiol. 1986. V. 85. P. 194-198.

390. Pick U. Dunaliella—a model extremophilic alga // Isr. J. Plant Sci. 1998. V. 46. P. 131-139.

391. Pierson C.F., Ceponis M.J., McColloch L.P. Market Diseases of Apples, Pears, and Quinces // Agriculture Handbook. V. 376. Agricultural Research Service, USDA, 1971.

392. Pintea A., Bele C., Andrei S., Socaciu C. HPLC Analysis of carotenoids in four varieties of Calendula officinalis L. flowers // Acta Biol. Szeged. 2003. V. 47. P. 37-40.

393. Porter L.J. Flavans and proantocyanidins // The flavonolds. / Ed.: Harborne J. Chapmen and Hall. 1988. P.21-62.

394. Powles S. В., Berry J., Bjorkman O. Interaction between light and chilling temperature on the inhibition of photosynthesis in chilling sensitive plants//Planta. 1983. V. 6(2). P. 117-123.

395. Rabbani S., Beyer. P, Lintig J. Hugueney P., Kleinig H. Induced (3-carotene synthesis driven by triacylglycerol deposition in the unicellular alga Dunaliella bardawil II Plant Physiol. 1998. V. 116. P. 1239-1248.

396. Rabinovich H.D., Sklan. D. Superoxide dismutase: A possible agent against sunscald on tomatoes {Lycopersicon esculentum Mill.) //Planta. 1980. V. 148(2). P. 162-167.

397. Rabinovitch H.D., Sklan D., Budowski P. Photo-oxidative damage in ripening tomato fruit: protective role of superoxide dismutase // Physiol, plant. 1982. V. 54 (3). P. 369-374.

398. Rabinovitch H.D., Fridovitch I. Superoxide radical, superoxide dismutases and oxygen toxicity in plants // Photochem. Photobiol. 1983. V. 37(6). P. 679-690.

399. Rabinovitch H.D., Ben-David В., Friedmann M. Light is essential for sunscald induction in cucumber and pepper fruits, whereas heat conditioning provides protection // Sci. Hortic. 1986. V. 29. P. 2132.

400. Reay P.F. The role of low temperatures in the development of the red blush on apple fruit ('Granny Smith') // Sci. Hortic. 1999. V. 79. P.113-119.

401. Renger G., Volker M., Eckert H.J., Fromme R., Hohm-Veit S., Graber P. On the mechanism of photosystem II deterioration by UV-B irradiation 11 Photochem. Photobiol. 1989. V. 49. P. 97-105.

402. Renstrum В., Liaaen-Jensen S. Fatty acid composition of some es-terified carotenols // Сотр. Biochem. Physiol. B. 1981. V. 69. P. 625-627.

403. Reuber S., Bornman J.F., Weissenbock G. A flavonoid mutant of barley (Hordeum vulgare L.) exhibits increased sensitivity to UV-B radiation in the primary leaf // Plant Cell Environ. 1996a. V. 19. P. 593-601.

404. Reuber S., Bornman J.F., Weissenbock G. Phenylpropanoid compounds in primary leaf tissue of rye (Secale cereale). Light response of their metabolism and the possible role in UV-B protection//Physiol. Plant. 1996b. V. 97. P. 160-168.

405. Reynolds E.S. The use of lead citrate of high pH as an electron opaque stain in electron microscopy // J. Cell Biol. 1963. V. 17. P. 208-212.

406. Rhodes, M.J.C. The maturation and ripening of fruit II Senescence in Plants / Ed. Thimann K.V. Boca Raton: CRC Press Inc., 1980. P. 157-205.

407. Rhodes M.J.C. // The biochemistry of plant phenolics. Oxford: Clarendon press. 1985. P. 99-117.

408. Rice-Evans С.A., Miller N.J., Papanga G. Antioxidant properties of phenolic compounds 11 Trends Plant Sci. 1997. V. 2. P. 152-159.

409. Richardson A.D., Duigan S.P., Berlyn G.P. An Evaluation of Noninvasive Methods to Estimate Foliar Chlorophyll Content // New Phytol. 2002. V. 153. P. 185-194.

410. Robberecht R., Caldwell M.M. Leaf epidermal transmittance of ultraviolet radiation and its implications for plant sensitivity to ultraviolet-radiation induced injury // Oecol. 1978. V. 32. P. 277-287.

411. Robberecht R., Caldwell M., Billngs W.D. Leaf ultraviolet optical properties along a latitudinal gradient in the arctic-alpine life zone // Ecol. 1980. V. 61. P. 612-619.

412. Robberecht R., Caldwell M.M. Protective mechanisms and acclimation to solar ultraviolet-B radiation in Oenothera stricta I I Plant Cell Environ. 1983. V. 6. P. 477-485.

413. RohacekK. Chlorophyll Fluorescence Parameters: the Definitions, Photosynthetic Meaning, and Mutual Relationships // Photosyn-thetica. 2002. V. 40(1). P. 13-29.

414. Ruban A., Pascal A., Lee P.J., Robert В., Horton P. Molecular configuration of xanthophyll cycle carotenoids in photosystem II antenna complexes // J. Biol. Chem. 2002. V. 277(45). P. 4293742942.

415. Russo A., Acquaviva R., Campisi A., Sorrenti V., Di Giacomo C., Virgata G.; Barcellona M.L., Vanella A. Bioflavonoids asantiradicals, antioxidants and DNA cleavage protectors // Cell Biol. Toxicol. 2000. V. 16(2). P. 91-98.

416. Ryan K.G., Swinny E.E., Markham K.R., Winefeld C. Flavonoid gene expression and UV photoprotection in transgenic and mutant Petunia leaves // Phytochem. 2002. V. 59. P. 23-32.

417. Sarafis V. Chloroplasts: a structural approach // J. Plant. Physiol. 1998. V. 152. P. 248-264.

418. Saure M.C. External control of anthocyanin formation in apple // Sci. Hortic. 1990. V. 42. P. 181-218.

419. Schmitd H.O. The structure and function of grana free thylakoid membranes in gerontoplasts of senescing leaves of Vicia faba И L. Z. Naturforsch. Teil C. 1988. V. 43. P. 149-154.

420. Schmitz-Eiberger M., Noga G. Quantification and reduction of UV-B induced damage in Phaseolus vulgaris leaves and Malus domestica fruits. // Angew. Bot. 2001. V. 75. P. 53-58.

421. Schnitzler, J.P., Jungblut, T.P., Feicht, C., Koferleiii, M., Langobartek, C., Heller, W., Sandermann, H. UV-B screening pigments and chalcone synthase mRNA in needles of Scots pine seedlings //NewPhytol. 1996. V. 132. P. 247-42.

422. Schreiber U., Schliwa U., Bilger W. Continuous recording of photochemical chlorophyll flourescence quenching with a new type of modulation fluorometer// Photsynth. Res. 1989. P. 51-62.

423. Sekikawa, I., Kubota, C., Hiraoki, T. & Tsujino, I. Isolation and structure of a 357 nm UV-absorbing substance, usujirene, from the red alga Palmariapalmata (L.) O. Kuntze // Jap. J. Phycol. 1986. V. 34. P. 185-188.

424. Shaish A., Avron M., Pick U., Ben-Amotz A. Are active oxygen species involved in induction of (3-carotene in Dunaliella bar daw ill И Planta. 1993. V. 190(3). P. 363-368.

425. Shang W., Feierabend J. Dependence of catalase photoinactivation in rye leaves on light intensity and quality and characterization of a chloroplast-mediated inactivation in red light // Photosynth. Res. 1999. V. 59. P. 201-213.

426. Shibata K. Dual wavelength scanning of leaves and tissues with opal glass //Biochim. Biophys. Acta. 1973. V. 304. P. 249-48.

427. Shick J.M., Dunlap W.C. Mycosporine-like amino acids and related gadusols: biosynthesis, accumulation, and UV-protective functions in aquatic organisms // Annu. Rev. Physiol. 2002. V. 64. P. 223-262.

428. Sims D.A., Gamon J.A. Relationship between Leaf Pigment Content and Spectral Reflectance across a Wide Range Species, Leaf Structures and Development Stages // Remote Sens. Environ. 2002. V. 81. P. 337-354.

429. Sinha R.P., Klisch M., Hader D.-P. Ultraviolet-absorbing/screening substances in cyanoobacteria, phytoplankton and macroalgae // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 1998. V. 47. P. 83-94.

430. Sivalingam, P. M., Ikawa, Т., Yokohama, Y. & Nisizawa, K.

431. Distribution of a 334 UV-absorbing-substance in algae, with special regard of its possible physiological roles // Bot. Marina 1974. V. 17. P. 23-29.

432. Skaltsa H, Verykokidou E, Harvala C, Karabourniotis G, Manetas Y. UV-B protective potential and flavonoid content of leaf hairs of Quercus ilex II Photochem. 1994. V. 37. P. 987-990.

433. Sluis, van der, A.A., Dekker M., Jongen W.M.F. Flavonoids as bioactive components in apple products // Cane. Lett. 1997. V. 14. P. 107-108.

434. Smillie R.M., Hetherington S.E. Photo abatement by anthocyanin shields photo synthetic systems from light stress // Photosynthetica. 1999. V. 36. P. 451-463.

435. Smith J., Markham K.R. Tautomerism of Flavonol Glucosides: Relevance to Plant UV Protection and Flower Colour // J. Photochem. Photobiol. (A). 1998. V. 118. P. 99-105.

436. Snodderly D.M. Evidence for protection against age-related macular degeneration by carotenoids and antioxidant vitamins // Am. J. Clin. Nutr. 1995. V. 62 (suppl). P. 1448S-1461S.

437. Solovchenko A, Matthes A., Schmitz-Eiberger M. The role of solar UV in long-term adaptation of ripening apple fruits to high sunlight // J. Appl. Bot. Food Qual. 2005. V. 79. P. 72-76. .

438. Solovchenko A., Merzlyak M. Optical properties and contribution of cuticle to UV protection in plants: experiments with apple fruit // Photochem. Photobiol. Sci. 2003. V. 2. P. 861-866.

439. Solovchenko A., Schmitz-Eiberger M. Significance of skin flavonoids for UV-B-protection in apple fruits // J. Exp. Bot. 20031 V. 54 (389). P. 1977-1984.

440. Solovchenko A.E., Avertcheva O.V., Merzlyak M.N. Elevated sunlight promotes ripening-associated pigment changes in apple fruit //Postharvest Biol. Technol. 2006. V. 40. P. 183-189.

441. Solovchenko A.E., Khozin-Goldberg I., Cohen Z., Merzlyak M.N. Carotenoid-to-chlorophyll ratio as a proxy for assay of total fatty acids and arachidonic acid content in the green microalga Parietochloris incisa II J. Appl. Phycol. 2008. (In press.)

442. Stafford H.A. Anthocyanins and betalains: evolution of the mutually exclusive pathways //Plant Sci. 1994. V. 10. P. 91-98.

443. Stanier R., Kunisawa Y.R., Mandel M., Cohen-Bazire G. Purification and properties of unicellular blue-green algae (Order Chroo-coccales) // Bacteriol. Rev. 1971. V. 35. P. 171-205.

444. Stapleton A.E., Walbot V. Flavonoids can protect maize DNA from the induction of ultraviolet radiation damage // Plant Physiol. 1994. V. 105. P. 881-889.

445. Steinmiiller D., Tevini M. Composition and function of plastoglobuli. I. Isolation and purification from chloroplasts and chromoplasts //Planta. 1985. V. 163. P. 201-207.

446. Steponkus P.L., Lanphear F.O. The relationship of anthocyanin content to cold hardiness of Hedera helix II Hortsci. 1969. V. 4. P. 55-56.

447. Strack D., Wray V. Anthocyanins // Methods in Plant Biochemistry / Eds. Harborne J.B., Dey P.M. Acad. Press, 1989. P. 326-352.

448. Strack D., Mock H.-P. Hydroxycinnamic acids and lignins // Methods in plant biochemistry. Eds. P.M. Dey, J.B. Harborne. V.9. Acad. Press, 1993. P. 45-97.

449. Strack D., Vogt Т., Schliemann W. Recent advances in betalain research//Phytochem. 2003. V. 62. P. 247-269.

450. Streb P., Shang W., Feierabend J., Bligny R. Divergent strategies of photoprotection in high-mountain plants // Planta. 1998. V. 207. P. 313-324.

451. Steyn W.J., Wand S.J.E., Holcroft D.M., Jacobs G. Anthocyanins in vegetative tissues: a proposed unified function in photoprotection // New Phytol. 2002. V. 155. P. 349-361.

452. Suh H.-J., Lee H.-W., Jung J. Mycosporine glycine protects biological systems against photodynamic damage by quenching singlet oxygen with a high efficiency // Photochem. Photobiol. 2003. V. 78(2). P. 109-113.

453. Sun J., Nishio J.N., Vogelmann T.C. Green light drives C02 fixation deep within leaves // Plant Cell Physiol. 1998. V. 39(10). P. 1020-1026.

454. Taiz L. The plant vacuole // J. Exp. Biol 1992. V. 172. P. 113-122.

455. Takahama U. Redox reactions between kaempferol and illuminated chloroplasts //Plant Physiol. 1983. V. 71. P. 598-601.

456. Tanaka Y., Sasaki N., Ohmiya A. Biosynthesis of plant pigments: anthocyanins, betalains and carotenoids // Plant J. 2008. V. 54. P. 733-749.

457. Tevini M., Iwanzik W. Inhibition of photosynthetic activity by UV-B radiation in raddish seedlings // Physiol. Plant, 1983. V. 58. P. 395-400.

458. Tevini M., Steinmiiller D. Composition and function of plastoglobuli. II. Lipid composition of leaves and plastoglobuli during senescence //Planta. 1985. V. 163. P. 91-96.

459. Tevini M., Teramura A.H. UV-B effects on terrestrial plants // Photochem. Photobiol. 1989. V. 50(4). P. 479-487.

460. Tevini M., Martyn M.C., Alan H.H. The changing solar ultraviolet; climate and ecological consequences for higher plants // Trends Ecol. Evol. 1989. V. 2. (12). P. 363-367.

461. Tevini M., Braun J., Fieser G. The protective function of the epidermal layer of rye seedlings against ultraviolet-B radiation // Photochem. Photobiol. 1991. V. 53. P. 329-333.

462. Thelander M., Narita J.O., Gruissem W. Plastid differentiation and pigment biosynthesis during tomato fruit ripening // Curr. Topics Plant Biochem. Physiol. 1986. P. 5. V. 128-141.

463. Thompson Jr. G.A. Lipids and Membrane Function in Green Algae // Biochim. Biophys. Acta. 1996. V. 1302. P. 17-45.

464. Timmins G.S., Holbrook N.M., Feild T.S. Le rouge et le noir: Are Anthocyanins plant melanins? // Adv. Bot. Res. 2002. V. 37. P. 1735.

465. Tournaire C., Croux S., Mauriette M.-T., Beck I., Hocquaux M., Braun A.M., Oliveros E. Antioxidant activity of flavonoids: efficiency of singlet oxygen (!Ag) quenching // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 1993. V. 19. P. 205-215.

466. Tregub I., Schoch S., Erazo S.G., Scheer H. Red-light-induced photoreactions of chlorophyll a mixtures with all-trans- or 9-c«-(3-carotene//J. Photochem. Photobiol. (A). 1996. V. 98. P. 51-58.

467. Truscott G. The photophysics and photochemistry of the carotenoids // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 1990. V. 6(4). P. 359-372.

468. Vendrell, M., Palomer, X. Hormonal control of fruit ripening in climacteric fruits // Acta Hort. (ISHS). 1998. V. 463. P. 325-334.

469. Verhoeven A.S., Demmig-Adams В., Adams W.W. III. Enhanced employment of the xanthophyll cycle and thermal energy dissipationin spinach exposed to high light and N stress // Plant Physiol. 1997. V. 113. P. 817-824.

470. Vishnevetsky M., Ovadis M., Vainstein A. Carotenoid sequestration in plants: the role of carotenoid-associated proteins // Trends Plant Sci. 1999. V. 4. P. 232-235.

471. Vogelinann T.C. Plant Tissue Optics // Annu. Rev. Plant Mol. Biol. 1993. V. 44. P. 231-35.

472. Vogt Т., Ibdah M., Wray V., Nimtz M., Strack D. Light induced betacyanin and flavonoid accumulation in bladder cells of Mesembryanthemum crystallinum L. // Phytochem. 1999. V. 52. P. 583-592.

473. Vonshak A. Microalgae: laboratory growth techniques and outdoor biomass production // Techniques in Bioproductivity and Photosynthesis / Eds.: Coombs J., Hall D.O., Long S.P., Scurlock J.M.O. Oxford. Pergamon Press, 1985. P. 188-203.

474. Wang C.Y., Wellburn A.R. Role of ethylene under stress conditions // Stress Responses in Plants: Adaptation and Acclimation Mechanisms /Eds.: Alscher R., Cucumming J. New-York: Willey-Liss, 1990. P. 147-173.

475. Wang H., Arakawa O., Motomura Y. Influence of maturity and bagging on the relationship between anthocyanin accumulation and phenylalanine ammonia-lyase (PAL) activity in 'Jonathan' apples // Postharvest Biol. Technol. 2000. V. 19. P. 123-128.

476. Wang В., Zarka A., Trebst A., Boussiba S. Astaxanthin accumulation in Haematococcus pluvialis (Chlorophyceae) as an active pho-toprotective process under high irradiance // J. Phycol. 2003. V. 39. P.1116-1124.

477. Watanabe S., Hirabashi S., Boussiba S., Cohen Z., Vonshak A., Richmond A. Parietochloris incisa comb. Nov. (Trebuxiophyceae, Chlorophyta) //Phycol. Res. 1996. V. 44. P. 107-108.

478. Weger H.G., Silim S.N., Guy R.D. Photo synthetic acclimation to low temperature by western red cedar seedlings // Plant Cell Environ. 1993. V. 16. P. 711-717.

479. Wellman E. Specific ultraviolet effects in plant moiphogenesis // Photochem. Photobiol. 1976. V. 24. P. 659-660.

480. Wellburn A.R. The spectral determination of chlorophylls a and b, as well as total carotenoids, using various solvents with spectrophotometers of different resolution // J. Plant. Physiol. 1994. V. 144. P. 307-313.

481. Wendlandt W.W.M., Hecht H.G. Reflectance Spectroscopy. Wiley Interscince Publishers: New York, London, Sydney., 1966.

482. Whitelam G.C., Codd G.A. Damaging effects of light on microorganisms // Microbes in Extreme Environments / Eds. Herbert R.A., Codd G.A. London: Acad. Press, 1986. P. 129-169.

483. Wilson K.E., Thompson J.E., Huner N.P.A., Greenberg B.M. Effects of ultraviolet-A exposure on ultraviolet-B induced accumulation of specific flavonoids in Brassica napus // Photochem. Photobiol. 2001. V. 73. P. 678-684.

484. Winkel-Shirley B. Flavonoid biosynthesis. A colorful model for genetics, biochemistry, cell biology, and biotechnology // Plant Physiol. 2001. V. 126. P. 485-493.

485. Woodall G.S., Stewart G.R. Do anthocyanins play a role in UV-protection of the red juvenile leaves of Syzigiuml I I J.Exp. Bot. 1998. V. 49(325). P. 1447-1450.

486. Worrest R.C. Impact of solar UV-B radiation (290-320 nm) upon marine microalgae // Physiol. Plant. 1983. V. 58. P. 428-434.

487. Yamamoto H.Y. Functional roles of the major chloroplast lipids in the violaxanthin cycle // Planta. 2006. V. 224. P. 719-724.

488. Yamasaki H., Sakihama Y., Ikehara N. Flavonoid-peroxidase reaction as a detoxification mechanism of plant cells against H2O2 // Plant Physiol. 1997. V. 115. P. 1405-1412.

489. Yordanov I., Velikova V., Tsonev T. Plant responses to drought, acclimation and stress responses // Phosynthetica. 2000. V. 38(1). P. 171-186.

490. Young A, Britton G. Carotenoids and stress //Stress Responses in Plants: Adaptation and Acclimation Mechanisms / Eds. Alscher R.G., Cumming J.R., Wiley-Liss, 1990. P. 87-112.

491. Young A.J. The photoprotective role of carotenoids in higher plants // Physiol. Plant. 1991. V. 83. P. 702-708.

492. Young A.J. Occurrence and distribution of carotenoids in photosynthetic systems, in Carotenoids //Photosynthesis /Eds. Young A.J., Britton G. Chapman and Hall, London S. J. E. В., 1993. P. 16-71.

493. Young A.J., Frank H.A. Energy transfer reactions involving carotenoids: quenching of chlorophyll fluorescence // J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 1996. V. 36. P. 3-15.

494. Young Y.Y.R., Lee Y.K. Do carotenoids play a photoprotective role in the cytoplasm of Haematococcus lacustris (Chlorophyta)? // J. Phycol. 1991. V. 30. P. 41-261.

495. Zude M., Herold B. Optimum harvest date determination for apples using spectral analysis // Eur. J. Horticult. Sci. 2002. V. 67. P. 199204.

496. Zude-Sasse M., Truppel I., Herold B. An approach to nondestructive apple fruit chlorophyll determination // Postharvest Biol. Technol. 2002. V. 25, 123-133.1. Благодарности

Информация о работе

Соловченко, Алексей Евгеньевич
доктора биологических наук
Москва, 2009
ВАК 03.00.12

Диссертация

Экранирование видимого и УФ-излучения как фотозащитный механизм растений - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы